JP2005530727A - 一種の抗リュウマチ製剤およびその製造方法 - Google Patents
一種の抗リュウマチ製剤およびその製造方法 Download PDFInfo
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Abstract
Description
昆明山海棠(Tripterygium hypoglaucum (Levl.) Hutch.)
淫羊カク(インヨウカク;Epimedium brevicornum Maxim.)
枸杞子(クコシ;Lycium barbarum L.)
菟絲子(トシシ;Cuscuta chinensis Lam.、 Cuscuta australis R. Br.)
昆明山海棠:1〜4(重量比)
淫羊カク:1〜4(重量比)
枸杞子:1〜4(重量比)
菟絲子:1〜4(重量比)である。
昆明山海棠:2(重量比)
淫羊カク:2(重量比)
枸杞子:1(重量比)
菟絲子:1(重量比)であっても良い。
昆明山海棠:1〜4(重量比)
淫羊カク:1〜4(重量比)であっても良い。
昆明山海棠:2(重量比)
淫羊カク:2(重量比)であっても良い。
昆明山海棠:1〜4(重量比)
淫羊カク:1〜4(重量比)
枸杞子:1〜4(重量比)であっても良い。
昆明山海棠:2(重量比)
淫羊カク2(重量比)
枸杞子1(重量比)であっても良い。
昆明山海棠1〜4(重量比)
淫羊カク1〜4(重量比)
菟絲子1〜4(重量比)であっても良い。
昆明山海棠2:(重量比)
淫羊カク2:(重量比)
菟絲子1:(重量比)であっても良い。
昆明山海棠1〜4(重量比)
枸杞子1〜4(重量比)
および/または菟絲子1〜4(重量比)であっても良い。
昆明山海棠2(重量比)
枸杞子1(重量比)
および/または菟絲子1(重量比)であっても良い。
淫羊カク:1〜4(重量比)
枸杞子:1〜4(重量比)
菟絲子:1〜4(重量比)
の配合比率通りに原薬を量り、昆明山海棠および淫羊カクを細かく切り、それぞれ水を加えて2〜4回煎じる。枸杞子および菟絲子は80〜95℃の温水浴に1〜3回浸出する。それぞれの生薬の煎じ液または浸出液を併合し、併合液をそれぞれ樹脂カラムに吸着させたのち、フラッシング液が透明になるまで水でカラムを洗浄し、その後60%-80%のエタノールで溶出する。溶出液の色が濃くなり始めたら溶出液の収集を開始し、さらに色が極めて薄くなったら水でカラム内のエタノール液を押し出し、溶出液と併合させる。溶出液の総量は原生薬の重量の約3〜8倍である。それぞれの生薬の溶出液を回収し、比重が1.10になるまで濃縮する。それぞれ噴霧幹燥により各生薬の乾燥抽出物を得る。これら四つの抽出物を混合して任意の臨床に受け入れられる剤型に製造する。
昆明山海棠:2(重量比)
淫羊カク:2(重量比)
枸杞子:1(重量比)
菟絲子:1(重量比)
[1.1ラットのAAに対する予防作用]
同巣のSDラット72匹(体重180〜220g、雌雄均等)を無作為に6群に分ける。1群あたり12匹で、1ゲージあたり6匹になるようにケージ分けして飼育する。精密な狭幅メジャーで、ラットの左右の後足の足根関節及び足の最大周囲を測り、その値を正常値とする。異なる投与量の同容積の薬物或いは同容積のトラガカント(tragacanth)液を経口投与する。投与1時間後、各群のラットの左足底にフロインド完全アジュバンドを0.1ml/匹の量で皮内注射する。薬物を1日1回、連続30日間投与する。毎日前記方法により、ラットの左右の後足の足根関節及び足の周囲を測定する。予防作用の投薬実験では、測定日のラットの足の周囲から炎症反応前のラットの足の周囲を引いて得た差を浮腫率(Δcm)とする。結果は表1.1と表1.2に示している。実験終了時、各群の動物の体重および主要臓器の重量を測定する。結果は表1.3と表1.4に示している。
また、雄のSDラット50匹を無作為に5群に分けて、同じ方法で処理する。投薬は、フロインドアジュバント注射によって炎症を起こしてから13日目より開始する。1日1回、連続して二週間投与する。測定日の周囲から投薬開始日の周囲を引いて得た差を浮腫率(Δcm)とする。結果は表1.5および表1.6に示している。主要臓器の重量は表1.7に示している。
SDラット45匹(体重180±20g)を無作為に6群に分ける。フロインドアジュバントによってAAモデルを作成後、5日間連続して胃に強制投与する。最後の投薬後1時間後、ラットの関節指数を計測し、評価する。ラット続発性障害側の後肢関節を採り、ホルムアルデヒドで固定し、ヘマトキシリン・エオジン(HE)染色し、顕微鏡下で関節滑膜および軟骨の変化を観察する。各群のラットの関節指数の結果は表1.8に示している。
NIHマウスを50匹、雌雄均等、無作為に五群に分ける。マウスの腹部剃毛部分に1%のDNFBアセトン溶液を0.025ml/匹で感作して、隔日に一回に同じ方法で強化する。感作から5日目にマウスの右耳に1%のDNFBの食用油溶液(0.01ml/匹)を塗布し、二次免疫を行う。24時間後、マウスを屠殺する。ねじり秤で左右の耳の重さを測り、その重量差(mg)をマウスのDTH反応の強度とする。実験は異なる免疫、投薬プロセスで行われる。
免疫および投薬のプロセスは以下の通りである。
免疫および投薬のプロセス及び結果は表2.1の中欄および下欄の通りである。表の中欄から、感作2日間前から感作当日まで、感作の2日間前から感作2日間後まで、感作2日間前から感作5日間後まで、および攻撃の前後に薬を投与する場合、いずれもマウスのDTHに対して顕著な抑制効果が見られる。特に、感作前から感作後までの全期間の投薬、即ち感作2日間前から感作5日間後までの投薬において抑制効果がもっとも強い。このことから、風湿平がDTHに対する抑制作用の作用機序が、DTH反応の早期に関与する細胞、DTH反応の後期に関与する炎症反応細胞及び中期に関与する細胞の抑制に関与することを示唆した。これはシクロホスファミドとは異なる作用機序である。シクロホスファミドは、感作2日間前から感作当日まで或いは感作の2日間後までに低用量で投与する場合、DTH反応に対する影響はなかった。
表2.1から判るように、感作3日間前に一回、高用量のシクロホスファミドを投与したところ、Ts細胞に対する強い抑制のため、Th細胞の機能が相対的に亢進して、マウスDTH反応に対して抑制するどころか、むしろ増強させた結果となった。この場合、DTH反応に対して顕著な抑制効果を有する風湿平と併用すると、風湿平の抑制効果が相屠殺される。このことから、風湿平のDTH反応に対する抑制作用の作用機序はシクロホスファミドのそれと異なることを示唆し、風湿平はTh細胞に対する抑制作用が比較的に敏感である可能性がある。
[3.1 ニワトリ赤血球(CRBC)によって免疫した正常マウスの抗CRBC抗体(溶血素)の生成に対する影響]
マウス(体重18〜22g、雌雄均等)を190匹無作為に19群に分ける。各群のマウスに0.2mlの5%CRBCを腹腔内注射(ip)し、免疫する。免疫7日間後、眼球を摘出し血液を採る。血液を生理食塩水で希釈してから、風湿平の各群のマウスの溶血素の形成に対する影響を評価する。免疫の異なる時点より風湿平の経口投与を開始させる。結果は表3.1、表3.2および表3.3に示している。
NIHマウス(体重20±2g)の右足背にフロインド完全アジュバンドを0.05ml/匹で注射し、3週間後AAモデルができる。無作為に6群に分け、それぞれに異なる薬物を5日間投与した。投薬と同時に10%のヒツジ赤血球(SRBC)0.5mlを腹腔内注射(ip)し、感作させ、感作5日間後に、屠殺した。脾臓を採り、Hank's液で洗浄してからリンパ球懸濁液を作製した。細胞の濃度を2×107/mlになるよう調整し、1mlの懸濁液を試験管に取り、lmlの0.2%SRBCおよび1mlの1:30の補体を加えて、37℃の水浴内において1時間培養する。2000rpmで5分間遠心し、上清をとり、722型分光光度計を用いて、415nmでの光学密度を測定した。この値がPFCを表す。
ラットに卵白アルブミンを10mg/kgで筋肉注射し、同時に腹腔内に百日咳菌を2×1010/0.2mlで注射して免疫させる。免疫から2週間後に屠殺し、血清を分離する。
[5.1 マウスのTNFαおよびIL-2に対する影響]
ICRマウス60匹(体重18〜22g、雌雄均等)を無作為に6群に分ける。各群のマウスに異なる用量の風湿平または他の薬を1日1回、10日間連続して経口投与する。最後の投薬の24時間後、無菌条件下でマウスの腹腔のマクロファージまたは脾細胞を採取し、Hank's液で2回、無血清RPMI 1640培養液で1回洗浄し、5%FCS-RPMI 1640培養液で2×108cell/mlの懸濁液を調製する。その後、それぞれ10ng/mlのLPSまたはl0ng/mlのConAを加えて、37℃、5%CO2の条件下で48時間培養し、TNFαまたはIL-2を測定する。
プレートをマウス抗TNFα単クローン抗体によってコーティングし、室温に戻し、培養上清を50μl/穴に加える。60分間後、ビオチン標識抗体を加えて、25℃、2時間置く。その後、酵素標識抗体を加えて、30分間後さらに基質を加えて、さらに30分間後、反応停止液を加える。450nmの波長でOD値を測定する。OD値の標準曲線によってTNFαの含量(ng/ml)を計算する。
対数増殖期にあるIL-2依存性のCTLL細胞を5%FCS-RPMI 1640培養液で1×108cell/mlの懸濁液を調製する。96穴の平底プレートにCTLL細胞懸濁液を100μl/穴、培養上清を100μl/穴加える。各サンプルを3穴ずつ加え、同時に異なる希釈度のrHIL-2標準品溶液を作製して、サンプルの培養液と比較する。37℃、5%CO2条件下で24時間培養する。培養を中止する6時間前に遠心し、上清を110μl/穴ずつ除去し、10μl/穴のMTTを加え、37℃、3時間培養する。その後、OD 570nmおよびOD 630nmを測定し、それぞれのサンプルのOD値は(OD 570nm−OD 630nm)とする。
NIHマウス70匹(体重18〜22g、雌雄均等)を無作為に7群に分ける。各群のマウスに異なる用量の風湿平または他の薬を1日1回、10日間連続して経口投与する。最後の投薬の24時間後に屠殺し、上記の方法によってマクロファージまたは脾細胞を採取し、IL-1およびIL-6を測定する。
無菌条件下でマウス腹腔のマクロファージを採取し、Hank's液で2回、無血清RPMI 1640培養液で1回洗浄し、5%FCS-RPMI 1640培養液で4×106cell/mlの懸濁液を調製する。細胞懸濁液1mlを試験管に取り、37℃、5%CO2の条件下で1時間培養する。吸着しない細胞を除去し、5%FCS-RPMI 1640およびLPS(10ng/ml)を加えて、37℃、5%CO2条件下で72時間培養する。凍結と融解を繰り返し、4℃で保存する。一方、無菌条件下でC57マウスの胸腺細胞を採取し、5%FCS-RPMI 1640液で1×106cell/mlの懸濁液を作製する。
無菌条件下でマウスの脾細胞を採取し、Hank's液で2回、無血清RPMI 1640培養液で1回洗浄し、5%FC-RPMI 1640培養液で2×106cell/mlの懸濁液を調製する。細胞懸濁液1mlを試験管に取り、さらにConA(10ng/ml)を加えて、37℃、5%CO2の条件下で72時間培養する。
SDラット60匹(体重160〜200g、雌雄均等)を無作為に6群に分ける。コントロール群については、ラットの右後足の足背にNS 0.5mlを注射する。モデル群、風湿平の高、中、低用量群、およびトリプトライド群については、ラットの右後足の足背にフロインド完全アジュバンド(FCA)を注射する。モデル作製18日後から薬物の経口投与を開始する。1日1回、連続して5日間投与するが、コントロールおよびモデル群には蒸留水を投与する。風湿平の高、中、低用量群はには高、中、低用量の風湿平を投与し、トリプトライド群にはトリプトライドを投与する。最終投薬から1時間後に腹大動脈から採血し、血漿を分離して−70℃で保存する。NOの測定はNO測定ユニットの説明書通りに行う:0.1mlの血漿に0.6ml試薬Cを加えて均一に混合し、蒸留水0.4mlを加えて均一に混合し、さらに試薬D 0.1mlを加えて均一に混合する。氷浴の上に60 min置き、12000rpmで2分間遠心する。上清0.6mlを取って0.4mlの蒸留水と0.1ml試薬Aを加えて、氷水の上で15min置く。0.1ml試薬Bを加えて、室温に1時間置く。545nmのOD値を測定する。標準曲線を従って、サンプルのOD値の対応するNOの含量を計算する。結果は表5.3に示している。
[6.1 正常マウスのリンパ球の転化に対する影響]
NIHマウス80匹(雌雄均等)を無作為に8群に分け、それぞれ違う薬物を、1日1回、連続して10日間投与する。最終投薬から24時間後マウスを屠殺して、無菌条件下でマウスの脾臓細胞を採取し、Hank's液で2回、無血清RPMI 1640で1回洗浄し、5%FCS-RP-MI 1640を加えて、2×106cell/mlになるよう細胞懸濁液を調製する。細胞懸濁液を96穴の平底プレートに100μl/穴加えて、各サンプルを3穴ずつ加え、その中の2穴に刺激物質(ConA 2ng/穴)を加え、転化穴とし、残り1穴には刺激物質を加えず、コントロール穴とする。プレートを37℃、5%CO2条件下で72時間培養する。培養を中止する14時間前に3H-TdRを0.1μCi/穴加える。ピペットで細胞を収集し、cpm値を測定し、複数穴の平均値を計算する。直接に各群のcpmまたは刺激指数を比較する。刺激指数の計算式は次の通りである。
実験方法は5.1と同様である。停薬して24時間後5%FCS-RPMI l640を用い、細胞濃度を2×108/mlになるようにマウスの脾臓細胞懸濁液を調整する。下記の方法に従い、CD4、CD8、CD4/CD8およびNK細胞数を測定する。
マウスの脾臓細胞懸濁液を50μl取り、ポリリシンのコーティングしたスライド・グラスに塗抹した。ナイロンウールカラム法による分離したマウスT細胞は陽性コントロールとする。細胞をアセトンで固定し、正常マウス血清でブロッキングし、ヒトビオチン標識した抗CD4、CD8抗体を加えて37℃、2時間培養する。酵素標識した二次抗体を加え、室温で10分間置き、基質を加え、さらに10分間置く。洗浄し、2分間ヘマトキシリン・エオジン染色し、異なる濃度のエタノールによって脱水する。グリセリンで封入し、高倍率顕微鏡下で200個の細胞を数える。
EC細胞の作製:無菌条件下でマウスの脾臓細胞を採取し、Hank's液で2回、無血清RPMI 1640で1回洗浄し、5%FCS-RP-MI 1640を加え、2×108cell/mlになるように細胞懸濁液を調製し、これをEC細胞とする。
96穴の平底プレートにECおよびTCを100μlずつ加え、各サンプルは3穴ずつ試験する。同時にEC細胞(EC 100μl+5%FCS RPMI 1640 100μl)およびTCコントロール(TC 100μl+5%FCS RPMl 1640 100μl)を用意する。37℃、5%CO2の条件下で24時間培養する。培養停止6時間前に遠心し、上清を110μl/穴除去し、MTTを10μl/穴加え、37℃、3時間培養する。その後、OD 570nmおよびOD 630nmを測定し、それぞれのサンプルのOD値を(OD 570nm−OD 630nm)とする。
NIHのマウス(体重20±2g)の右後足の足背にFreund's完全アジュバンドを0.05ml注射する。3週後AAモデルが完成する。陰性コントロールのマウスの右後足の足背に生理食塩水を0.05ml注射する。1日1回、連続して5日間経口投与する。5日後、各群マウスの末梢血液を採取し、スライド・グラスに塗抹し、エステラーゼ染色法で染色する。顕微鏡の油浸レンズ下で着色した陽性細胞のパーセンテージ(即ち末梢血液中のT細胞のパーセンテージ)を観察する。マウスを麻酔したのち、脾臓を摘出し、単細胞懸濁液を調製し、PBSで1回洗浄し、上清を除去し、赤血球溶解液を4 ml加え、2〜3分間充分に振動し、赤血球が全部溶解したのち、遠心し、上清を除去する。蛍光性洗浄液で2回洗浄し、遠心し、上清を除去したのち、細胞濃度を1×106 cell/mlになるように調節する。各サンプルにそれぞれ希釈した抗CD4抗体、抗CD8抗体を50μl加え、4℃で1時間培養したのち、蛍光性洗浄液で2回洗浄し、固定液を2 ml加える。400メッシュのフィルターでFCAチューブにろ過しろ過し、フローサイトメーター(FCM)により分析する。結果は表6.3に示している。
NIHマウス50匹(体重18〜22g、雌雄均等)を無作為に5群に分け、異なる投与量の同容積の薬物を、1日1回、連続して1週間を経口投与する。最終投与1時間後、マウスの腹腔に10%のニワトリ赤血球を0.2ml注射し、4時間後マウスを屠殺する。腹腔液を採取し、スライド・ガラスに滴下し、顕微鏡下においてCRBCを呑食したマクロファージの数及びマクロファージあたり呑食したCRBC数を数える。結果は表7に示している。
NIHマウス90匹(体重18〜22g、雌雄均等)を無作為に9群に分けて、異なる投与量の同容積の薬物、1回または1日1回、連続して3日間経口投与する。最終投与1時間後、マウスの腹腔に0.7%HAC の生理食塩水溶液を注射し、同時に0.5% Evans Blue生理食塩水溶液を0.1ml/10g静脈注射する。30分間後、マウスを頚椎脱臼法によって致死させ、腹腔を開く。腹腔を5ml/匹の生理食塩水で数回分けて洗浄し、洗浄液を合併し、8ml/匹になるように生理食塩水を加える。3000rpmで遠心し、上清を590nmのODを測定する。結果は表8に示している。
マウスを無作為に分け、尾静脈内に0.5%Evans Blue生理食塩水溶液を0.1ml/10g体重で注射する。マウスをエーテルで軽く麻酔し、特殊な針を用いマウス右胸腔に1%カラゲニンを0.03ml/匹注射する。4時間後または32時間後にマウスを断頭致死させる。腹部を開き、横隔膜を露出させ、1ml注射器を用い2回を分けて胸腔内に2mlの洗浄液を注射し、洗浄液を試験管に収集する。20μlの前述洗浄液を400μlの白血球希釈液に加え、顕微鏡下で白血球を数える。残液を3000rpmで10分間遠心し、波長600nmで上清の光学密度を測定する。胸腔洗浄液の原液を0として数値を校正する。結果は表9に示している。
SDラット64匹(体重150〜180g、雌雄均等)を無作為に8群に分ける。異なる用量の同容積の薬物を、1回または1日1回、連続して3日間経口投与する。実験前日にあらかじめラットの背部に20mlの空気を注射し空気嚢を作り、さらに空気嚢内に20mlの1%CMC溶液を注入する。3.5hおよび7.5hの時点に空気嚢中の液体を0.1ml吸い出し、0.01%ブリリアント・ブルーのPBS溶液に加え、染色する。顕微鏡下でCMC空気嚢中の白血球を数える。結果は表10に示している。
NIHマウス60匹(体重18〜22g、雌雄均等)を無作為に6群に分ける。異なる投与量の同容積の薬物または同容積のトラガカントを、1日1回、連続して3日間経口投与する。最終投与1時間後、マウスの左耳の耳介の両側に0.02mlの2%クロトン油を塗布し、4時間後、頚椎脱臼法によって致死させる。左右の耳を切取り、致炎させた耳およびコントロールの耳の重量をそれぞれ計り、左右の耳の重量差(mg)を耳の浮腫率とする。結果は表11に示している。
昆明種のマウス60匹(体重18〜22g、雌雄均等)無作為に6群に分ける。異なる投与量の薬物またはトラガカントを経口投与する。投与1時間後、マウスの腹腔に0.7%HAC生理食塩水溶液を0.2ml注射したのち、マウスをガラス容器に入れ、捻転反応が起こるまでの潜伏期間および20分間内の捻転反応回数を観察する。結果は表12に示している。
SDラット(体重180±20g)の右後足の足背にFreund's完全アジュバンドを0.05ml皮下注射して、AAのモデルを作製する。陰性コントロールラットの右後足の足背に生理食塩水を0.05ml皮下注射する。モデル作製3週間後に、モデル群、風湿平の高、中、低用量群、陰性コントロール群、および陽性コントロール群に分け、陽性コントロールにはトリプトライドを投与する。1日1回、連続して5日間経口投与する。最終投与1時間後、ラットの腹大動脈から3ml採血し、血液擬固防止剤の1%ヘパリン入りの試験管に加え、NXE-1型円錐平板粘度計を用い、ずり速度230 S-1、115 S-1、46 S-1、23 S-1、11.5 S-1及び5.75 S-1において全血粘度を測定する。調節可能な恒圧WTP-BII型毛管粘度計を用いて血漿粘度を測定する。遠心法によって血中赤血球容積を測定し、赤血球集合能および赤血球変形能は上記の結果によって計算する。結果は表13に示している。
淫羊カク 2222g
昆明山海棠 2222g
枸杞子 1111g
莵糸子 1111g
昆明山海棠 2000g
淫羊カク 2000g
昆明山海棠 2000g
淫羊カク 2000g
枸杞子 1000g
淫羊カク 2000g
昆明山海棠 2000g
莵糸子 1000g
昆明山海棠 2000g
莵糸子 1000g
昆明山海棠 2000g
枸杞子 1000g
Claims (10)
- 昆明山海棠、淫羊カク、枸杞子および莵糸子からなる原薬より製造されることを特徴とする一種の抗リュウマチ製剤であって、前記原薬は、昆明山海棠と他の3種類の生薬から1種類、2種類、または3種類を選択したものとを組み合わせることから構成される抗リュウマチ製剤。
- 前記原薬は、昆明山海棠、淫羊カク、枸杞子および莵糸子が1〜4:1〜4:1〜4:1〜4(重量比)の比率で配合したものであることを特徴とする請求項1に記載の製剤。
- 前記原薬は、昆明山海棠、淫羊カク、枸杞子および莵糸子が2:2:1:1(重量比)の比率で配合したものであることを特徴とする請求項1に記載の製剤。
- 前記原薬をそれぞれの生薬の有効成分より製造されること、即ち、淫羊カクの代りにイカリイン(Icariine)、イカリサイドI(Icariside I)、イカリサイドII(Icariside II)、およびエピネドサイドA(Epinedoside A)の中から1種類または1種類以上のものを、昆明山海棠の代りに昆明山海棠中が含有するジテルペン、トリテルペンおよびアルカロイドを、また、菟絲子および枸杞子の代りにそれらが含有するフラボンを使用することを特徴とする請求項1に記載の製剤。
- 製剤の製造方法であって、
原薬を量り、淫羊カクおよび昆明山海棠をそれぞれ細かく刻み、枸杞子および菟絲子は原形または粉砕すること、
上記四つの生薬をそれぞれまたは併合して、0〜95%エタノールで10〜98℃において抽出し、連続して1〜4回繰り返すこと、
抽出液をそれぞれまたは併合して、エタノールを回收したのち、濃縮・乾燥し、粉砕して均一に混合または比率に従って均一に混合して、任意の臨床に受け入れられる剤型に製造すること
からなる製造工程、または、
原薬を量り、昆明山海棠および淫羊カクを細かく切り、それぞれ水を加えて3回煎じ、枸杞子または菟絲子はそれぞれ80〜95℃の温水浴に1〜3回浸出すること、
それぞれの生薬の煎じ液または浸出液を併合し、併合液をそれぞれ樹脂カラムに吸着させたること、
フラッシング液が透明になるまで水でカラムを洗浄し、その後30%〜99.5%のエタノールで溶出すること、
溶出液の色が濃くなったら溶出液の収集を開始し、さらに色が極めて薄くなったら水でカラム内のエタノール液を押し出し、溶出液と併合させること、
溶出液の総量は原生薬の重量の約1〜8倍であり、それぞれの生薬の溶出液を回収し、比重が1.10になるまで濃縮すること、
それぞれまたは併合して噴霧幹燥により各生薬の乾燥抽出物を取得し、それぞれの抽出物を比率に従って均一に混合し、任意の臨床に受け入れられる剤型に製造すること
からなる製造工程を含むことを特徴とする請求項1、請求項2および請求項3のいずれか一項に記載の製剤の製造方法。 - 請求項1、請求項2および請求項3のいずれか一項に記載の製剤の製造方法であって、前記方法によって、ハードカプセル、ソフトカプセル、錠剤、顆粒剤および注射剤を含む任意の臨床に受け入れられる剤型に製造することを特徴とする製造方法。
- 製剤の製造方法であって、
昆明山海棠を細かく切り、それぞれ13倍、10倍、10倍の水で1hr/回で3回抽出すること、
淫羊カクを短く切断し、それぞれ15倍、10倍、10倍の水で1hr/回で3回抽出すること、
枸杞子を粗く粉碎して、20倍の80℃の温水浴に1時間浸出すること、
菟絲子を粗く粉碎して、31倍の80℃の温水浴に1時間浸出すること、
四つの生薬の水煎液または浸出液をそれぞれろ過し、WLD型またはD101型または他の型の樹脂カラムに吸着させ、70%のエタノールで溶出すること、
溶出液の色が明らかに濃くなったら溶出液の収集を開始し、さらに色が極めて薄くなったら溶出を終了すること、
それぞれの生薬の溶出液について、エタノールを回収し、濃縮・乾燥し、最後にそれぞれの生薬の抽出物粉末を取得し、前記抽出物粉末を比率に従って均一に混合して、任意の臨床に受け入れられる剤型に製造すること
からなる製造工程を含むことを特徴とする請求項1、請求項2および請求項3のいずれか一項に記載の製剤の製造方法。 - 請求項1、請求項2および請求項3のいずれか一項に記載の製剤の抗リュウマチおよび関節リュウマチ薬物の製造への応用。
- 請求項1、請求項2および請求項3のいずれか一項に記載の製剤の全身性紅斑性狼瘡の治療薬の製造への応用。
- 請求項1、請求項2および請求項3のいずれか一項に記載の製剤の慢性腎炎、クローン病およびハンセン病(lepra reaction)などの自己免疫疾患の治療薬の製造への応用。
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