WO2012025657A1 - DEGRADACIÓN BIOLÓGICA DE OCRATOXINA A EN OCRATOXINA α - Google Patents
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Definitions
- the present invention relates to the use of a microorganism of the genus Brevibacterium for the biological degradation of ocratoxin A, preferably the microorganism is Brevibacterium casei, Brevibacterium linens, Brevibacterium iodinum or Brevibacterium epidermidis. Furthermore, the present invention relates to a method for the production of ochratoxin a, by the use of said microorganism.
- Mycotoxins are secondary metabolites produced by numerous species of molds, mainly belonging to the genera Penicillium, Aspergillus and Fusarium. Currently, more than 300 mycotoxins are known, including aflatoxins, ochratoxins, trichothecenes, fumonisins, zearalenone, citrinin and patulin, among others. Although the acute and subacute toxicity of some mycotoxins is well known, the effects of long-term ingestion are more worrying, since small amounts ingested with food continuously accumulate in the body and can produce, in some cases, mutagenic effects and carcinogens (Mart ⁇ n et al., 1990. Journal of Agrochemistry and Food Technology, 30: 315-332).
- Ochratoxins are a group of mycotoxins produced on different substrates by some species of fungi, among which the Aspergillus and Penicillium genera stand out. Although there are several types of ochratoxins, ochratoxin A (OTA) is the most toxic. Because these molds are capable of growing in a wide variety of foods, OTA can be found in meat and dairy products, cocoa, fruits, cereals, coffee, olive oil, nuts, spices, baby foods and fermented products such as wine and beer among others, in conditions of very variable humidity, pH and temperature (Engelhardt G. et al., 1999. Adv. Food Sci. 21, page 88-92; Romani S., et al., 2000. Journal of Agricultural and Food Chemistry 48, p. 3616-3619).
- OTA is an isocumarin derivative that has an L- ⁇ -phenylalanine linked by the carboxyl group. Chemically it is N - [(5-chloro-3,4-dihydro-8-hydroxy-3-methyl-1-oxo-1 H-2-benzopyran-7-yl) carbonyl] -L-phenylalanine, a chlorinated dihydrocoumarin bound through a carboxyl group by an amide bond to an Lp-phenylalanine molecule.
- Ochratoxin B Ochratoxin B
- Ochratoxin C Ochratoxin C
- OTA ester Ochratoxin ⁇ ( ⁇ ) and Ochratoxin ⁇ ( ⁇ )
- hydrolysis products of OTA and OTB respectively, which do not possess the phenylalanine molecule and are not considered toxic (Pavón et al., 2007. RCCV Vol. 1 (2)).
- ochratoxins, and in particular ochratoxin A have received special attention, due to their high toxicological power.
- Ochratoxin A which has a marked nephrotoxic character, has been linked to serious diseases, such as "endemic Balkan nephropathy” or urinary tract tumors in people and "porcine spontaneous nephropathy” or “avian nephropathy” in animals.
- diseases such as "endemic Balkan nephropathy” or urinary tract tumors in people and "porcine spontaneous nephropathy” or “avian nephropathy” in animals.
- studies with animals and human cell lines have revealed their carcinogenic, genotoxic, immunotoxic, hepatotoxic, neurotoxic and teratogenic properties (Kuiper-Goodman, T. 1996. Food Addit. Contam. 13, p. 53-57 ) and has been detected in human blood after consumption of food contaminated with it (Petkova-Bocharova, T. et al., 1988. Food Addit.Contam. 5, p. 299-301).
- a maximum ocratoxin A content is established for the first time and on a temporary basis for spices and licorice, which enters into force this July and will be stricter as of 2012.
- the maximum concentration of 30 g / kg is established from 1 .7.2010 until 30.6.2012, and of 15 Mg / kg from 1 .7.2012.
- the spices considered are: Capsicum spp. (dried fruits of this genus, whole or powdered, including chili peppers, chili powder, cayenne and paprika), Piper spp. (fruits, including black and white pepper), Myristica fragrans (nutmeg), Zingiber officinale (ginger), Turmeric longa (turmeric), and spice mixtures containing one or more of the aforementioned spices.
- Rhodococcus strains are capable of degrading a wide variety of organic compounds, such as Rhodococcus erythropolis, which has recently been seen to degrade aflatoxin B1, a mycotoxin structurally different from OTA.
- Rhodococcus erythropolis which has recently been seen to degrade aflatoxin B1, a mycotoxin structurally different from OTA.
- the present invention relates to the use of a microorganism belonging to the genus Brevibacterium for the biological degradation of ocratoxin A.
- the present invention relates to the use of said microorganism for the production of ochratoxin ⁇ which is derived from the biological degradation of ocratoxin A.
- This microorganism can be used for degradation Biological of Ochratoxin A in food products.
- the present invention provides a method for the biological degradation of ocratoxin A by Brevibacterium generating OTa, a non-toxic product for ruminants (Kiessling et al., 1984. Applied and environmental microbiology, 47 (5): 1070-1073) or in other mammals (Application for the Approval of the use REGENASURE® Non-Shellfish Glucosamine Hydrochioride from Aspergillus niger (RGHAN), for use in Certain Foods Products under Regulation (EC) No 258/97 for the European Parliament and of the Council of 27 January 1997 concerning i ng novel foods and novel food ingredients FINAL NON- CONFIDENTIAL 4 August, 2006).
- the Brevibacterium genus is included among Actinobacteria, Gram positive bacteria that although it includes species isolated from the soil, most species of this genus have been isolated from milk and cheeses, such as, but not limited to, B. linens, B. casei and B. iodinum which are used in the food industry for applications such as aroma formation, surface coloration and maturation of various types of cheese.
- the present invention describes a suitable method for the degradation of ochratoxin A in food products so that it is not alter the characteristics of the food from both the organoleptic and nutritional point of view. It has also been proven that the degradation of this mycotoxin through the use of Brevibacterium results in the synthesis of ochratoxin a. Therefore, the present invention provides a method for the biological detoxification of OTA and the synthesis of OTa in foods by using microorganisms of the genus Brevibacterium.
- a solution to the problem of the degradation of ochratoxin A in food products by a biological method, respectful of the organoleptic and nutritional characteristics of the food, based on the use of a belonging microorganism is provided to the genus Brevibacterium, widely used in the food industry of cheese, a microorganism that has not been related to the degradation of Ocratoxin so far.
- a first aspect of the present invention relates to the use of a microorganism belonging to the genus Brevibacterium for the biological degradation of ocratoxin A.
- the microorganism is selected, but not limited to, from the list preferably comprising microorganisms of the species Brevibacterium casei, Brevibacterium linens, Brevibacterium iodinum or Brevibacterium epidermidis.
- microorganism of the present invention or “microorganism of the invention” is used.
- biological degradation refers to the transformation of a complex substance into another of a simpler structure by means of microorganisms.
- biological degradation refers to the transformation of ochratoxin A by means of a microorganism of the invention.
- Ochratoxin transformation A results in the appearance of other substances, such as, but not limited to, ocratoxin a.
- Ochratoxin A can be present in many types of substrate such as, but not limited to, a food product, where said food product is preferably a cereal or a spice.
- Another aspect of the present invention relates to the use of the microorganism of the invention, where biological degradation takes place in at least one food product.
- food product refers to all those substances or products of any nature, solid or liquid, natural or processed which, due to their characteristics, applications, components, preparation and conservation status they are likely to be habitual and ideally used for normal human or animal nutrition, as fruitive or as dietary products, in special cases of food.
- non-harmful materials in absolute or relative sense, that, without nutritional value, can be used in food, both human and animal.
- the food product is intended for human consumption or animal consumption, and because the highest ocratoxin contents are found in cereals, preferably, the food product is a cereal or a spice obtained from the plant that is Select from the list that includes, but is not limited to, Capsicum spp., Piper spp., Myristica fragrans, Zingiber officinale (ginger), Turmeric longa (turmeric), or any mixture thereof.
- the food product can be licorice.
- another aspect of the present invention relates to the use of at least one molecule with biological activity produced by the microorganism of the invention, for the biological degradation of OTA
- the molecule with biological activity according to the above aspect is a protein capable of degrading OTA in at least OTa.
- This protein is preferably an enzyme with carboxypeptidase activity.
- molecule of the present invention can be used, "molecule of the invention", “protein of the present invention” or “protein of the invention”.
- molecule of the invention can be used, "molecule of the invention", “protein of the present invention” or "protein of the invention”.
- peptidases 6 are carboxypeptidases whose amino acid sequences are defined by SEQ ID NO: 1, SEQ ID NO: 2, SEQ ID NO: 3, SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 5 and SEQ ID NO: 6.
- the enzyme with carboxypeptidase activity as described in the previous paragraph may possess an amino acid sequence that is selected, but not limited , from the list comprising: SEQ ID NO: 1, SEQ ID NO: 2, SEQ ID NO: 3, SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 5 or SEQ ID NO: 6.
- Another aspect of the present invention relates to the use of a composition comprising the microorganism of the invention and / or the molecule of the invention for the biological degradation of ocratoxin A.
- a composition comprising the microorganism of the invention and / or the molecule of the invention for the biological degradation of ocratoxin A.
- another aspect refers to the use of the microorganism of the invention, the molecule of the invention, or the composition comprising the microorganism of the invention or comprising the molecule of the invention , or the use of any of the combinations of the above products, for the production of OTa that comes from the biological degradation of ochratoxin A.
- first method of the invention comprising: a. use at least one bacterium belonging to the genus Brevibacterium,
- step (b) contacting the bacteria in step (a) with an aqueous solution and, c. contact the product obtained in step (b) with ocratoxin
- the aqueous solution of step (b) allows the survival of the bacteria used in step (a) belonging to the genus Brevibacterium.
- the biological degradation of OTA produces OTa.
- the product in step (c) is contacted with a food product containing ochratoxin A, that is, in step (c) the product obtained in step ( b) with OTA through a food product that contains this mycotoxin.
- the product of step (c) is contacted with the food product by fogging.
- the product obtained in step (c) is incubated at a temperature between 10 and 50 ° C for a time between 1 hour and 20 days.
- Another aspect of the present invention relates to the method for the biological degradation of OTA, hereinafter "second method of the invention” comprising: a. use at least one molecule with biological activity or molecule of the invention, isolated from a bacterium belonging to the genus Brevibacterium,
- step (b) contacting the molecule with biological activity obtained in step (a) with ochratoxin A, and
- step (b) incubate the product obtained in step (b) at a temperature between 10 and 50 ° C for a time between 30 minutes and 30 days.
- the biological degradation of OTA according to the second method of the invention produces ochratoxin a.
- the molecule in step (b) is contacted with a food product containing OTA, that is, in step (b) the molecule obtained in step is contacted (a) with OTA through a food product that contains this mycotoxin.
- FIG. 2 UV / VIS spectra (ultraviolet / visible) of OTa, in the supernatant of B. casei RM101 grown in basal saline medium without carbon source but with OTA (40 mg / L).
- FIG. 3 OTa mass spectrum in the B. casei RM101 supernatant grown in basal saline medium without carbon source but with OTA (40 mg / L).
- the abundance of ions is represented on the ordinate axis and on the abscissa axis the mass / charge number ratio (m / z) is represented.
- the invention will now be illustrated by a series of tests carried out by the inventors, which show the high efficacy of microorganisms belonging to the Brevibacterium genus to transform OTA mycotoxin into OTa. It shows how OTA is completely degraded by Brevibacterium and how this degradation results in the synthesis of OTa. In addition, due to the increasing use of these microorganisms in the food industry, they are highly recommended for use in OTA degradation on foods potentially contaminated with this mycotoxin.
- EXAMPLE 1 Detection of the ability to degrade OTA having different strains of Pseudomonas, Rhodococcus and Brevibacterium. Because soil bacteria are capable of transforming a wide variety of aromatic compounds, several species of Actinobacteria and Pseudomonas were initially grown in synthetic liquid culture media such as BSM (Basal Saline) in the presence of OTA (10 Mg / L) . eleven. Bacterial strains used and culture of bacteria.
- Rhodococcus erythropolis CECT 3008 Rhodococcus eryhtropolis IGTS8
- DSMZ 291 Rhodococcus erythropolis CECT 3008
- DSMZ 43060 Rhodococcus erythropolis CECT 3008
- the OTA in solid form was purchased from Sigma (Sigma-Aldrich) and diluted in 99% methanol under sterile conditions to obtain a stock solution of 500 g / mL.
- a standard solution of OTa (1.1.9 Mg / mL) was also purchased from LGC Standards (Germany) which was diluted 1: 2 in acetonitrile to obtain a standard solution of 5.9 g / mL. 1 .3.
- OTA degradation test was also purchased from Sigma (Sigma-Aldrich) and diluted in 99% methanol under sterile conditions to obtain a stock solution of 500 g / mL.
- a standard solution of OTa (1.1.9 Mg / mL) was also purchased from LGC Standards (Germany) which was diluted 1: 2 in acetonitrile to obtain a standard solution of 5.9 g / mL. 1 .3.
- OTA degradation test was also purchased from Sigma (Sigma-Aldrich) and diluted
- the cells were separated from the supernatants by centrifugation at 3000 x g for 10 min at 4 ° C and the latter analyzed by HPLC. In the case of Brevibacterium, the settled cells were stored at -80 ° C for successive analyzes. Controls of the BSM medium with OTA and without bacteria were also prepared.
- He Detection limit for OTA under these conditions was 0.02 [ig / L.
- the OTA standard was injected at two concentrations: 20 and 50 ⁇ g / L and the OTa standard was injected at a concentration of 5.9 mg / L.
- the samples, diluted in eluent A: B, were injected directly for analysis by HPLC.
- the settled Brevibacterium cells were resuspended twice in 2 mL of absolute methanol for 1 h. to extract the OTA. After centrifuging at 3,000 x g for 15 min at 20 ° C, the supernatants were separated, collected in 5 mL vials and evaporated to dryness by nitrogen. To determine the concentration of OTA, the dry residues were dissolved in the mobile phase of HPLC at the time of the chromatographic analysis.
- a Hewlett-Packard series 1 100 MSD chromatograph (Palo Alto, CA) coupled to a quadrupole mass detector with an electrospray ionization interface (ESI) was used to perform the test using mass spectrometry.
- the separation was carried out by direct injection.
- the ESI parameters used were: flow of N2 at 10 L / min, temperature of N2 330 ° C; nebulizer pressure, 40 psi; capillary voltage, 4000 V.
- the ESI was operated in a negative mode, using a mass range between m / z 100 and 800, using a variable gradient in the fragmentation voltage.
- Table 1 shows the results obtained from the species of Actinobacteria and Pseudomonas analyzed, capable of transforming a wide variety of aromatic compounds.
- Rhodococcus erythropolis IGTS8 (A) 9.50
- Table 1 shows the decrease in ochratoxin A (OTA) in BSM medium by some species of Actinobacteria and Pseudomonas.
- the decrease in the OTA concentration observed is 8-25% when analyzing crop supernatants in the Rhodococcus erythropolis and Pseudomonas putida strains. The little decrease observed seems to indicate that these bacteria do not have an OTA degradation mechanism and that OTA is probably adsorbed on the surface of the cells, similar to that described for lactic bacteria (Del Prete V. et al., 2007 Journal of food protection, 70 (9), page 2155-2160) and yeasts (Cecchini F. et al., 2006. Food Microbiol. 23, page 41 1-417.).
- the chromatographic analyzes by HPLC do not show the presence of OTA degradation products. In the case of the strain of Brevibacterium casei RM101, the OTA disappeared completely from the culture supernatants.
- EXAMPLE 2 Degradation of OTA by Brevibacterium.
- OTA ( ⁇ ig / ⁇ -) to be determined in the supernatants of three independent crops; nd: not detected; T : strain type.
- OTA degradation assays indicate a total disappearance of the toxin in all strains of the different Brevibacterium species analyzed.
- the OTA added to the medium at a concentration of 40 ⁇ g / L was not detected by HPLC in any of the culture supernatants (Table 2).
- the presence of OTA was neither detected in the sedimented cells, nor in the washing solutions.
- the genus Brevibacterium groups a heterogeneous group of nine coryneform species which are capable of degrading insecticides (DTT, DDE, etc.), as well as producing extracellular proteases. These bacteria can be found in different habitats including soil, poultry, fish, human skin and food.
- EXAMPLE 3 Mechanism of degradation of OTA by Brevibacterium.
- Strains B. casei RM101 and B. linens DSM 20425 T were used to check the ability of these strains to degrade OTA at a higher concentration (40 mg / L), 1000 times higher than the concentration used in the previous test, and to check the ability of these strains to use OTA as the sole source of carbon.
- the strains were grown in BSM medium in which glycerol (0.2%) and OTA (40 mg / L) were or were not present and thus study the possible use of OTA as the only carbon source. Degradation tests were performed as described in example 1.
- the analysis of the chromatograms corresponding to the crop supernatants indicates the absence of the peak corresponding to OTA and the appearance in the elution profile of a new peak with a different retention time and spectrum ( Figure 1).
- the amide bond present in the OTA can be enzymatically hydrolyzed by a CPA with the consequent production of L-phenylalanine and OTa.
- the UVA / IS spectrum of the generated compound ( Figure 2) is identical to that presented by the standard corresponding to OTa.
- Table 3 shows the concentration of OTa recovered from crop supernatants.
- the two strains studied, B. casei RM101 and B. linens DSM 20425 T produce equivalent amounts of OTa regardless of whether the BMS medium contains glycerol or not.
- the detected amounts of OTa correspond to the theoretical concentration produced from the complete hydrolysis of the OTA added to the medium.
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Abstract
La presente invención se refiere al uso de un microorganismo del género Brevibacterium para la degradación biológica de ocratoxina A, preferiblemente el microorganismo es Brevibacterium casei, Brevibacterium linens, Brevibacterium iodinum o Brevibacterium epidermidis. Además, la presente invención se refiere a un método para la producción de ocratoxina a, mediante el uso de dicho microorganismo.
Description
Degradación biológica de ocratoxina A en ocratoxina α
La presente invención se refiere al uso de un microorganismo del género Brevibacterium para la degradación biológica de ocratoxina A, preferiblemente el microorganismo es Brevibacterium casei, Brevibacterium linens, Brevibacterium iodinum o Brevibacterium epidermidis. Además, la presente invención se refiere a un método para la producción de ocratoxina a, mediante el uso de dicho microorganismo. ESTADO DE LA TÉCNICA ANTERIOR
Las micotoxinas son metabolitos secundarios producidos por numerosas especies de mohos, principalmente pertenecientes a los géneros Penicillium, Aspergillus y Fusarium. Actualmente se conocen más de 300 micotoxinas, entre las que se incluyen las aflatoxinas, ocratoxinas, tricotecenos, fumonisinas, zearalenona, citrinina y patulina entre otras. Aunque la toxicidad aguda y subaguda de algunas micotoxinas es bien conocida, preocupan más los efectos de su ingestión a largo plazo, puesto que las pequeñas cantidades ingeridas con los alimentos de forma continuada se acumulan en el organismo pudiendo producir, en algunos casos, efectos mutagénicos y cancerígenos (Martín et al., 1990. Revista de Agroquímica y Tecnología de los Alimentos, 30: 315-332).
Las ocratoxinas son un grupo de micotoxinas producidas sobre diferentes sustratos por algunas especies de hongos, entre las cuales destacan los géneros Aspergillus y Penicillium. Aunque existen varios tipos de ocratoxinas, la ocratoxina A (OTA) es la más tóxica. Debido a que estos mohos son capaces de crecer en una amplia variedad de alimentos, la OTA puede encontrarse en productos cárnicos y lácteos, cacao, frutas, cereales, café, aceite de oliva, frutos secos, especias, alimentos infantiles y productos fermentados como el vino y la cerveza entre otros, en condiciones de humedad, pH y temperatura muy variables (Engelhardt G. et al., 1999. Adv. Food Sci. 21 , pag. 88-92;
Romani S., et al., 2000. Journal of Agricultural and Food Chemistry 48, pag. 3616-3619).
La OTA es un derivado de la isocumarina que por el grupo carboxilo presenta unida una L-β- fenilalanina. Químicamente es N-[(5-cloro-3,4-dihidro-8-hidroxi- 3-metil-1 -oxo-1 H-2-benzopirano-7-il)carbonil]-L-fenilalanina, una dihidrocumarina clorada unida a través de un grupo carboxilo por una unión amida a una molécula de L-p-fenilalanina. Otros tipos de ocratoxinas son la ocratoxina B (OTB), derivado no clorado de la OTA y menos tóxica, ocratoxina C (OTC), éster de la OTA, con un escaso potencial tóxico, ocratoxina α (ΟΤα) y ocratoxina β (ΟΤβ), productos de la hidrólisis de la OTA y OTB, respectivamente, que no poseen la molécula de fenilalanina y no se consideran tóxicos (Pavón et al., 2007. RCCV Vol. 1 (2)). En los últimos años, las ocratoxinas y en particular la ocratoxina A, han recibido una especial atención, debido a su elevado poder toxicológico. La ocratoxina A, que tiene un marcado carácter nefrotóxico, se ha relacionado con enfermedades graves, como la "nefropatía endémica de los Balcanes" o tumores en el tracto urinario en personas y la "nefropatía espontánea porcina" o la "nefropatía aviar" en los animales. Además, los estudios realizados con animales y en líneas celulares humanas han puesto de manifiesto sus propiedades carcinogénicas, genotóxicas, inmunotóxicas, hepatotóxicas, neurotóxicas y teratogénicas (Kuiper-Goodman, T. 1996. Food Addit. Contam. 13, pag. 53-57) y se ha detectado en sangre humana después del consumo de alimentos contaminados con ella (Petkova-Bocharova, T. et al., 1988. Food Addit.Contam. 5, pag. 299-301 ).
Por ello, y para garantizar la salud de los consumidores expuestos a esta micotoxina, en la Unión Europea se han fijado límites en la concentración de OTA permitida en cereales, pasas, café tostado en grano o molido, café instantáneo, vinos y mostos de uva y especias. Los límites varían de acuerdo con la materia prima, pero se encuentran en un rango de 2-10 g/kg. En el
caso de frutos secos derivados de la vid el valor permitido es de 10 g/kg y el límite para cereales no procesados es de 5 g/kg, mientras que para productos de cereales procesados destinados al consumo humano directo es de 3 g/kg. Sin embargo, se ha establecido un límite menor de 0,5 g/kg para los alimentos procesados a base de cereales cuando éstos están destinados a lactantes y a niños (European Commission Regulation (EC) No. 1881/2006 del 19 de diciembre de 2006). Por su parte, la Organización Mundial de la Salud (OMS) ha propuesto 5 g/kg como límite máximo de OTA en cereales.
A través del Reglamento UE 105/2010, se fija por primera vez y con carácter temporal para las especias y regaliz un contenido máximo de ocratoxina A, que entra en vigor este mes de julio y que será más estricto a partir de 2012. En el caso de las especias se establecen la concentración máxima de 30 g/kg desde el 1 .7.2010 hasta el 30.6.2012, y de 15 Mg/kg a partir del 1 .7.2012. Las especias consideradas son: Capsicum spp. (frutos de dicho género secos, enteros o pulverizados, con inclusión de los chiles, el chile en polvo, la cayena y el pimentón), Piper spp. (frutos, con inclusión de la pimienta blanca y negra), Myristica fragrans (nuez moscada), Zingiber officinale (jengibre), Cúrcuma longa (cúrcuma), y mezclas de especias que contengan una o más de las especias antes mencionadas.
Debido por tanto a que OTA representa un problema real en el sector alimentario por su toxicidad y alta presencia en una gran cantidad de alimentos y bebidas, resulta necesario reducir los niveles de esta micotoxina presente en los alimentos. En este contexto, se buscan métodos fiables capaces de degradar esta micotoxina.
En la industria del café, por ejemplo, se ha descrito que la descafeinización con solventes reduce significativamente los niveles de OTA (Heilmann W. et al., 1999. Eur. Food Res. Technol. 209, pag. 297-300), además, la aplicación de tratamientos con ozono se propone también como método de destoxificación de los granos contaminados con OTA (McKenzie K.S. et al., 1997. Food Chem.
Toxicol. 35, pag. 807-820). Por otra parte, en bodegas se han realizado diversos estudios para reducir la presencia de OTA en mostos de vinos y en vinos entre los que se incluyen diferentes procedimientos de descontaminación basados en la eliminación físico- química de la toxina (Castellari M. et al., 2001 . J. Agrie. Food Chem. 49, pag. 3917-3921 ; Dumeau F., y Trioné D., 2000. Rev. Fr. Oenol. 95, pag. 37-38; García-Moruno E. et al., 2005. Am. J. Enol. Vitic. 56, pag. 73-76).
La utilización de métodos físicos o químicos para la descontaminación de micotoxinas puede eliminar, además de la micotoxina, muchas sustancias importantes desde el punto de vista organoléptico o nutricional. Por ello, los métodos de degradación biológica de toxinas constituyen una estrategia muy prometedora actualmente. Respecto a la descontaminación biológica de OTA, en la literatura científica se han descrito enzimas con actividad carboxipeptidasa A (CPA), como la CPA de páncreas bovino (Sigma), capaces de degradar OTA. Estas enzimas hidrolizan el enlace amídico en la molécula de OTA con la producción de L-fenilalanina y ocratoxina α (ΟΤα) (Pitout M.J. 1969. Biochem Pharmacol 18, pag. 485-491 ).
Posteriormente se ha descrito que algunos microorganismos poseen un mecanismo de acción en la degradación de OTA similar al que llevan a cabo las enzimas CPA, como por ejemplo Phenylobacterium immobile (Wegst W. y Lingens F. 1993. FEMS Letters 17, pag. 341-344), Acinetobacter calcoaceticus, (Hwang C.A., y Draughon F.A. 1994. J. Food Prot. 57, pag. 410- 414) ó Aspergillus niger (Abrunhosa L. y Venancio A. 2007. Biotechnol. Lett. 29, pag.1909-1914). Además es conocido que algunas cepas de Rhodococcus son capaces de degradar una amplia variedad de compuestos orgánicos, como por ejemplo Rhodococcus erythropolis que recientemente se ha visto que puede degradar aflatoxina B1 , una micotoxina estructuralmente diferente a OTA. (Teniola O.D. et al., 2005. Int. J. Food Microbiol. 105, pag. 1 1 1-1 17).
Sin embargo, aunque los resultados obtenidos tienen importantes implicaciones en seguridad alimentaria, ninguno de los microorganismos mencionados en el párrafo anterior y con capacidad para degradar OTA se utilizan en la industria alimentaria.
Por tanto, a pesar de que se han descrito distintos tratamientos basados en métodos físicos, químicos y biológicos para reducir los niveles de ocratoxina A, por ahora ninguno de los tratamientos descritos se pueden utilizar para la destoxificación de OTA en alimentos.
Entre los procedimientos físico-químicos habitualmente utilizados se incluyen lavados físicos-químicos, tratamientos con materiales absorbentes, extracción con solventes, etc. Estos métodos son costosos y pueden eliminar también diversos nutrientes o compuestos importantes desde un punto de vista organoléptico. Por otra parte, actualmente no existe ningún tratamiento biológico empleado para reducir el contenido de OTA en alimentos, bebidas y piensos para animales debido a que ninguno de los microorganismos que se han descrito y con capacidad para degradar OTA están relacionados con alimentos.
Por tanto, existe una dificultad manifiesta a la hora de encontrar un método adecuado para la degradación de ocratoxina A en productos alimentarios de forma que no se alteren las características del alimento tanto desde el punto de vista organoléptico como nutricional.
DESCRIPCIÓN DE LA INVENCIÓN
La presente invención se refiere al uso de un microorganismo perteneciente al género Brevibacterium para la degradación biológica de ocratoxina A. Además, la presente invención se refiere al uso de dicho microorganismo para la producción de ocratoxina α que procede de la degradación biológica de ocratoxina A. Este microorganismo se puede utilizar para la degradación
biológica de ocratoxina A en productos alimentarios.
La presente invención provee un método para la degradación biológica de ocratoxina A mediante Brevibacterium generando OTa, un producto no tóxico para rumiantes (Kiessling et al., 1984. Applied and environmental microbiology, 47(5): 1070-1073) o en otros mamíferos (Application for the Approval of the use REGENASURE® Non-Shellfish Glucosamine Hydrochioride from Aspergillus niger (RGHAN), for use in Certain Foods Products under Regulation (EC) No 258/97 for the European Parliament and of the Council of 27 January 1997 concern i ng novel foods and novel food ingredients. FINAL NON- CONFIDENTIAL 4 August, 2006).
Es de destacar que en la presente invención se ha estudiado el potencial de diferentes cepas pertenecientes a los géneros Pseudomonas, Brevibacterium y Rhodococcus. Sin embargo, y a pesar de que todas las cepas ensayadas tienen una demostrada actividad en la degradación de compuestos orgánicos, como por ejemplo Rhodococcus erytropolis que, como se ha comentado anteriormente, es capaz de degradar aflatoxina B1 , una micotoxina estructuralmente diferente a OTA, a lo largo de la presente invención (Ejemplo 1 , Tabla 1 ) se demuestra que de las cepas ensayadas sólo las pertenecientes al género Brevibacterium son capaces de degradar OTA, siendo dicha actividad una característica común de todas las cepas pertenecientes a dicho género.
El genero Brevibacterium se incluye entre las Actinobacterias, bacterias Gram positivas que aunque incluye especies aisladas del suelo, la mayoría de las especies de este género se han aislado de leche y quesos, como por ejemplo, pero sin limitarse, B. linens, B. casei y B. iodinum las cuales se utilizan en la industria alimentaria para aplicaciones tales como la formación de aroma, la coloración de la superficie y la maduración de varios tipos de queso.
Por tanto, la presente invención describe un método adecuado para la degradación de ocratoxina A en productos alimentarios de forma que no se
alteren las características del alimento tanto desde el punto de vista organoléptico como nutricional. Además se ha comprobado que la degradación de esta micotoxina mediante la utilización de Brevibacterium da lugar a la síntesis de ocratoxina a. Por todo ello, la presente invención proporciona un método para la destoxificación biológica de OTA y la síntesis de OTa en alimentos mediante la utilización de microorganismos del género Brevibacterium.
Por tanto, mediante la presente invención se aporta al estado de la técnica una solución al problema de la degradación de ocratoxina A en productos alimentarios mediante un método biológico, respetuoso con las características organolépticas y nutricionales del alimento, basado en el uso de un microorganismo perteneciente al género Brevibacterium, ampliamente utilizado en la industria alimentaria del queso, microorganismo que no se ha relacionado con la degradación de Ocratoxina hasta el momento.
Así, un primer aspecto de la presente invención se refiere al uso de un microorganismo perteneciente al género Brevibacterium para la degradación biológica de ocratoxina A. El microorganismo se selecciona, pero sin limitarse, de la lista que comprende preferentemente microorganismos de las especies Brevibacterium casei, Brevibacterium linens, Brevibacterium iodinum o Brevibacterium epidermidis.
En adelante, para hacer referencia a cualquier microorganismo perteneciente al género Brevibacterium se emplea el término "microorganismo de la presente invención" o "microorganismo de la invención".
El término "degradación biológica" hace referencia a la transformación de una sustancia compleja en otra de estructura más sencilla por medio de microorganismos. Tal y como se utiliza en la presente descripción, el término degradación biológica hace referencia a la transformación de ocratoxina A por medio de un microorganismo de la invención. La transformación de ocratoxina
A da lugar a la aparición de otras sustancias, como por ejemplo, pero sin limitarse ocratoxina a. La ocratoxina A puede estar presente en muchos tipos de sustrato como por ejemplo pero sin limitarse, un producto alimentario, donde dicho producto alimentario es, preferentemente, un cereal o una especia.
Otro aspecto de la presente invención se refiere al uso del microorganismo de la invención, donde la degradación biológica tiene lugar en, al menos, un producto alimentario. El término "producto alimentario" tal y como se utiliza en la presente descripción, hace referencia a todas aquellas sustancias o productos de cualquier naturaleza, sólidos o líquidos, naturales o transformados que, por sus características, aplicaciones, componentes, preparación y estado de conservación son susceptibles de ser habitual e idóneamente utilizados para la normal nutrición humana o animal, como fruitivos o como productos dietéticos, en casos especiales de alimentación. Así como a todas las materias no nocivas, en sentido absoluto o relativo, que, sin valor nutritivo, puedan ser utilizadas en la alimentación, tanto humana como animal. Preferentemente, el producto alimentario está destinado al consumo humano o al consumo animal, y debido a que los contenidos más altos de ocratoxina se encuentran en los cereales, preferentemente, el producto alimentario es un cereal o una especia obtenida a partir de la planta que se selecciona de la lista que comprende, pero sin limitarse, Capsicum spp., Piper spp., Myristica fragrans, Zingiber officinale (jengibre), Cúrcuma longa (cúrcuma), o cualquiera de sus mezclas. Además, el producto alimentario puede ser regaliz.
Diferentes estudios (como por ejemplo Abrunhosa L. et al., 2002. J. Sgric. Food Chem. 50, pag. 7493-7496) demuestran que la hidrólisis enzimática de OTA con la enzima CPA da como resultado dos compuestos, uno de los cuales posee un tiempo de retención cercano al del estándar de OTa (obtenido mediante la hidrólisis ácida de OTA).
Por otro lado, en los ejemplos de la invención se puede ver que las cepas de Brevibacterium no sólo son capaces de degradar OTA completamente (ver ejemplo 2) sino que estudios más específicos con B. casei RM101 y B. linens DSM 20425T (ver ejemplo 3) indican también que ambas cepas pudieron crecer en ausencia de glicerol en un medio de cultivo que contenía OTA como única fuente de carbono. Además, las cantidades detectadas de OTa en los sobrenadantes de los cultivos en ambas cepas, se correspondían con la concentración teórica producida a partir de la hidrólisis completa de OTA añadida al medio (Ejemplo 3, Tabla 3).
Con todos estos datos se puede concluir que la hidrólisis de OTA puede dar lugar a L-fenilalanina y OTa, pero la L-fenilalanina liberada durante el proceso puede ser utilizada como fuente de carbono durante el crecimiento bacteriano corroborando que los diferentes extractos de B. linens ensayados contienen una enzima con actividad carboxipeptidasa y que, una vez ha hidrolizado el enlace amídico de la molécula de OTA produciendo OTa y L-fenilalanina, actúan otras enzimas en las L-fenilalaninas obtenidas metabolizándolas, explicando así, que en los ejemplos de la presente invención sólo se obtenga OTa.
Por tanto, otro aspecto de la presente invención se refiere al uso de, al menos una molécula con actividad biológica producida por el microorganismo de la invención, para la degradación biológica de OTA donde preferentemente la molécula con actividad biológica según el aspecto anterior es una proteína capaz de degradar OTA en, al menos, OTa. Esta proteína preferentemente es una enzima con actividad carboxipeptidasa.
En adelante, para hacer referencia a cualquier molécula con actividad biológica producida por el microorganismo de la invención, capaz de degradar ocratoxina A en, al menos, ocratoxina α según el párrafo anterior, se puede emplear el término "molécula de la presente invención", "molécula de la invención", "proteína de la presente invención" o "proteína de la invención".
Aunque el genoma del microorganismo Brevibacterium linens no está completamente secuenciado, ya hay más de 50 proteínas anotadas con función de "peptidasas" de las cuales 6 son carboxipeptidasas cuyas secuencias aminoacídicas vienen definidas por SEQ ID NO: 1 , SEQ ID NO: 2, SEQ ID NO: 3, SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 5 y SEQ ID NO: 6. Por ello, la enzima con actividad carboxipeptidasa según se describe en el párrafo anterior puede poseer una secuencia aminoacídica que se selecciona, pero sin limitarse, de la lista que comprende: SEQ ID NO: 1 , SEQ ID NO: 2, SEQ ID NO: 3, SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 5 o SEQ ID NO: 6.
Otro aspecto de la presente invención se refiere al uso de una composición que comprende el microorganismo de la invención y/o la molécula de la invención para la degradación biológica de ocratoxina A. Además, debido a que como ya se ha comentado, la degradación de OTA por bacterias de Brevibacterium spp. observada en este estudio da como resultado OTa (ver ejemplo 3), otro aspecto se refiere al uso del microorganismo de la invención, la molécula de la invención, o la composición que comprende el microorganismo de la invención o que comprende la molécula de la invención, o al uso de cualquiera de las combinaciones de los productos anteriores, para la producción de OTa que procede de la degradación biológica de ocratoxina A.
Otro aspecto de la presente invención se refiere al método para la degradación biológica de ocratoxina A, en adelante "primer método de la invención" que comprende: a. utilizar al menos una bacteria perteneciente al género Brevibacterium,
b. poner en contacto la bacteria del paso (a) con una solución acuosa y, c. poner en contacto el producto obtenido en el paso (b) con ocratoxina
A.
En una realización preferida del primer método de la invención, la solución acuosa del paso (b) permite la supervivencia de la bacteria utilizada en el paso (a) perteneciente al género Brevibacterium. En una realización aún más preferida del primer método de la invención, la degradación biológica de OTA produce OTa. Y, en otra realización aún más preferida, el producto en el paso (c) se pone en contacto con un producto alimentario que contiene ocratoxina A, es decir, en el paso (c) se pone en contacto el producto obtenido en el paso (b) con OTA a través de un producto alimentario que contiene esta micotoxina. Preferentemente el producto del paso (c) se pone en contacto con el producto alimentario por nebulización.
En una realización más preferida del primer método de la invención, el producto obtenido en el paso (c) se incuba a una temperatura de entre 10 y 50 °C durante un tiempo de entre 1 hora y 20 días.
Otro aspecto de la presente invención se refiere al método para la degradación biológica de OTA, en adelante "segundo método de la invención" que comprende: a. utilizar al menos una molécula con actividad biológica o molécula de la invención, aislada de una bacteria perteneciente al género Brevibacterium,
b. poner en contacto la molécula con actividad biológica obtenida en el paso (a) con ocratoxina A, y
c. incubar el producto obtenido en el paso (b) a una temperatura de entre 10 y 50 °C durante un tiempo de entre 30 minutos y 30 días. donde la degradación biológica de OTA según el segundo método de la invención produce ocratoxina a.
En una realización preferida del segundo método de la invención, la molécula en el paso (b) se pone en contacto con un producto alimentario que contiene OTA, es decir, en el paso (b) se pone en contacto la molécula obtenida en el paso (a) con OTA a través de un producto alimentario que contiene esta micotoxina.
A lo largo de la descripción y las reivindicaciones la palabra "comprende" y sus variantes no pretenden excluir otras características técnicas, aditivos, componentes o pasos. Para los expertos en la materia, otros objetos, ventajas y características de la invención se desprenderán en parte de la descripción y en parte de la práctica de la invención. Los siguientes ejemplos y figuras se proporcionan a modo de ilustración, y no se pretende que sean limitativos de la presente invención. DESCRIPCIÓN DE LAS FIGURAS
FIG. 1. Cromatograma del análisis del sobrenadante de B. casei RM101 cultivado en medio salino basal sin fuente de carbono pero con OTA (40 mg/L). Detector fluorimétrico, λεχ (longitud de onda de excitación) = 330nm; XEm (longitud de onda de emisión) =460nm.
1A. Muestra el sobrenadante a tiempo 0 (T0). En el eje de ordenadas se representa la absorbancia medida en LU (unidades de luminiscencia) y en el eje de abscisas se representa el tiempo medido en minutos (min.).
1 B. Muestra el sobrenadante después de 10 días de crecimiento. Puede observarse la desaparición del pico de OTA y la aparición del pico de OTa. En el eje de ordenadas se representa la absorbancia medida en LU (unidades de luminiscencia) y en el eje de abscisas se representa el tiempo medido en minutos (min.).
FIG. 2. Espectros UV/VIS (ultravioleta/visible) de OTa, en el sobrenadante de B. casei RM101 cultivado en medio salino basal sin fuente de carbono
pero con OTA (40 mg/L).
2A. Muestra el especto de ocratoxina α obtenido con el detector de diodo Array (DAD). En el eje de ordenadas se representa la absorbancia medida en mAU (mili-unidad de absorción) y en el eje de abscisas se representa la longitud de onda medida en nanómetros (nm.).
2B. Muestra el especto de ocratoxina α obtenido con el detector fluorimétrico (FLD). En el eje de ordenadas se representa la absorbancia medida en LU (unidades de luminiscencia) y en el eje de abscisas se representa la longitud de onda medida en nanómetros (nm.). Longitud de onda de excitación (Aex) =330 nm.
FIG. 3. Espectro de masas de OTa en el sobrenadante de B. casei RM101 cultivado en medio salino basal sin fuente de carbono pero con OTA (40 mg/L).
En el eje de ordenadas se representa la abundancia de iones y en el eje de abscisas se representa la relación masa/número de carga (m/z).
EJEMPLOS
A continuación se ilustrará la invención mediante una serie de ensayos realizados por los inventores, que ponen de manifiesto la alta eficacia que poseen los microorganismos pertenecientes al género Brevibacterium para transformar la micotoxina OTA en OTa. Se muestra como la OTA es degradada completamente por Brevibacterium y como esta degradación da lugar a la síntesis de OTa. Además, debido al creciente uso de estos microorganismos en la industria alimentaria, resultan altamente recomendables para ser utilizados en la
degradación de OTA sobre alimentos potencialmente contaminados con esta micotoxina.
Los siguientes ejemplos específicos que se proporcionan en este documento de patente sirven para ilustrar la naturaleza de la presente invención. Estos ejemplos se incluyen solamente con fines ilustrativos y no han de ser interpretados como limitaciones a la invención que aquí se reivindica. Por tanto, los ejemplos descritos más adelante ilustran la invención sin limitar el campo de aplicación de la misma. Así, aunque en los ejemplos de la presente invención se han usado algunas cepas determinadas pertenecientes a Brevibacterium, estos ejemplos se incluyen solamente con fines ilustrativos y no han de ser interpretados como limitaciones de la invención que aquí se reivindica, siendo los resultados extrapolables a cualquier bacteria del género Brevibacterium spp., y preferentemente a las especies Brevibacterium casei, Brevibacterium linens, Brevibacterium iodinum o Brevibacterium epidermidis.
EJEMPLO 1. Detección de la capacidad de degradar OTA que tienen diferentes cepas de Pseudomonas, Rhodococcus y Brevibacterium. Debido a que las bacterias del suelo son capaces de transformar una gran variedad de compuestos aromáticos, varias especies de Actinobacterias y Pseudomonas se cultivaron inicialmente en medios líquidos de cultivo sintéticos como BSM (Medio Basal Salino) en presencia de OTA (10 Mg/L). 1 .1. Cepas bacterianas empleadas y cultivo de las bacterias.
Para detectar la capacidad de degradar OTA, se han utilizado cultivos de las cepas Rhodococcus erythropolis CECT 3008, Rhodococcus eryhtropolis IGTS8, Pseudomonas putida DSMZ 291 , Pseudomonas putida KT2442 y siete cepas de distintas especies del género Brevibacterium.
Rhodococcus erythropolis CECT 3008 (DSMZ 43060) fue obtenida de la Colección Española de Cultivos Tipo (CECT). Pseudomonas putida DSM 291 T y seis cepas de Brevibacterium pertenecían a la Colección Alemana de Microorganismos y Cultivos Celulares (DSMZ) (Brevibacterium epidermidis DSM 20660T, Brevibacterium iodinum DSM 20626T, Brevibacterium linens DSM 20425T, Brevibacterium casei DSM 20657T, Brevibacterium casei DSM 9657, Brevibacterium casei DSM 20658). La cepa Brevibacterium casei, RM101 , se aisló en el Instituto de Fermentaciones Industriales IFI-CSIC, y se ha identificado mediante la secuenciación del 16S rDNA. Rhodococcus erythropolis IGTS8 y Pseudomonas putida KT2442 fueron proporcionadas por el Dr. Eduardo Díaz, del Centro de Investigaciones Biológicas del CSIC.
Todas las bacterias se cultivaron en medio líquido "Luria-Bertani" (LB) suplementado con 0,5% de glucosa e incubado a 30 °C en condiciones aeróbicas. En la prueba de degradación de OTA, las bacterias se cultivaron en medio basal salino (BSM) que contenía un 0,2% de glicerol, 4 g de NaH2PO4- H20, 4 g de K2HP04-3H20, 2 g de NH4CI, 0.2 g de MgCI2-6H20, 0.001 g de CaCI2-2H20, y 0.001 g de FeCI3-6H20 (Denome et al., 1994). El glicerol no se incluyó en los experimentos llevados a cabo para conocer el uso potencial de OTA como única fuente de carbono por parte de las bacterias analizadas.
1 .2. Estándar de OTA y OTa.
La OTA en forma sólida se adquirió a Sigma (Sigma-Aldrich) y se diluyó en metanol al 99% en condiciones estériles para obtener una solución stock de 500 g/mL. También se adquirió una solución estándar de OTa (1 1 ,9 Mg/mL) a LGC Standards (Alemania) que se diluyó 1 :2 en acetonitrilo para obtener una solución patrón de 5,9 g/mL.
1 .3. Prueba de degradación de OTA.
Inicialmente, algunas cepas de Actinobacterias (Rhodococcus erythropolis CECT 3008, Rhodococcus erythropolis IGTS8 y Brevibacterium casei RM101 ) y Pseudomonas (P. putida DSMZ 291 T y P. putida KT2442) se cultivaron en 25 ml_ de medio BSM al gue se le había añadido OTA (10 g/L, aprox.) a 30 °C bajo condiciones aeróbicas hasta la fase exponencial de crecimiento. Los sobrenadantes de los cultivos se analizaron mediante HPLC para determinar la concentración de OTA presente.
En todas las pruebas de degradación, las células se separaron de los sobrenadantes mediante centrifugación a 3000 x g durante 10 min a 4 °C y se analizaron éstos últimos por HPLC. En el caso de Brevibacterium las células sedimentadas se conservaron a -80 °C para sucesivos análisis. Se prepararon también controles del medio BSM con OTA y sin bacterias.
1 .4. Cuantificación por HPLC y espectrometría de masas de OTA y OTa Se cuantificó la concentración de OTA presente en los sobrenadantes, en las células sedimentadas y en las soluciones de lavado de las células sedimentadas según el método que se divulga en Del Prete V. et al., 2007. Journal of food protection, 70(9), pag. 2155-2160. Para la determinación y cuantificación de OTA se utilizó un cromatógrafo HPLC Hewlett-Packard modelo I, serie 1 100 (Hewlett-Packard, Palo Alto, Calif.), equipado con un desgasificador, una bomba cuaternaria, un inyector automático, un detector DAD y un detector de fluorescencia (FLD). Se utilizó una columna Alltima C18 (5 μηπ), 200 mm - 4,6 mm. La fase móvil fue: eluente (A), acetonitrilo; eluente (B), agua (grado HPLC)/acetonitrilo/ácido acético glacial (89: 10: 1 v/v); eluente A:B = 37:63 (v/v), en ¡socrática; flujo, 1 ,3 mL/min; temperatura, 30°C; tiempo del análisis, 20 min; detector FLD (Aex=330 nm, Aem=460 nm) y detector DAD (330 nm) ; volumen de inyección, 100 μί. El
límite de detección para OTA en estas condiciones fue de 0,02 [ig/L. El estándar de OTA se inyectó a dos concentraciones: 20 y 50 μg/L y el estándar de OTa se inyectó a una concentración de 5,9 mg/L. Las muestras, diluidas en el eluyente A:B, se inyectaron directamente para su análisis mediante HPLC.
Las células sedimentadas de Brevibacterium se resuspendieron dos veces en 2 mL de metanol absoluto durante 1 h. para extraer la OTA. Después de centrifugar a 3,000 x g durante 15 min a 20 °C, se separaron los sobrenadantes, se recogieron en viales de 5 mL y se evaporaron a sequedad mediante nitrógeno. Para determinar la concentración de OTA los residuos secos se disolvieron en la fase móvil de HPLC en el momento del análisis cromatográfico.
Para la realización del ensayo mediante espectrometría de masas se utilizó un cromatógrafo Hewlett-Packard serie 1 100 MSD (Palo Alto, CA) acoplado a un detector de masas cuadrupolo con una interfase de ionización por electrospray (ESI). La separación se llevó a cabo mediante inyección directa. Los parámetros de ESI utilizados fueron: flujo de N2 a 10 L/min, temperatura de N2 330 °C; presión del nebulizador, 40 psi; voltaje capilar, 4000 V. El ESI se operó en modo negativo, empleando un rango de masas entre m/z 100 y 800, utilizando un gradiente variable en el voltaje de fragmentación.
En la Tabla 1 se muestran los resultados obtenidos de las especies de Actinobacterias y Pseudomonas analizadas, capaces de transformar una gran variedad de compuestos aromáticos.
OTA Disminución
OTA
media de OTA
Cepas [Mg/L]
[M9/L] (%)
BSM + OTA (Control) 1 1 ,06
1 1 ,01 0
BSM + OTA (Control) 10,96
Rhodococcus erythropolis CECT 3008
(A) 8,37
7,88 28,47
Rhodococcus erythropolis CECT 3008 7,38
(B)
Rhodococcus erythropolis IGTS8 (A) 9,50
8,81 19,98 Rhodococcus erythropolis IGTS8 (B) 8,12
Brevibacterium casei RM 101 (A) n.d.
0 100
Brevibacterium casei RM101 (B) n.d.
Pseudomonas putida DSM 291 ' (A) 10,14
10,07 8,54
Pseudomonas putida DSM 291 (B) 10,00
Pseudomonas putida KT2442 (A) 7,72
8,18 25,70 Pseudomonas putida KT2442 (B) 8,64
Los ensayos se realizaron por duplicado (A) y (B); n.d.: no detectado; : cepa tipo.
En la tabla 1 se puede observar la disminución de ocratoxina A (OTA) en medio BSM por algunas especies de Actinobacterias y Pseudomonas. La disminución en la concentración de OTA observada es del 8 al 25% al analizar los sobrenadantes de los cultivos en las cepas de Rhodococcus erythropolis y Pseudomonas putida. La poca disminución observada parece indicar que estas bacterias no poseen un mecanismo de degradación de OTA y que probablemente la OTA se adsorbe en la superficie de las células, de manera similar a lo descrito para bacterias lácticas (Del Prete V. et al., 2007. Journal of food protection, 70(9), pag. 2155-2160) y levaduras (Cecchini F. et al., 2006. Food Microbiol. 23, pag. 41 1-417.). Por otra parte, en estas cepas los análisis cromatográficos mediante HPLC no muestran la presencia de productos de degradación de OTA.
En el caso de la cepa de Brevibacterium casei RM101 , la OTA desapareció totalmente de los sobrenadantes de los cultivos.
EJEMPLO 2. Degradación de OTA por Brevibacterium.
Se realizaron pruebas adicionales utilizando un número mayor de cepas de Brevibacterium para confirmar lo observado con B. casei RM101 y para verificar si esta habilidad es una característica específica de la cepa, de la especie o del género en estudio.
Así, para confirmar la degradación de OTA por Brevibacterium spp., las cepas se cultivaron en medio BSM con una concentración de OTA cuatro veces mayor (40 Mg/L). Las cepas de Brevibacterium se cultivaron en condiciones aeróbicas en agitación a 150 rpm durante 10 días. Estos ensayos se realizaron en medios de cultivo conteniendo OTA a una concentración 40 g/L. Niveles de OTA equivalentes a 40 μg/L se encuentran raramente en alimentos o bebidas. Las pruebas de degradación se realizaron como se describe en el ejemplo 1.
Tabla 2. Disminución de ocratoxina A (OTA) en medio BSM por Brevibacterium.
OTA (\ig/\-)a determinado en los sobrenadantes de tres cultivos independientes; n.d.: no detectado ; T: cepa tipo.
Los ensayos de degradación de OTA indican una desaparición total de la toxina en todas las cepas de las diferentes especies de Brevibacterium analizadas. La OTA añadida al medio en una concentración 40 μg/L no se detectó mediante HPLC en ninguno de los sobrenadantes de los cultivos (Tabla 2). Por otra parte, después de la extracción con metanol tampoco se detectó la presencia de OTA ni en las células sedimentadas, ni en las soluciones de lavado.
Estos resultados corroboran los resultados anteriores e indican que todas las cepas de Brevibacterium son capaces de degradar OTA. El género Brevibacterium agrupa a un grupo heterogéneo de nueve especies corineformes los cuales son capaces de degradar insecticidas (DTT, DDE, etc.), así como de producir proteasas extracelulares. Estas bacterias se pueden encontrar en diferentes hábitats entre los que se incluyen el suelo, aves de corral, peces, piel humana y en alimentos.
EJEMPLO 3. Mecanismo de degradación de OTA por Brevibacterium.
Se utilizaron las cepas B. casei RM101 y B. linens DSM 20425T, para comprobar la capacidad de estas cepas para degradar OTA a una concentración mayor (40 mg/L), 1000 veces superior a la concentración utilizada en la prueba anterior, y para comprobar la capacidad de estas cepas para utilizar OTA como única fuente de carbono. Para ello las cepas se cultivaron en medio BSM en el cual el glicerol (0.2%) y la OTA (40 mg/L) estaban o no presentes y así estudiar la posible utilización de OTA como única fuente de carbono. Las pruebas de degradación se realizaron como se describe en el ejemplo 1 .
Se ha podido elucidar el mecanismo de degradación de OTA llevado a cabo por Brevibacterium spp. al analizar los datos de HPLC y espectrometría de masas de estas cepas, B. casei RM101 y B. linens DSM 20425T.
Tabla 3. Disminución de ocratoxina A (OTA) y producción de ocratoxina α (ΟΤα) por Brevibacterium casei RM101 y Brevibacterium linens DSM 20425 en medio BSM con diferente composición.
n.d. no detectado; : cepa tipo.
Los resultados obtenidos (Tabla 3) nuevamente indican que ambas cepas de Brevibacterium degradan completamente la OTA presente en el medio de cultivo. El ensayo que se ha realizado utilizando medio BSM sin la fuente de carbono tradicional (glicerol) demostró que las cepas de B. casei RM101 y B. linens DSM 20425T son capaces de utilizar OTA como única fuente de carbono.
Paralelamente, el análisis de los cromatogramas correspondientes a los sobrenadantes de los cultivos, indica la ausencia del pico correspondiente a OTA y la aparición en el perfil de elución de un pico nuevo con un tiempo de retención y espectro diferente (Figura 1 ). El enlace amídico presente en la OTA se puede hidrolizar enzimáticamente mediante una CPA con la consiguiente producción de L-fenilalanina y OTa. El espectro UVA/IS del compuesto generado (Figura 2) es idéntico al que presenta el estándar correspondiente a OTa. Por otra parte, los resultados del análisis HPLC-MS han permitido confirmar la identificación del producto de la degradación como OTa puesto
que se observó un pico de ion molecular [M-H]- a m/z 255 en espectrometría de masas (PM OTa = 256) (Figura 3).
Las dos cepas de Brevibacterium estudiadas, B. casei RM101 y B. linens DSM 20425T, fueron capaces de crecer en ausencia de glicerol tal y como se observó mediante el aumento de la turbidez en el medio de cultivo. En un medio de cultivo conteniendo OTA como única fuente de carbono, la población bacteriana creció más lentamente si se compara con los cultivos crecidos en medio con glicerol y OTA; sin embargo, hay que señalar que en todos los casos la OTA se degradó completamente. Estos resultados indican la existencia en las cepas de Brevibacterium spp. de una enzima tipo carboxipeptidasa, que hidroliza el enlace amídico presente en la molécula de OTA. La L-fenilalanina liberada puede ser utilizada como fuente de carbono durante el crecimiento bacteriano. La Tabla 3 muestra la concentración de OTa recuperada de los sobrenadantes de los cultivos. Las dos cepas estudiadas, B. casei RM101 y B. linens DSM 20425T, producen cantidades equivalentes de OTa independientemente de si el medio BMS contiene glicerol o no. Las cantidades detectadas de OTa corresponden a la concentración teórica producida a partir de la hidrólisis completa de la OTA añadida al medio.
Ll STADO DE SECUENCI AS
<110> Consej o Superi or de I nvesti gaci ones Q entíf i cas ( CSI C) <120> Degr adaci ón bi ol ógi ca de ocr at oxi na A en ocr at oxi na al f a <130> 1641.696
<160> 6
<170> Pat ent I n versi ón 3.5
<210> 1
<211> 390
<212> PRT
<213> Brevi bact er i um I i nens
<400> 1
M3t Thr Thr Ser Q n Thr Ser Asp Leu Q n Ser Al a Asp Leu Val Al a 1 5 10 15
Lys Al a Asn Asp Ar g Leu Pro Leu I I e Leu Q u Asp M e Q u Ar g Val
20 25 30
M e Thr Lys Q u Thr Pro Ser Hi s Asp Lys Q u Al a Val Al a Al a Q y
35 40 45
Al a Al a Asp Phe Val Q u Leu Leu Ar g Q u Ar g Leu Q y Al a Thr Al a 50 55 60
Q u Val M e Thr Val Asp Asp Thr Al a Hi s Val Ar g Leu Ar g Phe Q y 65 70 75 80
Ser Q y Pro Al a Ar g Val Val Leu Leu Asn Hi s Q n Asp Thr Val Tr p
85 90 95
Pro Hi s Q y Thr Leu Asp Ar g M e Pro Phe Ser Thr Asp Asp Q y M e
100 105 110
Leu Arg Q y Pro Q y Ser Phe Asp M3t Leu Thr Q y Al a M e IVet Ser
115 120 125
I I e Hi s Al a Ser Al a I I e Leu Ar g Q u Hi s Leu Q y Q u Q y Q y Leu 130 135 140
Asp Q y Leu Ser I I e Leu Val Ser Q y Asp Q u Q u I I e Q y Ser M e 145 150 155 160
Ser Ser Ser Asp Leu I I e Ar g Al a Q u Al a Al a Q u Al a Lys Al a Val
165 170 175
Val M3t Q u Al a Ser Al a Q y Q y Al a Leu Lys Leu Q u Ar g Lys
180 185 190
Q y Thr Ser Asn Tyr Val Leu Val Phe Thr Q y Lys Al a Ser Hi s Al a
195 200 205
Leu Q u Pro Q u Lys Q y M e Asn Al a Q y IVet Al a Leu Al a Leu 210 215 220
Hi s Leu Pro Leu Val Al a Asp Leu Al a Asp Thr Q u Al a Q y Thr Ser 225 230 235 240
Val Val Pro Thr Val M e Ser Al a Q y Thr Thr Ser Asn Thr Val Pro
245 250 255
Al a Q u Al a Arg Val Asp I I e Asp Val Arg Al a Arg Thr Al a Al a Q u
260 265 270
Leu Asp Arg Val Asp Al a Al a M e Arg Q u Leu Al a Thr Arg Pro Q n
275 280 285
Leu Q u Q y Ser Ser I I e Q u Val Leu Q y Q y I I e Asn Ar g Pr o Pr o 290 295 300
Phe Q u Arg Q u Q n Ser Al a Val Leu Phe Q u Arg Al a Thr Al a Leu 305 310 315 320
Al a Al a Q u Leu Q y Leu Pr o Al a Pr o Q u Q y Val Ser Val Q y Q y
325 330 335
Al a Ser Asp Q y Asn Phe Thr Al a Q y Asp Q y I I e Al a Thr Leu Asp
340 345 350
Q y Leu Q y Al a Val Q y Asp Q y Al a Hi s Al a Q u Hi s Q u Hi s Al a
355 360 365
Val M e Asp Q u M e Al a Pro Arg Thr Al a Leu Leu Al a Al a Leu I I e 370 375 380
Al a Asp Q n Leu Q y
385 390
<210> 2
<211> 372
<212> PRT
<213> Brevi bact er i um I i nens
<400> 2
IVet Val Q u Phe Asp Ser Lys Asp Phe IVet Ser Asp Phe Lys Al a Leu 1 5 10 15
I I e Q u Cys Q u Ser Phe Ser Q n Asp Pro Q u Ser Leu Al a Arg Ser
20 25 30
Al a Q n Leu Val Ser Arg I I e Q y Thr Q y Leu Leu Q y Al a Al a Pr o
35 40 45
Hi s I I e I I e Q u Thr Asp Ser Hi s Pro Hi s Val Leu Tr p Ar g Phe Q y 50 55 60
Thr Q y Pro Arg Lys Val Val Leu I I e Q y Hi s Hi s Asp Thr Val Tr p 65 70 75 80
Pro Thr Q y Thr Leu Ser Q u Phe Pro Tyr Ser Val Al a Asp Q y Val
85 90 95
Arg Q y Pro Q y Al a Asp Asp IVet Lys Q y Q y Leu Leu M e Al a
100 105 110
Leu Tyr Al a IVet Al a Ar g Leu Arg Q u Q n Arg Q y Asp Leu Al a Q y
115 120 125
Val Ser M e Leu IVfet Thr Q y Asp Q u Q u Leu Q y Ser Pr o Q y Ser 130 135 140
Ar g Q n M e I I e Q u Asp Q u Al a Ar g Q y Al a Lys Al a Al a Leu Val 145 150 155 160
Phe Q u Ser Q y Al a Pr o Asp Q y Al a Val Lys I I e Al a Ar g Lys Q y
165 170 175
Val Al a I I e Tyr Ser Leu Q u Val Thr Q y Leu Al a Al a Hi s Al a Q y
180 185 190
Val Q u Pro Q u Lys Q y I I e Asn Al a Thr I I e Q u Val Al a Asn Q n
195 200 205
Val Lys I I e Al a Al a Leu Hi s Asp Pro Ser Val Q y Thr Ser 210 215 220
Val Pro Thr Val IVfet Hi s Ser Q y Ser Thr Thr Asn Thr Val Pro Al a 225 230 235 240
Lys Al a Val Val Q y Val Asp Ser Arg Al a Al a Ser Val Al a Q u Q n
245 250 255
Q u Arg M e Asp Al a M e Leu Ser Asp Leu Ser Pro Thr Val Al a Q y
260 265 270
Al a Lys Val Asp Val Ar g Q y Q y I I e Asn Ar g Al a Pr o Leu Q u Q u
275 280 285
Lys IVet Al a IVet Q y Leu Tyr Al a Arg Al a Q n Arg Leu Ser Al a Hi s 290 295 300
Leu Q y Hi s Pro Pro Leu Arg Ser Val Al a Val Q y Q y Q y Ser Asp 305 310 315 320
Asn Phe Thr Al a Q y Val Q y Thr Pro Thr I I e Asp Q y Leu Q y
325 330 335
Thr Val Q y Q y Q y Ser H¡ s Al a Arg Thr Q u H¡ s Al a Leu Q n Val
340 345 350
Trp I I e Pro Arg Arg Val Q u Leu Thr Thr Al a Leu Val Q y Q u Leu
355 360 365
Leu Al a Q u Asp
370
<210> 3
<211> 485
<212> PRT
<213> Brevl bact er I um I I nens
<400> 3
IVet Asn Pro Thr Pro Q u Arg Lys Lys Ser Lys Arg Ser Lys Lys Al a 1 5 10 15
Val Al a Q y I I e Thr Al a Q y Ser Leu Al a Val Leu Leu Al a Q y Val
20 25 30
Al a Al a Leu Asp Al a Tyr Asp Val Phe Pr o Q u Leu Pro Q y M e Leu
35 40 45
Thr Thr Q u Pro Al a I I e Q u Val Q n Asp Val Leu Ser Pro Hi s Al a 50 55 60
Q n Q y Lys Asp Val Pro Al a Pro Al a Ser Al a Leu Asp Asp Ser Al a 65 70 75 80
Pro Val Pro Thr Al a M e Pro Asp Q u Val Asp Lys Val Leu Ser Asp
85 90 95
Al a Lys Val Lys Q y Phe Q y I I e Q u I I e Arg Asp Q y Leu Ser Asp
100 105 110
Asp I I e Leu Tyr Al a Lys Asn Q u Asn Lys Pro Arg Thr Pro Al a Ser
115 120 125
Val Thr Lys Val Leu Thr Q y Ser Al a Al a Leu Leu Thr I I e Q y Q y 130 135 140
Q u Lys Arg Leu Ser Thr Thr Thr Q n Phe Asp Pro Al a Thr Ser Thr 145 150 155 160
Val Thr Leu Q n Q y Q y Q y Asp Ser Leu Leu Q y Al a Q y Q u Ser
165 170 175
Q n Pro Q y Al a Val Asn Q y Hi s Al a Q y Leu Al a Thr Leu Al a Q n
180 185 190
Q n Thr Al a Q u Ser Leu Lys Ser Q n Asn Val Al a Q u Val Al a Leu 195 200 205
Asp Leu Asp Thr Ser Arg Tyr Ser Q y Lys Asp Phe Ser Pro Q y Tr p 210 215 220
Q u Arg Val Asp I I e Al a Lys Q y Val I I e Thr Pr o I I e Q n Pr o Leu 225 230 235 240
M3t I I e Asp Thr Q y Tyr Val Q y Ser Lys Asp Lys Q u Tr p Ar g Q y
245 250 255
Arg Ser Q u Hi s Pr o Al a Lys Asp Al a Phe Al a Val Phe Thr Lys Q u
260 265 270
Leu Lys Al a Al a Q y M e Thr Val Ser Lys Asp Pro Q n Pro Al a Asp
275 280 285
Al a Thr Asp Al a Thr Q y Asp Q u Al a Lys Pro Thr Q u Leu Al a Q u 290 295 300
Val Q u Ser Al a Thr I I e Ser Q u I I e Val Q u Tyr Al a Leu Val Hi s 305 310 315 320
Ser Asp Asn Val Val Al a Q u Val Leu Q y Asn Q u Val Al a I I e Al a
325 330 335
Q n Q y Q u Pro Q y Ser Leu Q u Al a Q y Pr o Q n Al a Val Leu Asp
340 345 350
Al a Leu Ser Asp Thr Val Asp Leu Q y Q n Thr Hi s Leu Q u Asp Thr
355 360 365
Ser Q y Leu Ser Tyr Asp Asn Q n I I e Ser Pro Hi s Asp Leu Thr Thr 370 375 380
I I e Leu Q n Al a Ser Val Val Al a Asp Asp Ser Leu Ser Asp Leu I I e 385 390 395 400
Al a Al a M3t Pr o Val Q y Q y Leu Thr Q y Thr Leu Thr Asp Arg Phe
405 410 415
Thr Lys Asp Arg Asn Al a Al a Q y Al a Val Hi s Al a Lys Thr Q y Thr
420 425 430
Leu Ser Thr Val Thr Ser Leu Al a Q y Q y Val Leu Asp Al a Asp
435 440 445
Arg Tyr Leu Val Phe Thr Leu Q n I I e Asp Asp Val Asp Lys Asp Lys 450 455 460
I I e Leu Q u Al a Arg Lys Thr Val Asp Asp I I e Val Al a Al a Leu Al a 465 470 475 480
Asn Cys Q y Cys Ar g
485
<210> 4
<211> 359
<212> PRT
<213> Brevl bact er I um I I nens
<400> 4
IVet Asp Leu Phe Thr Asp Ser Ser H¡ s Thr Al a Leu Pro Ser Tr p Leu 1 5 10 15
Arg Pro Val Pro Al a Thr Arg Arg Leu Arg Leu Leu Leu Al a Q y Ser
20 25 30
Leu Leu Al a Leu Thr Phe Thr Val Al a Q u Val Q y Leu Pro Leu Q u
35 40 45
Ser Pro Thr H¡ s M e Ser Ser Al a Al a Al a Al a Thr Ser Thr Val Al a 50 55 60
Al a Thr Ser Val Ser Q u Al a Q u Pr o Thr Tr p Val Ser Pro Val Pro 65 70 75 80
Al a M3t Q u I I e I I e Q u Al a Phe Asp Pro Pro Thr Q u Al a Tr p Leu
85 90 95
Lys Q y H¡ s Arg Q y I I e Asp Val Leu Thr Val Ser Q y Q u Pro Val
100 105 110
Arg Al a Pro Al a Al a Q y Thr I I e Ar g Phe Arg Q y Thr Val Al a Q y
115 120 125
Thr Al a Thr Val Ser M e Val Thr Asp Ser Q y H¡ s Val Val Ser Phe 130 135 140
Q n Pro Al a Lys Ser Q u Leu Asn Lys Q y Q u Ar g Phe Al a Al a Q y 145 150 155 160
Q u Q u I I e Q y Thr Val Q y Lys Q y Ser H¡ s Cys Asp Q u Ser Cys
165 170 175
Leu H¡ s I I e Q y Val Tr p Al a Al a Q n Q y Asp Lys Val Tyr M e Asp
180 185 190
Pro Al a Q y Phe Phe Q y Q n Q u Q u Ser I I e Leu Leu Pro Leu Ser
195 200 205
Arg Lys Pro Al a Lys Q u Pro Thr Q y Asp Ser Thr Thr Ser Q y Al a 210 215 220
Q y Al a Tr p Q y Q y Hi s Ar g Asn Q y Ar g M e Pr o Al a Al a Al a IVfet 225 230 235 240
Cys Thr Leu Asp Ser Al a Pr o Q y Q n IVet Leu Ar g Cys Asp Al a Q n
245 250 255
Lys Al a Phe Asp Ar g IVet Ser Hi s Al a Tyr Q u Al a Ar g Phe Ser Thr
260 265 270
Pro M e Ser Val Thr Asp Al a Tyr Ar g Asp Tyr Asp Thr Q n Val M e
275 280 285
Leu Lys Lys Ar g Lys Q y Ar g IVet Al a Al a Thr Pr o Q y Thr Ser Asn 290 295 300
Hi s Q y Trp Al a Leu Al a Val Asp Leu Q y Q y Q y I I e Asn Ser Phe 305 310 315 320
Ser Al a Q n Hi s Q n Tr p IVet Ar g Al a Asn Al a Pro Lys Phe Q
325 330 335
Tr p I I e Hi s Pr o Q y Tr p Al a Ar g Q n Ser Q y Ser Leu Pr o Q u Pr o
340 345 350
Tr p Hi s Tr p Q u Phe Ar g Q n
355
<210> 5
<211> 408
<212> PRT
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<400> 5
IVet Arg Phe Thr Ar g Ser Thr Al a Ser Ser Pro Ar g Al a Al a Leu Leu 1 5 10 15
Ar g Val Leu Q y Phe Al a Al a Al a Leu Leu Val Leu Pr o Al a Q n Leu
20 25 30
Val Hi s Ser Pr o Al a Pr o Al a Q n Al a Val Pr o Q n Pr o Al a Q u Ser
35 40 45
Thr Al a Pro Al a Tyr Val Ser Pro Asp Asp Leu Q y Asp Q y Al a Lys 50 55 60
Pro Pro Lys Pro Thr Q y Thr Ser Trp Leu Val Q y Asp Leu Asp Ser 65 70 75 80
Q y Q u Leu Hi s Val Al a Lys Asn Val Q u Lys Arg Hi s Al a Pro Al a
85 90 95
Ser Thr I I e Lys Leu Leu Thr Al a Leu Al a Leu Val Asp Q u Phe Asp 100 105 110
Asp Lys Lys Lys Lys Val Thr Al a Q u Phe Q u Asp IVet G u Val Asp
115 120 125
Thr Lys Val Q y Leu IVet Q n Thr Asn Lys Tyr Ser I I e Asp Leu 130 135 140
Leu Phe Hi s Al a IVet Leu IVet Ser Ser Al a Asn Asp Al a Al a Asn Al a 145 150 155 160
Leu Q y Arg Al a Al a Q y Q y Q n Asp Lys Al a Val Asp Leu IVet Asn
165 170 175
Q u Lys Al a Al a Q u Leu Q y IVfet Ser Asn Thr Q n Al a Lys Asn Thr
180 185 190
Ser Q y Leu Asp Al a Lys Q y Q n Tyr Thr Thr Al a Q u Asp Leu IVfet
195 200 205
Lys Leu Al a Tr p Al a Val Cys Q u Asp Asp Tyr Leu IVet Lys Val M e 210 215 220
Q y Thr Q u Thr Tyr Q n Phe Pr o Q y Q y Thr Asn Pro Q u Thr Lys 225 230 235 240
Q u Lys Phe Lys Q y Tyr Q u I I e Q n Asn Hi s Thr Lys I I e Al a Q y
245 250 255
Q n Val Asp Q y Q y Leu Q y Leu Lys Asn Q y Phe Thr Arg Al a Al a
260 265 270
Lys Q y Ser Tyr Val Al a Val Al a Q u Ar g Asp Q y Hi s Ar g Val Val
275 280 285
Al a Thr IVet Leu Q y I I e Asp Asn Asn Ser Arg Q n Al a Al a Val Asp 290 295 300
Leu Leu Q u Tr p Asp Phe Al a Q n Thr Asp Pro Lys Ser Leu Q n Thr 305 310 315 320
Val Pro Val Q y Val Q n Al a Thr Al a Q u Al a Val Pro Thr Al a Thr
325 330 335
Q y Ser Ser Ser Asp Al a Q y Q y Al a Asp Ser Asp Al a Ser Q y Al a
340 345 350
Al a Q u Ser Lys Val Thr Asp Q u Ser Q u Pr o Ser IVfet Al a Al a Q n
355 360 365
Thr Leu Q y Al a Al a Leu Asp Asn Pro Leu Al a Leu Q y Leu Leu Al a
370 375 380
Q y Q y Val Val Leu Phe Val Leu Thr Val Val Leu Tr p Al a Ar g Leu 385 390 395 400
Ar g Al a Ar g IVet Q n Q y Ar g Ar g
405
<210> 6
<211> 389
<212> PRT
<213> Brevl bact er I um I I nens
<400> 6
M3t I I e Ser Ser Thr I I e Al a Q u I I e Q y Al a Q u Leu I I e Asp Phe 1 5 10 15
Arg Arg Asp Val Hi s Al a Hi s Pro Q u Leu Ser Phe Q n Q u Phe
20 25 30
Thr Thr Asp Lys I I e Val Al a Ar g Leu Q u Al a Al a Q y Leu Ser Pro
35 40 45
Arg Arg Leu Q u Ser Thr Q y Val Val Cys Q u Val Q y Q u Q y Pr o 50 55 60
Leu Al a Leu Q y Leu Arg Al a Asp I I e Asp Al a Leu Pro M e Asp Asp 65 70 75 80
Leu I I e Asp Q u Asp Phe Al a Ser Thr Val Pr o Q y Val Al a Hi s Al a
85 90 95
Cys Q y Hi s Asp Val Hi s Leu Thr Q y Leu Val Q y Al a Al a I I e Al a
100 105 110
Leu Q n Arg Leu Hi s Q u Ser Thr Pr o Q y Q y Leu Q y Q y Ar g Val
115 120 125
Arg Leu I I e Phe Q n Pro Q y Q u Q u Val Thr Pr o Q y Q y Al a Leu 130 135 140
Arg Val I I e Ser Q n Q y Val Leu Asp Asp Val Pr o Q u Val Tyr Al a 145 150 155 160
Leu Hi s Cys Asp Pro Asn Val Asp Val Q y Lys M e Q y Ser Arg M e
165 170 175
Q y Al a I I e Thr Al a Al a Q y Asp Thr Val I I e I I e Ar g Leu Ser Q y
180 185 190
Hi s Q y Q y Hi s Thr Ser Arg Pro Hi s Leu Thr Q u Asp Leu Val Tyr
195 200 205
Al a Leu Q y Lys Leu Al a Thr Asp Leu Pro Ser Thr Leu Q y Ar g Leu 210 215 220
I I e Asp Pr o Ar g Hi s Al a I I e Ser Leu Val Tr p Q y Q u I I e Ser Al a 225 230 235 240
Q y Hi s Al a Al a Asn Val Val Pr o Ser Q u Q y I I e Leu Ar g Q y Thr
245 250 255
Leu Arg Cys Leu Asp Val Asp Q y Tr p Asn Q n Val Al a Q u Val Leu
260 265 270
Pro Q u Leu Val Q u Ar g I I e Al a Q y Pr o Tyr Q y Val Thr Val Asp
275 280 285
Leu Asp Hi s Arg Arg Q y Val Pro Pro Val Val Asn Thr Q u Asp Q n 290 295 300
Val Al a Leu I I e Q u Ser Al a Val Ar g Q y Q u Leu Q y Q u Asn Ser 305 310 315 320
Val Q n Leu Thr Pro Q n Ser IVfet Q y Q y Q u Asp Phe Al a Tr p Tyr
325 330 335
Leu Thr Hi s Cys Pr o Q y Al a Leu Val Ar g IVet Q y Thr Arg Thr Pro
340 345 350
Q y Q y Lys Thr Tyr Asp M e Hi s Q n Q y Asp Leu Leu I I e Asp Q u
355 360 365
Asp Ser Val Q u I I e Al a Al a Ar g I I e Phe Thr Al a Thr Al a Leu Lys 370 375 380
Leu Q n Ar g Asp
Claims
1 . Uso de un microorganismo perteneciente al género Brevibacterium para la degradación biológica de ocratoxina A.
2. Uso del microorganismo según la reivindicación 1 , donde el microorganismo es Brevibacterium casei, Brevibacterium linens, Brevibacterium iodinum o Brevibacterium epidermidis.
3. Uso de un microorganismo según cualquiera de las reivindicaciones 1 ó 2, donde la degradación biológica de ocratoxina A tiene lugar en, al menos, un producto alimentario.
4. Uso según la reivindicación 3, donde el producto alimentario está destinado al consumo humano.
5. Uso según la reivindicación 3, donde el producto alimentario está destinado al consumo animal.
6. Uso según cualquiera de las reivindicaciones 3 a 5, donde el producto alimentario es un cereal.
7. Uso según cualquiera de las reivindicaciones 3 a 5, donde el producto alimentario es una especia.
8. Uso de al menos una molécula con actividad biológica producida por el microorganismo según se describe en cualquiera de las reivindicaciones 1 ó 2, para la degradación biológica de ocratoxina A.
9. Uso según la reivindicación 7 donde la molécula con actividad biológica es una proteína.
10. Uso según la reivindicación 8, donde la proteína degrada ocratoxina A en, al menos, ocratoxina a.
1 1 . Uso de una composición, que comprende el microorganismo según se describe en cualquiera de las reivindicaciones 1 ó 2, para la degradación biológica de ocratoxina A.
12. Uso de una composición que comprende la molécula con actividad biológica, según se describe en cualquiera de las reivindicaciones 8 a 10, para la degradación biológica de ocratoxina A.
13. Uso de una composición que comprende el microorganismo según se describe en cualquiera de las reivindicaciones 1 ó 2 y la molécula con actividad biológica según se describe en cualquiera de las reivindicaciones 8 a 10, para la degradación biológica de ocratoxina A.
14. Uso según cualquiera de las reivindicaciones 1 a 13, para la producción de ocratoxina α que procede de la degradación biológica de ocratoxina A.
15. Método para la degradación biológica de ocratoxina A, que comprende: a. Utilizar al menos una bacteria perteneciente al género Brevibacterium,
b. poner en contacto la bacteria del paso (a) con una solución acuosa y,
c. poner en contacto el producto obtenido en el paso (b) con ocratoxina A.
16. Método según la reivindicación 15, donde la solución acuosa del paso (b) permite la supervivencia de la bacteria.
17. Método según cualquiera de las reivindicaciones 15 ó 16, donde la degradación biológica de ocratoxina A produce ocratoxina a.
18. Método según cualquiera de las reivindicaciones 15 ó 16, donde el producto del paso (c) se pone en contacto con un producto alimentario que contiene ocratoxina A.
19. Método según la reivindicación 18, donde el producto del paso (c) se pone en contacto con el producto alimentario por nebulización.
20. Método según cualquiera de las reivindicaciones 15 a 19, donde el producto obtenido en el paso (c) se incuba a una temperatura de entre 10 y 50 °C durante un tiempo de entre 1 hora y 20 días.
21 . Método para la degradación biológica de ocratoxina A, que comprende: a. Utilizar al menos una molécula con actividad biológica, según se describe en cualquiera de las reivindicaciones 8 a 10, aislada de una bacteria perteneciente al género Brevibacterium, b. poner en contacto la molécula con actividad biológica obtenida en el paso (a) con ocratoxina A, e
c. incubar el producto obtenido en el paso (b) a una temperatura de entre 10 y 50 °C durante un tiempo de entre 30 minutos y 30 días.
22. Método según la reivindicación 21 , donde la degradación biológica de ocratoxina A produce ocratoxina a.
23. Método según cualquiera de las reivindicaciones 21 ó 22, donde la molécula del paso (b) se pone en contacto con un producto alimentario que contiene ocratoxina A.
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