ES2538357T3 - Formas variantes de urato oxidasa y uso de las mismas - Google Patents

Formas variantes de urato oxidasa y uso de las mismas Download PDF

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Abstract

Una uricasa de mamífero truncada aislada que comprende una secuencia de aminoácidos de uricasa de mamífero truncada en el extremo amino, o el extremo carboxílico, o ambos de los extremos amino y carboxílico por 6 aminoácidos; y que comprende adicionalmente una sustitución aminoacídica con treonina en la posición 7 (D7T), una sustitución aminoacídica con treonina en la posición 46 (S46T), una sustitución aminoacídica con lisina en la posición 291 (R291K) y una sustitución aminoacídica con serina en la posición 301 (T301S), siendo dichos truncamiento y sustitución aminoacídica relativos a una uricasa de cerdo de origen natural que tiene una secuencia de aminoácidos de SEQ ID NO: 11.

Description

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glicina (G), alanina (A), valina (V), leucina (L) e isoleucina (I)
ácido aspártico (D) y ácido glutámico (E)
alanina (A), serina (S) y treonina (T)
histidina (H), lisina (K) y arginina (R)
asparagina (N) y glutamina (Q)
fenilalanina (F), tirosina (Y) y triptófano (W)
La proteína que tiene una o más sustituciones conservadoras retiene su estabilidad estructural y puede catalizar una reacción a pesar de que su secuencia de ADN no es la misma que la proteína original.
La uricasa truncada, como se usa en el presente documento, se refiere a moléculas de uricasa que tienen secuencias de aminoácidos primarias acortadas. Entre los truncamientos posibles están los truncamientos en o alrededor de los extremos amino y/o carboxílico. Los truncamientos específicos de este tipo pueden ser de tal modo que los últimos aminoácidos (aquellos del extremo amino y/o carboxílico) de la proteína de origen natural están presentes en la proteína truncada. Los truncamientos aminoterminales pueden comenzar en la posición 1, 2, 3, 4, 5 o 6. Preferentemente, los truncamientos aminoterminales comienzan en la posición 2, dejando, de esta manera, la metionina aminoterminal. Esta metionina se puede eliminar mediante modificación postraduccional. En realizaciones particulares, la metionina aminoterminal se elimina después de que se produce la uricasa. En una realización particular, la metionina se elimina mediante aminopeptidasa bacteriana endógena.
Una uricasa truncada, con respecto a la secuencia de longitud completa, tiene excluidas una o más secuencias de aminoácidos. Una proteína que comprende una uricasa truncada puede incluir cualquier secuencia de aminoácidos además de la secuencia de uricasa truncada, pero no incluye una proteína que comprende una secuencia de uricasa que contiene cualquier secuencia de aminoácidos natural secuencial adicional. En otras palabras, una proteína que comprende una uricasa truncada en la que el truncamiento comienza en la posición 6 (es decir, la uricasas truncada comienza en la posición 7) no tiene, de manera inmediata en dirección 5′ de la uricasa truncada, cualquier aminoácido que la uricasa natural tiene en la posición 6.
A menos que se indique de otro modo por referencia específica a otra secuencia o una SEQ ID NO. particular, se hace referencia a las posiciones numeradas de los aminoácidos de las uricasas descritas en el presente documento con respecto a la numeración de los aminoácidos de la secuencia de uricasa de cerdo. La secuencia de aminoácidos de uricasa de cerdo y las posiciones numeradas de los aminoácidos que comprenden esta secuencia se pueden encontrar en la figura 3. Como se usa en el presente documento, la referencia a los aminoácidos o ácidos nucleicos "desde la posición X hasta la posición Y" quiere decir la secuencia contigua que comienza la posición X y que finaliza en la posición Y, incluyendo los aminoácidos o ácidos nucleicos en ambas posiciones X e Y.
Se han identificado genes y proteínas uricasa en varias especies de mamíferos, por ejemplo, cerdo, babuino, rata, conejo, ratón, y macaco de la India. Las secuencias de diversas proteínas uricasas se describen en el presente
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Cada una de estas secuencias y sus anotaciones en las bases de datos públicas es accesible a través del Centro Nacional para la Información Biotecnológica (NCBI).
En una realización de la invención, la uricasa está truncada por 6 aminoácidos en su extremo amino. En una realización de la invención, la uricasa está truncada por 6 aminoácidos en su extremo carboxílico. En una realización de la invención, la uricasa está truncada por 6 aminoácidos en ambos de sus extremos amino y carboxílico.
En una realización particular, la proteína uricasa comprende la secuencia de aminoácidos desde la posición 13 hasta la posición 292 de la secuencia de aminoácidos de uricasa de cerdo (SEQ ID NO. 11). En una realización particular, la proteína uricasa comprende la secuencia de aminoácidos desde la posición 8 hasta la posición 287 de la secuencia de aminoácidos de PBC-∆NC (SEQ ID NO. 12). En una realización particular, la proteína uricasa comprende la secuencia
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de aminoácidos desde la posición 8 hasta la posición 287 de la secuencia de aminoácidos de Pig-KS-∆N (SEQ ID NO. 7).
En otra realización, la proteína uricasa comprende la secuencia de aminoácidos desde la posición 44 hasta la posición 56 de Pig-KS-∆N (SEQ ID NO. 14). Esta región de uricasa tiene homología con secuencias dentro del dominio de uricasa de pliegue en túnel (pliegue en T), y dentro tiene una mutación en la posición 46 con respecto a la secuencia de uricasa de cerdo natural. De manera sorprendente, esta mutación no altera significativamente la actividad de uricasa de la proteína.
La uricasa de la invención objeto comprende sustituciones en los aminoácidos 7, 46, y 291, y 301.
En realizaciones particulares, la proteína esta codificada por un ácido nucleico que codifica una metionina N-terminal. Preferentemente, la metionina N-terminal está seguida de un codón que permite la eliminación de esta metionina N-terminal mediante metionina aminopeptidasa (MAP) bacteriana. (Ben-Bassat y Bauer (1987) Nature 326:315).
Los aminoácidos que permiten la eliminación más completa de la metionina N-terminal son alanina, glicina, prolina, serina, y treonina.
De manera sorprendente, la actividad enzimática de uricasas truncadas, donde, los aminoácidos en o alrededor de las posiciones 7 y/o 46 están sustituidos con treonina, es similar a la de la enzima no truncada. Las sustituciones de aminoácidos comprenden treonina, treonina, lisina, y serina, en las posiciones 7,46, 291, y 301, respectivamente.
Las uricasas de mamífero truncadas dadas a conocer en el presente documento pueden comprender adicionalmente una metionina en el extremo amino. El penúltimo aminoácido puede ser uno que permite la eliminación de la metionina N-terminal mediante metionina aminopeptidasa bacteriana (MAP). Los aminoácidos que permiten la eliminación más completa de la metionina N-terminal son alanina, glicina, prolina, serina, y treonina. En una realización particular, la uricasa engloba dos aminoácidos aminoterminales, en la que los dos aminoácidos aminoterminales son una metionina seguida de un aminoácido seleccionado del grupo que consiste en alanina, glicina, prolina, serina, y treonina.
En una realización de la invención, la uricasa de mamífero engloba la secuencia de uricasa de hígado porcino, bovino, ovino o de babuino.
En una realización de la invención, la uricasa es una uricasa quimérica de dos o más uricasas de mamífero.
En una realización de la invención, las uricasas de mamífero se seleccionan de uricasa de hígado porcino, bovino, ovino o de babuino.
En una realización de la invención, la uricasa comprende la secuencia de SEQ ID NO. 8.
La invención objeto proporciona ácidos nucleicos que codifican uricasa que comprenden la secuencia de SEQ ID NO. 10.
La invención objeto proporciona una secuencia de ácidos nucleicos que codifica la uricasa.
La invención objeto proporciona un vector que comprende la secuencia de ácidos nucleicos.
En una realización particular, la uricasa está purificada. En realizaciones particulares, la uricasa está aislada y purificada.
La invención objeto proporciona una célula huésped que comprende un vector de acuerdo con la invención.
La secuencia de ácidos nucleicos se puede producir mediante un procedimiento que comprende modificación por técnicas de PCR (reacción en cadena de la polimerasa) de una secuencia de ácidos nucleicos que codifica una uricasa no truncada. Un experto en la técnica sabe que una secuencia de ácidos nucleicos deseada se prepara mediante PCR a través de cebadores de oligonucleótidos sintéticos, que son complementarios a regiones del ADN diana (uno para cada cadena) que se va a amplificar. Los cebadores se añaden al ADN diana (que no es necesario que sea puro), en presencia de un exceso de desoxirribonucleótidos y Taq polimerasa, una ADN polimerasa estable frente al calor. En una serie (típicamente 30) de ciclos de temperatura, el ADN diana se desnaturaliza repetidamente (alrededor de 90 °C), se fusiona a los cebadores (típicamente a 50-60 °C) y una cadena derivada extendida de los cebadores (72 °C). Puesto que las cadenas derivadas actúan por sí mismas como moldes para ciclos subsiguientes, los fragmentos de ADN que se emparejan a ambos cebadores están amplificados exponencialmente, en vez de linealmente.
La invención objeto proporciona un procedimiento para producir una uricasa de acuerdo con la reivindicación 18 en el presente documento. Por ejemplo, la uricasa se puede preparar de acuerdo con los procedimientos descritos en la publicación de patente internacional n.º WO 00/08196.
La uricasa puede estar aislada y/o purificada mediante cualquier procedimiento conocido por los expertos en la técnica. Los polipéptidos expresados de la presente invención están generalmente aislados en forma sustancialmente
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pura. Preferentemente, los polipéptidos se aíslan hasta una pureza de al menos un 80 % en peso, más preferentemente hasta una pureza de al menos un 95 % en peso, y lo más preferentemente hasta una pureza de al menos un 99 % en peso. En general, tal purificación se puede lograr usando, por ejemplo, las técnicas estándar de fraccionamiento con sulfato de amonio, electroforesis SDS-PAGE y cromatografía de afinidad. La uricasa se aísla preferentemente usando un tensioactivo catiónico, por ejemplo, cloruro de cetilpiridinio (CPC) de acuerdo con el procedimiento descrito en la solicitud de patente de EE. UU. pendiente de trámite presentada el 11 de abril de 2005, que tiene n.º de solicitud 60/670,520 y número de expediente del apoderado 103864.146644, titulada "Purificación de proteínas con tensioactivo catiónico".
En una realización preferente, la célula huésped se trata a fin de producir la expresión de la uricasa recombinante mutante. Un experto en la técnica sabe que la transfección de células con un vector se consigue habitualmente usando ADN precipitado con iones de calcio, aunque se puede usar una variedad de procedimientos diferentes (por ejemplo, electroporación).
En una realización de la invención, el vector está bajo el control de un promotor sensible a la presión osmótica. Un promotor es una región de ADN a la que se une la ARN polimerasa antes de iniciar la transcripción de ADN en ARN. Un promotor sensible a la presión osmótica inicia la transcripción como resultado de la presión osmótica incrementada, según se percibe por la célula.
En una realización de la invención, el promotor es un promotor osmB modificado.
En realizaciones particulares, la uricasa de la invención es una uricasa conjugada con un polímero.
En una realización de la invención, se proporciona una composición farmacéutica que comprende la uricasa. En una realización, la composición es una solución de uricasa. En una realización preferente, la solución es estéril y adecuada para inyección. En una realización, tal composición comprende uricasa como una solución en solución salina tamponada con fosfato. En una realización, la composición se proporciona en un vial, que tiene opcionalmente un tapón de goma de inyección. En realizaciones particulares, la composición comprende uricasa en solución a una concentración de desde 2 hasta 16 miligramos de uricasa por mililitro de solución, desde 4 hasta 12 miligramos por mililitro o desde 6 hasta 10 miligramos por mililitro. En una realización preferente, la composición comprende uricasa a una concentración de 8 miligramos por mililitro. Preferentemente, la masa de uricasa se mide con respecto a la masa de proteínas.
Las pautas de administración eficaz de las composiciones de la invención se pueden determinar por un experto en la técnica. Los indicadores adecuados para evaluar la eficacia de una pauta dada son conocidos por los expertos en la técnica. Los ejemplos de tales indicadores incluyen normalización o reducción de los niveles de ácido úrico en plasma (PUA) y reducción o mantenimiento de PUA hasta 6,8 mg/dl o menos, preferentemente 6 mg/dl o menos. En una realización preferente, el sujeto que está siendo tratado con la composición de la invención tiene un PUA de 6 mg/ml o menos durante al menos el 70 %, al menos el 80 %, o al menos el 90 % del periodo de tratamiento total. Por ejemplo, durante un periodo de tratamiento de 24 semanas, el sujeto tiene preferentemente un PUA de 6 mg/ml o menos durante al menos el 80 % del periodo de tratamiento de 24 semanas, es decir, durante al menos un tiempo igual a la cantidad de tiempo en 134,4 días (24 semanas x 7 días/semana x 0,8=134,4 días).
Se pueden administrar de 0,5 a 24 mg de uricasa en solución una vez cada 2 a 4 semanas. La uricasa se puede administrar en cualquier forma apropiada conocida por un experto en la técnica, por ejemplo, por vía intravenosa, por vía intramuscular o por vía subcutánea. Preferentemente, cuando la administración es intravenosa, se administran de 0,5 mg a 12 mg de uricasa. Preferentemente, cuando la administración es subcutánea, se administran de 4 a 24 mg de uricasa. La uricasa se puede administrar por infusión intravenosa a lo largo de un periodo de 30 a 240 minutos. Se pueden administrar 8mg de uricasa una vez cada dos semanas. Se pueden realizar la infusión usando de 100 a 500 ml de solución salina. Se pueden administrar 8 mg de uricasa en solución a lo largo de un periodo de 120 minutos una vez cada 2 semanas o una vez cada 4 semanas; preferentemente la uricasa se disuelve en 250 ml de solución salina para infusión. Las administraciones de uricasa pueden tener lugar a lo largo de un periodo de tratamiento de 3 meses, 6 meses, 8 meses o 12 meses.
El periodo de tratamiento puede ser de 12 semanas, 24 semanas, 36 semanas o 48 semanas. El periodo de tratamiento puede ser durante un periodo extendido de tiempo, por ejemplo, 2 años o más largo, durante toda la vida del sujeto que está siendo tratado. Además, se pueden utilizar múltiples periodos de tratamiento intercalados con tiempos de no tratamiento, por ejemplo, 6 meses de tratamiento seguidos de 3 meses sin tratamiento, seguidos de 6 meses adicionales de tratamiento, etc.
Los compuestos antiinflamatorios se pueden administrar profilácticamente para eliminar o reducir la apariencia de reacciones de infusión debido a la administración de uricasa. Se pueden administrar al menos un corticoesteroide, al menos un antihistamínico, al menos un AINE, o combinaciones de los mismos. Los corticoesteroides útiles incluyen betametasona, budesónida, cortisona, dexametasona, hidrocortisona, metilprednisolona, prednisolona, prednisona y triamcinolona. Los AINE útiles incluyen ibuprofeno, indometacina, naproxeno, aspirina, paracetamol, celecoxib y valdecoxib. Los antihistamínicos útiles incluyen azatadina, bromfeniramina, cetirizina, clorfenamina, clemastina,
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ciproheptadina, desloratadina, dexclorfeniramina, dimenhidrinato, difenhidramina, doxilamina, fexofenadina, hidroxizina, loratadina y fenindamina.
En una realización preferente, el antihistamínico es fexofenadina, el AINE es paracetamol y el corticoesteroide es hidrocortisona y/o prednisona. Preferentemente, se administra una combinación de los tres (no necesariamente de manera concomitante) antes de la infusión de la solución de uricasa. En una realización preferente, el AINE y antihistamínico se administran por vía oral de 1 a 4 horas antes de la infusión de uricasa. Una dosis adecuada de fexofenadina incluye aproximadamente de 30 a aproximadamente 180 mg, aproximadamente de 40 a aproximadamente 150 mg, aproximadamente de 50 a aproximadamente 120 mg, aproximadamente de 60 a aproximadamente 90 mg, aproximadamente 60 mg, preferentemente 60 mg. Una dosis adecuada de paracetamol incluye aproximadamente de 500 a aproximadamente 1500 mg, aproximadamente de 700 a aproximadamente 1200 mg, aproximadamente de 800 a aproximadamente 1100 mg, aproximadamente de 1000 mg, preferentemente 1000 mg. Una dosis adecuada de hidrocortisona incluye aproximadamente de 100 a aproximadamente 500 mg, aproximadamente de 150 a aproximadamente 300 mg, aproximadamente 200 mg, preferentemente 200 mg. En una realización, el antihistamínico no es difenhidramina. En otra realización, el AINE no es paracetamol. En una realización preferente, se administran por vía oral 60 mg de fexofenadina la noche anterior a la infusión de uricasa; en la mañana siguiente se administran por vía oral 60 mg de fexofenadina y 1000 mg de paracetamol, y finalmente, se administran 200 mg de hidrocortisona justo antes de la infusión de la solución de uricasa. En una realización, se administra prednisona durante el día, preferentemente por la tarde, antes de la administración de uricasa. Una dosificación apropiada de prednisona incluye de 5 a 50 mg, preferentemente 20 mg. En ciertas realizaciones, se utilizan estos tratamientos profilácticos para eliminar o reducir la apariencia de reacciones de infusión para sujetos que reciben o están pendientes de recibir uricasa, incluyendo uricasa PEGilada y uricasa no PEGilada. En realizaciones particulares, se utilizan estos tratamientos profilácticos para sujetos que reciben o están pendientes de recibir péptidos terapéuticos distintos a uricasa, en los que los otros péptidos terapéuticos están PEGilados o no PEGilados.
En una realización de la invención, la composición farmacéutica comprende un conjugado de acuerdo con las reivindicaciones 5 o 20 en el presente documento.
En una realización particular, los conjugados de polímero-uricasa se preparan como se describe en publicación de patente internacional n.º WO 01/59078 y la solicitud de EE. UU. n.º 09/501730 (en la actualidad patente de EE. UU. n.º 6,783,965).
En una realización de la invención, el polímero se selecciona del grupo que comprende polietilenglicol, dextrano, polipropilenglicol, hidroxiproplmetilcelulosa, carboximetilcelulosa, polivinilpirrolidona y alcohol polivinílico.
En una realización de la invención, la composición comprende 2-12 moléculas poliméricas en cada subunidad de uricasa, preferentemente de 3 a 10 moléculas poliméricas por subunidad de uricasa.
En una realización de la invención, cada molécula polimérica tiene un peso molecular entre aproximadamente 1 kD y aproximadamente 100 kD.
En otra realización de la invención, cada molécula polimérica tiene un peso molecular entre aproximadamente 1 kD y aproximadamente 50 kD. En una realización preferente de la invención, cada molécula polimérica tiene un peso molecular de entre aproximadamente 5 kD y aproximadamente 20 kD, aproximadamente 8 kD y aproximadamente 15 kD, aproximadamente 10 kD y 12 kD, preferentemente aproximadamente 10 kD. En una realización preferente, cada molécula polimérica tiene un peso molecular de aproximadamente 5 kD o aproximadamente 20 kD. En una realización especialmente preferente de la invención, cada molécula polimérica tiene un peso molecular de 10 kD. También se contemplan mezclas de moléculas de peso diferente. En una realización de la invención, la composición es adecuada para la administración repetida de la composición.
En una realización particular, la conjugación de la uricasa con el polímero engloba enlaces seleccionados del grupo que consiste en enlaces de uretano, enlaces de amina secundaria, enlaces de amida.
La invención objeto proporciona un uso de una composición de la uricasa de acuerdo con la invención para reducir los niveles de ácido úrico en un fluido biológico.
En una realización de la invención, la composición de uricasa de la invención se usa para reducir ácido úrico en un fluido biológico que comprende sangre.
También, se proporcionan moléculas de ácidos nucleicos nóveles que codifican polipéptidos de uricasa de la invención. Las manipulaciones que resultan en su producción son bien conocidas para un experto en la técnica. Por ejemplo, las secuencia de ácidos nucleicos de uricasa se pueden modificar mediante cualquiera de las numerosas estrategias conocidas en la técnica (Maniatis, T., 1990, Molecular Cloning, A Laboratory Manual, 2.º ed., Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.). La secuencia se puede escindir en sitios apropiados con endonucleasa(s) de restricción, si se desea seguido de modificación enzimática adicional, y aislar y fijar in vitro. Se debe llevar cuidado en la producción del gen que codifica a uricasa para garantizar que el gen modificado permanezca dentro del marco de lectura traduccional apropiado, ininterrumpido por señales de terminación traduccionales. Adicionalmente, la secuencia de ácidos nucleicos que codifica uricasa se puede mutar in vitro o in vivo, para crear y/o
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Laboratory Manual, 2.º edición; Ausubel, F. M. et ál. (1998). (Current protocols in molecular Biology), luego se sometió a transcripción inversa usando el kit de síntesis de la primera cadena de ADNc (Pharmacia Biotech). La amplificación por PCR se realizó usando Taq ADN polimerasa (Gibco BRL, Life Technologies).
Los cebadores de oligonucleótidos sintéticos usados para la amplificación por PCR de urato oxidasas de cerdo y babuino (uricasa) se muestran en la tabla 1.
Tabla 1. Cebadores para amplificación por PCR de ADNc de uricasa
Uricasa de hígado de cerdo:
(SEQ ID NO. 1)
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(SEQ ID NO. 2) Uricasa de hígado de babuino (D3H)
(SEQ ID NO. 3)
(SEQ ID NO. 4)
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Las secuencias de enzimas de restricción, introducidas en los límites de los cebadores y mostradas en letras minúsculas en la tabla 1, fueron EcoRI y Ncol (cerdo y babuino) sentido y Ncol, HindIII y Xbal (cerdo), Xbal y Ncol (babuino) antisentido. En el cebador sentido de babuino, el tercer codón GAC (ácido aspártico) presente en la uricasa de babuino se reemplazó por CAC (histidina), el codón que está presente en esta posición en la secuencia codificante del seudogén de urato oxidasa humana. La construcción de uricasa de babuino recombinante generada usando estos cebadores se nombra uricasa de babuino D3H.
El producto de PCR de uricasa de cerdo se digirió con EcoRI y HindIII y se clonó en pUC18 para crear pUC18-uricasa de cerdo. El producto de PCR de uricasa de babuino D3H se clonó directamente en el vector pCR™II, usando TA Cloning™ (Invitrogen, Carlsbad, CA), creando pCR™II-uricasa de babuino D3H.
Se usaron los ADNc fijados para transformar la cepa E. coli XL1-Blue (Stratagene, La Jolla, CA). El ADN plasmídico que contiene ADNc de uricasa clonado se preparó, y se eligieron y aislaron los clones que poseen las secuencias que codifican ADN de uricasa (salvo por la sustitución D3H en uricasa de babuino, mostrada en la tabla 1). En el clon pCR™II-uricasa de babuino D3H elegido, las secuencias de pCR™II estaban al lado del codón de terminación de uricasa, que resulta de la deleción de secuencias introducidas mediante PCR. Como consecuencia, se eliminaron los sitios de restricción de Xbal y Ncol a partir de la región sin traducir 3´, permitiendo, por lo tanto, una clonación direccional usando Ncol en el límite 5' del producto de PCR y BamHI que deriva del vector pCR™II.
Subclonación de ADNc de uricasa en vectores de expresión pET
Subclonación de uricasa de babuino
El ADNc de babuino D3Hc que contiene secuencia codificante de uricasa de longitud completa se introdujo en el vector de expresión pET-3d (Novagen, Madison, WI). El pCR™II-uricasa de babuino D3H se digirió con Ncol y BamHI, y se aisló el fragmento de 960 pb. El plásmido de expresión pET-3d se digirió con Ncol y BamHI, y se aisló el fragmento de 4600 pb. Los dos fragmentos se fijaron para crear pET-3d-babuino D3H.
Subclonación de uricasa quimera de cerdo-babuino
Se construyó la uricasa quimera de cerdo-babuino (PBC) al objeto de ganar expresión, estabilidad, y actividad más altas del gen recombinante. La PBC se construyó aislando el fragmento Ncol-Apal de 4936 pb del clon pET-3d-babuino D3H y fijando el fragmento aislado al fragmento Ncol-Apal de 624 pb aislado a partir de pUC18-uricasa de cerdo, dando como resultado la formación de pET-3d-PBC. El ADNc de uricasa PBC consiste en los codones de uricasa de cerdo 1-225 asociados en marco a los codones 226-304 de uricasa de babuino.
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Subclonación de uricasa Pig-KS
Se construyó la uricasa Pig-KS al objeto de añadir un residuo de lisina, que puede proporcionar un sitio de PEGilación adicional. KS se refiere a la inserción del aminoácido lisina en una uricasa de cerdo, en la posición 291, en el lugar de arginina (R291K). Además, la treonina en la posición 301 se reemplazó por serina (T301S). El plásmido de uricasa PigKS se construyó aislando el fragmento Ncol-Ndel de 4696 pb de pET-3d-babuino D3H, y luego se fijó al fragmento Ncol-Ndel de 864 pb aislado de pUC18-uricasa de cerdo, dando como resultado la formación de pET-3d-PigKS. La secuencia de uricasa PigKS resultante consiste en los codones de uricasa de cerdo 1-288 asociados en marco a los codones 289-304 de uricasa de babuino.
Subclonación de la secuencia de uricasa bajo la regulación del promotor osmB
Se subclonó el gen de uricasa en un vector de expresión que contiene el promotor osmB (siguiendo las enseñanzas de la patente de EE. UU.n.º 5,795,776, incorporada en el presente documento por referencia en su totalidad). Este vectores posibilito la expresión de proteínas en respuesta a la alta presión osmótica o envejecimiento del medio de cultivo. El plásmido de expresión pMFOA-18 contenía el promotor osmB, a una secuencia del sitios de unión a ribosoma (rbs) y una secuencia de terminador transcripcional (ter). Confiere resistencia a ampicilina (AmpR) y expresa la acetilcolina esterasa humana recombinante (AChE).
Subclonación de uricasa de babuino D3H
El plásmido pMFOA-18 se digirió con Ncol y BamHI, y se aisló el fragmento grande. La construcción pET-3d-babuino D3H se digirió con Ncol y BamHI y se aisló el fragmento de 960 pb, que incluía el gen de uricasa de babuino D3H. Estos dos fragmentos se fijaron para crear pMFOU18.
El plásmido de expresión pMFXT133 contenía el promotor osmB, un rbs (operón deo de E. coli), ter (E. coli TrypA), el polipétido inhibidor del factor recombinante Xa (Fxal), y confería el gen de resistencia a tetraciclina (TetR). El gen de uricasa de babuino se insertó en este plásmido al objeto de intercambiar los genes con resistencia a antibióticos. El plásmido pMFOU18 se digirió con Ncol, se rellenó, luego se digirió con Xhol, y se aisló un fragmento de 1030 pb El plásmido pMFXT133 se digirió con Ndel, se rellenó, luego se digirió con Xhol, y se aisló un fragmento grande. Los dos fragmentos se fijaron para crear el vector de expresión de uricasa de babuino, pURBA16.
Sublonación de la uricasa quimera de cerdo-babuino
El plásmido pURBAl 6 se digirió con Apal y AlwNI, y se aisló el fragmento de 2320 pb. El plásmido pMFXT133 se digirió con Ndel, se rellenó, luego se digirió con AlwNI, y se aisló el fragmento de 620 pb. La construcción pET-3d-PBC se digirió con Xbal, se rellenó, luego se digirió con Apal, y se aisló el fragmento de 710 pb. Los tres fragmentos se fijaron para crear pUR-PB, un plásmido que expresó uricasa PBC bajo el control del promotor osmB y rbs, así como rbs T7, que derivó del vector pET-3d.
Se cortó el rbs T7 en una etapa adicional. pUR-PB se digirió con Ncol, se rellenó, luego se digirió con AlwNI, y se aisló el fragmento de 3000 pb. El plásmido pMFXT133 se digirió con Ndel, se llenó y luego se digirió con AlwNI, y se aisló el fragmento de 620 pb. Los dos fragmentos se fijaron para formar pDUR-PB, que expresa PBC bajo el control del promotor osmB.
Construcción de pOUR-PB-∆NC
Se introdujeron varios cambios en el ADNc de uricasa, que dieron como resultado un incremento sustancial de la estabilidad de la enzima recombinante. Se construyó el plásmido pOUR-PBC-∆NC, en el que se eliminaron el péptido de maduración con seis residuos N-terminales y el tripéptido en el extremo C, que funcionan in vivo como señales diana peroxisomales. Esto se llevó a cabo utilizando la secuencia de PBC en el plásmido pDUR-PB los cebadores de oligonucleotidos específicos enumerados en la tabla 2, usando amplificación por PCR.
Tabla 2. Cebadores para amplificación por PCR de uricasa PBC-∆NC
Uricasa PBC-∆NC Sentido
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Antisentido
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(SEQ ID NO. 6)
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que se usaron para las diversas etapas de subclonación de las diferentes secuencias de uricasa (Apal, Ndel, BamHI, EcoRI y Spel). La secuencia sin traducir 3´, mostrada en letras minúsculas, derivó de la secuencia de pCR™II. El codón de terminación de la traducción se indica mediante un asterisco.
La figura 3 muestra la alineación de las secuencias de aminoácidos de las diversas secuencias de uricasa recombinante. La línea superior representa la uricasa de cerdo, que incluía la secuencia de aminoácidos completa. La segunda línea es la secuencia de la uricasa quimera de cerdo-babuino (PBC-∆NC) truncada doblemente La tercera línea muestra la secuencia de uricasa Pig-KS-∆N, que solo está truncada en el extremo N y contenía las mutaciones S46T y los cambios en los aminoácidos R291K y T301S, reflejando ambos el origen de babuino del extremo carboxílico de la secuencia codificante de uricasa. Los asteriscos indican las posciones en las que hay diferencias en aminoácidos en la Pig-KS-∆N en comparación con la secuencia de uricasa de cerdo publicada; los círculos indican las posciones en las que hay diferencias en aminoácidos en la Pig-KS-∆N en comparación con PBC-∆N, la quimera de cerdo-babuino; y las líneas discontinuas indican la deleción de aminoácidos.
El ADNc para uricasa natural de babuino, cerdo y conejo con la mutación Y97H, y la quimera de cerdo/babuino (PBC), se construyeron para la clonación en E. coli. Los clones que expresan altos niveles de las variantes de uricasa se construyeron y seleccionaron de tal modo que todos son E. coli W3110 F-, y la expresión se regula mediante osmB. Se aislaron los ADN plasmídicos, se verificaron mediante secuenciación de ADN y análisis mediante enzima de restricción, y se cultivaron las células.
La construcción de las uricasas truncadas, incluyendo pig-∆N y Pig-KS-∆N se hizo mediante fijación cruzada entre PBC-∆NC y Pig-KS, tras escisión con las endonucleasas de restricción Apal y Xbal, y Apal más Spel, respectivamente. Es lógico que estos mutantes truncados retengan la actividad, puesto que los seis resiudos N-terminales, el "péptido de maduración" (1-2), y el tripéptido C-terminal, "señal diana peroxisomal" (3-5), no tienen funciones que afectan significativamente a la actividad enzimática, y es posible que estas secuencias puedan ser inmunogénicas. Se seleccionaron los clones que expresan muy altos niveles de variantes de uricasa.
Ejemplo 2. Transformación del plásmido de expresión en una célula huésped bacteriana
El plásmido de expresión, pOUR-P-∆N-ks-1, se introdujo en una cepa E. coli K-12 W3110 F-. Las células bacterianas que se prepararon para la transformación, implicaron hacerlas crecer hasta la fase semilogarítmica en caldo Luria (LB), luego las células se recogieron mediante centrifugación, se lavaron en agua fría y suspendieron en glicerol, al 10 %, en agua, a una concentración de aproximadamente 3x1010 células por ml. Las células se almacenaron en partes alícuotas, a -70 °C. El ADN plasmídico se precipitó en etanol y se disolvió en agua.
Las células bacterianas y ADN plasmídico se mezclaron, y la transformación se hizo mediante el procedimiento de electroporación de alto voltaje usando Gene Pulser II de BIO-RAD (Trevors et ál. (1992). La electrotransformación de bacterias mediante ADN plasmídico, en Guide to Electroporation and Electrofusion (D.C. Chang, B. M. Chassy, J. A. Saunders and A. E. Sowers, eds.), pp. 265-290, Academic Press Inc., San Diego, Hanahan et ál. (1991) Meth. Enzymol., 204, 63-113). Las células transformadas se suspendieron en medio SOC (triptona al 2 %, extracto de levadura al 0,5 %, NaCl 10 mM, KCl 2,5 mM, MgCl2 10 mM, MgS04 10 mM, glucosa 20 mM), se incubaron a 37 °C durante 1 hora y se seleccionaron frente a su resistencia a tetraciclina. Se seleccionó un clon alta expresividad.
Ejemplo 3. Preparación de uricasa recombinante
Las bacterias, tales como las transformadas (véase anteriormente) se cultivaron en medio que contenía glucosa; se mantuvo el pH a 7,2±0,2, a aproximadamente 37 °C.
Hacia las últimas 5-6 horas de cultivo, se complementó el medio con KCl hasta una concentración final de 0,3 M. Se prolongó el cultivo para permitir la acumulación de uricasa.
La uricasa recombinante se acumuló dentro de las células bacterianas como un precipitado insoluble similar a los cuerpos de inclusión (IB). La suspensión celular se lavó mediante centrifugación y se suspendió en tampón Tris 50 mM, pH 8,0 y EDTA 10 mM y se llevó hasta un volumen final de aproximadamente 40 veces el peso celular seco.
Los IB que contienen uricasa recombinante se aislaron mediante centrifugación tras la disociación de las células bacterianas usando lisocima y presión alta. El tratamiento con lisocima (2000-3000 unidades/ml) se hizo durante 16-20 horas a pH 8,0 y 7±3 °C, mientras se mezclaba. El sedimento se lavó con agua y se almacenó a -20 °C hasta su uso.
Los IB enriquecidos se procesaron adicionalmente después de suspensión en tampón de NaHCO3 50 mM, pH 10,3+0,1. La suspensión se incubó durante la noche, a temperatura ambiente, para permitir una solubilización de la uricasa derivada de IB, y posteriormente se clarificó mediante centrifugación.
La uricasa se purificó adicionalmente mediante varias etapas cromatográficas. Inicialmente, la cromatografía se hizo sobre una columna Q-Sepharose FF. La columna cargada se lavó con tampón bicarbonato que contenía NaCl 150 mM, y la uricasa se eluyó con tampón bicarbonato, que contenía NaCl 250 mM. Luego se usó resina xantina-agarosa (Sigma) para eliminar impurezas secundarias de la preparación de uricasa. El eluato de Q-Sepharose
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10x20 kD de PEG-uricasa. Los resultados indicaron que, independientemente del grado de PEGilación de uricasa, en este intervalo, se observaron efectos biológicos similares en el modelo de rata.
Tabla 6. Semividas de preparaciones de uricasa Pig-KS-∆N PEGilada en ratas
Grados de modificación (cadenas de PEG por subunidad de uricasa)
PEG de 5 kD
PEG de 10 kD PEG de 20 kD
Semana
10x 2x 5x 7x 9x 11x 10x
1
25,7±1,7 (5) 29,4±3,4 (5) 37,7±3,1 (5) 37,6±3,9 (5) 36,9±4,3 (5) 31,4±4,3 (5) 21,6±1,5 (5)
2
- - - 26,7±3,0(5) 28,4±1,6 (5)
3
27,5±3,8 (5) 29,0±2,6 (5) 29,9±11,7 (5) 32,7±11,1 (5) 26,3±4,7 (5) 11,8±3,3 (5) 14,5±2,7 (5)
4
27,1±5,3 (5) 18,4±2,2 (4) 19,7±5,6 (4)
5
28,6±1,7 (5) 22,5±2,7 (5) 34,3±3,9 (4) 37,3±3,0 (5) 30,4±3,6 (5) 30,5±1,3 (5) 19,3±2,5 (5)
6
35,4±3,1 (14) 27,1±3,6 (13) 30,7±2,9 (13)
7
16,5 ±4,9 (5) 32,5 ±4,3 (5) - - - 16,12±2,7 (5) 25,8±2,5 (5)
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9
36,8±4,0 (15) 28,7±2,7 (15) 34,0±2,4 (13) 24,2±3,4 (13) 31,0±2,6 (13) 29,3±1,4 (15) 26,7±0,5 (15)
5 Anotaciones de la tabla 6: Los resultados se indican en horas±error estándar de la media. Los números entre paréntesis indican el número de animales sometidos a prueba.
Las ratas recibieron semanalmente inyecciones i.v. de 0,4 mg por kilogramo de peso corporal de uricasa Pig-KS-∆N modificada como se indica en la tabla. Cada grupo inicialmente comprendía 15 ratas, de las que se extrajo sangre de forma alternativa en subgrupos de 5. Varias ratas murieron durante el estudio debido a la anestesia. Se determinaron
10 las semividas midiendo la actividad de uricasa (ensayo colorimétrico) en muestras de plasma obtenidas a los 5 minutos, y 6, 24 y 48 horas después de la inyección.
La tabla 5 describe los lotes de uricasa PEGilada usados en el estudio.
Los estudios de biodisponibilidad con 6x5 kD de PEG-uricasa Pig-KS-∆N en conejos indican que, después de la primera inyección, la semivida en circulación es 98,2±1,8 horas (i.v.), y la biodisponibilidad después de las inyecciones
15 i.m. y subcutánea (s.c.) fue de un 71 % y un 52 %, respectivamente. Sin embargo, se detectaron valores de anticuerpos anti-uricasa significativos después de las segundas inyecciones i.m. y s.c., en todos los conejos, y se aceleró la desaparición tras las inyecciones subsiguientes. Las inyecciones de ratas con el mismo conjugado dieron como resultado una semivida de 26±1,6 horas (i.v.), y la biodisponibilidad después de las inyecciones i.m. y s.c. fue de un 33 % y un 22 %, respectivamente.
20 Los estudios en ratas, con 9x10 kD de PEG-uricasa Pig-KS-∆N indican que la semivida en circulación después de la primera inyección es 42,4 horas (i.v.), y la biodisponibilidad, después de las inyecciones i.m. y s.c., fue de un 28,9 % y
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un 14,5 %, respectivamente (véase la figura 5 y tabla 7). Después de la cuarta inyección, la semivida en circulación fue 32,1±2,4 horas y la biodisponibilidad, después de las inyecciones i.m. y s.c. fue de un 26,1 % y un 14,9 %, respectivamente.
Los estudios farmacocinéticos similares en conejos, con 9x10 kD de PEG-uricasa Pig-KS-∆N, indican que no se observó desaparición acelerada tras la inyección de este conjugado (se administraron 4 inyecciones bisemanales). En estos animales, la semivida en circulación después de la primera inyección fue 88,5 horas (i.v.), y la biodisponibilidad, después de las inyecciones i.m. y s.c., fue de un 98,3 % y un 84,4 %, respectivamente (véase la figura 6 y tabla 7). Después de la cuarta inyección, la semivida en circulación fue 141,1±15,4 horas y la biodisponibilidad, después de las inyecciones i.m. y s.c. fue de un 85 % y un 83 %, respectivamente.
Se hicieron estudios similares con 9x10 kD de PEG-Pig-KS-∆N para evaluar la biodisponibilidad en beagles (2 machos y 2 hembras en cada grupo). Se registró una semivida en circulación de 70±11,7 horas después de la primera inyección i.v., y la biodisponibilidad, después de las inyecciones i.m. y s.c. fue de un 69,5 % y un 50,4 %, respectivamente (véase la figura 7 y tabla 7).
Los estudios con las preparaciones de 9x10 kD de PEG-Pig-KS-∆N se hicieron usando cerdos. Se usaron tres animales por grupo para la administración a través de las rutas i.v., s.c. e i.m. Se registró una semivida en circulación de 178±24 horas después de la primera inyección i.v., y la biodisponibilidad, después de las inyecciones i.m. y s.c. fue de un 71,6 % y un 76,8 %, respectivamente (véase la figura 8 y tabla 7).
Tabla 7. Estudios farmacocinéticos con 9x10 kD de PEG-uricasa Pig-KS-∆N
Inyección n.º
Semivida (horas) Biodisponibilidad
i.v.
i.m. s.c.
Ratas
1
42,4±4,3 28,9 % 14,5 %
2
24,1±5,0 28,9 % 14,5 %
4
32,1±2,4 26,1 % 14,9 %
Conejos
1
88,5±8,9 98,3 % 84,4 %
2
45,7±40,6 100 % 100 %
4
141,1±15,4 85 %> 83 %
Perros
1
70,0±11,7 69,5 % 50,4 %
Cerdos
1
178±24 71,6 % 76,8 %
Los estudios de absorción, distribución, metabolismo, y excreción (ADME) se hicieron después de yodinación de 9x10 kD de PEG-uricasa Pig-KS-∆N mediante el procedimiento de Bolton & Hunter con 125I. El conjugado marcado se inyectó en 7 grupos de 4 ratas cada uno (2 machos y 2 hembras). Se analizó la distribución de radioactividad después de 1 hora y cada 24 horas durante 7 días (excepto el día 5). Cada grupo, a su vez, se sacrificó y se extirparon y analizaron los diferentes órganos. El séptimo grupo se mantuvo en jaulas metabólicas, a partir de la que se obtuvieron la orina y heces. La distribución del material a través del cuerpo del animal se evaluó midiendo radioactividad total en cada órgano, y la fracción de recuentos (riñón, hígado, pulmón, y bazo) que estaban disponibles para la precipitación con TCA (es decir, unión a proteína, normalizada al tamaño del órgano). De los órganos que se extirparon, ninguno tenía una radioactividad específica más alta que los otros, por lo tanto, no se vio acumulación significativa, por ejemplo, en el hígado o riñón. Un 70 % de la radioactividad se excretó en el día 7.
Ejemplo 8. Resultados de los ensayos clínicos
Se realizó un estudio aleatorio multicentro en abierto con grupos paralelos para evaluar la respuesta de urato, y los perfiles farmacocinéticos y de seguridad de PEG-uricasa (Puricase®, Savient Pharmaceuticals) en pacientes humanos con hiperuricemia y gota aguda que fueron resistentes o intolerantes al tratamiento convencional. La duración media de la enfermedad fue de 14 años y un 70 por ciento de la población de estudio tuvo uno o más tofos.
En el estudio, 41 pacientes (edad media de 58,1 años) se distribuyeron aleatoriamente en 12 semanas de tratamiento con PEG-uricasa intravenosa en una de cuatro pautas de dosificación: 4 mg cada dos semanas (7 pacientes); 8 mg cada dos semanas (8 pacientes); 8 mg cada cuatro semanas (13 pacientes); o 12 mg cada cuatro semanas (13 pacientes). La actividad de uricasa en plasma y los niveles de urato se midieron en intervalos definidos. Los

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