DE69516637T2

DE69516637T2 - Verfahren zum Abbau von Schadstoffen und zur Umweltsanierung mittels Mikroorganismen und verwendetem Mikroorganismus

Info

Publication number: DE69516637T2
Application number: DE69516637T
Authority: DE
Inventors: Takeshi Imamura; Tetsuya Yano
Original assignee: Canon Inc
Current assignee: Canon Inc
Priority date: 1994-11-21
Filing date: 1995-11-21
Publication date: 2000-09-21
Anticipated expiration: 2015-11-22
Also published as: EP0712808A2; US5679568A; DE69516637D1; EP0712808B1; US6017746A; EP0712808A3

Description

HINTERGRUND DER ERFINDUNG

Fachgebiet der Erfindung

Diese Erfindung betrifft ein Verfahren zum Abbau eines Schad- bzw. Schmutzstoffs unter Anwendung eines Mikroorganismus und vor allem ein Verfahren zum Abbau einer halogenierten organischen Verbindung unter Anwendung eines Mikroorganismus, der in Bezug auf den Abbau der halogenierten organischen Verbindung Aktivität zeigt, ein Verfahren zur Umweltsanierung, durch das ein Schmutzstoff in einer Umgebung wie z. B. Grundwasser, Erdboden usw. abgebaut werden kann, und einen Mikroorganismus, der fähig ist, einen Schmutzstoff abzubauen, und bei dem Abbau- und dem Sanierungsverfahren angewendet werden kann.

Verwandter Stand der Technik

Die Nebenprodukte, die aus dem Verfahren zur Desinfektion von Wasserleitungswasser resultieren, haben große Besorgnis erregt, seitdem die US-Umweltschutzbehörde (U.S. Environnental Protection Agency) in den 1970er Jahren darüber berichtet hat. Auch in Japan, wo die Chlorung von Wasserleitungswasser obligatorisch ist, werden die Nebenprodukte wie z. B. Trihalogenmethane, halogenierte Essigsäuren, halogenierte Acetonitrile und halogenierte Ketone, die in Wasserleitungswasser nachgewiesen worden sind, wegen der Toxizität für die Leber und wegen der Mutagenität zu einem großen Problem. Als Ziele der Umweltüberwachung werden in Japan seit 1993 vor allem halogenierte organische Säuren, beispielsweise halogenierte Essigsäuren wie z. B. Chloressigsäure, Dichloressigsäure, Trichloressigsäure und Bromessigsäure, genannt, die als neues Problem für große Aufmerksamkeit sorgen. Über Einzelheiten wird in "Analytical Methods for Revised Standards of Water Quality and Environment" in Proceedings of the 23rd Seminar of Water Environment Society of Japan (Incorporated Association of Water Environment Society of Japan), November 1993, S. 55-64, berichtet.
Diese halogenierten organischen Säuren können durch Belüftung nicht abgebaut werden. Als eine der Gegenmaßnahmen ist beispielsweise eine Behandlung zum biologischen Abbau wie z. B. eine Behandlung in einem Bioreaktor sehr gut geeignet, weil sie unter milden Bedingungen durchgeführt werden kann und verhältnismäßig niedrige Kosten verursacht.
Als Mikroorganismen, die in Bezug auf den Abbau von halogenierten organischen Säuren Aktivität zeigen, sind beispielsweise Schimmelpilze wie z. B. Trichoderma, Acrostalagmus, Penicillium und Clonostachys und Bakterien wie z. B. Pseudomonas, Arthrobacter, Rhizobium, Agrobacterium, Bacillus, Alcaligenes, Nocardia, Micrococcus, Achromobacter und Moraxella untersucht worden [Protein, Nucleic Acid and Enzyme (1984), Bd. 29, S. 101-110]. Adachi hat berichtet, dass ein nicht identifizierter Stamm OS-2 ein Enzym hat, das Chloressigsäure, Bromessigsäure und Iodessigsäure in etwa demselben Ausmaß abbauen kann, und dass OS-2 auch Dichloressigsäure abbauen kann, jedoch nur in der Hälfte des Ausmaßes der vorstehend erwähnten Verbindungen [Proceedings of Osaka Prefectural Institute of Public Health, "Public Health", Nr. 30, S. 89 (1992)]. Ferner wurde der Abbau von halogenierten organischen Säuren, die zwei bis sechs Kohlenstoffatome haben, unter Anwendung von Dehalogenase untersucht, die aus Pseudomonas putida NCIMB 12018 extrahiert und an Carboxymethylcellulose oder Thioglykolsäure immobilisiert worden war (Europäisches Patent Nr. 179603).
Die Beziehung zwischen Dehalogenierungsenzymen für den Abbau von halogenierten organischen Säuren und ihren Genen ist unter Anwendung des Pseudomonas putida-Stammes AJ1 [J. Gen. Microbiol., 138, S. 675 (1992)], des Pseudomonas-cepacia-Stammes MBA4 [J. Biochem., 284, S. 87 (1992)] und des Pseudomonas-sp.-Stammes CBS3 [Biol. Chem. Hoppe-Seyler, 374, S. 489 (1993)] untersucht worden.
Alle diese Untersuchungen sind auf der Enzymebene und nicht über das tatsächliche Verhalten der Mikroorganismen in dem verschmutzten Abwasser durchgeführt worden. Hinsichtlich des mikro biellen Abbaus von halogenierten organischen Säuren ist nur der Xanthobacter autotrophicus-Stamm GJ10 untersucht worden [Appl. Biochem. Biotechnol., 40, 158, und 40, 165 (1993)].
In der Japanischen Offengelegten Patentanmeldung Nr. 4-64544 ist offenbart, dass aus Pseudomonas extrahierte Dehalogenase D- und L-Chlorpropionsäure zu Milchsäure abbaut, jedoch ist auch dies eine Untersuchung auf der Enzymebene.

ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG

Die vorliegende Erfindung ist gemacht worden, um die vorstehend erwähnten Probleme zu lösen, und stellt ein Verfahren zum biologischen Abbau von halogenierten organischen Säuren und ein Verfahren zur Sanierung einer Umgebung unter Anwendung des Abbauverfahrens bereit.
Es ist eine andere Aufgabe der vorliegenden Erfindung, ein Verfahren zum biologischen Abbau, das zu einem im wesentlichen vollständigen Abbau von aliphatischen chlororganischen Verbindungen führt, und ein Verfahren zur Sanierung einer Umgebung unter Anwendung des Abbauverfahrens bereitzustellen.
Es ist eine weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung, einen neuen Mikroorganismenstamm bereitzustellen, der bei dem Verfahren zum biologischen Abbau von halogenierten organischen Säuren und aliphatischen chlororganischen Verbindungen und bei der Sanierung einer Umgebung unter Anwendung des Verfahrens zweckmäßig angewendet wird.

KURZE BESCHREIBUNG DER ZEICHNUNGEN

Fig. 1 ist ein Diagramm, das den Abbau von Dichloressigsäure durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 2 ist ein Diagramm, das den Abbau von Chloressigsäure durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 3 ist ein Diagramm, das den Abbau von Trichloressigsäure durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 4 ist ein Diagramm, das den Abbau von Bromessigsäure durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 5 ist ein Diagramm, das den Abbau von Chlorpropionsäure durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 6 ist ein Diagramm, das den Abbau von 2,2-Dichlorpropionsäure durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 7 ist ein Diagramm, das den Abbau von Dichloressigsäure im Erdboden durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 8 ist ein Diagramm, das den Abbau von halogenierten Essigsäuren im Erdboden durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 9 ist ein Diagramm, das den Abbau von Chlorpropionsäure im Erdboden durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 10 ist ein Diagramm, das den Abbau von 2,2-Dichlorpropionsäure im Erdboden durch den Stamm AC zeigt.
Fig. 11 ist ein Diagramm, das die Ergebnisse von Beispiel 10 zeigt.
Fig. 12 ist ein Diagramm, das die Ergebnisse von Vergleichsbeispiel 1 zeigt.
Fig. 13 ist ein Diagramm, das die Ergebnisse von Beispiel 11 zeigt.
Fig. 14 ist ein Diagramm, das die Ergebnisse von Vergleichsbeispiel 2 zeigt.
Fig. 15 ist ein Diagramm, das die Ergebnisse von Beispiel 12 zeigt.
Fig. 16 ist ein Diagramm, das die Ergebnisse von Vergleichsbeispiel 3 zeigt.

AUSFÜHRLICHE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG

Die vorstehend erwähnten Aufgaben werden durch die vorliegende Erfindung, die nachstehend beschrieben wird, gelöst.
Die Erfinder der vorliegenden Erfindung erhielten bei der Suche nach Mikroorganismenstämmen, die in Bezug auf den Abbau von halogenierten organischen Säuren Aktivität zeigen, aus dem Erdboden einer Lehmschicht in der Kantoebene (Japan) einen neuen Mikroorganismenstamm, der eine hohe Konzentration von halogenierten organischen Säuren abbauen kann. Die Erfinder der vorliegenden Erfindung haben ein Verfahren zum Abbau von halogenierten organischen Säuren in einem wässrigen Medium gefunden, bei dem sie dem vorstehend erwähnten Stamm ausgesetzt werden.
Die mikrobiologischen Eigenschaften des neuen Stammes der vorliegenden Erfindung sind wie folgt [Identifizierungskriterien nach Bergey's Manual (1984)]:
A. Morphologische Eigenschaften
Gram-Färbung: negativ
Zellengröße und -gestalt: C- und/oder S-förmige Stäbchen Länge: 1,0 bis 2,0 um Breite: 0,2 bis 0,5 um
Motilität: keine
Farbe der Kolonie: weiß bis cremefarben
B. Wachstum in Kulturmedien
BHIA: gut
MacConkey: schlecht
C. Optimale Wachstumstemperatur: 25 bis 35ºC
D. Physiologische Eigenschaften
Aerob oder anaerob: aerob
TSI (Schrägagar/Stumpfagar): Alkali/Alkali, H&sub2;S (-)
Oxidase: positiv
Katalase: positiv
Im Hinblick auf die vorstehend erwähnten Eigenschaften wird der vorliegende Stamm zweckmäßig in Renobacter sp. eingeteilt.
Wie aus den folgenden Beispielen ersichtlich ist, zeigt der vorliegende Stamm in Bezug auf den Abbau von halogenierten organischen Säuren eine ausgezeichnete Aktivität. Da Stämme, die fähig sind, halogenierte organische Säuren abzubauen, bei der Spezies Renobacter nicht bekannt gewesen waren, wurde der vorliegende Stamm als neuer Stamm erkannt und als Renobacter sp. AC bezeichnet. Er wurde im National Institute of Bioscience and Human-Technology, Agency of Industrial Science and Technology, hinterlegt (Hinterlegungs-Nr.: FERM P - 14641).
Der Stamm AC ist zusätzlich zu der Zellengestalt (S-förmig) hinsichtlich seiner Wachstumsart sehr einzigartig. Er wächst unter Bildung von Zellansammlungen, die eine bestimmte Art eines oder mehr als eines nicht identifizierten polymeren Materials absondern. Vom mikroskopischen Standpunkt erlaubt diese Eigenschaft, dass der Stamm AC schnell sein eigenes Habitat bildet und in Abwässern, flüssigen Abfällen, Flüssen und Seen, wo verschiedene Arten von Mikroorganismen vorhanden sind, zu einer vorrangigen Spezies wird und vorteilhaft zum Abbau von halogenierten organischen Säuren an solchen Stellen angewendet wird.
Obwohl der vorliegende Stamm in einem natürlichen Vollmedium wie z. B. 2YT und LB kultiviert werden kann, kann er auch in einem anorganischen Salzmedium, beispielsweise in M9, das mit einer geringen Menge Hefeextrakt als Nährstoff ergänzt ist, kultiviert werden.
Die Zusammensetzung von M9 in 1 Liter Medium (pH 7,0) ist wie folgt:
Na&sub2;HPO&sub4;: 6,2 g
KH&sub2;PO&sub4;: 3,0 g
NaCl: 0,5 g
NH&sub4;Cl: 1,0 g.
Die Kultivierung kann unter aeroben Bedingungen und entweder in einem flüssigen oder einem festen Medium durchgeführt werden. Die Temperatur für die Kultivierung beträgt vorzugsweise etwa 30ºC.
Es ist klar, dass jede Mutante, die spontan oder künstlich aus dem vorliegenden Stamm erhalten wird, in den Geltungsbereich der vorliegenden Erfindung eingeschlossen ist, solange sie in Bezug auf den Abbau von halogenierten organischen Säuren eine gute Aktivität zeigt. Folglich sind in den Geltungsbereich der vorliegenden Erfindung auch Beispiele eingeschlossen, bei denen so eine Mutante angewendet wird.
Bei einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung kann der Abbau von halogenierten organischen Säuren durchgeführt werden, indem der vorstehend erwähnte Stamm Renobacter sp. AC mit halogenierten organischen Säuren in einem wässrigen Medium wie z. B. flüssigen Abfällen in Kontakt gebracht wird. Der Abbau kann durchgeführt werden, indem der Mikroorganismus in dem wässrigen Medium, das halogenierte organische Säuren enthält, kultiviert wird oder indem das wässrige Medium unter Anwendung verschiedener Verfahren wie z. B. eines diskontinuierlichen Verfahrens (Batch-Verfahrens), eines halbkontinuierlichen Verfahrens und eines kontinuierlichen Verfahrens der Kultur des Mikroorganismus zugesetzt wird. Der Mikroorganismus kann sich in einem Zustand befinden, in dem er an einem geeigneten Träger halb oder vollständig immobilisiert ist. Wie vorstehend beschrieben wurde, kann der vorliegende Stamm leicht und vorteilhaft immobilisiert werden, weil er von selbst unter Bildung einer Masse wächst, die ein oder mehr als ein polymeres Material absondert.
Bei einer anderen Ausführungsform der vorliegenden Erfindung kann der Abbau von halogenierten organischen Säuren durchgeführt werden, indem Renobacter sp. AC mit halogenierten organischen Säuren im Erdboden in Kontakt gebracht wird. Der Abbau kann durchgeführt werden, indem der Stamm in dem Erdboden, der halogenierte organische Säuren enthält, kultiviert wird oder indem der verschmutzte Erdboden in die Kultur des Stammes eingemischt wird.
Dieses Abbauverfahren kann angewendet werden, um einen Erdboden sowohl in einem geschlossenen System als auch in einem offenen System zu sanieren, und das Sanierungsverfahren wird durch verschiedene Verfahren wie z. B. ein diskontinuierliches Verfahren (Batch-Verfahren), ein halbkontinuierliches Verfahren und ein kontinuierliches Verfahren durchgeführt. Der Mikroorganismus kann sich in einem Zustand befinden, in dem er an einem geeigneten Träger halb oder vollständig immobilisiert ist. Wie vorstehend beschrieben wurde, kann der vorliegende Stamm leicht und vorteilhaft immobilisiert werden, weil er von selbst unter Bildung einer Masse wächst, die ein oder mehr als ein polymeres Material absondert.
Die Erfinder der vorliegenden Erfindung haben auch ein Verfahren zum Abbau von aliphatischen chlororganischen Verbindungen, beispielsweise Trichlorethylen (nachstehend als TCE bezeichnet), zu natürlich vorkommenden Substanzen und ein Verfahren zur Sanierung einer Umgebung unter Anwendung des vorstehend erwähnten Abbauverfahrens, bei dem das vorstehend erwähnte Verfahren zum Abbau halogenierter organischer Säuren angewendet wird, gefunden.
Vor kurzem ist die Umweltverschmutzung mit aliphatischen chlororganischen Verbindungen, die für Lebewesen schädlich sind und kaum abbaubar sind, zu einem schwerwiegenden Problem geworden. Im einzelnen wird angenommen, dass der Erdboden auf den Produktionsflächen der Hochtechnologieindustrie mit chlororganischen Verbindungen wie z. B. Tetrachlorethylen (PCE), Trichlorethylen (TCE) und Dichlorethylen (DCE) verschmutzt ist und dass sich die Verschmutzung weit ausbreitet. Tatsächlich wurden solche chlororganischen Verbindungen durch Umweltforschungen nachgewiesen, und es ist häufig darüber berichtet worden. Es heißt, dass diese aliphatischen chlororganischen Verbindungen, die sich im Erdboden befinden, im Regenwasser gelöst werden und in das Grundwasser fließen, so dass sich die Verschmutzung in die Um gebung ausbreitet. Diese Verbindungen stehen im Verdacht, carcinogen zu sein, und sie sind sehr beständig gegenüber Umwelteinflüssen. Es ist folglich ein schwerwiegendes gesellschaftliches Problem gewesen, dass Grundwasser, das als Trinkwasserquelle verwendet wird, mit solchen Verbindungen verschmutzt ist.
In Bezug auf diese aliphatischen chlororganischen Verbindungen, insbesondere auf TCE, ist vor kurzem über ein Verfahren zum aeroben mikrobiellen Abbau und vor allem über ein biologisches Abbauverfahren, bei dem TCE durch ein Enzym vom Oxygenasetyp epoxidiert wird, berichtet worden {Methylocystis-sp.-Stamm M, der Methanmonooxygenase enthält [Agric. Biol. Chem., 53, S. 2903 (1989), Biosci. Biotech. Biochem., 56, S. 486, und 56, S. 736 (1992)]; Methylosinus trichosporium OB3b [Am. Chem. Soc. Natl. Meet. Dev. Environ. Microbiol., 29, S. 365 (1989), Appl. Environ. Microbiol., 55, S. 3155 (1989), Appl. Biochem. Biotechnol., 28, S. 877 (1991)]; Pseudomonas putida BH, die Phenolhydroxylase enthält [Journal of Sewerage Association, 24, S. 27 (1987)]; Acinetobactor-sp.-Stamm G4, der Toluolmonooxygenase enthält [Appl. Environ. Microbiol., 52, S. 383 (1986), 53, S. 949 (1987), 54, S. 951 (1989), 56, S. 279 (1990) und 57, S. 193 (1991)]; Pseudomonas mendocina KR-1 [Bio/Technol., 7, S. 282 (1989)]; Pseudomonas putida F1, die Toluoldioxygenase enthält [Appl. Environ. Microbiol., 54, S. 1703 (1988) und 54, S. 2578 (1988)]; Nitrosomonas europaea, die Ammoniakmonooxygenase enthält [Appl. Environ. Microbiol., 56, S. 1169 (1990)]}.
Es wird angenommen, dass TCE, das durch ein Enzym vom Oxygenasetyp, wie es vorstehend aufgeführt wurde, epoxidiert worden ist, biologisch oder nichtbiologisch weiter abgebaut wird, und durch die Protonierung von TCE-Epoxid in diesem Stadium werden Glyoxylsäure und Dichloressigsäure erzeugt.
Der Abbau von TCE durch einen Mikroorganismus, der ein Enzym vom Oxygenasetyp enthält, erzeugt nämlich notwendigerweise in einem bestimmten Anteil Dichloressigsäure. Infolgedessen kann TCE durch Behandlung der resultierenden Dichloressigsäure mit einem Mikroorganismus, der fähig ist, halogenierte organische Säuren abzubauen, schließlich zu Substanzen abgebaut werden, die ursprünglich in der Natur vorkommen.
Das Verfahren der vorliegenden Erfindung läuft im Einzelnen folgendermaßen ab: Grundwasser oder Erdboden, der mit TCE verschmutzt ist, wird gleichzeitig oder nacheinander mit zwei Arten von Mikroorganismen behandelt, von denen einer TCE auf aerobem Wege in TCE-Epoxid umwandelt und der andere Dichloressigsäure, die durch die vorstehend erwähnte Reaktion in einem bestimmten Anteil erzeugt wird, zu Kohlendioxid, Wasser und Chloridionen abbaut, so dass TCE, das den Erdboden und das Wasser verschmutzt hat, zu unschädlichen Substanzen abgebaut wird.
Der Mikroorganismus, der im Rahmen der vorliegenden Erfindung zum Abbau von TCE angewendet wird, kann irgendein Mikroorganismus sein, solange er TCE durch Epoxidierung von TCE abbaut; infolgedessen können alle TCE abbauenden Stämme angewendet werden, die vorstehend erwähnt wurden. Außerdem können auch nicht identifizierte Mikroorganismen, nicht isolierte Mikroorganismen, eine Gruppe von symbiotischen Mikroorganismen und neu isolierte und identifizierte Mikroorganismen angewendet werden, solange sie Eigenschaften oder eine Aktivität zeigen, wie sie vorstehend erwähnt wurde. Bereits identifizierte Mikroorganismen, die solche Eigenschaften oder so eine Aktivität zeigen und auf die vorliegende Erfindung anwendbar sind, umfassen Bakterien der Gattungen Pseudomonas, Acinetobactor, Xanthobacter und Corynebacterium, wobei vor allem die Anwendung von Pseudomonas cepacia, Pseudomonas putida, Pseudomonas fluorescens und Pseudomonas aeruginosa bevorzugt wird. Beispiele für solche Bakterien sind Pseudomonas cepacia KK01 (FERM BP - 4235; nachstehend als Stamm KK01 bezeichnet), ein Stamm, der aus dem Darm von Nasutitermes takasagoensis isoliert wird, oder Corynebacterium-sp.-Stamm J1 (FERM P - 14332; nachstehend als Stamm J1 bezeichnet).
Als Mikroorganismus für den Abbau halogenierter organischer Säuren kann irgendein Mikroorganismus angewendet werden, solange er halogenierte organische Säuren, beispielsweise halogenierte Essigsäuren und vor allem Dichloressigsäure, zu Substanzen, die ursprünglich in der Natur vorkommen, wie z. B. Kohlendioxid, Wasser und Chloridionen abbaut; infolgedessen können die vorstehend erwähnten Bakterien, die Dichloressigsäure abbauen, angewendet werden. Außerdem können auch nicht identifizierte Mikroorganismen, nicht isolierte Mikroorganismen, eine Gruppe von symbiotischen Mikroorganismen und neu isolierte und identifizierte Mikroorganismen angewendet werden, solange sie Eigenschaften oder eine Aktivität zeigen, wie sie vorstehend erwähnt wurde. Bereits identifizierte Mikroorganismen, die solche Eigenschaften oder so eine Aktivität zeigen und auf die vorliegende Erfindung anwendbar sind, umfassen Bakterien der Gattungen Pseudomonas, Acinetobactor, Xanthobacter und Renobacter, wobei vor allem die Anwendung von Pseudomonas putida, Pseudomonas dehalogens und Xanthobacter autotrophicus bevorzugt wird, jedoch muss Renobacter-sp.-Stamm AC [FERM P - 14641; nachstehend als Stamm AC (FERM-BP 5353) bezeichnet], der aus einem Lehmboden in der Kantoebene (Japan) isoliert wird, vorhanden sein.
Das TCE-Abbauverfahren der vorliegenden Erfindung ist auf alle mit TCE verschmutzten Materialien anwendbar, solange der Mikroorganismus überleben kann. Wie aus den folgenden Beispielen leicht ersichtlich ist, ist das Reinigungsverfahren der vorliegenden Erfindung auch auf verschiedene Produkte wie z. B. Textilien, Papierwaren und Lederwaren anwendbar, die der verhältnismäßig kurz dauernden Behandlung unter Verwendung eines wässrigen Mediums standhalten können, da der Mikroorganismus bei diesem Verfahren in einem wässrigen Medium angewendet wird. Nun wird ein Beispiel für den Abbau von TCE in Erdboden oder Grundwasser und für die Sanierung des Erdbodens oder des Grundwassers, auf die die vorliegende Erfindung vorzugsweise anwendbar ist, erläutert. Zuerst wird TCE mit den vorstehend erwähnten Bakterien, die fähig sind, TCE unter Bildung von Dichloressigsäure abzubauen, in Kontakt gebracht, und die resultierende Dichloressigsäure wird mit den vorstehend erwähnten Bakterien, die fähig sind, Dichloressigsäure abzubauen, in Berührung gebracht.
Der Kontakt zwischen TCE abbauenden Bakterien und TCE kann erzielt werden, indem der Mikroorganismus in einem wässrigen Medium, das TCE enthält, kultiviert wird oder indem das wässrige Medium und Erdboden einer Kultur des Mikroorganismus zugesetzt werden.
Der Kontakt zwischen den Bakterien, die fähig sind, Dichloressigsäure abzubauen, und Dichloressigsäure kann erzielt werden, indem der Mikroorganismus in einem wässrigen Medium, in dem TCE bereits durch TCE abbauende Bakterien abgebaut worden ist, kultiviert wird oder indem das wässrige Medium und Erdboden der Kultur des Mikroorganismus zugesetzt werden. Für dieses Verfahren können verschiedene Verfahren wie z. B. ein diskontinuierliches Verfahren (Batch-Verfahren), ein halbkontinuierliches Verfahren und ein kontinuierliches Verfahren angewendet werden. Der Mikroorganismus kann in einem Zustand angewendet werden, in dem er an einem geeigneten Träger halb oder vollständig immobilisiert ist.
Das Verfahren der vorliegenden Erfindung ist beispielsweise auf die Behandlung von Abwasser und Erdboden sowohl in einem geschlossenen System als auch in einem offenen System anwendbar. Der Mikroorganismus kann in einem Zustand, in dem er an einem Träger immobilisiert ist, angewendet werden, oder es können gleichzeitig verschiedene andere Verfahren zur Förderung des Mikroorganismenwachstums angewendet werden.
Nun wird unter Bezugnahme auf die folgenden Beispiele eine Anzahl von Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung ausführlicher erläutert.
In den folgenden Beispielen wurden halogenierte organische Säuren durch Hochleistungsflüssigchromatographie (HPLC) unter Anwendung einer mit einem Ionenaustauscherharz gefüllten Säule nachgewiesen (Entwicklung mit wässriger 0,01 n Schwefelsäurelösung/Acetonitril = 95/5; Erfassung bei 210 nm).

BEISPIEL 1 (Abbau von Dichloressigsäure unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

Eine auf einem Agarmedium vermehrte Kolonie von Stamm AC wurde in 100 ml M9-Medium, das 0,1% Hefeextrakt enthielt und in einen 200-ml-Sakaguchikolben (Standkolben mit Ansatz bzw. Schulter) eingefüllt war, eingeimpft und unter Schütteln 48 Stunden lang bei 30ºC kultiviert. Die Zellen von Stamm AC vermehrten sich bis zum Ablauf von etwa 30 Stunden in einer angehäuften Form, und dann begannen die Anhäufungen auseinanderzufallen.
Zehn Proben (Proben Nr. 1 bis 10) wurden hergestellt, indem 1 ml der vorstehend erwähnten Kulturlösung in 50 ml M9-Medium, das 200 ppm Dichloressigsäure enthielt, eingeimpft wurde, worauf eine Kultivierung unter Schütteln bei 30ºC folgte. Aus Probe Nr. 1 wurde nach achtstündiger Kultivierung eine Ein-Milliliter-Probe gesammelt, und die Zellen wurden durch Zentrifugieren entfernt; dann wurde der Überstand mit verdünnter Schwefelsäure auf pH 2 oder weniger eingestellt. Dann wurde die Dichloressigsäurekonzentration durch HPLC gemessen. In derselben Weise wurden auch aus Probe Nr. 2 nach 16 Stunden, aus Probe Nr. 3 nach 24 Stunden usw. Proben entnommen, um alle acht Stunden die Dichloressigsäurekonzentration zu ermitteln, so dass die Änderung der Dichloressigsäurekonzentration mit der Zeit gemessen wurde.
Wie in Fig. 1 gezeigt ist, begann der Abbau von Dichloressigsäure nach 8 Stunden, und die 200 ppm Dichloressigsäure waren nach 48 Stunden vollständig abgebaut. Als Zwischenprodukt wurde Glyoxylsäure nachgewiesen, so dass die Beteiligung von Dehalogenase an dem Abbau bestätigt wurde. Glyoxylsäure wurde schließlich vollständig zu Kohlendioxid und Wasser abgebaut.

BEISPIEL 2 (Abbau von anderen halogenierten Essigsäuren unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

Chloressigsäure (200 ppm), Trichloressigsäure (50 ppm) und Bromessigsäure (50 ppm) wurden in derselben Weise wie in BEISPIEL 1 dem Abbau durch Stamm AC unterzogen. Die Beziehungen zwischen der Kulturperiode und der Restkonzentration jeder Verbindung sind in Fig. 2, 3 bzw. 4 gezeigt.
Diese Verbindungen waren alle innerhalb von 72 Stunden vollständig abgebaut. Als Zwischenprodukt wurde Glyoxylsäure nachgewiesen, so dass die Beteiligung von Dehalogenase an dem Abbau bestätigt wurde. Glyoxylsäure wurde schließlich vollständig zu Kohlendioxid und Wasser abgebaut.

BEISPIEL 3 (Abbau von Chlorpropionsäure unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

2-Chlorpropionsäure und 3-Chlorpropionsäure wurden in derselben Weise wie in BEISPIEL 1 durch Stamm AC abgebaut. Die Konzentration jeder Verbindung betrug 1000 ppm. Die Beziehungen zwischen der Kulturperiode und der Restkonzentration jeder Verbindung sind in Fig. 5 gezeigt. In Fig. 5 zeigt (1) die Restkonzentration der 2-Chlorpropionsäure und (2) die Restkonzentration der 3-Chlorpropionsäure.
Alle diese Verbindungen waren innerhalb von 48 Stunden vollständig abgebaut. Als Zwischenprodukt wurde Milchsäure nachgewiesen, so dass die Beteiligung von Dehalogenase an dem Abbau bestätigt wurde. Die Milchsäure wurde schließlich vollständig zu Kohlendioxid und Wasser abgebaut.

BEISPIEL 4 (Abbau von 2.2-Dichlorpropionsäure unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

2,2-Dichlorpropionsäure wurde in derselben Weise wie in BEISPIEL 1 unter Anwendung von Stamm AC abgebaut. Die Konzentration der Verbindung betrug 100 ppm. Die Beziehungen zwischen der Kulturperiode und der Restkonzentration der Verbindung sind in Fig. 6 gezeigt.
2,2-Dichlorpropionsäure (100 ppm) war innerhalb von 48 Stunden vollständig abgebaut. Als Zwischenprodukt wurde Brenztraubensäure nachgewiesen, so dass die Beteiligung von Dehalogenase an dem Abbau bestätigt wurde. Die Brenztraubensäure wurde schließlich vollständig zu Kohlendioxid und Wasser abgebaut.

BEISPIEL 5 (Sanierung von Erdboden, der mit Dichloressigsäure verschmutzt ist, unter Anwendung von Renobacter- sp.-Stamm AC)

Eine auf einem Agarmedium vermehrte Kolonie von Stamm AC wurde in 100 ml M9-Medium, das 0,1% Hefeextrakt enthielt und in einen 200-ml-Sakaguchikolben eingefüllt war, eingeimpft und unter Schütteln 48 Stunden lang bei 30ºC kultiviert. Die Zellen von Stamm AC vermehrten sich etwa 30 Stunden lang in einer angehäuften Form, und dann begannen die Anhäufungen auseinanderzufallen.
Zehn Milliliter einer wässrigen Lösung von Dichloressigsäure wurden zu 50 g luftgetrocknetem, braunem Waldboden, der auf dem Gebiet der Stadt Atsugi, Präfektur Kanagawa (Japan) gesammelt worden war, hinzugegeben, so dass die Dichloressigsäurekonzentration 50 mg/g feuchter Erdboden betrug, und der so behandelte Erdboden wurde mit 10 ml der vorstehend erwähnten Kulturlösung vermischt und gründlich gerührt und bei 30ºC in einem 100-ml- Erlenmeyerkolben bebrütet. Alle 24 Stunden wurde eine Probe von einem Gramm des Erdbodens entnommen, und der Probe wurden 5 ml wässrige 0,01 n Schwefelsäurelösung zugesetzt, worauf 1 Stunde lang gerührt wurde. Dann wurde der Erdboden durch Zentrifugieren entfernt, und der Überstand wurde filtriert und mit verdünnter Schwefelsäure auf pH 2 oder weniger eingestellt, bevor er in ein HPLC-Gerät eingeführt wurde. Auf diese Weise wurde die tägliche Abnahme der Dichloressigsäure gemessen. Die Ergebnisse sind in Fig. 7 gezeigt. Als Kontrollversuch wurde ein Versuch durchgeführt, bei dem anstelle der Zellkultur ein steriles Kulturmedium verwendet wurde, und der Restanteil von Dichloressigsäure wurde durch das Verhältnis der restlichen Dichloressigsäure zu der bei dem Kontrollversuch ausgedrückt.
Der Abbau begann 2 Tage danach, und nach 4 Tagen waren 50 ppm Dichloressigsäure vollständig abgebaut.

BEISPIEL 6 (Sanierung von Erdboden, der mit anderen halogenierten organischen Säuren verschmutzt ist, unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

Ein Versuch zur Sanierung von Erdboden unter Anwendung von Stamm AC wurde in derselben Weise wie in BEISPIEL 5 durchgeführt, wobei die abzubauenden Verbindungen Chloressigsäure (50 ppm), Trichloressigsäure (10 ppm) und Bromessigsäure (10 ppm) waren. Die Beziehung zwischen der Kulturperiode und dem Restanteil dieser Verbindungen sind in Fig. 8 gezeigt. In Fig. 8 zeigen (1), (2) und (3) die Restanteile von Chloressigsäure, Trichloressigsäure bzw. Bromessigsäure.
Chloressigsäure war bis zum dritten Tag und Trichloressigsäure und Bromessigsäure waren bis zum fünften Tag des Versuchs vollständig abgebaut.

BEISPIEL 7 (Abbau von Chlorpropionsäure in Erdboden unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

2-Chlorpropionsäure und 3-Chlorpropionsäure wurden in derselben Weise wie in BEISPIEL 5 unter Anwendung von Stamm AC abgebaut. Die Konzentration jeder Verbindung betrug 200 ppm. Die Beziehung zwischen der Kulturperiode und dem Restanteil jeder Verbindung ist in Fig. 9 gezeigt. In Fig. 9 zeigt (1) den Restanteil der 2-Chlorpropionsäure und (2) den Restanteil der 3-Chlorpropionsäure.
Alle diese Verbindungen waren bis zum dritten Tag vollständig abgebaut.

BEISPIEL 8 (Abbau von 2,2-Dichlorpropionsäure in Erdboden unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

2,2-Dichlorpropionsäure wurde in derselben Weise wie in BEISPIEL 5 unter Anwendung von Stamm AC abgebaut. Die Konzentration der Verbindung betrug 50 ppm. Die Beziehung zwischen der Kulturperiode und dem Restanteil der Verbindung ist in Fig. 10 gezeigt.
Die Verbindung war bis zum dritten Tag vollständig abgebaut.

BEISPIEL 9 (Abbaumechanismus jeder halogenierten organischen Säure unter Anwendung von Renobacter-sp.-Stamm AC)

Ein Milliliter derselben Kulturbouillon, wie sie in BEISPIEL 1 verwendet wurde, wurde jeweils in 50 ml desselben Kulturmediums, das Dichloressigsäure, Chloressigsäure, Trichloressigsäure, Bromessigsäure, 2-Chlorpropionsäure, 3-Chlorpropionsäure oder 2,2- Dichlorpropionsäure jeweils in derselben Konzentration wie in Beispielen 1 bis 4 enthielt, eingeimpft und unter Schütteln bei 30ºC kultiviert. Zu einem geeigneten Zeitpunkt, als die Hälfte der Verbindung abgebaut war, wurde 1 ml von jeder Reaktionsflüssigkeit gesammelt; die Zellen wurden durch Zentrifugieren entfernt, und der pH wurde mit verdünnter Schwefelsäure auf 2 oder weniger eingestellt. Dann wurde die Probe in ein HPLC-Gerät eingeführt, um die Zwischenprodukte des Abbaus zu analysieren. Als Ergebnis wurde bestätigt, dass die folgenden Zwischenprodukte gebildet wurden: Glyoxylsäure aus Dichloressigsäure, Glykolsäure aus Chloressigsäure, Trichloressigsäure und Bromessigsäure, Milchsäure aus 2-Chlorpropionsäure und Brenztraubensäure aus 2,2-Dichlorpropionsäure (kein Zwischenprodukt aus 3- Chlorpropionsäure), wodurch klar gezeigt wurde, dass der Abbau jeder halogenierten organischen Säure durch Renobacter-sp.-Stamm AC auf die Wirkung von Dehalogenase, einem hydrolytischen Dehalogenierungsenzym, zurückzuführen war. Es wurde bestätigt, dass alle vorstehend erwähnten Zwischenprodukte nachher vollständig abgebaut wurden.

Beispiele 10 bis 13 und Vergleichsbeispiele 1 bis 3

M9-Medium, das in Beispielen 10 bis 13 und Vergleichsbeispielen 1 bis 3 verwendet wird, hat die folgende Zusammensetzung.
Zusammensetzung von M9-Kulturmedium (pro ein Liter)
Na&sub2;HPO&sub4; 6,2 g
KH&sub2;PO&sub4; 3,0 g
NaCl 0,5 g
NH&sub4;Cl 1,0 g
Wasser auf 1 Liter (PH 7,0)
Alle Messungen der TCE-Konzentration erfolgten durch Headspace- Gaschromatographie. Im einzelnen wurden 5 ml M9-Medium, das eine bestimmte Konzentration von TCE enthielt, und 100 ul Zellsuspension in eine 20-ml-Serumflasche eingefüllt, und dann wurde die Flasche mit einem Gummistopfen und einem Aluminiumdeckel verschlossen und für eine bestimmte Zeit unter Schütteln bei 30ºC bebrütet; dann wurden 0,1 ml der Gasphase gesammelt und durch Gaschromatographie gemessen. Auch in den Beispielen, bei denen Erdboden verwendet wurde, erfolgte die Messung der TCE- Konzentration nach dem vorstehend beschriebenen Verfahren. Dichloressigsäure wurde folgendermaßen ermittelt: Die Reaktionsmischung wurde mit verdünnter Schwefelsäure auf pH 2 oder weniger eingestellt und zentrifugiert. Der Überstand wurde mit Diethylether und Ethylacetat extrahiert, und der Extrakt wurde unter Anwendung eines Rotationsverdampfers zur Trockne eingedampft; der erhaltene Feststoff wurde in vollentsalztem Wasser wieder aufgelöst. Die Lösung wurde in ein Hochleistungsflüssigchromatographie-Gerät (HPLC-Gerät) mit einem Elutionsmittel aus wässriger 0,01 n Schwefelsäure/Acetonitril = 95/5 (Vol./Vol.) eingeführt. Durch GC/MS wurde bestätigt, dass der Peak des Eluats, der bei der Retentionszeit beobachtet wurde, die der Standard-Dichloressigsäure bei HPLC entspricht, Dichloressigsäure entsprach. Auch in den Beispielen, bei denen Erdboden verwendet wurde, wurde die Messung von Dichloressigsäure in derselben Weise wie vorstehend beschrieben durchgeführt, außer dass der Erdboden direkt mit Diethylether und Ethylacetat extrahiert wurde.
In den folgenden Beispielen 10 bis 13 und Vergleichsbeispielen 1 bis 3 wurden zusätzlich zu dem vorstehend erwähnten Renobacter- sp.-Stamm AC (FERM P - 14641) Pseudomonas-cepacia-Stamm KK01 (FERM BP - 4235) und Corynebacterium-sp.-Stamm J1 (FERM BP - 5102) angewendet.
Die drei vorstehend erwähnten Mikroorganismenspezies sind bei der folgenden Internationalen Hinterlegungsbehörde hinterlegt worden. Name: National Institute of Bioscience and Human- Technology, Agency of Industrial Science and Technology; Adresse: 1-1, Higashi, 1-chome, Tsukuba-shi, Ibaraki-ken, Japan.
Es ist klar, dass die TCE abbauenden Stämme KK01 und J1 Oxygenase haben, weil sie als Zwischenprodukt des Phenolabbaus 2-Hydroxymuconsäuresemialdehyd erzeugen, das bei 375 nm eine maximale Absorption zeigt. Es ist bestätigt worden, dass diese Oxygenase am Abbau von TCE beteiligt ist.
Anhand der vorstehenden Beispiele 1 bis 9 ist auch bestätigt worden, dass der Abbau von Dichloressigsäure durch den Stamm AC auf die Wirkung von Dehalogenase, einem hydrolytischen Dehalogenierungsenzym, zurückzuführen war.

BEISPIEL 10 (Abbau von TCE und Dichloressigsäure unter Anwendung eines Mischkultursystems von Stamm KK01 und Stamm AC)

Eine auf einem Agarmedium vermehrte Kolonie von Stamm AC wurde in 100 ml M9-Medium, das 0,1% Hefeextrakt enthielt und in einen 200-ml-Sakaguchikolben eingefüllt war, eingeimpft und unter Schütteln 48 Stunden lang bei 30ºC kultiviert. Dann wurde eine Kolonie von Stamm KK01 auf einem Agarmedium in 100 ml M9-Medium, das 0,1% Hefeextrakt und 200 ppm Phenol enthielt und in einen anderen 200-ml-Sakaguchikolben eingefüllt war, eingeimpft und unter Schütteln 18 Stunden lang bei 30ºC kultiviert.
Dann wurden die beiden Zellarten gesammelt, und 100 ul wurden zu 5 ml M9-Medium, das 10 ppm TCE enthielt und in ein Glasfläschchen eingefüllt war, hinzugegeben, wobei die Zelldichte jeder Zellart (6 bis 8) · 10&sup8; Zellen/ml betrug. Das Glasfläschchen wurde mit einem Gummistopfen und einem Aluminiumdeckel verschlossen, und die Zellen wurden unter Schütteln bei 30ºC kultiviert. Messungen der TCE-Konzentration erfolgten alle 6 Stunden in derselben Weise wie vorstehend erwähnt. Gleichzeitig wurde eine Suspension der zwei vorstehend erwähnten Stämme zu 1 Liter M9-Medium, das 10 ppm TCE enthielt und in einen Sakaguchikolben eingefüllt war, hinzugegeben, wobei die Zelldichte (6 bis 8) · 10&sup8; Zellen/ml betrug, und die Zellen wurden unter Schütteln bei 30ºC kultiviert. Die Dichloressigsäurekonzentra tion wurde alle 6 Stunden in derselben Weise wie vorstehend erwähnt ermittelt.
Die Ergebnisse sind in Fig. 11 gezeigt. Die Dichloressigsäurekonzentration wird als Konzentration in der ursprünglichen Kultur ausgedrückt. In Fig. 11 zeigt (1) die Restkonzentration von TCE und zeigt (2) die Restkonzentration von Dichloressigsäure.
Es wurde gezeigt, dass der Abbau von TCE, das innerhalb von 16 Stunden vollständig abgebaut war, von der Bildung von Dichloressigsäure begleitet war, die innerhalb von 36 Stunden vollständig abgebaut war.

VERGLEICHSBEISPIEL 1 (Abbau von TCE unter Anwendung von Stamm KK01 und Bildung von Dichloressigsäure)

Die Konzentrationen von TCE und Dichloressigsäure wurden in derselben Weise wie in BEISPIEL 10 gemessen, außer dass nur Stamm KK01 angewendet wurde.
Die Ergebnisse sind in Fig. 12 gezeigt. In Fig. 12 zeigt die Zahl (1) die Restkonzentration von TCE und zeigt die Zahl (2) die Restkonzentration von Dichloressigsäure.
Es wurde gezeigt, dass die Abbaugeschwindigkeit von TCE etwas höher war als bei einem Mischsystem von Stamm AC und Stamm KK01, dass jedoch etwa 700 ppb Dichloressigsäure zurückblieben, die nicht abgebaut wurden.

BEISPIEL 11 (Abbau von TCE und Dichloressigsäure in einem Mischkultursystem von Stamm J1 und Stamm AC)

Stamm J1 und Stamm AC wurde in derselben Weise wie in BETSPIEL 10 eingeimpft, und die Konzentrationen von TCE und Dichloressigsäure wurden gemessen. Die Ergebnisse sind in Fig. 13 gezeigt. In Fig. 13 zeigt die Zahl (1) die Restkonzentration von TCE und zeigt die Zahl (2) die Restkonzentration von Dichloressigsäure.
Der Abbau von TCE, das innerhalb von 16 Stunden vollständig abgebaut war, war von der Bildung von Dichloressigsäure begleitet, die innerhalb von 30 Stunden vollständig abgebaut war.

VERGLEICHSBEISPIEL 2 (Abbau von TCE unter Anwendung von Stamm J1 und Bildung von Dichloressigsäure)

Die Konzentrationen von TCE und Dichloressigsäure wurden in derselben Weise wie in BEISPIEL 10 gemessen, außer dass nur Stamm J1 angewendet wurde.
Die Ergebnisse sind in Fig. 14 gezeigt. In Fig. 14 zeigt die Zahl (1) die Restkonzentration von TCE und zeigt die Zahl (2) die Restkonzentration von Dichloressigsäure.
Es wurde gezeigt, dass die Abbaugeschwindigkeit von TCE etwas höher war als bei einem Mischsystem von Stamm AC und Stamm J1, dass jedoch etwa 350 ppb Dichloressigsäure zurückblieben, die nicht abgebaut wurden.

BEISPIEL 12 (Abbau von TCE und Dichloressigsäure in Erdboden in einem Mischkultursystem von Stamm J1 und Stamm AC)

Fünf Gramm luftgetrockneter, brauner Waldboden, der auf dem Gebiet der Stadt Atsugi, Präfektur Kanagawa (Japan) gesammelt worden war, wurden in eine 20-ml-Serumflasche eingefüllt, und 1 ml einer wässrigen TCE-Lösung wurde dazugegeben, so dass eine TCE- Konzentration von 10 mg TCE/kg feuchter Erdboden erhalten wurde. Dann wurden die in BEISPIEL 11 hergestellten Zellsuspensionen von Stamm J1 und Stamm AC in den Erdboden eingeimpft, so dass die Zelldichte jeder Zellart (6 bis 8) · 10&sup8; Zellen/ g feuchter Erdboden betrug, und die Flasche wurde mit einem Aluminiumdeckel verschlossen und bei 30ºC bebrütet. Die tägliche Änderung der TCE-Konzentration wurde in derselben Weise wie vorstehend erwähnt ermittelt. Gleichzeitig wurden 10 ml einer wässrigen TCE-Lösung zu 50 g luftgetrocknetem, braunem Waldboden, der auf dem Gebiet der Stadt Atsugi, Präfektur Kanagawa (Japan) gesammelt worden war, hinzugegeben, so dass eine TCE-Konzentration von 10 mg TCE/kg feuchter Erdboden erhalten wurde. Dann wurden die in BEISPIEL 11 hergestellten Zellen von Stamm J1 und Stamm AC in den Erdboden eingeimpft, so dass die Zelldichte jeder Zellart (6 bis 8) · 10&sup8; Zellen/g feuchter Erdboden betrug, und der Erdboden wurde in einer 100-ml-Serumflasche mit einem Schraubdeckel, der mit einer Teflonauskleidung ausgekleidet war, bei 30ºC bebrütet. Alle 24 Stunden wurde ein Gramm des Erdbodens entnommen und eine Stunde lang in 5 ml einer wässrigen 0,01 n Schwefelsäure gerührt, und dann wurde der Erdboden durch Zentrifugieren und Filtrieren entfernt, und die erhaltene Flüssigkeit wurde mit verdünnter Schwefelsäure auf pH 2 oder weniger eingestellt und in ein HPLC-Gerät eingeführt. Auf diese Weise wurde die tägliche Abnahme von Dichloressigsäure gemessen. Die Ergebnisse sind in Fig. 15 gezeigt. In Fig. 15 zeigt die Zahl (1) die Restkonzentration von TCE und zeigt die Zahl (2) die Restkonzentration von Dichloressigsäure.
Es wurde gezeigt, dass die Konzentration von Dichloressigsäure am ersten Tag zeitweilig zunahm, während TCE abgebaut wurde, jedoch begann Dichloressigsäure danach einen Abbau zu erfahren, und am vierten Tag waren TCE und Dichloressigsäure vollständig abgebaut.

VERGLEICHSBEISPIEL 3 (Abbau von TCE in Erdboden unter Anwendung von Stamm J1 und Bildung von Dichloressigsäure)

Die Konzentrationen von TCE und Dichloressigsäure wurden in derselben Weise wie in BEISPIEL 12 gemessen, außer dass nur Stamm J1 angewendet wurde. Die Ergebnisse sind in Fig. 16 gezeigt. In Fig. 16 zeigt die Zahl (1) die Restkonzentration von TCE und zeigt die Zahl (2) die Restkonzentration von Dichloressigsäure.
Es wurde gezeigt, dass die Abbaugeschwindigkeit von TCE etwas höher war als bei einem Mischsystem von Stamm AC und Stamm J1, jedoch blieb Dichloressigsäure, die nicht abgebaut worden war, in einer Menge von etwa 230 ug/kg feuchter Erdboden zurück.
Wie vorstehend beschrieben wurde, werden durch die vorliegende Erfindung ein neuer Mikroorganismenstamm, der fähig ist, halogenierte organische Säuren abzubauen, und ein Verfahren zum Abbau von halogenierten organischen Säuren, der eines der gegenwärtigen Probleme ist, bereitgestellt, so dass eine wirksame mikrobielle Behandlung der flüssigen Abfälle, die halogenierte organische Säuren enthalten, sowie des Erdbodens, der mit halogenierten organischen Säuren verschmutzt ist, ermöglicht wird.
Ferner können gemäß der vorliegenden Erfindung aliphatische chlororganische Verbindungen, vor allem Trichlorethylen, im wesentlichen vollständig zu Substanzen, die ursprünglich in der Natur vorkommen, abgebaut werden, und Erdboden, der mit aliphatischen chlororganischen Verbindungen verschmutzt ist, kann gut saniert werden.

Claims

1. Biologisch reine Kultur des Mikroorganismus Renobacter sp. AC (FERM BP-5353) oder einer Mutante davon.

2. Verfahren zum biologischen Abbau einer halogenierten organischen Säure, bei dem die halogenierte organische Säure mit dem in Anspruch 1 definierten Mikroorganismus in Kontakt gebracht wird.

3. Verfahren nach Anspruch 2, bei dem

Renobacter sp. Stamm AC (FERM BP-5353), der eine aktive Dehalogenase hat, mit der halogenierten organischen Säure kultiviert wird und

die halogenierte organische Säure einer Dehalogenierung und einem Abbau der halogenierten organischen Säure mit der Dehalogenase unterzogen wird.

4. Verfahren zur Sanierung einer mit einer halogenierten organischen Säure verschmutzten Umgebung, bei dem

Renobacter sp. Stamm AC (FERM BP-5353), der eine aktive Dehalogenase hat, unter aeroben Bedingungen in die Umgebung eingeimpft wird;

die halogenierte organische Säure dehalogeniert wird und

die halogenierte organische Säure abgebaut wird.

5. Verfahren nach Anspruch 4, bei dem die mit der halogenierten organischen Säure verschmutzte Umgebung Erdboden oder ein wässriges Medium wie z. B. Grundwasser oder Abwasser ist.

6. Verfahren zur Sanierung einer mit einer aliphatischen chlororganischen Verbindung verunreinigten Umgebung, bei dem die Umgebung mit einem ersten Mikroorganismus und einem zweiten Mikroorganismus, die voneinander verschieden sind, in Kontakt gebracht wird, wobei der erste Mikroorganismus fähig ist, in die aliphatische chlororganische Verbindung ein Sauerstoffatom einzuführen, um die aliphatische chlororganische Verbindung in ein Epoxid davon umzuwandeln, und der zweite Mikroorganismus fähig ist, eine halogenierte organische Säure zu natürlich vorkommenden Substanzen abzubauen, wobei der zweite Mikroorganismus der in Anspruch 1 definierte Mikroorganismus ist.

7. Verfahren nach Anspruch 6, bei dem der erste Mikroorganismus Pseudomonas cepacia Stamm KK01 (FERM BP-4235) ist, der eine Oxygenaseaktivität exprimiert.

8. Verfahren nach Anspruch 6, bei dem der erste Mikroorganismus Corynebacterium sp. Stamm J1 (FERM BP-5102) ist, der eine Oxygenaseaktivität exprimiert.

9. Verfahren nach Anspruch 6, bei dem die aliphatische chlororganische Verbindung Trichlorethylen ist.

10. Verfahren nach einem der Ansprüche 2 bis 9, bei dem die halogenierte organische Säure mindestens eine von einer halogenierten Essigsäure und einer halogenierten Propionsäure ist.

11. Verfahren nach Anspruch 10, bei dem die halogenierte Essigsäure mindestens eine von Chloressigsäure, Dichloressigsäure, Trichloressigsäure und Bromessigsäure ist.

12. Verfahren nach Anspruch 10, bei dem die halogenierte Propionsäure mindestens eine von Chlorpropionsäure und Dichlorpropionsäure ist.