DE69810481T2

DE69810481T2 - Stabilisierte antikörperformulierung

Info

Publication number: DE69810481T2
Application number: DE69810481T
Authority: DE
Inventors: M. Lam; Q. Oeswein; Boonsri Ongpipattanakul; Zahra Shahrokh; X. Wang; P. Weissburg; L. Wong
Original assignee: Genentech Inc
Current assignee: Genentech Inc
Priority date: 1997-06-13
Filing date: 1998-06-12
Publication date: 2003-09-25
Anticipated expiration: 2018-06-13
Also published as: IL133220A0; CA2292730A1; EP0999853B1; ATE230277T1; DK0999853T3; DE69810481D1; AU740284B2; AU8255998A; CA2635352A1; JP3919235B2; EP0999853A1; JP2002504907A; ES2190087T3; CA2635352C; CA2292730C; WO1998056418A1; IL133220A

Description

Diese Erfindung betrifft eine stabile, wässrige, pharmazeutische Formulierung, die einen Antikörper umfasst.

Beschreibung ähnlicher Offenbarungen

In den vergangenen zehn Jahren haben es die Fortschritte in der Biotechnologie ermöglicht, mittels DNA-Rekombinationstechniken eine Vielfalt von Proteinen für pharmazeutische Anwendungen herzustellen. Da Proteine größer und komplexer als herkömmliche organische und anorganische Medikamente sind (d. h. viele funktionelle Gruppen zusätzlich zu komplexen dreidimensionalen Strukturen aufweisen), wirft die Formulierung solcher Proteine spezielle Probleme auf. Damit ein Protein biologisch aktiv bleibt, muss eine Formulierung die konformative Integrität von zumindest einer Aminosäure-Kernsequenz des Proteins intakt erhalten und gleichzeitig die vielfachen funktionellen Gruppen des Proteins vor Abbau schützen. Abbauwege für Proteine können chemische Instabilität (d. h., jeglicher Prozess, der die Modifizierung des Proteins durch Bildung oder Spaltung einer Bindung umfasst und eine neues chemisches Gebilde ergibt) oder physikalische Instabilität (d. h., Änderungen der höheren Ordnungsstruktur des Proteins) umfassen. Chemische Instabilität kann sich aus Deamidierung, Razemisierung, Hydrolyse, Oxidation, Beta-Eliminierung oder Disulfidaustausch ergeben. Die drei häufigsten Proteinabbauwege sind Proteinaggregation, Deamidierung und Oxidation. Cleland et al., Critical Reviews in Therapeutic Drug Carrier Systems 10(4), 307-377 (1993).
Für pharmazeutische Anwendungen verwendete Proteine schließen Antikörper ein. Ein Beispiel eines für die Therapie zweckdienlichen Antikörpers ist ein Antikörper, der an das CDIB-Antigen bindet. CD18 ist die gemeinsame β-Untereinheit von drei heterodimeren, auf Leukozyten beschränkten Membran-Integrinen, die den Transport zum und die Adhäsion an Gefäßendothel, insbesondere an Entzündungsstellen, vermitteln (Überblicksartikel hierzu sind R. O. Hynes, Cell 69, 11-25 (1992); Stoolman, Cell 56, 907-910 (1989); Jutila et al., Transplantation 48(5), 727-731 (1989); T. A. Springer, Nature 346, 425-434 (1990); und Albelda und Buck, FASEB J. 4, 2868-2880 (1990)). Das CD18 und CDHb (auch MAC-1 genannt) enthaltende Heterodimer findet sich hauptsächlich an Neutrophilen, Monozyten und einigen Lymphozyten, deren normale Wechselwirkung mit ICAM-1 an Gefäßendothel Adhäsion und "Rollen" von Zellen entlang der Gefäße vermittelt. Bei ernsthaftem Hämorrhagietrauma mit gleichzeitiger Abnahme der Herzförderleistung und Ischämie erhöht frühe (innerhalb von 30 Minuten) Neutrophilenaktivierung (als Reaktion auf freigesetzte Cytokine) und Up-Regulation von MAC-1 die "Klebrigkeit" der Neutrophilen. Dies geht der Extravasation und Freisetzung von Proteasen und Superoxiden voraus, die schlussendlich zu weiterer Gewebeschädigung und erhöhter Gefäßpermeabilität führen (Hernandez et al., Am. J. Physiol. 253(3 Pt 2), H699-H703 (1987)). Reperfusion nach Reanimation verschlimmert das Ödem und Nekrose und führt zu Mehrfach-Organversagen und Tod. Frühzeitige Behandlung mit monoklonalen Antikörpern gegen CD18 in einem Modell von Traumata teilweise abgetrennter, ischämischer Kaninchen-Ohren reduzierte die Gewebenekrose nach erneuter Anheftung derselben (Vedder et al., J. Clin. Invest. 81, 939-944 (1988)). Ein humanisierter Antikörper zeigte Effizienz bei der Herabsetzung von Mehrfach-Organschädigung und Tod in einem Rhesusaffen modell herabgesetzter Blutförderleistung (erzeugt durch Entleerung von 2/3 des Blutvolumens für &supmin;2 Stunden (Mileski et al., Surgery 108(2), 206-212 (1990)). Diese Studien deuten auf das therapeutische Potential von Anti-CD18-Antiikörpern zur Akutbehandlung von hämorrhagischem Schock hin.
Ein weiteres Antigen von Interesse zum Targeting mit Antikörpern ist das auch als "Bp35" bekannte CD20-Antigen. CD20 ist ein humaner B-Zellenmarker, der während der frühen Prä-B-Zellenentwicklung exprimiert wird und bis zur Plasmazellendifferenzierung erhalten bleibt. Das CD20-Molekül könnte einen Schritt des Aktivierungsprozesses steuern, der für die Zellzyklus-Initiation und Differenzierung erforderlich ist und für gewöhnlich in sehr hohen Leveln bei neoplastischen B-Zellen exprimiert wird. Folglich kann das CD20-Oberflächenantigen zur Behandlung von B-Zellenlymphoma abgezielt werden. US-Patent 5.736.137, erteilt am 7. April 1998, beschreibt den chimären Anti körper "C2B8", der das CD20-Antigen bindet und seine Verwendung zur Behandlung von B-Zellenlymphom.
Die WO 97/04801 offenbart eine lyophilisierte Proteinformulierung, die rekonstituiert werden kann, um eine für subkutane Verabreichung geeignete Formulierung zu erzeugen. Sie lehrt die Verwendung eines Histidinpuffers bei pH 6.
Die WO 96/41164 betrifft Zusammensetzungen für den Immuntest und umfasst HCV- Antigene der NS3-Region des Virusgenoms. Diese Immuntestreagenzien weisen einen pH im Bereich von 6,4 bis 7,2 auf und die Puffer umfassen Salze wie NaCl und KCl.
Draber et al., "Stability of monoclonal IgM antibodies freeze-dried in the presence of trehalose", J. Immunological Methods, Bd. 181, Nr. 1, S. 37-43, betrifft die Verwendung von Trehalose zur Stabilisierung von monoklonalen Maus-IgM-Antikörpern während der Gefriertrocknung. Dieses Dokument offenbart nicht pharmazeutische Formulierungen, die Antikörper umfassen, die nicht einer Gefriertrocknung unterworfen worden sind.
EP-A-661.060 offenbart ein therapeutisches Präparat, das Immunglobulin umfasst. Die offenbarten Präparate besitzen pH-Werte um 7. Das Dokument schlägt nicht vor, das es vorteilhaft sein könnte, einen Acetatpuffer bei etwa pH 5 zu verwenden und die Verwendung von Salzen zu vermeiden.
Cleland et al., "The Development of Stable Protein Formulations: A Close Look at Protein Aggregation, Deamidation and Oxidation", Critical Reviews in Therapeutic Drug Carrier Systems, Bd. 10, Nr. 4, S. 307-377 (1993), stellen einen allgemeinen Überblick von drei häufigen Proteinabbauwegen bereit: Aggregation, Deamidierung und Oxidation und kommentieren die Strategien, die angewendet werden könnten, um Proteinabbau herabzusetzen. In Bezug auf die Herstellung eines Pharmazeutikums, das einen vorher nicht gefriergetrockneten Antikörper umfasst, lehrt dieses Dokument nicht die Ver wendung einer Formulierung, der Salz fehlt, die jedoch Acetatpuffer bei pH 5, ein Tensid und ein Polyol umfasst.
Cleland et al., "Mechanisms of nonionic surfactant stabilization", 9th Annual Meeting of the American Association of Pharmaceutical Scientists, San Diego, USA, November 1994, Pharmaceutical Research (New York) 11(10 Suppl.), S-73 BIOTEC 2012 (1994), lehre, dass nichtionische Tenside die Stabilität von Proteinen durch Bindung an exponierte, hydrophobe Oberflächen direkt erhöhen. Es wird weiters gelehrt, dass man die Menge und Art des Tensids, die zur Stabilisierung eines Proteins erforderlich ist, durch Messung der hydrophoben Oberfläche des Proteins vorhersagen kann. In Bezug auf die Herstellung eines Pharmazeutikums, das einen vorher nicht gefriergetrockneten Antikörper umfasst, lehrt dieses Dokument nicht die Verwendung einer Formulierung, der Salz fehlt, die jedoch Acetatpuffer von etwa pH 4,8 bis etwa pH 5,5, ein Tensid und ein Polyol umfasst.
Es besteht auf dem Gebiet ein Bedarf an einer stabilen, wässrigen, pharmazeutischen Formulierung, die einen Antikörper, wie z. B. einen Anti-CD18- oder Anti-CD20-Antikörper enthält, der für therapeutische Verwendung geeignet ist.

Zusammenfassung der Erfindung

Demgemäß stellt die Erfindung eine stabile, wässrige, pharmazeutische Formulierung bereit, umfassend eine therapeutisch wirksame Menge eines vorher nicht der Lyophilisierung unterworfenen Antikörpers, einen den pH im Bereich von etwa 4,8 bis etwa 5,5 haltenden Puffer, ein Tensid und ein Polyol, und worin der Formulierung eine Ionisierende Menge eines Salzes fehlt. Vorzugsweise ist die Formulierung bei einer Temperatur von etwa 2-8ºC für zumindest ein Jahr stabil und/oder ist bei einer Temperatur von etwa 30ºC für zumindest einen Monat stabil und/oder ist nach Einfrieren und Auftauen der Formulierung stabil.
Die Erfindung betrifft auch ein gefertigtes Produkt, das einen Behälter umfasst, der eine stabile, wässrige, pharmazeutische Formulierung enthält, die eine therapeutisch wirksame Menge eines vorher nicht der Lyophilisierung unterworfenen Antikörpers, einen den pH im Bereich von etwa 4,8 bis etwa 5,5 haltenden Puffer, ein Tensid und ein Polyol umfasst.
In noch einem weiteren Aspekt betrifft die Erfindung ein Verfahren zur Stabilisierung eines Antikörpers in einer wässrigen, pharmazeutischen Formulierung durch Kombinieren einer therapeutisch wirksamen Menge eines vorher nicht der Lyophilisierung unterworfenen Antikörpers, eines den pH im Bereich von etwa 4,8 bis etwa 5,5 haltenden Puffers, eines Tensids und eines Polyols.
Ebenfalls hierin beschrieben ist ein Verfahren der Behandlung eines Säugetiers, das die Verabreichung einer therapeutisch wirksamen Menge der hierin offenbarten, wässrigen, pharmazeutischen Formulierung an ein Säugetier umfasst, worin das Säugetier eine Störung aufweist, welche die Behandlung mit dem Antikörper der Formulierung erfordert. Wenn der Antikörper CD18 bindet, umfassen Beispiele von zu behandelnden Störungen hämorrhagischen Schock, thermische Verletzungen (wie z. B. solche, die von Verbrennungen herrühren). Schlaganfall (einschließlich ischämischem und hämorrhagischem Schlaganfall) und Myokardinfarkt. Für einen Anti-IL8-Antikörper umfassen zu behandelnde Störungen entzündliche Störungen, wie z. B. Respiratory-Distress-Syndrom bei Erwachsenen (ARDS), hypovolämischer Schock, Colitis ulcerosa und Rheumatoidarthritis. Wenn der Antikörper CD20 bindet, umfassen zu behandelnde Störungen B-Zellen lymphome.

Kurzbeschreibung der Abbildungen

Die Fig. 1A und 1B stellen die Aminosäuresequenz der rhuMAb-CD18-Schwerkette (Fig. 1A; Seq.-ID Nr. 1) und Leichtkette (Fig. 1B; Seq.-ID. Nr. 2) dar. Die kursiv dargestellte Sequenz in Fig. 1A (Seq.-ID Nr. 3) ist jene des Leucin-Zippers.
Die Fig. 2A und 28 sind Hydroflex-Plots der rhuMAb-CD18-Schwerkette (Fig. 2A) und Leichtkette (Fig. 2B). Kyte-Doolittle-Hydrophobieberechnungen, gemittelt mit einem Fenster von 6 Aminosäuren wurden an der Proteinsequenz durchgeführt. Flexibilitätswerte wurden aus dem Produkt der Hydrophobie jedes Restes und seinem Seitenkettenvolumen abgeschätzt (wiederum über ein Fenster von 6 Resten gemittelt). Asn-Gly- und Asn-Ser-Motive in flexiblen Regionen deamidieren mit höherer Wahrscheinlichkeit als jene in starreren Strukturen, Die CDRs sind ebenfalls bekannt. Die meisten der Schwerketten-Methionine und Schwerketten-Asn 84 befinden sich nahe den CDRs.
Die Fig. 3A und 3B zeigen die Wirkung der Lagerungstemperatur auf die Lichtstreuung in verschiedenen rhuMAb-CD18-Formulierungen nach 5 Wochen Lagerung bei den angegebenen Temperaturen, wie sie durch die mittlere Absorption im Bereich von 340-360 nm (Fig. 3A) oder das Verhältnis von A278 zu A252 nm (Fig. 3B) gemessen wurde. RhuMAb CD18 in Formulierung F3 neigt zur Bildung von unlöslichen Aggregaten.
Fig. 4 zeigt die Wirkung der Lagertemperatur auf die durch die Absorption bei 278 nm, korrigiert um die Vehikel-Absorption bei 320 nm gemessene Lichtstreuung in verschiedenen rhuMAb-CD-18-Formulierungen nach 5 Wochen Lagerung bei den angegebenen Temperaturen.
Die Fig. 5A und 5B stellen die Wirkung der Lagertemperatur auf die durch Gelausschlusschromatographie (SEC) getestete Stabilität der rhuMAb-CD18-Formulierung F2 (Fig. 5A) und Formulierung F5 (Fig. 5B) dar. Es zeigte sich eine Spezies mit geringerem Molekulargewicht (siehe Pfeile), die bei pH 6 (Fig. 5B) im Vergleich zu pH 5 (Fig. 5A) stärker ausgeprägt war.
Die Fig. 6A und 6B stellen die durch SEC getestete Auswirkung von Lagerzeit und Temperatur auf die Stabilität von rhuMAb CD18 dar und zeigen die Gesamtpeakfläche (Fig. 6A) und %-Hauptpeak (Fig. 6B) für alle Formulierungen. Es wurde keine Veränderung der Gesamtpeakfläche beobachtet. F1 und F5 behielten den niedrigsten %-Hauptpeak bei.
Fig. 7 ist ein Arrhenius-Plot der %-Hauptpeakfläche aus der SEC von rhuMAb CD18, formuliert in Acetat mit Trehalose bei pH 5 (F2). Aktivierungsenergie = 19 +/-6 kcal/Mol.
Fig. 8 zeigt die durch Hydrophobohromatographie (HIC) getestete Auswirkung der Lagerung für 5 Wochen bei 40ºC auf verschiedene rhuMAb-CD18-Formulierungen. Die früh eluierenden Peaks bei 17,5 min und die Schulter am vorderen Rand des Hauptpeaks nahmen im Vergleich zu Kontrollen bei -70ºC zu. F2 zeigte die geringste Zunahme beider Komponenten (siehe Fig. 9).
Fig. 9 zeigt die durch HIC getestete Wirkung der Lagerung für 5 Wochen bei verschiedenen Temperaturen auf Formulierung F2. Ein Vor-Hauptpeak wurde im Vergleich zur -70ºC-Kontrolle sichtbar.
Fig. 10 stellt die durch HIC getestete Wirkung der Lagertemperatur auf die Stabilität von rhuMAb CD18 (5 Wochen-Daten) dar und zeigt die wiedergefundene Gesamtpeakfläche. Eine Tendenz in Richtung Flächenverlust wurde in allen Formulierungen mit ansteigender Lagertemperatur beobachtet, mit Ausnahme von F5, die vorab niedriger startete.
Fig. 11 zeigt die durch Umkehrphasenflüssigchromatographie (RP-HPLC) getestete Wirkung der Lagerung für 5 Wochen bei verschiedenen Temperaturen auf Formulierung F2. Eine kleine, teilweise aufgelöste Vor-Hauptpeak-Komponente (siehe Pfeil) nach bei höheren Temperaturen zu, während ihr geringfügig früher eluierender Nachbar unverändert blieb.
Fig. 12 zeigt die durch RP-HPLC getestete Wirkung der Lagerung für 5 Wochen auf die Stabilität von rhuMAb CD18 und zeigt den prozentuellen Anteil des Hauptpeaks. F2 und F3 zeigten den höchsten %-Hauptpeak nach 5 Wochen bei 40ºC.
Fig. 13 ist ein auf dem RP-HPLC-%-Hauptpeak für Formulierung F2 basierender Arrhenius-Plot. Die Aktivierungsenergie (&supmin;20 kcal/Mol) konnte aus diesen Daten wegen dem sehr kleinen K für 5ºC nur näherungsweise bestimmt werden und scheint derjenigen, die mit SEC- und Ionenaustausch-HPLC-(IEX-)Tests erhaltenen wurde, ähnlich zu sein.
Die Fig. 14A und 14B zeigen die durch IEX getestete Wirkung der Lagertemperatur auf die Stabilität von rhuMAb CD18 auf die Formulierungen F2 bei pH 5 (Fig. 14A) und F5 bei pH 6 (Fig. 14B). Zwei Vor-Hauptpeaks erhöhten sich mit ansteigender Zeit und Temperatur mit stärkerer Ausprägung bei pH 6. Ein Höcker von 22 bis 28 Minuten ist ein Artefakt aufgrund einer aus der Säule ausgewaschenen Verunreinigung.
Fig. 15 ist ein Arrhenius-Plot der %-Hauptpeakfläche aus der IEX von rhuMAb CD18, formuliert in Acetat mit Trehalose bei pH 5 (F2). Aktivierungsenergie = 20 +/- 10 kcal/Mol.
Fig. 16 zeigt die dreidimensionale Struktur von rhuMAb CD18, einschließlich der Positionen der Methinoninreste. Met 65 und Met 83 sind exponiert, währenddessen die anderen in die Struktur eingebettet sind und voraussichtlich weniger oxidationslabil sind.
Fig. 17 zeigt die Fluoreszenzspektroskopie von rhuMAb-CD-18-Formulierungen. Die Emissionsspektren verschiedener Formulierungen wurden an einem SLM8000-Fluorimeter bei einer Anregungswellenlänge von 280 nm erhalten. 500 ul-Proben wurden in Quarzküvetten gefüllt und die Spektren bei 22ºC mit einer Bandbreite von 2 nm erhalten. Die Proben wurden durch Verdünnung einer konzentrierten Stammlösung auf 0,1 mg/ml mit unterschiedlichen pH-Werten hergestellt und die Analysen nach 24 Stunden bei 25ºC durchgeführt. Die Konformation des Antikörpers ist bei pH über 3 stabil.
Die Fig. 18A und 18B stellen die Wirkung von pH und Proteinkonzentration auf die Stabilität von rhuMAb CD18 dar. Formulierungen im pH-Bereich von 3 bis 6 und im Konzentrationsbereich von 0,5 bis 25 mg/ml wurden zur Stabilität bei 40ºC und -70ºC für 2 Monate gehalten. Analysen wurden durch IEX (Fig. 18A) und SEC (Fig. 18B) durchgeführt. pH 5 erwiese sich als der bevorzugte pH unabhängig von der Proteinkonzentration.
Die Fig. 19A, 19B und 19C stellen die Abbaukinetiken von rhuMAb CD-18 durch SEC (Fig. 19A), IEX (Fig. 19B) und MAC-1-Bindung (Fig. 19C) bei verschiedenen Temperaturen dar. Doppelproben in 10 mM Na-Acetat, 8% Trehalose, 0,01% Tween 20 , pH 5 wurden in 3 ml-Glasfläschchen hergestellt und für die Stabilität bei den angegebenen Temperaturen gehalten. In Fig. 19C war die spezifische Aktivität das Verhältnis von MAC-1-Bindung zu Gesamt-(ab')&sub2;-ELISA. Die Proben sind stabil bei 5ºC und 15ºC bis zu 43 Wochen und bei 30ºC bis zu 1 Monat. Analysen wurden zu den angegebenen Zeitpunkten durchgeführt.
Fig. 20 stellt die Struktur von Plasmid pS1130 dar, das zur Herstellung von rhuMAb CD18 des untenstehenden Beispiels verwendet wurde.
Die Fig. 21A und 21B stellen die gesamte Nucleotidsequenz (Seq.-ID Nr. 9) und die kodierten Aminosäuresequenzen (Seq.-ID Nr. 10 bzw. 11) der pS1130-Expressionskassette dar.
Fig. 22 zeigt die Abstammung der 49A5-Produktionszelllinie.
Fig. 23 ist eine schematische Darstellung des Fermentationsprozesses für rhuMAb CD18.
Die Fig. 24A und 24B stellen die Wirkung des pH auf die Aggregations- (Fig. 24A) und Oxidationsgeschwindigkeit (Fig. 24B) auf Formulierungen mit 40 mg/ml rhuMAb CD18, 25 mM Histidin, 0,02% Polysorbat bei pH 5, 6,5 oder 7,5, gelagert bei 40ºC dar.
Fig. 25 stellt die Wirkung von überschüssigen molaren Verhältnissen von Trehalose auf die einfrier-/auftauinduzierte Aggregation von rhuMAb-CD20-Mehrfachdosis-Formulierungen dar. Jede Formulierung besteht aus 40 mg/ml rhuMAb CD20, 20 mM Acetat, 0 bis 1000 : 1 Molverhältnis Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20, pH 5,0. Die Trehalosemenge in den Formulierungen 1-4 war wie folgt: 1 = 0 Mol Trehalose zu 1 Mol rhuMAb CD20 (0 mM Trehalose); 2 = 250 Mol Trehalose: 1 Mol rhuMAb CD20 (67 mM Trehalose); 3 = 500 Mol Trehalose: 1 Mol rhuMAb CD20 (134 mM Trehalose); und 4 = 1000 Mol Trehalose: 1 Mol rhuMAb CD20 (267 mM Trehalose).
Fig. 26 zeigt die Wirkung von überschüssigen molaren Verhältnissen von Trehalose oder Natriumchlorid auf die Klarheit von rhuMAb-CD20-Mehrfachdosis-Formulieirungen, gelagert bei 40ºC für bis zu vier Wochen. Die Zusammensetzung der Formulierungen ist 40 mg/ml rhuMAb CD20, 20 mM Acetat, 0 bis 1000 : 1 Molverhältnis Trehalose oder Natriumchlorid, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20, pH 5,0. Die Klarheit der 500 : 1- und 1000 : 1-Molverhältnisformulierungen von Natriumchlorid zu rhuM- Ab CD20 wurden aufgrund der physikalischen Erscheinungsform dieser Formulierungen nach 4 Wochen bei 40ºC nicht gemessen. Die 500 : 1-Molverhältnisformulierung war sehr opalisierend, während sich die 1000 : 1-Molverhältnisformulierung in zwei Phasen getrennt hatte, die aus einer dünnen, mit einer opalisierenden Flüssigkeit überschichteten, undurchsichtigen Gelschicht zusammengesetzt war. Die OD der 1000 : 1-Mol Verhältnisformulierung von Natriumchlorid zu rhuMAb CD20 betrug nach zwei Wochen Lagerung bei 40ºC 2,72.
Fig. 27 steift die durch SEC-HPLC analysierte Wirkung von überschüssigen Molverhältnissen Trehalose auf die Stabilität von rhuMAb-CD20-Mehrfachdosis-Formulierungen bei Lagerung bei 40ºC dar. Die Zusammensetzung der Formulierungen ist 40 mg/ml rhuMAb CD20, 20 mM Acetat, 0-267 mM Trehalose, 0,9% Benzylaikohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0. Die Trehalosemenge in Formulierungen 1-4 war wie folgt: 1 = 0 Mol Trehalose zu 1 Mol rhuMAb CD20 (0 mM Trehalose); 2 = 250 Mol Trehalose: 1 Mol rhuMAb CD20 (67 mM Trehalose); 3 = 500 Mol Trehalose: 1 Mol rhuMAb CD20 (134 mM Trehalose); und 4 = 1000 Mol Trehalose: 1 Mol rhuMAb CD20 (267 mM Trehalose). Die Prozente Monomer zu jedem Zeitpunkt wurden gegen die Prozente Monomer bei T = 0 normalisiert.
Fig. 28 zeigt das durch SEC-HPLC gemessene Stabilitätsprofil der bei 2-8ºC für bis zu zwei Jahre gelagerten, prototypischen, flüssigen rhuMAb-CD20-Mehrfachdosis-Formulierung. Die Formulierung bestand aus 40 mg/ml rhuMAb CD20, 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0. Die Prozente Monomer zu jedem Zeitpunkt wurden gegen die Prozente Monomer bei T = 0 normalisiert. Die durch den CDC-Test gemessene Bioaktivität der bei 2-8ºC für zwei Jahre gelagerten Formulierung betrug 99,2% relativ zur Vergleichskontrolle.

Ausführliche Beschreibung der bevorzugten Ausführungsformen

1. Definitionen

Der Ausdruck "pharmazeutische Formulierung" bezieht sich auf Präparate, die in solcher Form vorliegen, dass sie eine eindeutig wirksame biologische Aktivität der aktiven Inhaltsstoffe gestatten und die keine zusätzlichen Komponenten enthalten, die für die Patienten, an welche die Formulierung verabreicht werden soll, toxisch sind.
"Pharmazeutisch annehmbare" Exzipienten (Vehikel, Additive) sind jene, die sinnvoll einem Säugetierpatienten verabreicht werden können, um eine wirksame Dosis des angewendeten aktiven Inhaltsstoffs bereitzustellen.
Eine "stabile" Formulierung ist eine, in der das darin enthaltene Protein im Wesentlichen dessen physikalische Stabilität und/oder chemische Stabilität und/oder biologische Aktivität bei Lagerung beibehält. Verschiedene analytische Techniken zur Messung der Proteinstabilität sind der Wissenschaft verfügbar und werden beispielsweise in Peptide and Protein Drug Delivery, Vincent Lee (Hrsg.), Marcel Dekker Inc., New York, New York, Pubs, 247-301 (1991) und A. Jones, Adv. Drug Delivery Rev, 10, 29-90 (1993) besprochen. Die Stabilität kann bei einer gewählten Temperatur für eine gewählte Zeitspanne gemessen werden. Vorzugsweise ist die Formulierung bei Raumtemperatur (ca. 30ºC) oder bei 40ºC für zumindest 1 Monat stabil und/oder bei etwa 2-8ºC für zumindest 1 Jahr und vorzugsweise für zumindest 2 Jahre stabil. Darüber hinaus ist die Formulierung vorzugsweise nach Einfrieren (z. B. auf -70ºC) und Auftauen der Formulierung stabil.
Ein Protein in einer pharmazeutischen Formulierung "behält dessen physikalische Stabilität bei", wenn es bei visueller Prüfung der Farbe und/oder Klarheit oder bei Messung durch UV-Lichtstreuung oder durch Ausschlusschromatographie keine Anzeichen von Aggregation, Präzipitation und/oder Denaturierung zeigt.
Ein Protein in einer pharmazeutischen Formulierung "behält dessen chemische Stabilität bei", wenn die chemische Stabilität zu einem gegebenen Zeitpunkt dermaßen ist, dass das Protein wie unten definiert als seine biologische Aktivität beibehaltend zu betrachten ist. Die chemische Stabilität kann durch Detektion und Quantifizierung chemisch veränderter Formen des Proteins bestimmt werden. Chemische Veränderung kann Größenmodifizierung (z. B. Clippen) umfassen, die beispielsweise durch Anwendung von Größenausschlusschromatographie, SDS-PAGE und/oder matrixunterstützte Laserdesorptions-Ionisations-Flugzeit-Massenspektrometrie (MALDI/TOF MS) eingeschätzt werden kann. Andere Formen chemische Modifizierung umfassen Ladungsveränderungen (z. B. als Ergebnis der Deamidierung auftretend), die beispielsweise durch Ionenaustauschchromatographie eingeschätzt werden kann.
Ein Antikörper in einer pharmazeutischen Formulierung "behält seine biologische Aktivität bei", wenn die biologische Aktivität des Antikörpers zu einem gegebenen Zeitpunkt innerhalb von 10% derjenigen biologischen Aktivität liegt, die zum Zeitpunkt der Herstellung der pharmazeutischen Formulierung vorlag, wie sie z. B. in einem Antigen bindungstest bestimmt wird. Andere Tests der "biologischen Aktivität" für Antikörper sind hierin unten ausgearbeitet.
Mit "isotonisch" ist gemeint, dass die Formulierung von Interesse im Wesentlichen denselben osmotischen Druck wie menschliches Blut aufweist. Isotonische Formulierungen werden im Allgemeinen einen osmotischen Druck von etwa 250 bis 350 mOsm aufweisen. Isotonie kann beispielsweise mit einem Dampfdruck- oder Eisgefrier-Osmometer gemessen werden.
Ein "Polyol" ist eine Substanz mit vielfachen Hydroxylgruppen und umfasst Zucker (reduzierende und nichtreduzierende Zucker), Zuckeralkohole und Zuckersäuren. Hierin bevorzugte Polyole besitzen ein Molekulargewicht, das niedriger als etwa 600 kD ist (z. B. im Bereich von etwa 120 bis etwa 400 kD). Ein "reduzierender" Zucker ist einer, der eine Halbacetalgruppe enthält, die Metallionen reduzieren oder kovalent mit Lysin und anderen Aminogruppen in Proteinen reagieren kann und ein "nichtreduzierender" Zucker ist einer, der diese Eigenschaften eines reduzierenden Zuckers nicht aufweist. Beispiele von reduzierenden Zuckern sind Fructose, Mannose, Maltose, Lactose, Arabinose, Xylose, Ribose, Rhamnose, Galactose und Glucose. Nichtreduzierende Zucker umfassen Saccharose, Trehalose, Sorbose, Melezitose und Raffinose. Mannit, Xylit, Erythrit, Threitol, Sorbit und Glycerin sind Beispiele von Zuckeralkoholen. Als Zuckersäuren umfassen diese L-Gluconat und Metallsalze davon. Wo erwünscht ist, dass die Formulierung einfrier-auftau-stabil ist, ist das Polyol vorzugsweise eines, das bei gefrierenden Temperaturen (z. B. -20ºC) nicht so auskristallisiert, dass es den Antikörper in der Formulierung destabilisiert. Nichtreduzierende Zucker wie Saccharose und Trehalose sind hierin die bevorzugten Polyole, wobei Trehalose wegen der überlegenen Lösungsstabilität gegenüber Saccharose bevorzugt wird.
Wie hierin verwendet bezieht sich "Puffer" auf eine gepufferte Lösung, die pH-Änderungen durch ihre Säure-Base-Konjugat-Komponenten widersteht. Der Puffer dieser Erfindung besitzt einen pH-Wert im Bereich von etwa 4,8 bis etwa 5,5 und besitzt vorzugs weise einen pH-Wert von etwa 5,0. Beispiele von Puffern, die den pH-Wert in diesem Bereich halten, umfassen Acetat- (z. B. Natriumacetat), Succinat- (wie z. B. Natriumsuccinat), Gluconat-, Histidin-, Citrat- und andere Puffer organischer Säuren. Wo eine einfrier-auftau-stabile Formulierung erwünscht ist, ist der Puffer vorzugsweise nicht Phosphat.
Im pharmakologischen Sinne im Zusammenhang mit der vorliegenden Erfindung bezieht sich eine "therapeutisch wirksame Menge" eines Antikörpers auf eine Menge, die zur Prävention oder Behandlung einer Störung wirksam ist, für deren Behandlung der Antikörper wirksam ist. Eine "Störung" ist jede Kondition, die aus der Behandlung mit dem Antikörper Nutzen ziehen würde. Diese umfasst chronische und akute Störungen oder Erkrankungen einschließlich jener pathologischen Konditionen, die das Säugetier für die fragliche Störung prädisponieren.
Ein "Konservierungsmittel" ist eine Verbindung, die in die Formulierung aufgenommen werden kann, um darin bakterielle Prozesse wesentlich herabzusetzen und folglich beispielsweise die Herstellung einer Mehrzweck-Formulierung zu erleichtern. Beispiele von potentiellen Konservierungsmitteln umfassen Octadecyldimethylbenzylammoniumchlorid, Hexamethoniumchlorid, Benzylalkoniumchlorid (ein Gemisch von Alkylbenzyldimethylammoniumchloriden, in denen die Alkylgruppen langkettige Verbindungen sind) und Benzethoniumchlorid. Andere Formen von Konservierungsmitteln umfassen aromatische Alkohole, wie z. B. Phenol, Butyl- und Benzylalkohol, Alkylparabene, wie z. B. Methyl- oder Propylparaben, Catechol, Resorcinol, Cyclohexanol, 3-Pentanol und m-Kresol. Das hierin insbesondere bevorzugte Konservierungsmittel ist Benzylalkohol.
Wie hierin verwendet, bezieht sich der Ausdruck "entzündliche Störungen" auf pathologische Zustände, die zur Entzündung führen, z. B. verursacht durch Zustrom von Leukozyten und/oder Neutrophilen-Chemotaxie. Entzündung kann sich aus der Infektion mit pathogenen Organismen und Viren und auf nichtinfektiöse Weise ergeben, wie z. B. Trauma oder Reperfusion nach Myokardinfarkt oder Schlaganfall, Immunantwort auf fremdes Antigen und Autoimmunantworten. Beispiele entzündlicher Störungen umfassen entzündliche Hauterkrankungen (wie z. B. Morbus Crohn und Colitis ulcercsa); ischämische Reperfusion; Respiratory-Distress-Syndrom bei Erwachsenen; Meningitis; Encephalitis; Uveitis; Autoimmunerkrankungen wie z. B. primärchronische Polyarthritis, Sjorgen'sches Syndrom, Vasculitis; Leukozyten-Diapedese umfassende Erkrankungen; entzündliche Störung des Zentralnervensystems (CNS); Mehrfachorganverletzungsyndrom, untergeordneter Sepitkämie oder Trauma; alkoholische Hepatitis; bakterieller Pneumonie; Antigen-Antikörper-Komplex-vermittelte Erkrankungen; hypovolämischer Schock; Glomerulonephritis; multiple Sklerose; Diabetes mellitus Typ I; akute und verzögerte Hypersensitivität; Graft-versus-Host-Erkrankung; Transplantatabstoßung; Reperfusionsverletzung; endotoxischer Schock; Krankheitszustände aufgrund von Leukozyten- Dyskrasie und Metastase; Asthma; pulmonale Sauerstofftoxizität; Entzündung der Lunge, einschließlich Pleuritis, Alveolitis, Vasculitis, Pneumonie, chronische Bronchitis, Bronchiektasie und Zystoffbrose usw.
Der Begriff "Antikörper" wird im weitesten Sinne verwendet und umfasst speziell monoklonale Antiköper (einschließlich monokionale Vol Hängen-Antikörper), polyklonale Antikörper, multispezifische Antikörper (z. B. bispezifische Antikörper) und Antikörperfragmente, die so lang sind, dass sie die gewünschte biologische Aktivität aufweisen.
"Antikörperfragmente" umfassen einen Teil eines Volllängen-Antikörpers, im Allgemeinen die antigenbindende oder variable Region davon. Beispiele von Antikörperfragmenten umfassen Fab-, Fab'-, F(ab')&sub2;- und Fv-Fragmente; Diakörper; lineare Antikörper; einzelkettige Antikörpermoleküle; und multispezifische, aus Antikörperfragmenten gebildete Antikörper.
Der Ausdruck "monoklonaler Antikörper" bezieht sich wie hierin verwendet auf einen aus einer Population von im Wesentlichen homogenen Antikörpern erhaltenen Antikörper, d. h., dass die einzelnen, die Population umfassenden Antikörper sind identisch, mit Ausnahme von möglichen, natürlich auftretenden Mutationen, die in geringen Mengen anwesend sein können. Monoklonale Antikörper sind höchst spezifisch und gegen eine einzige Antigenstelle gerichtet. Darüber hinaus ist jeder monoklonale Antikörper, im Gegensatz zu herkömmlichen (polyklonalen) Antikörperpräparaten, die typischerweise verschiedene, gegen verschiedene Determinanten (Epitope) gerichtete Antikörper umfassen, gegen eine einzige Determinante am Antigen gerichtet. Der Modifikator "monoklonal" bezeichnet der Charakter des Antikörpers dahingehend, dass er aus einer im Wesentlichen homogenen Population von Antikörpern erhalten wurde und ist nicht dahingehend auszulegen, dass die Produktion des Antikörpers irgendein bestimmtes Verfahren erfordert. Beispielsweise können die gemäß der vorliegenden Erfindung zu verwendenden Antikörper durch das Hybridom-Verfahren hergestellt werden, das erstmals von Kohlen et al., Nature 256, 495 (1975) beschrieben worden ist, oder können durch DNA- Rekombinationsverfahren (siehe z. B. US-Patent Nr. 4.816.567) hergestellt werden. Die "monoklonalen Antikörper" können beispielsweise auch aus Phagenantikörperbibliotheken unter Verwendung der in Clackson et al., Nature 352, 624-628 (1991) und Marks et al., J. Mol. Biol. 222, 581-597 (1991) beschriebenen Verfahren isoliert werden.
Die monoklonalen Antikörper hierin umfassen speziell "chimäre" Antikörper (Immunglobuline), in denen ein Teil der Schwer- und/oder Leichtkette identisch mit oder homolog zu entsprechenden Sequenzen in Antikörpern ist, die von einer bestimmten Spezies herrühren oder zu einer bestimmten Antikörperklasse oder Unterklasse gehören, während der Rest der Kette(n) identisch mit oder homolog zu entsprechenden Sequenzen in Antikörpern ist, die von einer anderen Spezies hergeleitet sind oder zu einer anderen Antikörperklasse oder Unterklasse gehören, sowie Fragmente solcher Antikörper, solange sie die gewünschte biologische Aktivität zeigen (US-Patent Nr. 4.816.567; und Morrison et al., Proc, Natl. Acad. Sci. USA 81, 6851-6855 (1984)).
Der Ausdruck "hypervariable Region" bezieht sich, wenn hierin verwendet, auf die Aminosäurereste eines Antikörpers, die für Antigenbindung verantwortlich sind. Die hypervariable Region umfasst Aminosäurereste aus einer komplementaritätsbestimmenden Region ("complementary-determining region" oder "CDR") (d. h., den Resten 23-34 (L1), 50-56 (L2) und 89-97 (L3) in der variablen Region der Leichtkette und 31-35 (H1), 50-65 (H2) und 95-102 (H3) in der variablen Region der Schwerkette; Kabat et al., Sequences of Proteins of Immunological Interest, 5. Aufl., Public Health Service, National Institutes of Health, Betheseda, MD (1991)) und/oder jene Reste aus einer "hypervariablen Schleife" (d. h., Reste 26-32 (L1), 50-52 (L2) und 91-96 (L3) in der variablen Region der Leichtkette und 26-32 (H1), 53-55 (H2) und 96-101 (H3) in der variablen Region der Schwerkette; Chothia und Lesk, J. Mol. Biol. 196, 901-917 (1987)). "Gerüst-" oder "FR-"Reste sind jene Reste der variablen Region, die nicht Reste der hierin definierten hypervariablen Region sind. Die CDR- und FR-Reste des Antikörpers H52 des Beispiels unten sind in Eigenbrot et al., Proteins: Structure, Function and Genetics 18, 49-62 (1994) identifiziert.
"Humanisierte" Formen von nichthumanen (z. B. murinen) Antikörpern sind chimäre Antikörper, die eine von nichthumanem Immunglobulin hergeleitete Minimalsequenz enthalten. Humanisierte Antikörper sind größtenteils Humanimmunglobuline (Empfängerantikörper), in denen Reste einer hypervariablen Region des Empfängers ersetzt sind durch Reste aus einer hypervariablen Region einer nichthumanen Spezies (Spenderantikörper), wie z. B. Maus, Ratte, Kaninchen oder nichthumaner Primat, mit der gewünschten Spezifität, Affinität und Kapazität. In einigen Fällen werden FR-Reste aus dem Humanimmunglobulin durch entsprechende nichthumane Reste ersetzt. Darüber hinaus können humanisierte Antikörper Reste umfassen, die sich im Empfängerantikörper oder im Spenderantikörper nicht finden. Diese Modifizierungen werden durchgeführt, urni die Leistungsfähigkeit des Antikörpers weiter zu verfeinern. Im Allgemeinen umfasst der humanisierte Antikörper im Wesentlichen alle von zumindest einer, typischerweise zwei variablen Domänen, in denen alle oder im Wesentlichen alle der hypervariabelen Regionen jenen eines nichthumanen Immunglobulins entsprechen und alle oder im Wesentlichen alle der FR-Regionen sind jene einer Humanimmunglobulinsequenz. Der humanisierte Antikörper umfasst optional auch zumindest einen Teil einer Immunglobulin- Konstantregion (Fc), typischerweise jene eines Humanimmunglobulins. Für weitere Ein zelheiten siehe Jones et al., Nature 321, 522-525 (1986); Riechman et al., Nature 332, 323-329 (1988); und Presta, Curr. Op. Struct. Biol. 2, 593-596 (1992).
"Einzelketten-Fv-" oder "sFv-"Antikörperfragmente umfassen VH- und VL-Antikörperdomänen, worin diese Domänen in einer einzelnen Peptidkette vorliegen. Im Allgemeinen umfasst das Fv-Polypeptid weiters einen Polypeptidlinker zwischen den VH- und VL- Domänen, der es dem sFv ermöglicht, die gewünschte Struktur zur Antigenbindung zu bilden. Für einen Überblick über sFv siehe Pluckhun in The Pharmacology of Monoclonal Antibodies, Bd. 113, Rosenburg und Moore (Hrsg.), Springer-Verlag, New York, S. 269-315 (1994).
Der Begriff "Diakörper" bezieht sich auf kleine Antikörperfragmente mit zwei Antigenbindungsstellen, wobei die Fragmente eine variable Schwerkettendomäne (VH) umfassen, die mit einer variablen Leichtkettendomäne (VL) in derselben Peptidkette (VH-VL) verbunden sind. Durch Verwendung eines Linkers, der zu kurz ist, um die Paarung zwischen den beiden Domänen an derselben Kette zu gestatten, werden die Domänen gezwungen, sich mit den komplementären Domänen einer anderen Kette zu paaren und zwei Antigenbindungsstellen zu erzeugen. Diakörper werden vollständiger beispielsweise in EP-A-404.097; WO 93/11161; und Hollinger et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 6444-6448 (1993) beschrieben.
Die Ausdruck "lineare Antikörper" bezieht sich, wenn er durchwegs in dieser Anmeldung verwendet wird, auf diejenigen Antikörper, die in Zapata et al., Protein Eng. 8(10), 1057-1062 (1995) beschrieben sind. Kurz gefasst umfassen diese Antikörper ein Paar von Tandern-Fd-Segmenten (VH-CH-1-VH-CH1), die ein Paar von antigenbindenden Regionen bilden. Lineare Antikörper können bispezifisch oder monospezifisch sein.
Der Antikörper, der formuliert wird, ist vorzugsweise im Wesentlichen rein und wünschenswerterweise im Wesentlichen homogen (d. h., frei von kontaminierenden Proteinen usw.). Mit "im Wesentlichen reiner" Antikörper ist eine Zusammensetzung gemeint, die basierend auf dem Gesamtgewicht der Zusammensetzung zumindest etwa 90 Gew.-% des Antikörpers enthält, vorzugsweise zumindest etwa 95 Gew.-%. Mit einem "im Wesentlichen homogenen" Antikörper ist eine Zusammensetzunge gemeint, die basierend auf dem Gesamtgewicht der Zusammensetzung zumindest etwa 99 Gew.-% des Antikörpers enthält.
"Behandlung" bezieht sich sowohl auf therapeutische Behandlung, als auch auf prophylaktische oder präventive Maßnahmen. Jene, die Behandlung benötigen umfassen jene, die bereits von einer Störung befallen sind, sowie jene, bei denen der Störung vorzubeugen ist.
"Säugetier" bezieht sich zum Zwecke der Behandlung auf jedes Tier, das als Säugetier klassifiziert ist, einschließlich Menschen, Haus- und Nutztiere, Zoo-, Sport- und Streicheltiere, wie z. B. Hunde, Pferde, Katzen, Kühe usw. Vorzugsweise ist das Säugetier ein Mensch.

II. Durchführungsarten der Erfindung

Die Erfindung hierin betrifft eine stabile wässrige Formulierung, die einen Antikörper enthält. Der Antikörper in der Formulierung wird unter Verwendung von im Fach verfügbaren Techniken zur Erzeugung von Antikörpern hergestellt, wobei beispielgebende Verfahren dafür in den folgenden Abschnitten ausführlicher beschrieben sind.
Der Antikörper ist gegen ein Antigen von Interesse gerichtet. Vorzugsweise ist das Antigen ein biologisch wichtiges Polypeptid und die Verabreichung des Antikörpers an ein Säugetier, das an einer Störung leidet, kann einen therapeutischen Nutzen in diesem Säugetier bewirken, jedoch sind gegen Nichtpolypeptid-Antigene (wie z. B. tumorassoziierte Glykolipid-Antigene; siehe US-Patent 5.091.178) gerichtete Antikörper ebenfalls vorgesehen.
Wenn das Antigen ein Polypeptid ist, kann es ein Transmembranmolekül (z. B. Rezeptor) oder ein Ligand, wie z. B. Wachstumsfaktor sein. Beispielhafte Antigene umfassen Moleküle wie Renin; ein Wachstumshormon, einschließlich Human-Wachstumshormon und Rinder-Wachstumsfaktor; Wachstumshormon freisetzender Faktor; Nebenschilddrüsenhormon; schilddrüsenstimulierendes Hormon; Lipoproteine; Alpha-1-Antitrypsin; Insulin A-Kette; Insulin B-Kette; Proinsulin; follikelstimulierendes Hormon; Caloitonin; Luteinisierungshormon; Glucagon; Gerinnungsfaktoren, wie z. B. Faktor VIIIC, Faktor IX, Gewebefaktor und von-Willebrand-Faktor; Antigerinnungsfaktoren, wie z. B. Protein C; atrialnatriuretischer Faktor; Lungensurfaktant; einen Plasminogenaktivator, wie z. B. Urokinase oder Human-Urin- oder Gewebetyp-Plasminogenaktivator (t-PA); Bombesin; Thrombin; hämatopoetischer Wachstumsfaktor; Tumornekrosefaktor-Alpha und -Beta; Enkephalinase; RANTES (reguliertes 1-Alpha); ein Serumalbumin, wie z. B. Humanserumalbumin. Müller'sches Körperchen inhibierende Substanz; Relaxin A-Kette; Relaxin B-Kette; Prorelaxin; Maus-Gonadotropin-assoziiertes Peptid; ein mikrobielles Protein, wie z. B. Beta-Lactamase; DNase; IgE; eine zytotoxisches T-Lymphozyten-assoziiertes Antigen (CTLA), wie z. B. CTLA-4; Inhibin; Activin; Gefäßendothel-Wachstumsfaktor (VEGF); Rezeptoren für Hormone und Wachstumsfaktoren; Protein A oder D; Rheumafaktoren; einen neurotrophen Faktor; wie z. B. knochenhergeleiteten neurotrophen Faktor (BDNF), Neurotrophin-3, -4, -5 oder -6 (NT-3, NT-4, NT-5 oder NT-6), oder einen Nervenwachstumsfaktor, wie z. B. NGF-β; Blutplättchen-hergeleiteten Wachstumsfaktor (PDGF); Fibroblasten-Wachstumsfaktor, wie z. B. aFGF und bFGF; Epidermis-Wachstumsfaktor (EGF); transformierenden Wachstumsfaktor (TGF), wie z. B. TGF-Alpha und TGF-Beta, einschließlich TGF-β1, TGF-β2, TGF-β3, TGF-β4 oder TGF-β5; Insulin-artigen Wachstumsfaktor-I und -II (IGF-I und IGF-II); des(1-3)-IGF-I (Hirn-IGF-I); Insulin-artigen Wachstumsfaktor bindende Proteine; CD-Proteine, wie z. B. CD3, CD4, CD8, CD19 und CD20; Erythropoietin; osteoinduktive Faktoren; Immuntoxine; ein Knochen-morphogenetisches Protein (BMP); ein Interferon, wie z. B. Interferon-Alpha, -Beta und -Gamma; koloniestimulierende Faktoren (CSFs), z. B. M-CSF, GM-CSF und G-CSF; Interleukine (ILs), z. B. IL-1 bis IL-10; Superoxiddismutase; T-Zellenrezeptoren; Oberflächenmembranproteine; abbaubeschleunigenden Faktor; virales Antigen, wie z. B. einen Teil einer AIDS-Hülle; Transportproteine, Homing-Rezeptoren; Adressine; regulative Proteine; Integrine, wie z. B. CD11a, CD11b, CD11c, CD18, ein ICAM, VLA-4 und VCAM; ein tumorassoziiertes Antigen, wie z. B. HER2-, HER3- oder HER4-Rezeptor; und Fragmente aller oben aufgezählten Polypeptide.
Bevorzugte molekulare Targets für die in dieser Erfindung vorgesehenen Antikörper umfassen CD-Proteine, wie z. B. CD3, CD4, CD8, CD19, CD20 und CD34; Mitglieder der ErbB-Rezeptorfamilie, wie z. B. den EGF-Rezeptor, HER2-, HER3- oder HER4-Rezeptor; Zelladhäsionsmoleküle, wie z. B. LFA-1, Mac-1, p150,95, VLA-4, ICAM-1, VCAM und αv/β3-Integrin, einschließlich ihrer α- oder β-Untereinheiten (z. B. Anti-CD11a-, Anti- CD18- oder Anti-CD11b-Antikörper); Wachstumsfaktoren, wie z. B. VEGF; ein Interleukin, wie z. B. IL8; IgE; Blutgruppenantigene; flk2/flt3-Rezeptor; Obesitäts-(OB-)Rezeptor; CTLA-4; Protein C usw.
Der hierin bevorzugte Antikörper ist einer, der an Human-CD18 bindet und vorzugsweise die Fähigkeit einer die CD18-Untereinheit an ihrer Zelloberfläche exprimierenden Zelle (z. B. eines Neutrophilen), an Endothel zu binden (teilweise oder vollständig) blockiert. Beispiele von Anti-CD18-Antikörpern umfassen MHM23 (Hildreth et al., Eur. J. Immunol. 13, 202-208 (1983); M18/2 (IgG2a; Sanches-Madrid et al., J. Exp. Med. 158, 586 (1983)); H52 (American Type Culture Collection (ATCC) Deposit HB 10160); Mas191c und IOT18 (Vermot Desroches et al., Scand. J. Immunol. 33, 277-286 (1991)); und NA-8 (WO 94/12214). Der bevorzugte Antikörper ist einer, der an dasjenige CD18- Epitop bindet, an das entweder MHM23 oder H52 binden. In gewissen Ausführungsformen kann der Antikörper an eine Region in der extrazellulären Domäne von CD18 binden, die mit CD11b assoziiert und der Antikörper kann auch α- und β-Ketten dissoziieren (z. B. kann der Antikörper den CD11a- und CD18-Komplex dissoziieren, wie im Falle des MHM23-Antikörpers).
Techniken zur Herstellung von Antikörpern, die wie hierin offenbart formuliert werden können, werden unten ausgearbeitet.

A. Antikörperherstellung

(i) Antigenherstellung

Lösliche Antigene oder deren Fragmente, optional mit anderen Moleküle konjugiert, können als Immunogene zur Erzeugung von Antikörpern verwendet werden. Für Transmembranmoleküle, wie z. B. Rezeptoren, können Fragmente davon (z. B. die extrazdiuläre Domäne eines Rezeptors) als das Immunogen verwendet werden. Alternativ dazu können Zellen, die das Transmembranmolekül exprimieren, als das Immunogen verwendet werden. Solche Zellen können von einer natürlichen Quelle (z. B. Krebszelllinien) hergeleitet sein oder können Zellen sein, die durch rekombinante Techniken transformiert worden sind, um das Transmembranmolekül zu exprimieren. Andere Antigene und deren zur Herstellung von Antikörpern zweckdienlichen Formen sind für den Fachkundigen offensichtlich.

(ii) Polyklonale Antikörper

Polyklonale Antikörper werden vorzugsweise in Tieren durch mehrfache subkutane (sc) oder intraperitoneale (ip) Injektionen des maßgeblichen Antigens und eines Adjuvans hergestellt. Es kann zweckdienlich sein, das maßgebliche Antigen an ein Protein zu konjugieren, das in der zu immunisierenden Spezies immunogen ist, z. B. Schlüsselloch- Napfschnecken-Hämocyanin, Serumalbumin, Rinder-Thyroglobulin oder Sojabohnentrypsin-Inhibitor unter Verwendung eines bifunktionellen oder derivatisierenden Agens, beispielsweise Maleimidobenzoylsulfosuccinimidester (Konjugation über Cysteinreste), N-Hydroxysuccinimid (über Lysinreste), Glutaraldehyd, Bernsteinsäureanhydrid, SOCl&sub2; oder R¹N=C=NR, wobei R und R¹ verschiedene Alkylgruppen sind.
Tiere werden gegen Antigen, immunogene Konjugate oder Derivate durch Kombinieren von z. B. 100 ug oder 5 ug des Proteins oder Konjugats (für Kaninchen bzw. Mäuse) mit 3 Volumina Freund'schem Adjuvans und intradermale Injektion der Lösung an mehre ren Stellen immunisiert. Einen Monat später werden die Tiere mit 1/5 bis 1/10 der ursprünglichen Peptid- oder Konjugatmenge in Freund'schem Adjuvans durch subkutane Injektion an mehreren Stellen geboostet. Sieben bis 14 Tage später wird den Tieren Blut abgenommen und das Serum auf den Antikörpertiter getestet. Die Tiere werden geboostet bis der Titer sein Plateau erreicht. Vorzugsweise wird das Tier mit dem Konjugat desselben Antigens, das jedoch an eine anderes Protein und/oder über ein verschiedenen Vernetzungsreagens konjugiert ist, geboostet. Konjugate können auch in rekombinanter Zellkultur als Proteinfusionen hergestellt werden. Ferner werden aggregierende Agenzien wie Alaun geeigneterweise verwendet, um die Immunantwort zu verstärken.

(iii) Monoklonale Antikörper

Monoklonale Antikörper können unter Anwendung des erstmals von Kohler et al., Nature 256, 495 (1975) beschriebenen Verfahrens hergestellt werden oder können durch DNA-Rekombinationsverfahren (US-Patent Nr. 4.816.567) hergestellt werden.
Im Hybridomverfahren wird eine Maus oder ein anderes geeignetes Wirtstier, wie z. B. ein Hamster oder Makaken-Affe wie hierin oben beschrieben immunisiert, um Lymphozyten hervorzurufen, die Antikörper produzieren oder zur Produktion von Antikörpern fähig sind, die spezifisch an das zur Immunisierung verwendete Protein binden. Alternativ dazu können Lymphozyten in vitro immunisiert werden. Die Lymphozyten werden dann unter Verwendung eines geeigneten Fusionsagens, wie z. B. Polyethylenglykol, mit Myelomzellen fusioniert, um eine Hybridomzelle zu bilden (Coding, Monoclonal Antibodies: Principles and Practice, S. 59-103, Academic Press (1986)).
Die so hergestellten Hybridomzellen werden dann in ein geeignetes Kulturmedium eingeimpft und gezüchtet, wobei das Kulturmedium vorzugsweise eine oder mehrere Substanzen enthält, die das Wachstum oder Überleben der nicht fusionierten, elterlichen Myelomzellen inhibieren. Wenn beispielsweise den elterlichen Myelomzellen das Enzym Hypoxanthin-Guanin-Phosphoribosyltransferase (HGPRT oder HPRT) fehlt, wird das Kulturmedium für die Hybridomzellen typischerweise Hypoxanthin, Aminopterin und Thymidin (HAT-Medium) enthalten, wobei diese Substanzen das Wachstum von HGPRT-defizienten Zellen verhindert.
Bevorzugte Myelomzellen sind jene, die effizient fusionieren, stabile High-Level-Produktion des Antikörpers durch die ausgewählten, Antikörper produzierenden Zellen fördern und gegenüber einem Medium wie HAT-Medium empfindlich sind. Unter diesen bevorzugten Myelomzelllinien sind murine Myelomlinien, wie z. B. jene, die von MOPC-21- und MPC-11-Maustumoren hergeleitet und vom Salk Institute Cell Distribution Center, San Diego, California, USA erhältlich sind, und SP-2- oder X63-Ag8-653- Zellen, die von der American Type Culture Collection, Rockville, Maryland, USA erhältlich sind. Humanmyelom- und Maus-Human-Heteromyelomzelllinien sind ebenfalls zur Herstellung von humanen monoklonalen Antikörpern beschrieben worden (Kozbor, J. Immunol. 133, 3001 (1984); Brodeur et al., Monoclonal Antibody Production Techniques and Applications, Marcel Dekker Inc., New York, S. 51-63 (1987)).
Das Kulturmedium in dem Hybridomzellen wachsen wird auf die Produktion von gegen das Antigen gerichteten Antikörpern hin getestet. Vorzugsweise wird die Bindungsspezifität der durch Hybridomzellen produzierten Antikörper durch Immunpräzipitation oder einen In-vitro-Bindungstest, wie z. B. Radioimmuntest (RIA) oder Enzyme-linked-immunoabsorbent-assay (ELISA) bestimmt.
Nach Identifizierung von Hybridomzellen, die Antikörper der gewünschten Spezifität, Affinität und/oder Aktivität produzieren, können die Klone durch Grenzverdünnungsverfahren subkloniert und mittels Standardverfahren kultiviert werden (Goding, Monoclonal Antibodies: Principles and Practice, Academic Press, S. 59-103 (1986)). Geeignete Kulturmedien zu diesem Zweck umfassen beispielsweise D-MEM- oder RPMI-1604-Medium. Zusätzlich können Hybridomzellen in vivo als Ascites-Tumoren in einem Tier gezüchtet werden.
Die durch die Subklone sekretierten monoklonalen Antikörper werden auf geeignete Weise von Kulturmedium, Ascites-Flüssigkeit oder Serum durch herkömmliche Immunglobulin-Reinigungsverfahren, wie z. B. Protein A-Sepharose, Hydroxylapatit-Chromdtographie, Gelelektrophorese, Dialyse oder Affinitätschromatographie getrennt.
Für die monoklonalen Antikörper kodierende DNA kann mittels herkömmlicher Verfahren leicht isoliert und sequenziert werden (z. B. unter Verwendung von Oligonucleotidsonden, die zur spezifischen Bindung an Gene fähig sind, die für die Schwer- und Leichtketten der monoklonalen Antikörper kodieren). Die Hybridomzellen dienen als bevorzugte Quelle solcher DNA. Sobald isoliert, kann die DNA in Expressionsvektoren eingesetzt werden, die dann in Wirtszellen, wie z. B. E. coli-Zellen, Simian-COS-Zellen, Chinahamster-Eierstock-(CHO-)Zellen oder Myelomzellen, die ansonsten kein Immunglobulinprotein produzieren, transformiert werden, um die Synthese von monoklonalen Antikörpern in den rekombinanten Wirtszellen zu erhalten. Die rekombinante Herstellung von Antikörpern wird unten ausführlicher beschrieben.
In einer weiteren Ausführungsform können Antikörper oder Antikörperfragmente aus Antikörper-Phagenbibliotheken isoliert werden, die unter Anwendung der in McCafferty et al., Nature 384, 552-554 (1990) beschriebenen Techniken erzeugt werden. Clackson et al., Nature 352, 624-628 (1991) und Marks et al., J. Mol. Biol. 222, 581-597 (1991) beschreiben die Isolierung von murinen bzw. humanen Antikörpern mittels Phagenbibliotheken. Nachfolgende Publikationen beschreiben die Produktion von hochaffinen (nM-Bereich) Humanantikörpern durch Ketten-Shuffling (Marks et al., Bio/Technology 10, 779-783 (1992)) sowie kombinatorische Infektion und In-vivo-Rekombination als Strategie zur Konstruktion sehr großer Phagenbibliotheken (Waterhouse et al., Nucl. Acids Res. 21, 2265-2266 (1993)). Folglich sind diese Techniken entwicklungsfähige Alternativen zu traditionellen Hybridomtechniken monoklonaler Antikörper zur Isolierung von monoklonalen Antikörpern.
Die DNA kann auch modifiziert werden, beispielsweise durch Substitution der kodierenden Sequenz für humane Schwer- und Leichtketten-Konstantdomänen anstelle der homologen murinen Sequenzen (US-Patent Nr. 4.816.567; Morrison et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 6851 (1984)) oder durch kovalente Verknüpfung eines Teils oder der gesamten kodierenden Sequenz für ein Nicht-Immunglobulin-Polypeptid an die für Immunglobulin kodierende Sequenz.
Typischerweise werden solche Nicht-Immunglobulin-Polypetide durch die Konstantdomänen eines Antikörpers ersetzt oder sie werden durch die variablen Domänen von einer Antigen-kombinierenden Stelle eines Antikörpers ersetzt, um einen chimären, bivalenten Antikkörper zu erzeugen, der eine Antigen-kombinierende Stelle mit Spezifität für ein Antigen und eine andere Antigen-kombinierende Stelle mit Spezifität für ein anderes Antigen aufweist.

(iv) Humanisierte und humane Antikörper

Ein humanisierter Antikörper besitzt einen oder mehrere in ihn eingeführte Aminosäurereste aus einer Quelle, die nichthuman ist. Diese nichthumanen Aminosäurereste werden häufig als "Import"-Reste bezeichnet, die typischerweise einer variablen "Import"- Domäne entnommen sind. Humanisierung kann im Wesentlichen unter Befolgung des Verfahrens von Winter und Mitarbeitern (Jones et al., Nature 321, 522-525 (1986); Riechmann et al., Nature 332, 323-327 (1988); Verhoeyen et al., Science 239, 1534-1536 (1988)) durch Substitution von Nager-CDRs oder CDR-Sequenzen durch die entsprechenden Sequenzen eines humanen Antikörpers durchgeführt werden. Demgemäß sind solche "humanisierten" Antikörper chimäre Antiköper (US-Patent Nr. 4.816.567), worin im Wesentlichen weniger als eine intakte, variabel Humandomäne durch die entsprechende Sequenz aus einer nichthumanen Spezies substituiert worden ist. In der Praxis sind humanisierte Antikörper typischerweise humane Antikörper, bei denen einige CDR-Reste und möglicherweise einige FR-Rest durch Reste aus analogen Stellen in Nager-Antikörpern substituiert sind.
Die Auswahl der zur Herstellung der humanisierten Antikörper zu verwendenden humanen, variablen Leicht- sowie Schwer-Domänen ist zur Herabsetzung der Antigenität von großer Bedeutung. Gemäß dem so genannten "Best-fit"-Verfahren wird die Sequenz der variablen Domäne eines Nager-Antikörpers gegen die gesamte Bibliothek der bekannten Sequenzen humaner variabler Domänen gescreent. Die Humansequenz, die jener des Nagers am nächsten steht, wird dann als das humane Gerüst (FR) für den humanisierten Antikörper akzeptiert (Sims et al., J. Immunol. 151, 2296 (1993); Chothia et al., J. Mol. Biol. 196, 901 (1987)). Ein weiteres Verfahren verwendet ein bestimmtes, von der Konsens-Sequenz aller humanen Antikörper einer bestimmten Untergruppe von Leicht- und Schwerketten hergeleitetes Gerüst. Dasselbe Gerüst kann für mehrere humanisierte Antikörper verwendet werden (Carter et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89, 4285 (1992); Presta et al., J. Immunol. 151, 2623 (1993)).
Es ist weiters von Bedeutung, dass die Antikörper unter Beibehaltung hoher Affinität für das Antigen und anderer vorteilhafter biologischer Eigenschaften humanisiert wird. Um dieses Ziel zu erreichen, werden gemäß einem bevorzugten Verfahren humanisierte Antikörper durch einen Prozess der Analyse von elterlichen Sequenzen und verschiedenen konzeptionellen, humanisierten Produkten unter Anwendung dreidimensionaler Modelle der elterlichen und humanisierten Sequenzen hergestellt. Dreidimensionale Immunglobulinmodelle sind allgemein verfügbar und sind dem Fachkundigen bekannt. Computerprogramme sind verfügbar, welche die wahrscheinlichen dreidimensionalen Konformationsstrukturen ausgewählter Kandidat-Immunglobulinsequenzen veranschaulichen und darstellen. Prüfung dieser Darstellungen erlaubt die Analyse der wahrscheinlichen Rolle der Reste in der Funktionsweise der Kandidat-Immunglobulinsequenz, d. h., die Analyse von Resten, welche die Fähigkeit des Kandidat-Immunglobulins beeinflussen, an dessen Antigen zu binden. Auf diese Weise können FR-Reste aus den Empfänger- und Importsequenzen ausgewählt und kombiniert werden, sodass die gewünschte Antikörpercharakteristik, wie z. B. erhöhte Affinität für das/die Target-Antigen(e) erzielt wird. Im Allgemeinen sind die CDR-Reste direkt und am wesentlichsten an der Beeinflussung der Antigenbindung beteiligt.
Alternativ dazu ist es nun möglich, transgene Tiere (z. B. Mäuse) herzustellen, die bei Immunisierung in der Lage sind, ein vollständiges Repertoire humaner Antikörper in Abwesenheit endogener Immunglobulinproduktion zu produzieren. Beispielsweise ist beschrieben worden, dass die homozygote Deletion des Schwerketten-Verknüpfungsregions-(JH-)Gens des Antikörpers in chimären und keimbahnmutierten Mäusen die vollständige Inhibierung endogener Antikörperproduktion bewirkt. Der Transfer des humanen Keimbahn-Immunglobulin-Gen-Arrays in solche keimbahnmutierten Mäuse wird die Produktion von humanen Antikörpern bei Antigen-Challenge bewirken. Siehe z. B. Jakobovits et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 2551 (1993); Jakobovits et al., Nature 362, 255-258 (1993); Bruggermann et al., Year in Immuno. 7, 33 (1993); und Duchosal et al., Nature 355, 258 (1992). Humane Antikörper können auch von Phagen-Display- Bibliotheken hergeleitet sein (Hoogenboom et al., J. Mol. Biol. 227, 381 (1991); Marks et al., J. Mol. Biol. 222, 581-597 (1991); Vaughan et al., Nature Biotech 14,309(1996)).

(v) Antikörperfragmente

Verschiedene Techniken sind zur Herstellung von Antikörperfragmenten entwickelt worden. Herkömmlicherweise waren diese Fragmente vom proteolytischen Verdau intakter Antikörper hergeleitet (siehe z. B. Morimoto et al., Journal of Biochemical and Biophysical Methods 24, 107-117 (1992) und Brennan et al., Science 229, 81 (1985)). Diese Fragmente können jedoch nun direkt oder durch rekombinante Zellen produziert werden. Beispielsweise können die Antikörperfragmente aus den oben diskutierten Phagen-Bibliotheken isoliert werden. Alternativ dazu können Fab'-SH-Fragmente direkt aus E. coli gewonnen und chemisch gekoppelt werden, um F(ab')&sub2;-Fragmente zu bilden (Carter et al., Bio/Technology 10, 163-167 (1992)). In einer anderen, wie im untenstehenden Beispiel beschriebenen Ausführungsform wird das F(ab')&sub2; gebildet, indem der Leucin-Zipper GCN4 verwendet wird, um die Assemblierung des F(ab')&sub2;-Moleküls zu fördern. Gemäß eines anderen Ansatzes können F(ab')&sub2;-Fragmente direkt aus rekombinanter Wirtszellkultur isoliert werden. Andere Techniken zur Herstellung von Antikörperfragmenten sind dem geschulten Fachmann offensichtlich. In anderen Ausführungs formen ist der Antikörper der Wahl eine einzelkettiges Fv-Fragment (scFv). Siehe die WO 93/16185.

(vi) Multispezifische Antikörper

Multispezifische Antikörper besitzen Bindungsspezifitäten für zumindest zwei verschiedene Epitope, wobei die Epitope für gewöhnlich aus verschiedenen Antigenen stammen. Während solche Moleküle normalerweise nur zwei verschiedene Epitope binden (d. h. bispezifische Antikörper, BsAbs), umfasst dieser Ausdruck, wenn hierin verwendet, Antikörper mit zusätzlichen Spezifitäten, wie z. B. trispezifische Antikörper. Beispiele von BsAbs umfassen jene, bei denen ein Arm gegen ein Tumorzellantigen gerichtet und der andere Arm gegen ein zytotoxisches Trigger-Molekül gerichtet ist, wie z. B. Anti- FcγRI/Anti-CD15, Anti-p185HER2/FcγRIII (CD16), Anti-CD3/Anti-maligne-B-Zelle (1010), Anti-CD3/Anti-p185HER2, Anti-CD3/Anti-p97, Anti-CD3/Anti-Nierenzell-Karzinom, Anti- CD3/Anti-OVCAR-3, Anti-CD3/L-D1 (Anti-Kolonkarzinom), Anti-CD3/Anti-Melanozytenstimulierendes-Hormonanalogon, Anti-EG F-Rezeptor/Anti-CD3, Anti-CD3/Anti-CAMA1, Anti-CD3/Anti-CD19, Anti-CD3/MoV18, Anti-Neuralzellenadhäsionsmolekül (NCAM)/Anti-CD3, Anti-folatbindendes-Protein (FBP)/Anti-CD3, Anti-Pankarzinom-assoziiertes Antigen (AMOC-31)/Anti-CD3; BsAbs mit einem Arm, der spezifisch an ein Tumorantigen bindet und einem Arm, der an ein Toxin bindet, wie z. B. Anti-Saporin/Anti-Id-1, Anti-CD22/Anti-Saporin, Anti-CD7/Anti-Saporin, Anti-CD38/Anti-Saporin, Anti-CEA/Anti-Ricin-A-Kette, Anti-Interferon-α(IFN-α)/Anti-Hybridom-ldiotyp, Anti-CEA/Anti-Vinca-Alkaloid; BsAbs zur Umwandlung enzymaktivierter Pro-Medikamente, wie z. B. Anti-CD30/Anti-alkalische-Phosphatase (welche die Umwandlung von Mitomycinphosphat-Pro-Medikament in Mitomycinalkohol katalysiert); BsAbs die als fibrinolytische Agenzien verwendet werden können, wie z. B. Anti-Fibrin/Anti-Gewebeplasminogenaktivator (IPA), Anti-Fibrin/Anti-Urokinasetyp-Plasminogenaktivator (uPA); BsAbs zum Targeting von Immunkomplexen auf Zelloberflächenrezeptoren, wie z. B. Anti-low-denisty-Lipoprotein (LDL/Anti-Fc-Rezeptor (z. B. FcγRI, FcγRII oder FcγRIII); BsAbs zur Verwendung in der Therapie infektiöser Krankheiten, wie z. B. Anti-CD3/Anti-Herpex-simplex-Virus (HSV), Anti-T-Zellenrezeptor:CD3-Komplex/Anti-Influenza, Anti-FcγR/Anti-HIV; BsAbs zur Tumordetektion in vitro oder in vivo, wie z. B. Anti-CEA/Anti-EOTUBE, Anti-CEA/Anti- DPTA, Anti-p185HER2/Anti-Hapten; BsAbs als Vakzin-Adjuvantien; und BsAbs als diagnostische Werkzeuge, wie z. B. Anti-Kaninchen-IgG/Anti-Ferritin, Anti-Meerrettich-Peroxidase (HRP)/Anti-Hormon, Anti-Somatostatin/Anti-Substanz P, Anti-HRP/Anti-FITC, Anti-CEA/Anti-β-Galactosidase. Beispiele trispezifischer Antikörper umfassen Anti-CD3/Anti-CD4/Anti-CD37, Anti-CD3/Anti-CD5/Anti-CD37 und Anti-CD3/Anti-CD8/Anti- CD37, Bispezifische Antikörper können als Vol Hängen-Antikörper oder Antikörperfragmente (z. B. F(ab')&sub2;-bispezifische Antikörper) hergestellt werden.
Verfahren zur Herstellung bispezifischer Antikörper sind fachbekannt. Herkömmliche Herstellung bispezifischer Antikörper voller Länge basiert auf der Coexpression von zwei Immunglobulin-Schwerketten-Leichtketten-Paaren, wobei die beiden Ketten verschiedene Spezifitäten aufweisen (Millstein et al., Nature 305, 537-539 (1983)). Wegen der Zufallsverteilung von Immunglobulin-Schwer- und Leichtketten produzieren diese Hybridome (Quadrome) potentiell ein Gemisch aus 10 verschiedenen Antikörpermolekülen, von denen nur eines die korrekte bispezifische Eigenschaft aufweist. Die Reinigung des korrekten Moleküls, die für gewöhnlich durch affinitätschromatographische Schritte erfolgt, ist eher aufwendig und die Produktausbeuten sind gering. Ähnliche Verfahren sind in WO 93/08829 und in Traunecker et al., EMBO J. 10, 3655-3659 (1991) offenbart.
Gemäß einem anderen Ansatz werden variable Antikörperdomänen mit den gewünschten Bindungsspezifitäten (Antikörper-Antigen-kombinierenden Stellen) an Immunglobulin-Konstantdomänensequenzen fusioniert. Die Fusion erfolgt vorzugsweise mit einer Immunglobulin-Schwerketten-Konstantdomäne, die zumindest einen Teil der Hinge-, der CH2- und der CH3-Region umfasst. Es wird bevorzugt, dass die erste Schwerketten- Konstantregion (CH1), welche die für die Leichtkettenbindung erforderliche Stelle enthält, in zumindest einer der Fusionen vorhanden ist. Die für die Immunglobulin-Schwerkettenfusionen und, falls gewünscht, Immunglobulin-Leichtkette kodierenden DNAs werden in gesonderte Expressionsvektoren insertiert und in einen geeigneten Wirtsorganismus cotransfiziert. Dies stellt eine hohe Flexibilität zur Abstimmung der wechselseitigen Anteile der drei Polypeptidfragmente in Ausführungsformen bereit, wenn ungleiche Verhältnisse der drei bei der Konstruktion verwendeten Polypeptidketten die optimalen Ausbeuten liefern. Es ist jedoch möglich, die kodierenden Sequenzen für zwei oder alle drei Polypeptidketten in einen Expressionsvektor zu insertieren, wenn die Expression von zumindest zwei Polypeptidketten im selben Verhältnis hohe Ausbeuten liefert oder wenn die Verhältnisse von keiner besonderen Signifikanz sind.
In einer bevorzugten Ausführungsform dieses Ansatzes sind die bispezifischen Antikörper zusammengesetzt aus einer Hybrid-Immunglobulin-Schwerkette mit einer ersten Bindungsspezifität in einem Arm und einem Hybrid-Immunglobulin-Schwerketten-Leichtketten-Paar (eine zweite Bindungsspezifität bereitstellend) im anderen Arm. Es wurde gefunden, dass diese asymmetrische Struktur die Trennung der gewünschten bispezifischen Verbindung von unerwünschten Immunglobulinkettenkombinationen erleichtert, da die Anwesenheit einer Immunglobulin-Leichtkette in nur einer Hälfte des bispezifischen Moleküls einen einfachen Weg der Trennung bereitstellt. Dieser Ansatz ist in WO 94/04690 offenbart. Für weitere Einzelheiten zur Herstellung bispezifischer Antikörper siehe z. B. Suresh et al., Methods in Enzymology 121, 210 (1986).
Gemäß einem weiteren, in WO 96/27011 beschriebenen Ansatz kann die Schnittstelle zwischen einem Paar von Antikörpermolekülen gentechnisch so hergestellt werden, das der prozentuelle Anteil von Heterodimeren, die aus rekombinanter Zellkultur wiedergewonnen werden, maximiert wird. Die bevorzugte Schnittstelle umfasst zumindest einen Teil der CH3-Domäne einer Antikörper-Konstantdomäne. In diesem Verfahren werden eine oder mehrere kleine Aminosäureseitenketten der Schnittstelle des ersten Antilkörpermoleküls durch größere Seitenketten (z. B. Tyrosin oder Tryptophan) ersetzt. Ausgleichende "Hohlräume" identischer oder ähnlicher Größe wie die große(n) Seitenkette(n) werden an der Schnittstelle des zweiten Antikörpermoleküls durch Ersetzen großer Aminosäureseitenketten durch kleinere (z. B. Alanin oder Threonin) erzeugt. Dies stellt einen Mechanismus zur Erhöhung der Ausbeute des Heterodimers gegenüber unerwünschten Endprodukten wie Homodimeren bereit.
Bispezifische Antikörper umfassen vernetzte oder "Heterokonjugat-"Antikörper. Zum Beispiel kann einer der Antikörper im Heterokonjugat an Avidin, der andere an Biotin gekoppelt werden. Solche Antikörper sind beispielsweise vorgeschlagen worden, um Immunsystemzellen gegen unerwünschte Zellen zu richten (US-Patent Nr. 4.676.980) und zur Behandlung von HIV-Infektion (WO 91/00360, WO 92/200373 und EP 03039). Heterokonjugat-Antikörper können mit irgendeinem zweckdienlichen Vernetzungsverfahren hergestellt werden. Geeignete Vernetzungsagenzien sind im Fach gut bekannt und sind im US-Patent Nr. 4.676.980 gemeinsam mit einer Reihe von Vernetzungstechniken offenbart.
Techniken zur Erzeugung bispezifischer Antikörper aus Antikörperfragmenten sind ebenfalls in der Literatur beschrieben worden. Beispielsweise können bispezifische Antikörper mittels chemischer Verknüpfung hergestellt werden. Brennan et al., Science 229, 81 (1985) beschreiben ein Verfahren, worin intakte Antikörper proteolytisch gespalten werden, um F(ab')&sub2;-Fragmente zu erzeugen. Diese Fragmente werden in Gegenwart des Dithiol komplexierenden Agens Natriumarsenit reduziert, um benachbarte Dithiole zu stabilisieren und intermolekulare Disulfidbildung zu verhindern. Die erzeugten Fab'- Fragmente werden dann in Thionitrobenzoat-(TNB-)Derivate umgewandelt. Eines der Fab'-TNB-Derivate wird dann durch Reduktion mit Mercaptoethylamin wieder in das Fab'-Thiol umgewandelt und mit einer äquimolaren Menge des anderen Fab'-TNB-Derivats gemischt, um den bispezifischen Antikörper zu bilden. Die hergestellten bispezifischen Antikörper können als Agenzien zur selektiven Immobilisierung von Enzymen verwendet werden.
Kürzliche Fortschritte haben die direkte Gewinnung von Fab'-SH-Fragmenten aus E. coli erleichtert, die zur Bildung bispezifischer Antikörper chemisch gekoppelt werden können. Shalaby et al., J. Exp. Med. 175, 217-225 (1992) beschreiben die Herstellung eines vollständig humanisierten, bispezifischen Antikörper-F(ab')&sub2;-Moleküls. Jedes Fab'-Fragment wurde gesondert aus E. coli sekretiert und gezielter chemischer Kopplung in vitro unterworfen, um den bispezifischen Antikörper zu bilden.
Mehrere Techniken zur Herstellung und Isolierung bispezifischer Antikörperfragmente direkt aus rekombinanter Zellkultur sind ebenfalls beschrieben worden. Beispielsweise sind bispezifische Antikörper unter Anwendung von Leucin-Zippern hergestellt worden. Kostelny et al., J. Immunol. 148(5), 1547-1553 (1992). Die Leucin-Zipper-Peptide aus den Fos- und Jun-Proteinen wurden durch Genfusion an die Fab'-Teile von zwei verschiedenen Antikörpern geknüpft. Die Antikörper-Homodimere wurden an der Hinge- Region reduziert, um Monomere zu bilden und dann wieder oxidiert, um die Antikörper-Heterodimere zu bilden. Dieses Verfahren kann auch zur Herstellung von Antikörper-Homodimeren eingesetzt werden. Die von Hollinger et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 6444-6448 (1993) beschriebene "Diabody-" Technologie hat einen alternativen Mechanismus zur Herstellung bispezifischer Antikörperfragmente bereitgestellt. Die Fragmente umfassen eine variable Schwerketten-Domäne (VH), die mit einer variablen Leichtketten-Domäne (VL) über einen Linker verbunden ist, der zu kurz ist, um die Paarung der beiden Domänen an derselben Kette zu erlauben. Demgemäß sind die VL- und VH-Domänen eines Fragments gezwungen, sich mit den komplementären VL- und VH- Domänen eines anderen Fragments zu paaren, wodurch zwei antigenbindende Stellen gebildet werden. Eine weitere Strategie zur Herstellung bispezifischer Antikörperfragmente durch Verwendung einzelkettiger Fv-(sFv-)Dimere ist ebenfalls berichtet worden. Siehe Gruber et al., J. Immunol. 152, 5368 (1994).
Antikörper mit mehr als zwei Valenzen sind vorgesehen. Beispielsweise können trispezifische Antikörper hergestellt werden. Tutt et al., J. Immunol. 147, 60 (1991).

(vii) Effektorfunktion-Konstruktion

Es kann wünschenswert sein, den Antikörper der Erfindung bezüglich der Effektorfunktion zu modifizieren, um die Effektivität des Antikörpers zu erhöhen. Beispielsweise können Cyteinrest(e) in die Fc-Region eingeführt werden, wodurch die Zwischenketten- Disulfidbindung in dieser Region ermöglicht wird. Der folglich erzeugte homodimere Antikörper kann verbesserte Internalisierungsfähigkeit und/oder erhöhte komplementvermittelte Zellabtötung und antikörperabhängige Zelltoxizität (ADCC) aufweisen. Siehe Caron et al., J. Exp. Med. 176, 1191-1195 (1992) und B. Shopes, J. Immunol. 148, 2918-2922 (1992). Homodimere Antikörper mit erhöhter Antitumoraktivität körinen auch unter Verwendung heterobifunktioneller Vernetzer, wie sie in Wolff et al., Cancer Research 53, 2560-2565 (1993) beschrieben sind, hergestellt werden. Alternativ dazu kann ein Antikörper konstruiert werden, der duale Fc-Regionen besitzt und daher erhöhte Komplement-Lyse- und ADCC-Fähigkeiten aufweisen kann. Siehe Stevenson et al., Anti-Cancer Drug Design 3, 219-230 (1989).

(viii) Antikörper-Salvage-Rezeptor-bindendes-Epitop-Fusionen

In gewissen Ausführungsformen der Erfindung kann es wünschenswert sein, ein Antikörperfragment statt einen intakten Antikörper zu verwenden, um beispielsweise die Tumorpenetration zu steigern. In diesem Fall kann es wünschenswert sein, das Antikörperfragment zu modifizieren, um dessen Serumhalbwertszeit zu erhöhen. Dies kann beispielsweise durch Einbau eines Salvage-Rezeptor-bindenden Epitops in das Antikörperfragment erzielt werden (z. B. durch Mutation der geeigneten Region im Antikörpertragment oder durch Einbau des Epitops in ein Peptid-Tag, das dann mit einem der beiden Enden oder der Mitte des Antikörperfragments fusioniert wird, z. B. durch DNA- oder Peptidsynthese).
Das Salvage-Rezeptor-bindende Epitop stellt vorzugsweise eine Region dar, worin ein oder mehrere Aminosäurerest(e) aus einer oder mehreren Schleife(n) einer Fc-Domäne auf eine analoge Position des Antikörperfragments übertragen wird/werden. Bevorzugter werden drei oder mehr Reste aus einer oder zwei Schleife(n) des Fc-Domäne übertragen. Noch bevorzugter wird das Epitop der CH2-Domäne der Fc-Region (z. B. eines IgG) entnommen und auf die CH1-, CH3- oder VH-Region oder mehr als eine solche Region des Antikörpers übertragen. Alternativ dazu wird das Epitop der CH2-Domäne der Fc- Region entnommen und auf die CL-Region oder VL-Region oder beide Regionen des Antikörperfragments übertragen.
In einer asm meisten bevorzugten Ausführungsform umfasst des Salvage-Rezeptor-bindende Epitop die Sequenz (5' nach 3'): PKNSSMISNTP (Seq.-ID Nr. 4) und umfasst optional ferner eine Sequenz, die aus der Gruppe bestehend aus HQSLGTQ (Seq.-ID Nr. 5), HQNLSDGK (Seq.-ID Nr. 6), HONISDGK (Seq.-ID Nr. 7) oder VISSHLGQ (Seq.-ID Nr. 8) gewählt ist, insbesondere wo das Antikörperfragment Fab oder F(ab')&sub2; ist. In einer weiteren, insbesondere bevorzugten Ausführungsform ist das Salvage-Rezeptor-bindende Epitop ein Polypeptid, das die folgenden Sequenz(en) (5' nach 3') enthält: HQNLDGK (Seq.-ID Nr. 6), HQNISDGK (Seq.-ID Nr. 7) oder VISSHLGQ (Seq.-ID Nr. 8) und die Sequenz: PKNSSMISNTP (Seq.-ID Nr. 4).

(ix) Andere kovalente Modifizierungen des Antikörpers

Kovalente Modifizierungen des Antikörpers liegen im Schutzumfang dieser Erfindung. Sie können durch chemische Synthese oder durch enzymatische oder chemische Spaltung des Antikörpers, falls anwendbar, hergestellt werden. Andere Formen kovalenter Modifizierungen des Antikörpers werden durch Reaktion von Target-Aminosäureresten des Antikörpers mit einem organischen Derivatisierungsagens, das zur Reaktion mit den gewählten Seitenketten oder mit den N- oder C-terminalen Resten fähig ist, in das Molekül eingeführt. Beispiele kovalenter Modifizierungen werden im US-Patent 5.534.615 beschrieben, das hierin speziell durch Verweis aufgenommen ist. Eine bevorzugte Weise der kovalenten Modifizierung des Antikörpers umfasst das Verknüpfen des Antikörpers mit einer Vielzahl von nichtproteinischen Polymeren, z. B. Polyethylenglykol, Poly propylenglykol oder Polyoxyalkylenen auf eine Weise, die in den US-Patenten Nr. 4.640.835, 4.496.689, 4.301.144, 4.670.417; 4.791.192 oder 4.179.337 dargestellt ist.

(x) Auswahl biologisch aktiver Antikörper

Wie oben beschrieben hergestellte Antikörper können einem oder mehreren Test(s) "biologischer Aktivität" unterworfen werden, um einen Antikörper mit aus therapeutischer Sichtweise vorteilhaften Eigenschaften auszuwählen.
Der Antikörper kann auf seine Fähigkeit hin gescreent werden, an das Antigen zu binden, gegen das er hergestellt wurde. Im Falle des Anti-CD18-Antikörpers können, wie im Beispiel unten gezeigt, die antigenbindenden Eigenschaften des Antikörpers in einem "MAC-1-Capture-Test" beurteilt werden. In Kürze umfasst der Test zunächst das Beschichten von ELISA-Platten mit einem Anti-CD18-Antikörper, der an eine Stelle von MAC-1 bindet, die von der des Anti-CD18-Antikörper von Interesse verschieden ist, um ein rekombinantes Präparat von löslichem MAC-1 einzufangen, gefolgt von einem Waschvorgang, Zusatz der zu testenden Probe, Waschvorgang, Zusatz eines HRP-markierten Ziegen-Anti-Human-F(ab')&sub2;-Antikörpers und kolorimetrischer Detektion des OPD-Substrats. Die Gesamtmenge des Antikörpers kann gemessen werden, indem eine ELISA zuerst mit einem polyklonalen Anti-F(ab)&sub2;-Antikörper beschichtet wird, gefolgt von der Zugabe der Probe und dann HRP-Anti-F(ab)&sub2; und kolorimetrischer Detektion des HRP-Substrats OPD. Die spezifische Aktivität ist der ELISA-Wert des Verhältnisses von MAC-A-Bindung zu Gesamt-F(ab')&sub2;.
In einer weiteren Ausführungsform kann die Affinität des Antikörpers beispielsweise durch Sättigungsbindung; ELISA; und/oder Kompetitionstests (z. B. RIAs) bestimmt werden.
Weiters kann der Antikörper anderen biologischen Aktivitätstests unterworfen werden, z. B. um seine Wirksamkeit als Therapeutikum zu beurteilen. Solche Tests sind fachbe kannt und vom Target-Antigen und der beabsichtigten Verwendung des Antikörpers abhängig.
Wo der Antikörper CD18 bindet, umfassen Beispiele biologischer Aktivitätstests einen Objektträger-Adhäsionstest, Phagozytosetest, Neutrophilenbindungstest und Degranuiationstest.
Der Objektträger-Adhäsionstest umfasst die Vorinkubation heparinisierten Bluts mit verschiedenen Konzentrationen des Anti-CD18-Antikörpers und anschließendes Aufgeben von Aliquoten auf Glasobjektträger in einer Kammer. Die Objektträger werden bei 37ºC inkubiert, damit sich die Zellen anheften, nicht anhaftende Zellen werden vorsichtig abgewaschen, die anhaftenden Zellen werden gefärbt und die mittlere Anzahl anhaftender Zellen je Mikroskopfeld für 30 Felder bestimmt.
Für den Phagozytosetest wird heparinisiertes Gesamtblut erhalten und die roten Blutzellen werden lysiert. Die Zellen werden dann mit opsonisierten, BODIPY-markierten Partikeln von Staphylococcus aureus für 30 Minuten bei 37ºC inkubiert. Die Zellen werden dann durch FACS analysiert und die Fluoreszenzintensität im Neutrophilen-Gate als Indikator des Phagozytoseausmaßes bestimmt.
Zur Bestimmung der Bindung des Anti-CD18-Antikörpers an Neutrophile wird Gesamtblut mit verschiedenen Konzentrationen des Anti-CD18-Antikörpers inkubiert. Die Zellen werden dann mit einem FITC-konjugierten Ziege-Anti-Human-F(ab')&sub2;-Antikörper gefärbt, die roten Blutzellen lysiert und die weißen Blutzellen durch FACS analysiert. Die Fluoreszenzintensität im Neutrophilen-Gate ist proportional zum Ausmaß der Anti- CD18-Antikörperbindung.
Für einen Degranulationstest werden Neutrophile aus Gesamtblut isoliert und mit Anti- CD18-Antikörper vorinkubiert. Die Zellen werden dann mit opsonisierten Zymosan-Partikeln stimuliert und bei Raumtemperatur stehengelassen. Die Zellüberstände werden dann gesammelt und die Degranulation entweder durch spezifischen ELISA (für Myeloperoxidase oder Lactoferrin) oder durch Enzymtest (für Elastase) ermittelt.
Für andere Antikörper umfassen Beispiele biologischer Aktivitätstests Tumorzelieninhibierungstests (wie beispielsweise beschrieben in WO 89/06692); Antikörper-abhängige, zelluläre Zytotoxizitäts-(ADCC-) und Komplement-vermittelte Zytotoxizitäts-(CDC-)Tests (US-Patent Nr. 5.500.362); und antagonistische Aktivitäts- oder Hämatopoiese- Tests (siehe WO 95/27062).
Um auf Antikörper zu screenen, die an ein bestimmtes Epitop am Antigen von Interesse binden (z. B. jene, welche die Bindung des humanisierten H52-Antikörpers des Beispiels an CD18 blockieren), kann ein routinemäßiger Kreuzblockierungstest, wie z. B. jener, der in Antibodies, A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, Ed Harlow und David Lane (1988) beschrieben ist, durchgeführt werden. Alternativ dazu kann Epiiop- Kartierung, z. B. wie in Champe et al., J. Biof. Chem. 270, 1388-1394 (1995) beschrieben durchgeführt werden, um zu bestimmen, ob der Antikörper an ein Epitop von Interesse bindet.

B. Vektoren, Wirtszellen und Rekombinationsverfahren

Zur rekombinanten Herstellung des Antikörpers wird die dafür kodierende Nucleinsäure isoliert und in einen replizierbaren Vektor zur weiteren Klonierung (Amplifikation der DNA) oder zur Expression insertiert. Die für den monoklonalen Antikörper kodierende DNA kann mittels herkömmlicher Verfahren (z. B. unter Verwendung von Oligonucleotidsonden, die zur spezifischen Bindung an Gene fähig sind, die für die Schwer- und Leichtketten des Antikörpers kodieren) leicht isoliert und sequenziert werden. Viele Vektoren sind verfügbar. Die Vektorkomponenten umfassen im Allgemeinen, sind jedoch nicht eingeschränkt auf eine oder mehrere der folgenden: eine Signalsequenz, einen Replikationsstartpunkt, ein oder mehrere Markergen(e), ein Enhancerelemsnt, einen Promotor und eine Transkriptionsterminationssequenz (z. B. wie beschrieben im US-Patent 5.534.615, das hierin durch Verweis speziell aufgenommen ist).
Geeignete Wirtszellen zur Klonierung oder Expression der DNA in die Vektoren hierin sind Prokaryoten, Hefe oder höhere eukaryotische Zellen, wie oben beschrieben wurde. Geeignete Prokaryoten für diesen Zweck umfassen Eubakterien, wie z. B. Gram-negative oder Gram-positive Organismen zum Beispiel, Enterobacteriaceae, wie z. B. Escherichia, z. B. E. coli, Enterobacter, Erwinia, Klebstella, Proteus, Salmonella, z. B. Salmonella typhimurium, Serratia, z. B. Serratia marcescans und Shigella, sowie Bacilli, wie z. B. B. subtilis und B. licheniformis (z. B. B. licheniformis 41 P, offenbart in DD 266.710, veröffentlicht am 12. April 1989), Pseudomonas, wie z. B. P. aeruginosa, und Streptomyces. Ein bevorzugter E. coli-Klonierungswirt ist E. coli 294 (ATCC 31,446), obgleich andere Stämme, wie z. B. E. coli B, E. coli X1776 (ATCC 31,537) und E. coli W3110 (ATCC 27,325) geeignet sind. Diese Beispiele sind veranschaulichend und nicht einschränkend.
Zusätzlich zu Prokaryoten sind eukaryotische Mikroorganismen, wie z. B. Fadenpilze oder Hefe geeignete Klonierungs- oder Expressionswirte für Antikörper kodierende Vektoren. Saccharomyces cerevisiae oder gewöhnliche Bäckerhefe ist unter den niedrigeren eukaryotischen Wirtsmikroorganismen der am häufigsten verwendete. Jedoch sind eine Reihe anderer Genera, Spezies und Stämme allgemein erhältlich und hierin zweckdienlich, wie z. B. Schizosaccharomyces pombe; Kluyveromyces-Wirten, wie z. B. K. lactis, K fragilis (ATCC 12,424), K. bulgaricus (ATCC 16,045), K. wickeramii (ATCC 24.178), K. waltii (ATCC 56,500), K. drosphilarum (ATCC 36,906), K. thermotolerans und K. marxianus; yarrowia (EP 402.226); Pichia pastoris (EP 183.070); Candida; Trichoderma reesia (EP 244.234); Neurospora crassa; Schwanniomyces, wie z. B. Schwanniomyces occidentalis; und filametöse Pilze, wie z. B. Neurospora, Penicillium, Tolypociadium, und Aspergillus-Wirte, wie z. B. A. nidulans und A. niger.
Geeignete Wirtszellen zur Expression von glykosyliertem Antikörper sind von vielzelligen Organismen hergeleitet. Beispiele von Invertebratenzellen umfassen Pflanzen- und Insektenzellen. Zahlreiche Baculovirusstämme und Varianten und entsprechende, permissive Insektenwirtszellen aus Wirten wie z. B. Spodoptera frugiperda (Raupe), Aedes aegypti (Stechmücke), Aedes albopictus (Stechmücke), Drosphila melanogaster (Fruchtfliege) und Bombyx mori sind bestimmt worden. Eine Vielzahl von Virusstämmen zur Transfektion sind öffentlich erhältlich, z. B. die L-1-Variante von Autographs californica NPV und der Bm-5-Stamm von Bombyx mori NPV, und solche Viren können hierin gemäß der vorliegenden Erfindung als Virus verwendet werden, insbesondere zur Transfektion von Spodoptera frugiperda-Zellen. Pflanzenzellkulturen von Baumwolle, Mais, Kartoffel, Sojabohne, Petunie, Tomate und Tabak können ebenfalls als Wirte eingesetzt werden.
Größtes Interesse bestand jedoch an Vertebratenzellen und die Vermehrung von Vertebraten in Zellkultur ist zu einem Routineverfahren geworden. Beispiele zweckdienlicher Säugetierwirtszelllinien sind durch SV40 transformierte Affennieren-CV1-Linie COS-4, ATCC CRL 1651); Humanembryonierenlinie (293 oder zum Wachstum in Suspensionskultur subklonierte 293-Zellen, Graham et al., J. Gen. Virol. 36, 59 (1977)); Babyhcimsternierenzellen (BHK, ATCC CCL 10); Chinahamstereierstockzellen/-DHFR (CHO, Urlaub et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77, 4216 (1980)); Maus-Sertolizellen (TM4, Mather, Biol. Reprod. 23, 243-251 (1980)); Affennierenzellen (CV1, ATCC CCL 70); Afrikanische-Grünaffen-Nierenzellen (VERO-76, ATCC CRL-1587); Human-KollumkarzinOmzellen (HELA, ATCC CCL 2); Hunden ierenzellen (MDCK, ATCC CCL 34); Büffelrattenleberzellen (BRL 3A, ATCC CRL 1442); Humanlungenzellen (W138, ATCC CCL 75); Humanleberzellen (Hep G2, HB 8065); Mausmammakarzinom (MMT 060562, ATCC CCL51); TRI-Zellen (Mather et al., Annals N. Y. Acad. Sci. 383, 44-68 (1982)); MRC5- Zellen; FS4-Zellen; und eine Humanhepatomlinie (Hep G2).
Wirtszellen werden mit den oben beschriebenen Expressions-oder Klonierungsvektoren zur Antikörperproduktion transformiert und in herkömmlichen Nährmedien kultiviert, die zur Induktion von Promotoren, Selektion von Transformanten oder Amplifikation der für die gewünschten Sequenzen kodierenden Gene geeignet sind.
Die zur Herstellung des Antikörpers dieser Erfindung verwendeten Wirtszellen können auf einer Vielzahl von Medien kultiviert werden. Im Handel erhältliche Media, wie z. B. Ham's F10 (Sigma), Minimal Essential Medium ((MEM), Sigma), RPMI-1640 (Sigma) und Dulbecco's Modified Eagle's Medium ((DMEM), Sigma) sind zur Kultivierung der Wirtszellen geeignet. Zusätzlich können irgendwelche der in Harn et al., Meth. Enz. 58, 44 (1979), Barnes et al., Anal. Biochem. 102, 255 (1980), US-Patente Nr. 4.767.704; 4.657.866; 4.927.762; 4.560.655; oder 5.122.469; WO 90/03430; WO 87/00195: oder US-Patent Re. 30.985 als Kulturmedien für die Wirtszellen verwendet werden. Jedes dieser Medien kann wie benötigt mit Hormonen und/oder anderen Wachstumsfaktoren (wie z. B. Insulin, Transferrin oder epidermalem Wachstumsfaktor), Salzen (Wie z. B. Natriumchlorid, Calcium, Magnesium und Phosphat), Puffern (wie z. B. HEPES), Nucleotiden (wie z. B. Adenosin und Thymidin), Antibiotika (wie z. B. GENTAMYCIN ), Spurenelementen (definiert als anorganische Verbindungen, die für gewöhnlich in einer Endkonzentration im mikromolaren Bereich zugegen sind) und Glucose oder einer gleichwertigen Energiequelle ergänzt werden. Andere notwendige Ergänzungen können in geeigneten Konzentrationen, die dem Fachkundigen für gewöhnlich bekannt sind, ebenfalls eingeschlossen werden. Die Kultivierungsbedingungen wie z. B. Temperatur, pH und dergleichen sind jene, die vorher bei den zur Expression ausgewählten Wirtszellen verwendet wurden und sind dem gewöhnlich Fachkundigen offensichtlich.
Bei Verwendung rekombinanter Techniken kann der Antikörper intrazellulär, im periplasmatischen Raum produziert oder direkt ins Medium sekretiert werden. Wenn der Antikörper intrazellulär produziert wird, wird in einem ersten Schritt Partikel, Wirtszellen sowie lysierte Zellen beispielsweise durch Zentrifugation oder Ultrafiltration entfernt. Wo der Antikörper in das Medium sekretiert wird, werden Überstände solcher Expressionssysteme im Allgemeinen zunächst unter Verwendung eines im Handel erhältlichen Filters, zum Beispiel einer Amicon- oder Millipore-Pellicon-Ultrafiltrationseinheit konzentriert. Ein Proteaseinhibitor wie z. B., PMSF in jedem der vorhergehenden Schritte zugegeben werden, um Proteolyse zu inhibieren und Antibiotika können zugegeben, um das Wachstum adventiver Kontaminanten zu verhindern.
Die aus diesen Zellen hergestellte Antikörperzusammensetzung kann unter Anwendung von, zum Beispiel, Hydroxylapatitchromatographie, Gelelektrophorese, Dialyse und Affinitätschromatographie gereinigt werden, wobei die Affinitätschromatographie das bevorzugte Reinigungsverfahren ist. Die Eignung von Protein A als Affinitätsligand hängt von der Spezies und dem Isotyp jeder im Antikörper vorhandenen Immunglobulin-Fc- Domäne ab. Protein A kann verwendet werden, um Antikörper zu reinigen, die auf humanen γ1-, γ2- oder γ4-Schwerketten beruhen (Lindmark et al., J. Immunol. Meth. 62, 1-13 (1983)). Protein G wird für alle Maus-Isotypen und für Human-γ3 empfohlen (Guss et al., EMBO J. 5, 1567-1575 (1986)). Die Matrix, an die der Ligand gebunden wird, ist meistens Agarose, jedoch sind andere Matrices verfügbar. Mechanisch stabile Matrices, wie z. B. Controlled-Pore-Glas oder Poly(styroldivinyl)benzol erlauben höhere Durchflussraten und kürzere Prozesszeiten, als sie mit Agarose erzielt werden können. Wo der Antikörper eine CH3-Domäne umfasst, ist das Bakerbond ABX -Harz für die Reinigung zweckdienlich (J. T. Baker, Phillipsburg, NJ). Andere Techniken zur Proteinreinigung, wie z. B. Fraktionierung an einer Ionentauschersäule, Ethanolpräzipitation, Umkehrphasen-HPLC, Chromatographie an Silikagel, Chromatographie an Heparin-SEPHAROSE , Chromatographie an Anionen- oder Kationentauscherharz (wie z. B. Polyasparaginsäure- Säule), Chromatofokussierung, SDS-PAGE und Ammonsulfatpräzipitiation sind in Abhängigkeit des zu gewinnenden Antikörpers ebenfalls verfügbar.

C. Herstellung der Formulierung

Nach der wie oben beschriebenen Herstellung des Antikörpers von Interesse wird die den Antikörper enthaltende pharmazeutische Zusammensetzung hergestellt. Der zu formulierende Antikörper ist nicht einer vorhergehenden Lyophilisierung unterworfen worden und die Formulierung von Interesse hierin ist eine wässrige Formulierung. Vorzugs weise ist der Antikörper in der Formulierung ein Antikörperfragment, wie z. B. ein F(ab')&sub2;, wobei in diesem Fall Probleme, die beim Volllängen-Antikörper für gewöhnlich nicht auftreten (wie z. B. Spaltung des Antikörpers in Fab), möglicherweise angesprochen werden müssen. Die therapeutisch wirksame, in der Formulierung vorhandene Antikörpermenge wird unter Berücksichtigung von z. B. gewünschten Dosisvolumina und Verabreichungsweg(en) bestimmt. Eine beispielgebende Antikörperkonzentration in der Formulierung ist etwa 0,1 mg/ml bis etwa 50 mg/ml, vorzugsweise etwa 0,5 mg/ml bis etwa 25 mg/ml und insbesondere bevorzugt etwa 2 mg/ml bis etwa 10 mg/ml.
Eine wässrige Formulierung wird hergestellt, die den Antikörper in einer pH-gepuffe-ten Lösung umfasst. Der Puffer dieser Erfindung weist einen pH im Bereich von etwa 4,8 bis etwa 5,5 auf und weist vorzugsweise einen pH von etwa 5,0 auf. Beispiele von Puffern, die den pH innerhalb dieses Bereichs halten umfassen Acetat (z. B. Natriumacetat), Succinat (z. B. Natriumsuccinat), Gluconat, Histidin, Citrat und andere organische Puffer. Die Pufferkonzentration kann von etwa 1 mM bis etwa 50 mM, vorzugsweise von etwa 5 mM bis etwa 30 mM, beispielsweise in Abhängigkeit vom Puffer und der gewünschten Isotonie der Formulierung betragen. Der bevorzugte Puffer ist Natriumacetat (etwa 10 mM) pH 5,0.
Ein Polyol, das als Tonizitätsmittel agiert und den Antikörper stabilisieren kann, wird in die Formulierung aufgenommen. Zusätzlich enthält die Formulierung keine die Tonizität beeinflussende Menge eines Salzes wie z. B. Natriumchlorid, da dies die Präzipitation des Antikörpers verursachen und/oder die Oxidation bei niedrigem pH bewirken kann. In bevorzugten Ausführungsformen ist das Polyol ein nichtreduzierender Zucker, wie z. B. Saccharose oder Trehalose. Das Polyol wird der Formulierung in einer Menge zugesetzt, die bezüglich der gewünschten Isotonie der Formulierung variieren kann. Vorzugsweise ist die wässrige Formulierung isotonisch, wobei in diesem Fall geeignete Konzentrationen des Polyols in der Formulierung beispielsweise im Bereich von etwa 1% bis etwa 15% w/v, vorzugsweise im Bereich von etwa 2% bis etwa 10% w/v liegen. Jedoch können hypertonische oder hypotonische Formulierungen geeignet sein. Die zu gesetzte Polyolmenge kann sich ferner in Anbetracht des Molekulargewichts des Polyols verändern. Beispielsweise kann eine im Vergleich zu einem Disaccharid (z. B. Trehalose) niedrigere Menge eines Monosaccharids (z. B. Mannit) zugesetzt werden.
Ein Tensid wird ebenfalls der Antikörperformulierung zugesetzt. Beispielhafte Tenside umfassen nichtionische Tenside, wie z. B. Polysorbate (z. B. Polysorbate 20, 80 usw.) oder Poloxamere (z. B. Poloxamer 188). Die zugesetzte Tensidmenge ist derart, dass sie die Aggregation des formulierten Antikörpers herabsetzt und/oder die Bildung von Partikeln in der Formulierung minimiert und/oder die Adsorption herabsetzt. Beispielsweise kann das Tensid in der Formulierung in einer Menge von etwa 0,001% bis etwa 0,5%, vorzugsweise von etwa 0,005% bis etwa 0,2% und insbesondere von etwa 0,01% bis etwa 0,1% zugegen sein.
In einer der Ausführungsformen enthält die Formulierung die oben benannten Agenzien (d. h. Antikörper, Puffer, Polyol und Tensid) und ist im Wesentlichen frei von einem oder mehreren Konservierungsmittel(n), wie z. B. Benzylalkohol, Phenol, m-Kresol, Chlorbutanol und Benzethonium-Cl. In einer weiteren Ausführungsform kann der Formulierung ein Konservierungsmittel beigegeben werden, insbesondere wo die Formulierung eine Mehrfachdosierungsformulierung ist. Die Konzentration des Konservierungsmittels kann im Bereich von etwa 0,1% bis etwa 2%, insbesondere bevorzugt von etwa 0,5% bis etwa 1% liegen. Ein oder mehrere pharmazeutisch annehmbare Träger, Exzipienten oder Stabilisatoren, wie z. B. jene in Remington's Pharmaceutical Sciences, 16. Aufl., A. Osol (Hrsg.) (1980) beschriebenen können der Formulierung unter der Voraussetzung beigegeben werden, dass sie die gewünschten Charakteristika der Formulierung nicht naci-iteilig beeinflussen. Annehmbare Träger, Exzipienten oder Stabilisatoren sind für die Empfänger in den angewendeten Dosierungen und Konzentrationen nicht toxisch und umfassen: komplexbildende Agenzien wie z. B. EDTA; Metallkomplexe (z. B. Zn-Proteinkomplexe); biologisch abbaubare Polymere, wie z. B. Polyester; und/oder salzbildende Gegenionen, wie z. B. Natrium.
Die Formulierung hierin kann ferner, wie für die speziell zu behandelnde Indikation notwendig, mehr als ein Protein enthalten, vorzugsweise Jene mit komplementären Aktivitäten, welche das andere Protein nicht nachteilig beeinflussen. Wo z. B. der Antikörper Anti-CD18 ist, kann es wünschenswert sein, einen weiteren Anti-Adhäsions-Antikörper, wie z. B. einen Anti-ICAM-1- oder Anti-CD11a-Antikörper gemeinsam mit dem Anti- CD18-Antikörper in einer einzigen Formulierung bereitzustellen. Alternativ dazu kann der Anti-CD18-Antikörper mit einem weiteren entzündungshemmenden Agens oder einem thrombolytischen Agens kombiniert werden. Solche Proteine sind geeigneterweise in Kombination in Mengen zugegen, die für den beabsichtigten Zweck wirksam sind.
Die für In-vivo-Verabreichung anzuwendenden Formulierungen müssen steril sein. Dies wird leicht durch Filtration durch sterile Filtrationsmembranen, vor oder im Anschluss an die Herstellung der Formulierung erzielt.

D. Verabreichung der Formulierung

Die Formulierung wird einem Säugetier, das die Behandlung mit Antikörper benötigt, vorzugsweise einem Menschen gemäß bekannten Verfahren, wie z. B. intravenöse Verabreichung als Bolus oder kontinuierliche Infusion über einen Zeitraum, durch intramuskuläre, intraperitoneale, intracerebrospinale, subkutane, intraartikuläre, intrasynoviale, intrathecale, orale, topische oder Inhalationswege verabreicht. In bevorzugten Ausführungsformen wird die Formulierung dem Säugetier durch intravenöse Verabreichung verabreicht. Zu diesem Zweck kann die Formulierung beispielsweise mit einer Spritze oder über eine IV-Kanüle injiziert werden.
Die geeignete Dosierung ("therapeutisch wirksame Dosis") des Antikörpers hängt beispielsweise von der zu behandelnden Kondition, der Schwere und dem Verlauf der Kondition, davon, ob der Antikörper zu präventiven oder therapeutischen Zwecken verabreicht wird, vorhergehenden Therapie, der Krankengeschichte und der Reaktion des. Patienten auf den Antikörper, der Art des verwendeten Antikörpers und dem Ermessen des behandelnden Arztes ab. Der Antikörper wird dem Patienten geeigneterweise auf einmal oder im Verlauf eine Reihe von Behandlungen verabreicht und kann dem Patienten jederzeit von der Diagnose an verabreicht werden. Der Antikörper kann als alleinige Behandlung oder in Verbindung mit anderen, für die betreffende Kondition zweckdienlichen Medikamenten oder Therapien verabreicht werden.
Als allgemeine Empfehlung liegt die therapeutisch wirksame Menge des verabreichten Antikörpers im Bereich von etwa 0,1 bis etwa 50 mg/kg des Körpergewichts des Patienten, ob durch eine oder mehrere Verabreichungen, mit dem typischen Bereich des verwendeten Antikörpers von etwa 0,3 bis etwa 20 mg/kg, bevorzugter etwa 0,3 bis etwa 15 mg/kg, beispielsweise täglich verabreicht. Jedoch können andere Dosisschemata zweckdienlich sein. Der Fortschritt dieser Therapie kann leicht durch herkömmliche Techniken überwacht werden.
Im Falle eines Anti-CD18-Antikörpers kann eine therapeutisch wirksame Dosis des Antikörpers verabreicht werden, um entzündliche Störungen, wie zum Beispiel hämorrhagischen Schock, thermische Verletzung (wie z. B. jene, die aus Verbrennungen resultiert), Schlaganfall (einschließlich ischämischem und hämorrhagischem Schlaganfall) und Myokardinfarkt zu behandeln. Wo der Antikörper ein Anti-IL8-Antikörper ist, kann die Störung eine entzündliche Störung, wie z. B. Adult-Respiratory-Distress-Syndrome (ARDS), hypovolämischer Schock, Colitis ulcerosa und Rheumatoidarthritis sein.

E. Gefertigte Produkte

In einer weiteren Ausführungsform der Erfindung wird ein gefertigtes Produkt bereitgestellt, das einen Behälter umfasst, der eine wässrige, pharmazeutische Formulierung der vorliegenden Erfindung enthält und optional Anweisungen für deren Gebrauch bereitstellt. Geeignete Behälter umfassen beispielsweise Flaschen, Fläschchen und Spritzen. Der Behälter kann aus einer Vielzahl von Materialien, wie z. B. Glas oder Kunststoff gefertigt sein. Ein beispielhafter Behälter ist ein Einweg-Glasfläschchen mit 3-20 cm³. Al ternativ dazu kann der Behälter für eine Mehrtachdosierungsformulierung ein Glasfläschchen mit 3-100 cm³ sein. Der Behälter enthält die Formulierung und die Beschriftung am oder verbunden mit dem Behälter kann Gebrauchsanweisungen angeben. Das gefertigte Produkt kann weiters andere, von einem wirtschaftlichen oder Benutzerstandpunkt wünschenswerte Materialien enthalten, einschließlich andere Puffer, Verdünner, Filter, Nadeln, Spritzen und Packungsbeilagen mit Gebrauchsanweisungen.
Die Erfindung wird durch Bezugnahme auf die folgenden Beispiele vollständiger verständlich. Die Beispiele sind jedoch nicht dahingehend auszulegen, dass sie den Schutzumfang der Erfindung einschränken. Alle Literatur- und Patentzitierungen sind hierin durch Verweis aufgenommen.

BEISPIEL 1

Dieses Beispiel beschreibt eine wässrige Formulierung, die den Antikörper, den rekombinanten, humanisierten Anti-CD18-Antikörper (rhuMAb CD18) umfasst. rhuMAb CD18 mit der in Fig. 1A (Schwerkette; Seq.-ID Nr. 1) und Fig. 1B (Leichtkette; Seq.-ID Nr. 2) gezeigten Aminosäuresequenz wurde durch Humanisierung des murinen monoklondlen Antikörpers muMAb H52 erzeugt (Hildreth et al., J. Immunology 134, 3272-3280 (1985)).
Der rhuMAb CD18 wurde wie unten beschrieben rekombinant hergestellt. Plasmid pS1130 wurde konstruiert, um die Produktion eines rhuMAb-CD18-Vorläufermoleküls mit einer Leucin-Zipper-Domäne in E. coli zu steuern. Der Vorläufer wird während des Reinigungsprozesses durch die Protease Pepsin gespalten, um rhuMAb CD18 zu liefern. rhuMAb CD18 ist ein F(ab')&sub2;-Molekül, das aus zwei verschiedenen, durch Disulfidbindungen verknüpften Peptiden (Leicht- und Schwerketten) besteht. Die Fusion einer Hefe-GCN4-Leucin-Zipper-Dimerisierungsdomäne an den C-Terminus eines Fab' ersetzt die Fc-Region und erlaubt die effiziente F(ab')&sub2;-Produktion in E. coli. Die GNC4-Leucin- Zipper-Domänen interagieren, um stabile dimere Strukturen zu bilden (parallele Superhelices), welche die Hinge-Region-Cysteinreste von zwei Schwerketten zusammenhalten, sodass sich die beiden nativen Zwischenketten-Disulfidbindungen ausbilden können. Dies bewirkt die Bildung von F(ab')&sub2;-Komplexen, die durch Disulfidbindungen kovalent verknüpft sind. Die Leucin-Zipper-Domänen werden später vom rhuMAb-CD18- Vorläufer entfernt, und zwar während des Reinigungsprozesses mit der Protease Pepsin, die gleichförmig zwischen den beiden Leucinzippern der Hinge-Region spaltet. Dies bewirkt die Bildung des rhuMAb-CD18-F(ab')&sub2;-Moleküls.
Plasmid pS1330 (Fig. 20) basiert auf dem gut charakterisierten Plasmid pBR322 mit einer Expressionskassette von 2143 bp (Fig. 21A und 21 B), die in die EcoRI-Restriktionsstelle insertiert sind. Plasmid pS1330 widersteht Tetracyclin- sowie β-Lactam-Antibiotika. Die Express ionskassette enthält eine Einzelkopie jedes Gens in Tandem-Verknüpfung. Die Transkription jedes Gens in eine einzelne Dicistron-mRNA wird durch den phoA-Promotor von E. coli gesteuert (Chang et al., Gene 44, 121-125 (1986)) und endet am Phage-Lambda-t&sub0;-Terminator (Scholtissek und Grosse, Nucleic Acids Research 15, 3185 (1987)). Die Translationsinitiationssignale für jede Kette werden durch Shine-Dalgarno-Sequenzen von E. coli STII (hitzestabiles Enterotoxin) (Picken et al., Infection and Immunity 42, 269-275 (1983)) bereitgestellt. Die Translation jeder Kette beginnt mit einem STII-Signalpeptid von 23 Resten, das die Translokation der Peptide durch die Cytoplasmamembran in den periplasmatischen Raum lenkt. Das STII-Signalpeptid wird dann durch die Leaderpeptidase von E. coli entfernt. Die Leicht- und Schwerketten falten sich nach deren Sekretion in das Periplasma zu ihren nativen Konformationen und assoziieren zum rhuMAb-CD18-Vorläufer, einem kovalent verknüpften F(ab')&sub2;. Die Leucin-Zipper-Domäne wird vom Vorläufer während dem Reinigungsprozess (siehe unten) abgespalten, um rhuMAb CD18 zu liefern. Die zur Herstellung von humanem rhuMAb CD18 verwendete Zelllinie ist 49A5, die sich von der E. coli-Zelllinie W3110 (ATCC 27.325) wie in Fig. 22 gezeigt herleitet. Der Fermentationsprozess erfolgt wie in Fig. 23 gezeigt. Die Produktion des rhuMAb-CD18-Vorläufers tritt auf, wenn das Medium an Phosphat verarmt, typischerweise 30-60 Stunden nach Inokulation.
Die Reinigung des rhuMAb-CD18-Vorläufers aus dem E. coli-Zellbrei erfolgte wie folgt. Den rhuMAb-CD18-Vorläufer-Antikörper enthaltende, gefrorene Zellpellets wurden in etwa 3 Volumina von auf 30-40ºC erwärmten Extraktionspuffer (120 mM MES, 5 mM EDTA-Puffer, pH 6) gelöst. Dies lieferte eine Suspension mit einem pH zwischen etwa 5,4 bis 6,5. Diese Suspension wurde zweimal durch einen Gaulin-Homogenisator bei 5.500 bis 6.500 psi geschickt und mit einem Wärmetauscher auf unter 20ºC gehalten. 5% Polyethylenimin (PEI), pH 6 wurde dem Homogenisat in einer Endkonzentration von 0,2% PEI zugesetzt. Das Gemisch wurde für etwa eine Stunde bei 2-8ºC inkubiert. Etwa ein Volumsanteil Extraktionspuffer (120 mM MES, 5 mM EDTA, pH 6) wurde zugesetzt, bevor die Feststoffe durch Zentrifugation bei 15.280 g entfernt wurden. Der klare Überstand wurde auf eine Leitfähigkeit von weniger als 3 mOhm durch Zugabe von kaltem Wasser konditioniert. Der konditionierte Überstand wurde auf eine Kationenaustauschsäule (ABX-Säule; Mallinckrodt Baker Inc., NJ, USA) geladen, die mit 50 mM MES pH 6,0, Natriumcitrat pH 6,0 äquilibriert war. Der Anti-CD18-Vorläuferantikörperpool aus dem Kationentauscher wurde mit 50 mM MES, 36 mM Natriumcitrat, pH 4,0 auf eine Konzentration von etwa 2 g/l verdünnt. Der Pool wurde dann durch Zusatz von 2 M Zitronensäure auf pH 4 eingestellt und durch eine immobilisiertes Pepsin (Pepsin- CPG) enthaltende Säule geschickt, die vorher mit 50 mM MES, 36 mM NatriumciCrat, pH 4,0 äquilibriert worden war. Pepsin (Sigma, MO, USA) wurde chemisch an Controlled-Pore-Glas (CPG) durch Bioprocess Ltd., NJ, USA gekoppelt; das CPG wurde mit NalO&sub4;, gefolgt von Schiffsche-Basen-Bildung zwischen CPG und Pepsin mittels NaBH&sub3;CN aktiviert. Dieses Verfahren entfernte die Zipper von der Hinge-Region, während intaktes F(ab')&sub2; übrig blieb. Das Eluat der Pepsin-CPG-Säule wurde In-Line direkt durch ein Sartobind Q Anionentauscher-Filter (Sartorius, Göttingen, Deutschland) filtriert. Der erzeugte Anti-CD18-F(ab')&sub2;-Antikörper durchläuft das Filter, während Pepsin und andere negativ geladene Verunreinigungen stark an das Filter binden. Der Pool wurde durch Zugabe von Wasser verdünnt, sodass eine Leitfähigkeit von etwa 7 mOhm erhalten wurde und wurde dann auf eine Kationentauschersäule (SP-Sepharose HP) geladen, die mit 25 mM MES, 60 mM Essigsäure, pH 4,0 äquilibriert war. Die SP-Sepharosesäule wurde mit 25 nM MES, 75 mM Natriumacetat, pH 5,6 gewaschen und mit einem linearen Gradienten von 75-110 mM Natriumacetat in 25 nM MES, pH 5,6 eluiert. Die gepoolte Fraktion der SP-Sepharosesäule wurde mittels Zugabe von 3,0 M Ammonsulfat, 25 mM MES, pH 6,0 in einem Verhältnis von 0,26 Litern Je Liter Pool verdünnt und wurde darauf hin durch eine hydrophobe Interaktionschromatographie-(HIC-)Säule (Phenylsepharose FF-niedrige Substitution) geschickt, die vorher in 0,625 M Ammonsulfat, 25 nM MES, pH 6,0 äquilibriert worden war. Nach der Beladung wurde die Säule mit demselben Puffer gewaschen, der für die Äquilibrierung verwendet wurde und der rhuMAb CD18 in 0,375 M Ammonsulfat, 25 nM MES, pH 6,0 eluiert.
Dies lieferte gereinigten rhuMAb CD18 zur wie oben beschriebenen Formulierung. Fünf wässrige Formulierungen wurden für die Auswahl einer klinischen Formulierung zur Anwendung bei, z. B., hämorrhagischem Schock beurteilt. Die Formulierungen waren wie unten in Tabelle 1 gezeigt. Tabelle 1 Matrix der für diese Studie hergestellten Formulierungen
Zwei pH-Werte wurden verglichen, pH 5 (Natriumacetat) und pH 6 (Histidin). Bei jedem pH wurden Natriumchlorid und Trehalose als Tonizitätsmittel verglichen. Eine Histidin-Formulierung mit Mannit bei pH 6 wurde ebenfalls beurteilt. Die Gegenwart eines Tensids (z. B. 0,01% TWEEN 20 ) erwies sich als erforderlich zur Stabilisierung geen Schüttler-induzierte Aggregation und zur Verhinderung der Adsorption an Behälter bei Proteinkonzentrationen unter 1 mg/ml. Die Stabilitätstests wiesen darauf hin, dass die Trehalose-Formulierungen den anderen im Allgemeinen überlegen waren, wobei die pH 5-Formulierung wegen herabgesetztem Clipping eine etwas höhere chemische Stabilität zeigte als die pH 6-Formulierung. Kinetische Daten nach 2 Wochen und 5 Wochen Lagerung bei 5,30 und 40ºC wurden zur Arrhenius-Analyse und Lagerfähigkeits-Vorhersage verwendet. Unter Anwendung von Kationentauscher-HPLC war die bevorzugte Formulierung für rhuMAb CD18 10 mM Natriumacetat, 8% w/v Trehalose, 0,01% TWEEN 20 , pH 5,0 mit einer vorhergesagten Lagerfähigkeit von 25-75 Monaten (95% Vertrauensbereich) bei 5ºC.
Bei der Konzipierung von Antikörperformulierungen kann es nützlich sein, die strukturellen Eigenschaften des zu formulierenden Antikörpers zu analysieren, jedoch ist das nicht erforderlich. RhuMAb CD18 besteht aus Beta-Faltblättern von Leicht- (linke Seite des Moleküls in Fig. 16) und Schwerketten (rechte Seite des Moleküls in Fig. 16), die beide durch zwei intramolekulare Disulfid stabilisiert sind und durch zwei intermolekulare Disulfide (dargestellt als Zylinder am unteren Ende von Fig. 16) zusammengehalten werden. Die CDRs (Complementary-determining-regions) in den variablen Segmenten sind am oberen Ende des Moleküls ausgerichtet. Innerhalb und nahe den CDRs lokalisiert sind eine Reihe von Methioninen, wovon nur eines (Met 65) vollständig exponiert ist. Obgleich Met 65 in Anti-CD18 verborgen ist, befindet es sich nahe eines Histidinrests, der ohne Einschränkung auf irgendeine Theorie die metallinduzierte Oxidation von proximalem Histidin fördern könnte (Li et al., Biochem. 34(17), 5762-5772 (1995)). Die Suszeptibilität auf Oxidation in den CDRs wurde hierin bestimmt. Es erwies sich als wünschenswert, eher einen Zucker als ein Salz als Tonizitätsmittel zu verwenden, um die Oxidation bei niedrigem pH zu minimieren.
Bei der Bestimmung der potentiellen Deamidierungs- oder Isomerisierungsstellen in diesem Molekül, d. h. Asx-Gly oder Asx-Ser (Asx bezeichnet Asp oder Asn), die sich in hydrophilen und flexiblen Regionen befinden (Clarke et al., in: Stability of Protein Pharmaceuticals, Part A, Chemical and Physical Pathways of Protein Degradation; T. J. Ahern und M. C. Manning (Hrsg.), Plenum Press: New York, S. 2-29 (1988); und Kossiakoff, Science 240, 191-94 (1988)), erwiesen sich sechs als exponiert und in ziemlich flexiblen Regionen befindlich (Fig. 2A und 2B). Ohne Einschränkung auf irgendeine Theorie ist vorherzusehen, dass die Schwerketten-Motive MN&sup8;&sup4;S, KN&sup5;&sup5;G und Leichtketten-Motive GN¹&sup5;&sup8;S, QD¹&sup6;&sup7;S, KD¹&sup7;&sup0;S die reaktivsten sind; die Reaktivität von Asn 84 wird höchstwahrscheinlich die Bindungsaktivität des Antikörpers beeinflussen, da es sich nahe den CDRs befindet. Asn 103 erwies sich als der hauptsächliche Abbauweg (über Deamidierung).

Materialien und Verfahren

Die in den folgenden Verfahren verwendeten Materialien waren die folgenden: Eisessig, 99,9% (MG 60,05); konzentrierte NaOH, 18,94 M (50 Gew.-%; MG 40,0); konzentrierte HCl, 37,8% (12,44 N; MG 36,46); Histidin (MG 155,16); NaCl (MG 58,44); Trehalose-Dihydrat, pharmazeutische Qualität (MG 342,31); D-Mannit (MG 182,17); TWEEN 20 , niedriger Peroxidgehalt; rhuMAb-Anti-CD18 (&supmin;1,3 mg/ml in MOPS, Na-Acetat, pH 6,9).
Pufferherstellung und Formulierungsansatz: Zwei Liter der folgenden Pufferstammlösungen wurden für Dialyse und Formulierung hergestellt:
0,2 M Natriumacetat, pH 5 : 22,7 ml Essigsäure, 17 ml 50% NaOH, auf 2 L mit Milli-Q- Wasser. End-pH 4,98. Die Lösung wurde in 2 L-Flaschen von Nalgene sterilfiltriert und bei 5ºC gelagert.
0,2 M Histidin, pH 6 : 62,06 g Histidin, 20 ml konzentrierte HCl, auf 2 L in einem Messkolben. End-pH 5,92. Die Lösung wurde in 2 L-Flaschen von Nalgene sterilfiltriert und bei 5ºC gelagert.
2 M NaCl: 116,88 g NaCl, auf 1 L mit Milli-Q-Wasser. Die Lösung wurde in 1 L-Flaschen von Naigene sterilfiltriert und bei 5ºC gelagert.
18% Mannit: 180 g Mannit, auf 1 L mit Milli-Q-Wasser. Die Lösung wurde in 1 L-Flaschen von Naigene sterilfiltriert und bei 5ºC gelagert.
20% Trehalose: 400 g Trehalose, auf 2 L mit Milli-Q-Wasser. Der End-pH betrug 6,4. Die Lösung wurde in 2 L-Flaschen von Naigene sterilfiltriert und bei 5ºC gelagert.
10 Vol.-% TWEEN 20 : 10 ml konzentriertes TWEEN 20 wurde sorgfältig entnommen und einem 100 ml-Messkolben zugegeben, mit Milli-Q-Wasser verdünnt und bis zur Lösung gerührt. Gelagert bei 2-8ºC im Dunkeln.
Formulierung: untenstehende Tabelle 2 zeigt die Herstellung der Puffer, gegen die das Ausgangsprotein für diese Untersuchung dialysiert wurde. Etwa 40 ml des HauptrhuMAb CD18 (Proteinkonzentration &supmin;1,3 mg/ml) wurden gegen die in Tabelle 2 gezeigten Lösungen dialysiert (2 L für 4 Stunden bei 5ºC und &supmin;2 L über Nacht). Das Dialysat wurde mit Celluloseacetat-Filtereinheiten (Naigene, 0,2 um) filtriert und unter aseptischen Bedingungen zur Verwendung als Blindwert für UV- und HPLC-Analyse gelagert. Tabelle 2 Zusammenfassung der Herstellung der Formulierung
* Formulierung F2 wurde mit Essigsäure-Puffer eingestellt, hergestellt durch Verdünnung von 286 ul Eisessig und 200 ml der 20%-igen Trehalose und Mischen mit Milli-Q-Wasser auf insgesamt 500 ml. Dies entspricht 10 mM Essigsäure mit 8% Trehalose. Etwa 250 ml waren notwendig, um den pH wie erforderlich einzustellen. Formulierung F4 wurde mit 0,5 ml 50%-iger NaOH eingestellt.
Ein Teil des verbleibenden Dialysepuffers wurde verwendet, um wie in Tabelle 3 gezeigt durch Zusatz von TWEEN 20 Formulierungsvehikel herzustellen. Tabelle 3 Zusammenfassung der Herstellung von Formulierungsvehikeln
Untenstehende Tabelle 4 zeigt das letztliche Aussehen, pH und Proteinkonzentration der dialysierten Proteinlösungen. Tabelle 4 Zusammenfassung der Analyse der dialysierten Proteinlösungen
* Extinktionskoeffizient wurde später auf 1,45 ml/mg/cm geändert.
** CAC = klar und farblos.
Diese Proteinlösungen wurden dann unter Verwendung von zurückbehaltenem Dialysepuffer wie in Tabelle 5 gezeigt auf eine Endkonzentration von &supmin;1 mg/ml verdünnt, und es wurde TWEEN 20 in einer Endkonzentration von 0,01 Vol.-% zugesetzt. Tabelle 5 Zusammenfassung der letztlichen Konzentrationseinstellung und Konzentrationsbestimmung der Formulierung
* Gemessen nach Filtration und Auffüllen.
Die Formulierungen wurden unter Verwendung von 150 ml-Filtereinheiten von Naigene mit Celluloseacetatfiltern in einer Sterilwerkbank sterilfiltriert. Die sterilen, formulierten rhuMAb-CD18-Lösungen wurden zu 0,6 ml je 3 ml-Fläschchen abgefüllt, beschriftet und bei den angegebenen Temperaturen gelagert. Vehikellösungen wurden in derselben Weise filtriert und abgefüllt. Untenstehende Tabellen 6A (Antikörperformulierungen) und 6B (Vehikelkontrollen) zeigen das Stabilitätsprogramm für diese Formulierungen. Die hier präsentierten Daten sind Jene mit bis zu 5 Wochen Lagerzeit. Tabelle 6A CD18-Antikörperformulierungen Tabelle 6B Vehikel
Zu den Zeitpunkten 2 Wochen und 5 Wochen wurden 2 Fläschchen jeder Formulierung und Lagertemperatur bei -70ºC eingefroren. Zum Zeitpunkt 5 Wochen wurden die gefrorenen Proben aufgetaut und satzweise gemeinsam mit Kontrollproben analysiert, die unmittelbar nach Abfüllung (t = 0 Wochen) bei -70ºC eingefroren wurden.
UV-Spektroskopie: Die Proben wurden ohne Verdünnung in einer 2 mm breiten Küvette mit 1 cm Weglänge von Hellma mit erhöhtem Boden und schwarzen Seitenflächen gemessen. Etwa 300 ul Probe wurde für die Messungen verwendet. Das Gerät wurde mit Milli-Q-Wasser abgeglichen. Die Proben wurden von 200 bis 400 nm mit einer Spaltbreite von 2 rim und Integration mit 1 Sekunde unter Verwendung eines HP-8452A- Spektralphotometers gescannt.
Die Proteinkonzentration wurde aus der um die Absorption bei 320 nm korrigierten Absorption bei 278 nm unter Verwendung eines Extinktionskoeffizienten von 1,45 ml/mg/cm ermittelt. Der Mittelwert der Absorptionen im Bereich von A&sub3;&sub4;&sub0; bis A&sub3;&sub6;&sub0; wurde als Indikator lichtstreuenden Materials verfolgt.
pH: ein Orion 720A pH-Meter mit einer Mikro-pH-Elektrode MI-410 von MicroElectrodes Inc. wurde verwendet. Die Elektrode wurde mit Standardpuffern pH 4 und pH 7 kalibriert, alle 10-15 Proben überprüft und wie benötigt neu kalibriert. Die Kalibrierung des Geräts und die Messung der Proben erfolgten bei Raumtemperatur (&supmin;23ºC).
RP-HPLC: RP-HPLC wurde unter Verwendung einer TSK-Phenyl-5PW-Säule der Dimension 7,5 · 75 mm mit 0,1% TFA als Puffer A und 0,08% TFA in Acetonitril als Puffer B durchgeführt. Ein In-Line-Filter mit 0,5 um wurde vor der Säule eingesetzt. Die Säule wurde mit 10% Puffer B äquilibriert und bei 55ºC betrieben. Injektionen von 20 ul wurden durchgeführt und gemäß untenstehender Tabelle 7 eluiert: Tabelle 7
Bei 214 nm mit 1 Punkt pro Minute aufgezeichnete Daten wurden zur Analyse verwendet.
SEC-Test: Die verwendete mobile Phase war 200 mM NaCl, 50 mM Natriumphosphat bei pH 6,0. Die Läufe dauerten 40 Minuten bei einer Flußrate von 0,5 ml/min mit Injektionen von 40 ul bei Raumtemperatur. Es wurde eine TSK-Säule G3000SWXL, 30 cm · 7,8 mm mit In-line-Filter und einer TSK-Vorsäule vor der Hauptsäule verwendet. Die Detektion erfolgte bei 214 nm.
Ionentauscher-HPLC-Test (IEX): IEX wurde mit Injektionen von 50 ul durchgeführt. Die mobilen Phasen waren jeweils 33 mM MES/HEPES/PIPES, eingestellt auf pH 6,0 für A und pH 8,0 für B; C = Milli-Q-Wasser. Der in untenstehender Tabelle 8 gezeigte Gradient wurde verwendet: Tabelle 8
Das Verfahren verwendete eine BakerBond-Carboxy-Sulphon-(CSx-)Kationentauschersäule, 50 · 4,6 mm mit einem In-line-Filter mit 0,5 um vor der Säule und wurde bei 40ºC betrieben. Die Analyse und Datenaufzeichnung wurde wegen des hohen Pufferhintergrunds bei 280 nm durchgeführt.
Hydrophobohromatographie (HIC): NIC wurde an einer BakerBond-Butyl-NPR-Säule, 4,6 · 50 mm mit 0,5 um-In-line-Filter vor der Säule durchgeführt. Die Laufpuffer waren 2 M Ammonsulfat in 20 mM Tris-HCl, pH 7 als Puffer A und 20 mM Tris, pH 7 als Puffer B. Die Säule wurde bei 50ºC mit 10% Puffer B bei 1 ml/min äquilibriert, und es wurden 10 ul-Injektionen durchgeführt. Der in untenstehender Tabelle 9 gezeigte Gradient wurde zur Elution verwendet: Tabelle 9
Daten wurden bei 214 nm mit 1 Punkt pro Minute aufgezeichnet.
SDS-PAGE: 10 und 15%ige Glycin-SDS-PAGE-Fertiggele (Novex, San Diego, CA) wurden zur Analyse der reduzierten bzw. nichtreduzierten Proben verwendet. 10 ul der mit 10 ul 2X-Tris-Glycin-Probenpuffer (Novex) verdünnten 1 mg/ml-Probe sowie im selben Probenpuffer 1 : 20 verdünnte Hoch-MG-Bereich- und Nieder-MG-Bereich-Marker wurden 2 Minuten bei 95ºC erhitzt. Kaleidoskop-MG-Marker wurde ebenfalls bei 95ºC unverdünnt erhitzt. Nach Abkühlung der Proben wurden 10 ul auf die Gele geladen. Die Beladung der MW-Markerlösungen betrug 5 ul. Der Gel-Apparat (Novex) wurde mit 1X- Gelbeladungspuffer (Media Services) gefüllt und die Gele bei konstanter Spannung von 125 mV und variablem Strom für 2 Stunden gefahren. Die Gele wurden mit der Novex- Coomassie-Färbelösung über Nacht gefärbt. Am nächsten Tag wurden die Gele für 2 Stunden mit Wasser gewaschen und dann für ¹/&sub2; Stunde in Gel-Drying-Solution (1X) (Novex) getränkt. Die Gele wurden dann mit dem Cellophansystem von Novex luftgetrocknet.
Isoelektrische-Fokussierungs-Gelelektrophorese: IEF wurde unter Verwendung von 3,5 bis 9,5 PAG-Plattengelen von Pharmacia durchgeführt. Phosphorsäure- und Natriumhydroxid-Laufpuffer von Pharmacia wurden verwendet. Proben wurden durch Mischen von 10 ul Probe mit 30 ul 15%-igem Glycerin hergestellt. Weitbereichs- und Hochbereichs-IEF-Standards von Pharmacia, sowie Protein-Testmischung 9 von Serva liefen als pl-Marker mit. Die Pharmacia-Standards wurden durch Mischen des Standards (rekonstituiert mit 0,5 ml Milli-Q-Wasser) 1 : 1 mit 15% Glycerin hergestellt. Das Serva-Proteingemisch wurde gemäß den Anleitungen rekonstituiert und mit 15% Glycerin 10fach verdünnt. An einem Gel lief Anti-HER2-Mab-Stammlösung (berechneter pl = 8,8-9,0) als Kontrolle mit. Die Gele wurden mit 20 ul Jeder an Papierstückchen adsorbierten Probe beladen, die in einem Abstand von einem Drittel der Gelbreite von der positiven Elektrode (der sauren Seite) platziert wurden. Die Gele wurden bei 10ºC mit auf 400 V eingestellter Konstantspannung für 30 Minuten gefahren, worauf die Proteinbeladungspapiere entfernt und die Gele für weitere 1,5 Stunden bei 1500 V gefahren wurden. Die Gele wurden in TCA mit Sulfosalicylsäure für 30 Minuten fixiert und mit Wasser für 10 Minuten (das zweite Gel) oder IEF-Entfärber (das dritte Gel) gewaschen und ohne Auswaschen des TCA wie in den NOVEX-Anweisungen angegeben gefärbt (erstes Gel). Die ersten beiden Gele wurden mit kolloidalem Coomassie von Novex gemäß den Novex- Anweisungen gefärbt. Das letzte Gel wurde für 8 Minuten mit standardmäßigem IEF- Coomassie-Farbstoff, der auf &supmin;60ºC vorgewärmt war, gefärbt und dann über Nacht mit IEF-Entfärber entfärbt, der ebenfalls auf &supmin;60ºC vorgewärmt worden ist. Die Gele wurden mit dem oben für die SDS-PAGE-Gele beschriebenen Verfahren luftgetrocknet.
Einfrier-/Auftau-Stabilität: Um nachzuweisen, dass rhuMAb CD18 durch Einfrier-/Auftau- Zyklen in den getesteten Formulierungen nicht abgebaut wird, wurden vier Fläschchen jeder Formulierung drei Einfrier-/Auftau-Zyklen unterworfen. Zwei der Fläschchen jeder Formulierung wurden zwischen -70ºC und 2-8ºC im Kreis geführt und zwei wurden zwischen -20ºC und 2-8ºC im Kreis geführt. Zwei der Fläschchen jeder Formulierung wurden als Kontrollen auf 2-8ºC gehalten. In jedem Zyklus wurden die Fläschchen für zumindest 2 Stunden im Gefriergerät belassen, bis im Fläschchen keine sichtbare Flüs sigkeit mehr vorhanden war. Sie wurden dann für zumindest 2 Stunden nach 2-8ºC transferiert, bis kein Feststoff mehr vorhanden war. Ein Fläschchen der Formulierung mit Acetat/Trehalose, pH 5 (F2) fror bei -20ºC beim ersten Zyklus nicht ein, fror Jedoch sofort ein, wenn es auf die Ablage eines -70ºC-Gerfriergeräts gestellt wurde.
Schüttler-Untersuchungen: Ein Fläschchen jeder Formulierung und ein Fläschchen von identisch konfigurierter rhuMAb-CD18-Stammlösung wurden horizontal in ein Gestell eines Glas-Col-99A-S60012-Schüttlers gestellt. Der Schüttlerarm wurde auf einen Radius von &supmin;30 cm und die Geschwindigkeit auf 70 U/min eingestellt. Die Proben wurden für 24 Stunden bei Raumtemperatur in axialer Richtung geschüttelt. Ein zweites Fläschchen jeder Formulierung und der Stammlösung wurden als Kontrolle bei Raumtemperatur nahe am Schüttler gehalten. Die Proben wurden dann durch IEX, MAC-1-Capture-Test und UV-Spektroskopie analysiert.
MAC-1-Capture (Rezeptor-ELISA) und Gesamt-F(ab')&sub2;-ELISA: rhuMAb CD18 wird zur CD18-Kette von MAC-1 gelenkt. Die antigenbindende Eigenschaft von rhuMAb CD18 kann folglich durch "MAC-1-Capture-Test" beurteilt werden. Der Test umfasst die Beschichtung einer 96-Napf-Mikrotiterplatte zuerst mit einem murinen Anti-CD18-Antikörper, der an eine von rhuMAb CD18 verschiedenen Stelle an MAC-1 bindet (MAb MHM23; Hildreth et al. Eur. J. Immunol. 13, 202-208 (1983)), um ein rekombinantes Präparat von löslichem MAC-1 einzufangen, gefolgt von einem Waschvorgang mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), Zusatz der unbekannten Probe, Waschvorgang mit PBS, Zusatz von HRP-markiertem Ziegen-Anti-Human-(F(ab')&sub2;-Antikörper und kolorimetrischer Detektion von OPD-Substrat. Die Gesamtmenge des Antikörpers wird gemessen, indem eine ELISA-Platte zuerst mit einem polyklonalen Anti-F(ab')&sub2;-Antikörper beschichtet wird, gefolgt vom Zusatz der Probe und dann HRP-Anti-F(ab')&sub2; und kolorimetrischer Detektion des HRP-Substrats OPD. Test-Verdünnungsmittel war in beiden Fällen 0,5% Rinderserumalbumin (BSA), 0,05% Polysorbat 20, 1 mM CaCl&sub2;, 1 mM MgCl&sub2;. Die spezifische Aktivität wurde als das Verhältnis der MAC-1-Bindung zum Gesamt-F(ab')&sub2;-ELISA-Wert gemessen.
Die Proben wurden mittels Mehrkanal-Pipetten mit Test-Verdünnungsmittel auf Endverdünnungen von 20.000-, 40.000- und 80.000fach in Mikrotiterplatten und Micromcs- Röhchren reihenvorverdünnt. Das verwendete Verdünnungsschema war wie in der untenstehenden Tabelle 10 gezeigt. Proben von verdünnter rhuMAb-CD18-Stammlösung wurden in jeder Testplatte als Kontrollen mitgeführt. Diese Stammlösungs-Kontrollen wurden für beide Tests verwendet. Die Verdünnung der Proben erfolgte am selben Tag/ an dem sie für die 5-Wochen-Analyse aufgetaut wurden und wurden dann vor der Test am folgenden Tag in den Micronics-Röhrchen eingefroren. Die Einfrier-/Auftau-Stabilität von rhuMAb CD18, verdünnt im Test-Verdünnungsmittel in diesen Tests wurde verifiziert. Tabelle 10
* Spätere Untersuchungen wurden durch Herstellen aller Verdünnungen in Micronics-Röhrchen und Vortexen zur Durchmischung durchgeführt, wodurch die Reproduzierbarkeit verbessert wurde.
Kinetische Parameter, Arrhenius-Berechungen und Statistiken: Der Verlust an % -Hauptpeak gegen die Zeit wurde Kinetiken erster Ordnung abgepasst. Die beobachteten Geschwindigkeitskonstanten (K) bei verschiedenen Temperaturen wurden dann wie unten gezeigt an die Arrhenius-Gleichung angepasst:
In K = -ΔE/RT + C
wobei E die Aktivierungsenergie (in cal/Mol), R die allgemeine Gaskonstante (1,987 kcal/Mol/K), T die absolute Temperatur (in Kelvin) und C eine Konstante ist. Aus der Steigung einer Kurve von In K gegen 1/T wurde ΔE berechnet. Die Standardabweichung (SE) von In K wurde mit der Formel [(1/K)² + (SE)²]0,5 berechnet. Der Grund für den hohen SE-Wert für In K bei niedrigeren Temperaturen ist der kleine Wert für K, das den Nenner der Formel darstellt. Ein aus der Arrhenius-Anpassung extrapolierter K-Wert (+/- 95% Vertrauensbereich) wurde verwendet, um die Lagerbeständigkeit bei 5ºC gemäß folgender Formel vorherzusagen:
t&sub9;&sub0; (wk) = In 0,9/K
wobei K in Wochen&supmin;¹ ausgedrückt wurde. Vertrauensbereiche wurden mittels SIGMA- PLOT -Programm bestimmt.

Ergebnisse und Diskussion

Einfrier-/Auftau-Stabilität: Die untenstehende Tabelle 11 zeigt eine Zusammenfassung der Daten aus der Analyse der Proben der Einfrier-/Auftau-Untersuchung. Keine signifikanten Unterschiede wurden unter den verschiedenen Temperaturgruppen beobachtet. Die Beobachtung, dass ein Fläschchen F2 beim ersten Zyklus nicht einfror, ließ die Befürchtung aufkommen, dass das Einfrieren von Stammlösung in einem ummantelten Edelstahl-Lagertank problematisch sein könnte. Die kältesten Teile der Lösung in diesen Tanks erreichen nur etwa -20ºC und gefrieren daher möglicherweise nicht vollständig. Dies wurde mittels Formulierungs-Vehikel getestet. Es wurde beobachtet, dass der Tank innerhalb von 6 Stunden Kühlung fest einfror, es besteht daher kein Problem für die Stammlösungs-Lagerung vorherzusehen. Tabelle 11 Wirkung von Zyklen des Einfrierens und Auftauens auf 5ºC auf die Stabilität von rhuMAb CD18
UV-Spektroskopie: Die spektroskopische Analyse der Proben wurde durchgeführt, um die Proteinkonzentration zu messen, sowie um die Lichtstreuung zu messen, wie sie durch den Anstieg der mittleren Absorptionen im Bereich von 340 bis 360 nm oder durch eine Abnahme des Verhältnisses der Absorptionsmaxima bei 278 nm und der Minima bei 252 nm angezeigt werden. Fig. 3A und 3B zeigen eine Zusammenfassung der UV-Daten. Die 40ºC-Proben der Formulierung F3 waren sehr trüb und enthielten weiße, flockige Partikel. Diese Proben wurden für 5 Minuten bei 14.000 U/min zentrifugiert und nochmals gemessen, worauf die Streuung nach wie vor relativ hoch war. Alle anderen Proben erschienen klar und farblos (A&sub3;&sub1;&sub0;&submin;&sub3;&sub6;&sub0; < 0,02, A&sub2;&sub7;&sub8;/A&sub2;&sub5;&sub2; > 2,4). Die Änderung von A278/A250 war ein empfindlicherer Indikator der Streuung als die mittleren Absorptionen aus 240 zu 260 nm, da letztere keinen Lagertemperatur-bezogenen Trend zeigten (Fig. 3A), jedoch zeigte ersterer einen definitiven Anstieg für die 40ºC-Proben (Fig. 3B). Die pH 5-Formulierungen zeigten in allen Fällen eine geringere Änderung des A278/A252-Verhältnisses bei 40ºC als die pH 6-Formulierungen (Fig. 4).
pH: Alle Formulierungs-Vehikel außer F4 zeigten einen leichten Anstieg (&supmin;0,1 Einheiten bei 40ºC) des pH im Vergleich zu den -70ºC-Kontrollen (untenstehende Tabelle 12) Beide pH 5-Formulierungen zeigten einen höheren pH-Anstieg in den aktiven Proben als in den Vehikeln. Keine der pH 6-Formulierungen zeigte diesen Unterschied zwischen aktiven und Vehikel-Proben. In der Tat wurde der in den F3- und F5-Vehikeln beobachtete pH-Anstieg in den aktiven Proben nicht beobachtet. Der pH von F4 nahm bei höherer Lagertemperatur leicht ab. Der pH-Anstieg in den pH 5-Proben könnte durch einen Verlust an Essigsäure wegen Diffusion durch die Stopfen erklärt werden und ist erwartungsgemäß bei 5ºC nicht signifikant. Tabelle 12 Formulierungs-pH nach 5 Wochen Lagerung
Die pH 5-Formulierungen zeigten einen leichten Anstieg des pH bei höherer Lagertemperatur für Vehikel und aktive Proben. Formulierungen F3 und F5 zeigten ansteigende pH-Werte in den Vehikeln mit höherer Lagertemperatur, jedoch zeigten die aktiven Proben keinen solchen Anstieg. Formulierung zeigte eine leichte pH-Verminderung.
SEC: Fig. 5A und 5B zeigen die Chromatogramme für Formulierungen F2 (Fig. 5A) und F5 (Fig. 5B). Der Hauptpeak von rhuMAb CD18 eluierte bei 18,8 Minuten entsprechend einem scheinbaren MG von &supmin;70.000 D. Es traten zwei Haupt-Verunreinigungspeaks auf, die nach dem Hauptpeak eluierten und derjenige bei 20,9 Minuten vergrößerte sich beträchtlich mit ansteigender Zeit und Lagertemperatur. Der Anstieg des Peaks bei 20,9 Minuten war in F5 (Fig. 5B) im Vergleich zu F2 (Fig. 5A) viel stärker ausgeprägt und ist ohne Einschränkung auf irgendeine Theorie höchstwahrscheinlich auf den höheren pH von F5 zurückzuführen. Fig. 6A und 6B zeigen graphische Darstellungen der Gesamtpeakfläche und des %-Hauptpeaks für alle Formulierungen nach 0,2 und 5 Wochen Lagerung bei 5,30 und 40ºC. Die Gesamtpeakflächen der Formulierungen F3 und F4 waren signifikant kleiner als die der anderen drei Formulierungen.
Da die Formulierungen niedrigeren pH-Werts die höchste Stabilität aufwiesen, wurden Geschwindigkeitsdaten des %-Hauptpeaks des SEC-Chromatogramms berechnet und einem Arrhenius-Plot angepasst. Daten für F2 sind in Fig. 7 gezeigt. Diese Graphik enthielt nur zwei brauchbare Punkte, da die Geschwindigkeitskonstante bei 5ºC eine hohe Standardabweichung aufwies. Die aus diesen Daten erhaltene Aktivierungsenergie (19 +/- 6 kcal/Mol) war auch ohne die 5ºC-Daten jener sehr ähnlich, die aus den IEX-Daten berechnet wurde (siehe Fig. 15).
HIC: Dieser Test wurde bei einer Säulentemperatur von 50ºC statt 55ºC durchgeführt, um die Proteinwiederfindung zu erhöhen (von &supmin;30% auf nahezu 90%), leider auf Kosten der Auflösung. Die HIC-Analyse der Stabilitätsproben zeigte für alle Formulierungen einen Anstieg eines schlecht aufgelösten Peaks an der führenden Kante des Hauptpeaks, sowie einen Anstieg eines Peaks bei 17,5 Minuten mit steigender Lagerzeit und Teniiperatur (Fig. 8). Die Schulter lag in einer Position, die mit einer oxidierten Form des Proteins im Einklang steht, obgleich in der vorläufigen Ermittlung durch Peptid-Kartierung keine einer oxidierten Spezies entsprechenden Peaks auftraten. F2 zeigte den geringsten Anstieg dieses führenden Peaks (Fig. 9). Ein Trend zu herabgesetzter Wiederfindung (Gesamtfläche) wurde mit steigenden Lägertemperaturen ebenfalls beobachtet, wobei alle Formulierungen bei 40ºC dieselbe Gesamtfläche aufwiesen (Fig. 10). Die Formulierungen F2 und F5 zeigten die geringste Änderung der Gesamtfläche bei 5 und 30ºC in Bezug auf die -70ºC-Anfangsprobe. Dieses Verfahren war kein Stabilitätsindikator, da die Auflösung zwischen dem Abbaupeak bei 17,5' und dem Hauptpeak für eine genaue Quantifizierung zu niedrig und die Wiederfindung aus dem Verfahrens dürftig war.
RP-HPLC: Die einzige durch RP-HPLC beobachtete Änderung war ein Anstieg eines bei etwa 25 Minuten eluierenden Peaks mit einer entsprechenden Herabsetzung der Hauptpeakfläche bei Erhöhung der Lagertemperatur (Fig. 11 und 12). Das Ausmaß dieser Änderung war ähnlich jenem der in der SEC beobachteten niedermolekulareren Spezies. Formulierung F2 zeigte die geringste Änderung der %-Hauptpeakfläche mit ansteigender Temperatur. Mit DTT reduzierte Proben wurden ebenfalls mittels RP-HPLC analysiert, um die Wahrscheinlichkeit zu erhöhen, dass eine oxidierte Form aus den getrennten, kleineren Untereinheiten des Antikörpers aufgelöst wird. Es wurde mit diesem Verfahren kein Unterschied zwischen den gelagerten Proben und den -70ºC-Kontrollproben beobachtet.
Der Arrhenius-Plot der kinetischen RP-HPLC-Daten für Formulierung F2 ergab eine ahnliche Aktivierungsenergie (21 +/-1 kcal/Mol) wie die der 5 SEC- und IEX-Ergebnisse (19-20 kcal/Mol) (Fig. 13). Die durch die 95% Vertrauensbereiche der Kurvenanpassung angezeigte Lagerfähigkeit beträgt 4 bis 150 Jahre bei 5ºC.
IEX: Durch diesen Test stiegen die früher eluierenden Peaks mit Retentionszeiten von 18,4 und 26.6 Minuten mit ansteigender Lagertemperatur an. Wie in Fig. 14A und B, welche die Formulierungen F2 bzw. F5 darstellen gezeigt, war der Anstieg dieser Peaks in F5 stärker ausgeprägt als in F2. Ferner wurde der Peak bei 19,5 Minuten bei höheren Temperaturen breiter. Auf Basis der bei Einwirkung von pH 11 auf Proben (siehe unten) beobachteten chromatographischen Änderungen sollte dieses Verfahren Änderungen wie Deamidierung und/oder Disulfid-Scrambling, die beide bei alkalischem pH induziert werden können, ohne weiteres detektieren.
Die untenstehende Tabelle 13 zeigt die Geschwindigkeitskonstanten erster Ordnung für die 5 Formulierungen bei 5,30 und 40ºC. Tabelle 13 Geschwindigkeitskonstanten erster Ordnung (K +/- SE; n = 2) für alle Formulierungen, basierend auf %-Hauptpeak aus IEX
Die Formulierungen F1 und F2 sind eindeutig besser als die anderen Formulierungen, woraus sich schließen lässt, dass der Hauptabbauprozess basenkatalysiert ist. Ein auf der %-Hauptpeakfläche basierender Arrhenius-Plot sagte eine Aktivierungsenergie von 19,8 +/- 9,9 kcal/Mol für F2 und ein t&sub9;&sub0; von 50 +/- 25 Monaten (95% Vertrauensbereich) bei 5ºC voraus (Fig. 15).
Rezeptorbindungsaktivität: Die untenstehende Tabelle 14 zeigt die spezifische Aktivität für jede Temperatur und Formulierung nach 5 Wochen Lagerung. Die spezifische Aktivität wurde durch Division der Konzentration aus dem MAC-1-Capture-Test durch die F(ab')&sub2;-ELISA-Gesamtkonzentration berechnet. Die gezeigte Standardabweichung gilt für n = 2 und begründet die gesamte Fehlerfortpflanzung aus den zwei verschiedenen Tests für 2 Fläschchen bei Je 3 Verdünnungen. Für alle Formulierungen bestand ein eindeutiger Trend in Richtung niedrigerer spezifischer Aktivität bei höheren Lagertemperaturen (&supmin;10-15% Verlust bei 40ºC); alle Formulierungen zeigten etwa dasselbe Ausmal, an Verlusten bei 40ºC im Vergleich zu -70ºC. Der p-Wert aus der Einweg-ANOVA-Analyse der 40ºC-Daten für die verschiedenen Formulierungen beträgt 0,98, daher können die 40ºC-Mittelwerte innerhalb des 95% Vertrauesbereichs als nicht signifikant verschieden voneinander betrachtet werden. Ein ungepaarter t-Test der 40ºC-Daten gegen die 30ºC-Daten zeigte, dass der Unterschied signifikant ist (p = 0,044) und die niedrigeren Temperaturen unterscheiden sich mit diesem Verfahren sogar noch signifikanter (p < 0,02). Tabelle 14
IEF: Die Wirkung der Lagerung für 5 Wochen bei verschiedenen Temperaturen wurde durch isoelektrische Fokussierungs-Elektrophorese (IEF) für Formulierungen F2 und F5 getestet. Die Hauptbande schien einen pl von &supmin;8,8 aufzuweisen. Drei Hauptkomponenten bei pl-Werten von &supmin;8,75 (zweitstärkste Bande), &supmin;8,6 und &supmin;8,4 wurden ebenfalls beobachtet, die mit der Lagerung insbesondere bei pH 6 leicht anstiegen. Die 30ºC- und 40ºC-Proben zeigten eine Umsetzung zu saureren Banden. Für die 40ºC-Proben wiesen die Banden bei pl 8,8 und 8,75 eine etwa gleiche Intensität auf und es bestand diesbezüglich kein erkennbarer Unterschied zwischen den Formulierungen. Es waren zumindest zwei weitere, saurere Banden (pl-Werte &supmin;8,6 und &supmin;8,4) vorhanden, die eine zumindest 4-fach niedrigere Intensität aufwiesen, als die zwei am stärksten basischen Banden. Diese Banden schienen sich mit der Lagerung in ihrer Intensität nicht zu verändern.
SDS-PAGE: Die Wirkung der Lagertemperatur auf die Stabilität der rhuMAb-CD18-Formulierungen F2 und F5 (5 Wochen) wurde mittels SDS-PAGE (unter reduzierenden und nichtreduzierenden Bedingungen) getestet. Der rhuMAb CD18 zeigte sich am nichtreduzierten Gel bei einem MG von &supmin;120 kD. In der Ausgangs-Stammlösung waren mehrere Nebenbanden mit höherem Molekulargewicht als die Hauptbande vorhanden, die rhuMAb CD18 mit nach wie vor anhaftenden, verschiedenen Teilen des Leucin-Zipper-Segments darstellen könnten. Mehrere Prozente dieser Verunreinigung sind bekanntermaßen in diesem Stamnmlösungs-Präparat vorhanden. Es waren mehrere Banden mit niedrigerem MG als die Hauptbande zugegen, jedoch schien sich nur eine dieser Ban den in allen Formulierungen oder mit der Temperatur zu verändern. Die Bande um 45 kD stieg mit der Temperatur an und schien in pH 6-Formulierungen etwas intensiver als in pH 5-Formulierungen zu sein. Diese Beobachtung stand im Einklang mit den SEC-Daten. Die Bande unmittelbar über der &supmin;45 kD-Bande an nichtreduzierten Gelen entsprach bezüglich des scheinbaren Molekulargewichts der auf reduzierten Gelen beobachteten Bande und könnte ein nichtreduzierendes, kontaminierendes Protein darstellen. Alle Spezies wurden bei Reduktion mit Dithiothreitol in zwei Banden umgewandelt, die den Leicht- und Schwerketten entsprechen, was auf die Abwesenheit Jeglicher proteolytischer Spaltung hinweist. MALDI-TOFF-MS (J. Yates, Methods Enzymol. 271, 351-377 (1996)) bestätigte die Bildung von Fragmenten der Größe von Fab'.
pH und Proteinkonzentration der Formulierungen: Die Wirkung des pH auf die Konformation von rhuMAb CD18 wurde unter Anwendung von Fluoreszenzspektroskopie untersucht (Fig. 17). Das Protein schien unter pH 3 dessen Tertiärstruktur, blieb jedoch im pH-Bereich 3 bis 8 unverändert.
Auf Basis der obigen Beobachtungen wurde darauf hin die Wirkung von pH und Proteinkonzentration auf die Stabilität von rhuMAb CD18 unter Verwendung eines Zentralverbundkonstruktions-Protokolls untersucht. 10 mM Na-Citrat, 8% Trehalose, 0,05% TWEEN 20 enthaltende Formulierungen unter eine der folgenden Bedingungen wurden hergestellt: 0,5 mg/ml (pH 4,5), 5 mg/ml (pH 3, 4,5, 6), 10 mg/ml (pH 4,5), 25 mg/ml (pH 4,5). Die Proben wurden bei 40ºC und -70ºC gelagert und nach 2 Monaten durch IEX (Fig. 18A) und SEC (Fig. 18B) analysiert. Wiederum erwies sich pH 5 als die stabilste Bedingung für das Protein unabhängig von der Proteinkonzentration.
Langzeitstabilität der rhuMAb-CD18-Formulierung: Um die Langzeitstabilität der F2-Formulierung zu untersuchen, wurden Doppelproben in 10 mM Na-Acetat, 8% Trehalose, 0,01% TWEEN 20 , pH 5 in 3 ml-Fläschchen hergestellt und zur Stabilität bei den angegebenen Temperaturen belassen. Die Analyse durch SEC (Fig. 19A) und MAC-1-Bindung (Fig. 19C) weisen auf keine Änderung von Größenverteilung, Aggregationszustand oder Bioaktivität des Proteins für bis zu 43 Wochen bei 5ºC hin; Stabilität für bis zu &supmin;1 Monat bei 30ºC ist gegeben. Die IEX zeigt die Bildung saurer Peaks an (&supmin;1 % nach 43 Wochen), die durch Peptidkartierung/MS als Deamidierung identifiziert wurden (Fig. 1913).

Schlussfolgerungen

Vorläufige Daten wiesen darauf hin, das die primäre Reaktion im gereinigten rhuMAb CD18 die Spaltung in Spezies mit etwa dem halben Molekulargewicht des Ausgangsmaterials war und dass diese Reaktion sowie die Generierung saurer Peaks bei IEX und früher eluierender Peaks bei HIC und RP-HPLC alle bei pH 5 (im Vergleich zu pH 6) und in Trehalose (im Vergleich zu Salz und Mannit) minimiert waren. Die niedermolekularen Spezies könnten entweder durch proteolytische Spaltung und/oder durch Disulfid-Scrambling gebildet worden sein, wobei beide bei höheren pH-Werten verstärkt werden könnten. Die Reduktion von Kontrolle und abgebauten Proben führte ausschließlich zu Leicht- und Schwerketten, was entweder mit der Spaltung zu Fab oder gemischter Disulfidbildung zwischen Schwer- und Leichtketten im Einklang steht.
RhuMAb CD18 schien in Salzformufierungen am wenigsten stabil zu sein; bei pH 5 zeigte sich ein größeres Aggregat (äquivalent einem Trimer) und bei pH 6 wurde bei 40ºC Präzipitation beobachtet. Ohne Einschränkung auf irgendeine Theorie ist eine der möglichen Erklärungen, dass NaCl keine Wasserstoffbrückenbindung bewirkt, wie es Zucker und Mannit tun, welche die Selbstassoziation dieses Antikörpers bei höheren Temperaturen potentiell verhindern könnte.
Auf Basis der obigen, vorläufigen Daten aus den Haupttests (IEX, SEC und UV) ist 10 mM Natriumacetat, 8 Gew.-% Trehalose, 0,01% TWEEN 20 , pH 5,0 die bevorzugte Formulierung für rhuMAb CD18. Die aus der Arrhenius-Anpassung der Geschwindigkeitskonstanten erster Ordnung (IEX-Daten) vorhergesagte Lagerfähigkeit beträgt 1,7 bis 4 Jahre bei 5ºC (95% Vertrauensbereiche). Diese Formulierung kann durch Mischen von 0,573 ml Eisessig, 0,403 ml konzentrierter NaOH, 80 g Trehalose, 1 ml einer 10%igen TWEEN 20 -Lösung und auffüllen auf 1 L mit Milli-Q-Wasser hergestellt werden (pH 5,0 +/- 0,1 im 2 L-Maßstab, Die Leitfähigkeit dieser Formulierung war 502 +/- 10% Mikrosiemens/cm unter Verwendung eines Radiometer-Copenhagen CDM-83 mit einer CDC 314-Sonde, und die Dichte betrug 1,017 g/ml.

BEISPIEL 2

Dieses Beispiel beschreibt die Herstellung einer stabilen, wässrigen Mehrfachdosis-Formulierung, die einen humanisierten Anti-CD20-Antikörper, rhuMAb CD20, umfasst. Acetat-Formulierungen (pH 5), gelagert bei 40ºC für einen Monat erwiesen sich als stabiler als in Histidin (pH 5 oder 6) formulierte Proben. Die Histidin-Formulierungen wurden nach Lagerung bei forcierter Temperatur sehr opalisierend und färbten sich gelb. Eine Pufferkapazität von 10-30 mM Acetat war ausreichend, um den pH auf 5,0 zu halten. Die wirksame Menge eines Tonizitätsmittels, die benötigt wurde, um den Antikörper gegen thermisch oder durch Einfrieren induzierte Aggregation zu stabilisieren, wurde unter Verwendung on Salz (NaCl) oder Trehalose verglichen. Es wurde gefunden, dass Trehalose die Formulierung gegen einfrier-induzierte Aggregation schützte, insbesondere bei Konzentrationen ≥ 134 mM (Molverhältnis 500 : 1). Die Trehalose-Formulierungen (67-270 mM) waren viel effektiver als NaCl in 40ºC ausgesetzten, stabilisierenden Formulierungen, wie durch die Klarheit der Lösung nachzuweisen war. Diese Ergebnisse führte zur Entwicklung einer stabilen Prototyp-Flüssig-Mehrfachdosis-Formulierung, umfassend 40 mg/ml rhuMAb CD20, 25 mM Acetat, 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol, 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0, die eine Mindestlagerfähigkeit von zwei jähren Lagerung bei 2-8ºC besitzt.

Materialien und Verfahren

RhuMAb CD20: Das in allen Untersuchungen verwendete Stamnmlösungs-Material war aus 27 mg/ml rhuMAb CD20 in 50 mM Tris und 100 mM NaCl bei pH 7,5 oder 2,7 mg/ml rhuMAb CD20 in 25 mM Tris und 50 mM Natriumchlorid bei pH 6,0 zusammengesetzt. Der Stamnmlösungs wurde aseptisch bei 2-8ºC in Abwesenheit von Licht gelagert.
Pufferaustausch: Der Austausch des Stamnmlösungs-rhuMAb CD20 in verschiedene Testpuffer wurde durch Dialyse bei 2-8ºC unter Verwendung von Spectra/Por®-Membranen (MWCO = 8 kDa) durchgeführt, die vor der Verwendung gründlich mit entionisiertem Wasser gespült wurden. Ein Volumsanteil des Antikörpers wurde gegen mindestens 10 Volumsanteile des geeigneten Testpuffers dialysiert. Dieser Prozess wurde drei oder vier Mal innerhalb eines Tages wiederholt. Um eine Endkonzentration von 40 mg/ml zu erhalten, wurde der Antikörper mit einer UF-DF-Zelle von Amicon, die eine YM30- Membran (MWCO = 30 kDa) enthielt, weiter konzentriert. Wegen der niedrigeren Anfangskonzentration des 2,7 mg/ml-Materials wurde dieses Material zunächst auf &supmin;40 mg/ml konzentriert und dann gegen den geeigneten Testpuffer dialysiert. Nachdem die Zielkonzentration erreicht und der Pufferaustausch beendet war, wurden Trehalose, Benzylalkohol und Polysorbat 20 in den in untenstehenden Tabellen 15 bis 17 beschriebenen Konzentrationen zugesetzt. Die flüssige Mehrfachdosis-C2B8-Kandidatformulierung war 40 mg/ml rhuMAb CD20, formuliert in 25 mM Acetat, 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0. Die Formulierung wurde dann durch eine 0,2 um-Membran sterilfiltriert und die Konzentration durch UV-spektroskopisches Scannen bestimmt. 0,5 ml jeder endgültigen Formulierung wurden dann in sterile 3 ml-Fläschchen gefüllt, mit teflonbeschichteten, grauen Butylkautschukstopfen zugestöpselt und dann mit Quetschdichtungen verschlossen. Tabelle 15 Vergleichende Untersuchung von pH und Pufferspezies
Alle Formulierungen enthalten 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20. Tabelle 16 Untersuchung der Pufferkapazität
Alle Formulierungen enthalten 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0. Tabelle 17 Untersuchung des effektiven Verhältnisses von Tonizitätsmodifikator: rhuMAb-CD20
A). Alle Formulierungen enthielten 40 mg/ml rhuMAb CD20, 20 mM Acetat, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0.
B). Eine Einfrier-/Auftau-Vergieichsuntersuchung wurde für die Trehalose-Formulierungen vervollständigt. Die Stabilität aller Formulierungen bei 2-8ºC und 40ºC wurde parallel dazu durchgeführt.
SEC-HPLC: Die Proben wurden vor dem Testen mit Formulierungspuffer auf 10 mg/ml verdünnt. Das Verfahren verwendet eine G3000 SWXL TSK-Säule (TosoHaas) mit einer mobilen Phase bestehend aus 0,2 M Kaliumphosphat, 0,25 M Kaliumchlorid, pH 7. Die isokratische Durchflußräte beträgt 0,5 ml/min mit einer Gesamtlaufzeit von 30 Minuten. Die injizierte Proteinmenge beträgt 200 ug und die Absorption bei 280 nm wurde als Detektionsmethode angewendet.
HIC-HPLC: Die Proben wurden vor dem Testen mit Formulierungspuffer auf 10 mg/ml verdünnt. Der Antikörper wurde vor der Analyse der letzlichen Fragmente mit Carboxypeptidase und Papain verdaut. Das Verfahren verwendet eine TSK-Gel-Butyl-NPR-Säule (4,6 · 35 mm). Die Temperatur der Säule wird während dem Test auf 35ºC reguliert. Die Elution der Antikörperfragmente wurde durch Änderungen des Ammonsulfatgradienten ausgelöst. Die Gesamtlaufzeit des Tests beträgt vierzig Minuten und die Durchflußrate ist 1 ml/min. Eine Proteinmenge von 5-10 ug wird injiziert und die Detektion durch UV-Absorption bei 214 nm aufgezeichnet.
UV-spektrophotometrischer Scan: Zur Bestimmung der Proteinkonzentration wurden Proben mit Formulierungspuffer genau 1 : 100 verdünnt. Die Absorption bei 280, 320 und 350 wurden mit einem Diodenarray-Spektrophotometer 8451 A von Hewlett Packard gegen denselben Formulierungspuffer als Blindwert gemessen. Die Proteinkonzentration wurde durch Subtraktion von A&sub3;&sub2;&sub0; von A&sub2;&sub8;&sub0; und Division durch einen Extinktionskoeffizienten von 1,7 berechnet.
Zur Trübungsabschätzung wurden die Proben ohne Verdünnung an einem Diodenarray- Spektralphotometer 8451A von Hewlett Packard gescannt und die mittlere Absorption im Bereich von 340-360 nm bestimmt. Wasser wurde als Blindwert verwendet.
Forcierte Stabilitätsuntersuchungen: Die Fläschchen wurden aufrecht in temperaturregulierten Räumen oder Inkubatoren bei 2-8ºC, 30ºC, 40ºC oder 50ºC gelagert. Zwei bis drei Fläschchen wurden zu bestimmten Zeitpunkten entfernt und der Proteinabbau durch stabilitätsanzeigende Tests (SEC-HPLC, HIC-HPLC, UV-spektroskopischen Scan zur Bestimmung der Proteinkonzentration und Trübung, sowie pH-Messung) gemessen.
Zusätzlich wurden Proben wie unten beschrieben dem Komplement-abhängigen Zelltoxizitätstest unterworfen, um die Bioaktivität zu ermitteln.
Einfrier-/Auftau-Untersuchungen: Die Proben wurden zumindest zweistündigem Einfrieren bei -70ºC, gefolgt von Auftauen bei Raumtemperatur (≤ 45 Minuten) ausgesetzt. Jeder Zyklus bestand aus einmal Einfrieren, gefolgt von einmal Auftauen. Drei Fläschchen je Formulierung wurden nach einem, drei und fünf fortlaufenden Einfrier-/Auftau-Zyklen entfernt und die Stabilität mittels SEC-HPLC und UV-spektroskopischem Scan verfolgt, um Trübung und Proteinkonzentration zu messen.
Komplement-abhängiger Zytotoxizitätstest (CDC): Die Bioaktivität der Stabilitätsproben wurde durch den in Gazzano et al., J. Immunol. Meth. 202, 163-171 (1997) beschriebenen CDC-Test bestimmt mit der Ausnahme, das Human-Komplement (anstelle von Kaninchen-Komplement) verwendet wurde. Die prozentuelle Bioaktivität der Testprobe wurde wie folgt bestimmt:
% Bioaktivität = [(CDC-Test mg/ml der Probe/Proteinkonzentration der Probe)] · 100[(CDC-Test mg/ml der Referenz/Proteinkonzentration der Referenz)]
Die Proteinkonzentration der Testprobe und Referenzkontrolle wurde durch UV-spektroskopischen Scan bestimmt.

Ergebnisse und Diskussion

pH und Pufferspezies: Herabsetzen des pH von 7,5 auf 5,0 von 40 mg/ml rhuMAb CD20, formuliert in Histidin und Trehalose eliminierte praktisch die Oxidation des Antikörpers sogar nach zwei Monaten Lagerung bei 40ºC (Fig. 24B). Es besteht ferner eine Abnahme der Aggregationsgeschwindigkeit, jedoch ist der Unterschied unter pH 6,5 gering (Fig. 24A). Eine weitere Herabsetzung der Aggregationsgeschwindigkeit könnte eine Herabsetzung der Proteinkonzentration erfordern. Eine stabile Formulierung scheint einen pH im sauren Bereich zu erfordern.
Um zwischen der Wirkung von Pufferspezies und der Wirkung des pH unterscheiden zu können, wurden Histidin-(5 oder 6) und Acetat-(5)Mehrfachdosisformulierungen nach Lagerung bei 4-8ºC, 40ºC oder 50ºC verglichen. Die Proben wurden bei 50ºC gelagert, um die relative Stabilität der Formulierungen untereinander rasch bestimmen zu können mit dem Vorbehalt, dass der beobachtete Abbau den bei 2-8ºC-Lagerung beobachteten nicht notwendigerweise vorhersagte.
Die optisch erkennbare Klarheit der Formulierungen und die durch UV-spektroskopischen Scan (340-360 nm) gemessene Trübung nach vier (50ºC) und acht (2-8ºC, 40ºC) Wochen Lagerung ist in Tabelle 18 beschrieben. Beide Histidin-Formulierungen waren bei allen untersuchten Temperaturen opalisierender als die Acetat-Formulierungen. Nach zwei Wochen Lagerung bei 50ºC hatte die Histidin-Formulierung bei pH 5 ein festes, milchiges Gel gebildet, wahrend die Zwillingsformulierung bei pH 6 nach vier Wochen optisch erkennbar trüb und gelb gefärbt war. Die bei 40ºC gelagerten Histidin- Formulierungen färbten sich ebenfalls gelb. Ohne an irgendeine Theorie gebunden zu sein, liegt die Farbbildung wahrscheinlich an der Oxidation des Histidins und ist in dieser Untersuchung wegen der hohen, verwendeten Histidinkonzentration (50 mM) offensichtlicher. Keine Unterschiede im Vergleich zum Anfangszeitpunkt wurden bei 2-8ºC Lagerung beobachtet. Tabelle 18 Wirkung von Pufferspezies und pH auf Aussehen und Klarheit von 40 mg/ml rhuMAb-CD20-Mehrfachdosis-Formulierungen, enthaltend 50 mM Acetat oder Histidin, 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5 oder 6
1. Die Trübung wurde wegen Gelierung der Probe nicht gemessen (N/D).
Die Stabilität wurde ferner mittels HIC- und SEC-HPLC-Verfahren ermittelt. Nach acht Wochen Lagerung bei 40ºC waren die pH 5-Formulierungen unverändert, während die pH 6-Histidin-Formulierungen eine Herabsetzung des nichtoxidierten Fc um 18 Prozent im Vergleich mit dem Anfangszeitpunkt aufwiesen (Tabelle 19). Der prozentuelle Anteil des Monomers nahm in allen bei 40ºC gelagerten Formulierungen ab, wobei die Histidin-Formulierung pH 6 etwas stabiler war. Diese Abnahme wurde auf die Bildung eines/von hochmolekularen Aggregats/en, das/die im Auschlussvolumen eluierte(n), einer verzögerten Schulter am Monomerpeak und niedermolekularer Spezies zurückgeführt. Proteinkonzentration und pH wurden, außer im Fall der Gelbildung, ebenfalls ge messen und es wurden keine Änderungen während des Untersuchungszeitraums beobachtet. Tabelle 19 Wirkung von Pufferspezies und pH auf den Prozentanteil von nicht oxidiertem Fc und den Prozentanteil Monomer von 40 mg/ml rhuMAb-CD20- Mehrfachdosis-Formulierungen, enthaltend 50 mM Acetat oder Histidin, 150 mM, Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5 oder 6
Da die pH 5-Acetat-Formulierung eine nur wenig höhere Aggregationsgeschwindigkeit aufwies, sich bei Lagerung bei hohen Temperaturen nicht gelb färbte und unter allen untersuchten Bedingungen die höchste Klarheit aufwies, wurde sie als Pufferspezies und pH der Wahl für alle nachfolgenden, flüssigen C2B8-Mehrfachdosis-Formulierungs- Screenings gewählt.
Menge der Pufferspezies: Es wurde die Menge an Acetat bestimmt, die den pH einer 40 mg/ml C2B8-Mehrfachdosis-Formulierung bei 5,0 hielt. Zusammengefasst in Tabelle 20 ist die Wirkung auf den pH bei Erhöhung der Acetatpufferkonzentration von 10 auf 30 mM. Bei zwei und vier Wochen schien ein leichter Vorteil bei mehr als 15 mM zu bestehen, obwohl sich dies bei Langzeitlagerung nicht bewahrheitete. In keiner der untersuchten Testformulierungen wurde nach Lagerung für 1 Jahr bei 2-8ºC eine Änderung des pH-Werts beobachtet. Ein Acetatbereich von 10 bis 30 mM ist ausreichend, um den pH bei 5,0 zu halten. Tabelle 20 Wirkung der Acetatkonzentration auf die Erhaltung des pH-Wertes von flüssigen rhuMAb-CD20-Mehrfachdosis-Formulierungen bei 5,0. Die Formulierungen bestanden aus 40 mg/ml rhuMAb CD20, 10 bis 30 mM Acetat, 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol, 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0
Verhältnis des Tonizitäts-Modifikators: Der Zusatz von Trehalose war für die Stabilität von rhuMAb-CD20-Merhfachdosis-Formulierungen nach mehrfachen Einfrier-/Auftau- Zyklen vorteilhaft (Fig. 25). Eine Abnahme der Bildung löslicher Aggregate wurde beobachtet, wenn die Konzentration von Trehalose in der Formulierung erhöht wurde. Bei einem Verhältnis von 500 Mol Trehalose: 1 Mol C2B8 (134 mM Trehalose) war der prozentuell gebildete Aggregatanteil nut &supmin;0,5% nach fünf Einfrier-/Auftau-Zyklen, während die keinen Tonizitäts-Modifikator enthaltende Kontrollformulierung 4% Aggregate bilde te. Das Vorliegen eines 500-fachen molaren Überschusses Trehalose in der flüssigen C2B8-Formulierung lieferte ausreichenden Schutz gegen durch Einfrieren induzierte Aggregation.
Die Fähigkeit von Trehalose, rhuMAb CD20 während forcierter Temperaturlagerung zu stabilisieren, wurde untersucht und mit Natriumchlorid verglichen.
Fig. 26 beschreibt die Wirkung von überschüssigen Molverhältnissen Trehalose oder Natriumchlorid auf die Klarheit von bei 40ºC gelagerten Testformulierungen. Natriumchlorid wirkt sich nachteilig auf die Stabilität aus. Nach zwei Wochen Lagerung bei 40ºC hatte die Probe mit einem 500 : 1-Verhältnis eine O.D. von 0,44. Bei einem Molverhältnis von 1000 : 1 trennte sich die Natriumchlorid enthaltende Formulierung in ein Zweiphasensystem, das aus einem milchigen Gel mit einer darüberliegenden, opalisierenden Flüssigkeit bestand. Im Gegensatz dazu war in Proben, die 0 bis 1000 : 1-Mol Verhältnisse Trehalose enthielten, sogar nach einem Monat Lagerung bei 40ºC kaum eine Veränderung der Klarheit der Lösung zu beobachten. Obwohl die 2-8ºC-Formulierungen im Vergleich zum Anfangszeitpunkt unverändert waren, waren die Natriumchlorid enthaltenden Proben stärker opalisierend.
Die Wirkung von Trehalose auf die Minimierung der Bildung löslicher Aggregate wurde durch SEC-HPLC ermittelt (Fig. 27). Es wurden zwischen den Trehalose-Formulierungen und der negativen Kontrolle, die keinen Tonizitäts-Modifikator enthielt, keine Unterschiede beobachtet. Die Formulierungen schienen bei Lagerung bei 40ºC mit derselben Geschwindigkeit zu denselben Produkten abgebaut zu werden. Der pH und die Konzentration wurden über den Untersuchungszeitraum ebenfalls erhalten.
Die Anwesenheit von Trehalose ist zur Minimierung gefrierinduzierter Aggregation vorteilhaft und für die Stabilität im flüssigen Zustand nicht nachteilig. Die Kandidat-Flüssig- Mehrfachdosis-Formulierung enthält vorzugsweise ein Molverhältnis Trehalose zu C2B8 von zumindest 1 : 500.
Stabilität der Kandidat-Flüssig-Mehrfachdosis-Formulierung: Auf Basis der vorhergehenden Untersuchungen wurde eine Prototyp-Flüssig-Mehrfachdosis-Formulierung, bestehend aus 40 mg/ml rhuMAb CD20, 25 mM Acetat, 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0 zur Stabilität bei 2-8ºC, 30ºC und 40ºC gehalten. Das durch SEC-HPLC ermittelte Stabilitätsprofil bei jeder untersuchten Temperatur ist in Fig. 28 gezeigt. Obgleich die Aggregationsgeschwindigkeit bei 40ºC für die Mehrfachdosis-Formulierung (40 mg/ml) etwas höher ist als für die Referenzkontrolle (10 mg/ml rhuMAb CD20, 25 mM Citrat, 150 mM Natriumchlorid, 0,07% Polysorbat 80 bei pH 6,5), wurde bei Lagerung bei 2-8ºC für zwei Jahre keine prozentuelle Abnahme des Monomers beobachtet. Die Bioaktivität der zwei Jahre alten 2-8ºC-Proben betrug 99,2% bezüglich der Referenzkontrolle, wie durch den CDC-Test bestimmt wurde.

Schlussfolgerungen

Die obigen Screening-Untersuchungen zeigten, dass eine stabile, hohe Konzentration der rhuMAb-CD20-Mehrfachdosis-Formulierung durch Pufferung mit Acetat, Einhaltung des pH-Wertes auf 5,0, und Zusatz von zumindest 500 Mol Trehalose je Mol Antikörper ermöglicht wurde. Die bevorzugte Flüssig-Mehrfachdosis-Konfiguration besteht aus 40 mg/ml rhuMAb CD20, 25 mM Acetat, 150 mM Trehalose, 0,9% Benzylalkohol und 0,02% Polysorbat 20 bei pH 5,0 und besitzt eine Lagerfähigkeit von zwei Jahren bei 2-8ºC.

SEQUENZPROTOKOLL

(1) ALLGEMEINE INFORMATIONEN

(i) ANMELDER: Genentech, Inc.
(ii) TITEL DER ERFINDUNG: Antikörperformulierung
(iii) ANZAHL DER SEQUENZEN: 11
(iv) GESCHÄFTSADRESSE:
(A) ADRESSAT: Genentech, Inc.
(B) STRASSE: 1 DNA Way
(C) STADT: South San Francisco
(D) BUNDESSTAAT: Kalifornien
(E) STAAT: USA
(F) POSTLEITZAHL: 94080
(v) COMPUTERLESBARE FORM:
(A) TYP DES MEDIUMS: 3,5 Zoll, 1,4 Mb Diskette
(B) COMPUTER: IBM PC-kompatibel
(C) BETRIEBSSYSTEM: PC-DOS/MS-DOS
(D) SOFTWARE: WinPatin (Genentech)
(vi) AKTUELLE ANMELDUNGSDATEN:
(A) ANMELDUNGSNUMMER:
(B) EINREICHUNGSDATUM:
(C) KLASSIFIZIERUNG
(vii) PRIORITÄTSANMELDUNGSDATEN:
(A) ANMELDUNGSNUMMER: 08/874897
(B) EINREICHUNGSDATUM: 13. Juni 1997
(viii) INFORMATIONEN ÜBER ANWALT/VERTRETER:
(A) NAME: Lee, Wendy M.
(B) REGISTRIERUNGSNUMMER: 40/378
(C) KENNZEICHEN/AKTENZAHL: P1089RIPCT
(ix) TELEKOMMUNIKATIONSINFORMATIONEN:
(A) TELEFON: 650/225-1994
(B) TELEFAX: 650/925-9881
(C) TELEX: 910/371-7168

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 1

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 241 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 1

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 2

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 241 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 2

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 3

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 36 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-1D NR. 3

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 4

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 11 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 4

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 5

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 7 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 5

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 6

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 8 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 6

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 7

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 8 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 7

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 8

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 8 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 8

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 9

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 2143 Basenpaare
(B) TYP: Nucleinsäure
(C) ANZAHL DER STRÄNGE: einzeln
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID Nr. 9

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 10

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 237 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 10

(2) INFORMATIONEN ÜBER SEQ.-ID NR. 11

(i) SEQUENZEIGENSCHAFTEN:
(A) LÄNGE: 300 Aminosäuren
(B) TYP: Aminosäure
(D) TOPOLOGIE: linear (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ.-ID NR. 11

Claims

1. Stabile, wässrige, pharmazeutische Formulierung, umfassend eine therapeutisch wirksame Menge eines Antikörpers, der keiner vorherigen Lyophilisierung unterzogen wurde, einen Acetatpuffer mit etwa pH 4,8 bis etwa pH 5,5, ein Tensid und ein Polyol, worin der Formulierung eine ionisierende Menge eines Salzes fehlt.

2. Formulierung nach Anspruch 1, die isotonisch ist.

3. Formulierung nach Anspruch 1, die bei einer Temperatur von etwa 2 bis 8ºC zumindest ein Jahr lang stabil ist.

4. Formulierung nach Anspruch 1, die nach dem Einfrieren und Auftauen der Formulierung stabil ist.

5. Formulierung nach Anspruch 1, die bei etwa 30ºC zumindest einen Monat lang stabil ist.

6. Formulierung nach Anspruch 1, die das Polyol ein nichtreduzierender Zucker ist.

7. Formulierung nach Anspruch 6, worin der nichtreduzierende Zucker Trehalose ist.

8. Formulierung nach Anspruch 6, worin der nichtreduzierende Zucker Saccharose ist.

9. Formulierung nach Anspruch 1, worin der Antikörper ein Antikörperfragment ist.

10. Formulierung nach Anspruch 9, worin das Antikörperfragment ein F(ab')&sub2; ist.

11. Formulierung nach Anspruch 1, worin der Antikörper CD18 bindet.

12. Formulierung nach Anspruch 1, die bei einer Temperatur von etwa 2 bis 8ºC zumindest zwei Jahre lang stabil ist.

13. Formulierung nach Anspruch 1, worin die Antikörperkonzentration in der Formulierung etwa 0,1 bis etwa 50 mg/ml beträgt.

14. Formulierung nach Anspruch 1, worin das Tensid ein Polysorbat ist.

15. Formulierung nach Anspruch 1, worin der Antikörper CD20 bindet.

16. Formulierung nach Anspruch 15, worin das Acetat in einer Menge von etwa 5 bis 30 mM enthalten ist.

17. Formulierung nach Anspruch 16, worin das Acetat in einer Menge von etwa 10 bis 30 mM enthalten ist.

18. Formulierung nach Anspruch 15, die weiters ein Konservierungsmittel umfasst.

19. Formulierung nach Anspruch 18, worin das Konservierungsmittel Benzylalkohol ist.

20. Formulierung nach Anspruch 15, worin der Antikörper in einer Menge von etwa 30 bis 50 mg/ml enthalten ist.

21. Formulierung nach Anspruch 20, worin der Puffer etwa 10 bis 30 mM Natriumacetat mit etwa pH 4,8 bis etwa pH 5,5 ist, das Polyol Trehalose in einer Menge von etwa 2 bis 10% (Gew./Vol.) ist, das Tensid Polysorbat in einer Menge von etwa 0,01 bis 0,1% ist, worin die Formulierung weiters Benzylalkohol als Konservierungsmittel um fasst und worin die Formulierung bei einer Temperatur von etwa 2 bis 8ºC zumindest zwei Jahre lang stabil ist.

22. Set, das einen Behälter umfasst, der eine stabile, wässrige, pharmazeutische Formulierung enthält, die eine therapeutisch wirksame Menge eines Antikörpers, der keiner vorherigen Lyophilisierung unterzogen wurde, einen Acetatpuffer mit etwa pH 4,8 bis etwa pH 5,5, ein Tensid und ein Polyol umfasst, worin der Formulierung eine ionisierende Menge eines Salzes fehlt.

23. Verfahren zum Stabilisieren eines Antikörpers in einer wässrigen pharmazeutischen Formulierung durch Kombinieren einer therapeutisch wirksamen Menge eines Antikörpers, der keiner vorherigen Lyophilisierung unterzogen wurde, eines Tensids und eines Polyols, worin der Formulierung eine ionisierende Menge eines Salzes fehlt.

24. Formulierung nach Anspruch 7, worin der Acetatpuffer in einer Konzentration von etwa 10 bis 30 mM enthalten ist und die Trehalose in einer Konzentration von zumindest 134 mM vorliegt.

25. Formulierung nach Anspruch 24, worin der Antikörper CD18 oder CD20 bindet.

26. Formulierung nach Anspruch 25, worin der CD18 bindende Antikörper ein F(ab')&sub2;-Fragment ist.

27. Set, das einen Behälter umfasst, der eine Formulierung nach Anspruch 25 enthält.

28. Formulierung nach Anspruch 1, worin der Acetatpuffer einen pH-Wert von 5,0 aufweist.

29. Formulierung nach Anspruch 28, worin der Antikörper CD20 bindet.