DE1908225C3 - Biotechnisches Verfahren zur Herstellung von Enzymen, die stärkeartige Polysaccharide und Dextrane sowie Oligosaccharide der entsprechenden Bindungstypen hydrolytisch spalten - Google Patents

Biotechnisches Verfahren zur Herstellung von Enzymen, die stärkeartige Polysaccharide und Dextrane sowie Oligosaccharide der entsprechenden Bindungstypen hydrolytisch spalten

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DE1908225C3 DE19691908225 DE1908225A DE1908225C3 DE 1908225 C3 DE1908225 C3 DE 1908225C3 DE 19691908225 DE19691908225 DE 19691908225 DE 1908225 A DE1908225 A DE 1908225A DE 1908225 C3 DE1908225 C3 DE 1908225C3
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Description

2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß durch Zusatz geeigneter Kohlenstoffquellen zur Nährlösung die Bildung von Enzymen zur Spaltung von 'i-l.o-glycosidischen Bindungen intensiviert wird.
3. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß durch Zusatz geeigneter Kohlenstoffquellen zur Nährlösung die Bildung von Enzymen zur Spaltung von n-1.4-glycosidischen Bindungen intensiviert wird.
4. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß durch Zusatz geeigneter Kohlenstoffquellen die Bildung von Enzymen zur Spaltung sowohl von «-1.6-glycosidischen als auch .(-1,4-glycosidischen Bindungen intensiviert wird.
50
Die Erfindung betrifft ein biotechnisches Verfahren zur Herstellung von Enzymen, die stärkeartige Polysaccharide und Dextrane sowie Oligosaccharide der entsprechenden Bindungstypen hydrolytisch spalten.
Der enzymatische Abbau von Poly- und Oligosacchariden hat große technische Bedeutung unter anderem in der Gärungsindustrie, der Lebensmittelindustrie, der Textilindustrie, der chemisch-pharmazeutischen Industrie, der Medizin usw.
Man hat bereits hierzu pflanzlische Enzyme (z. B. die des Malzes) sowie geeignete Enzyme aus Bakterien und/oder Schimmelpilzen verwendet (vgl. R e e d, G., »Enzymes in Food Processing«, Academic Press, New York [1966]). Bekanntlich sind «- und //-Amylasen aus Malz vorwiegend geeignet zum Abbau stärkeartiger Polysaccharide. Diese können auch durch Enzyme verschiedener Bakterien und Schimmelpilze (z. B. a-Amylase aus Bacillus subtilis, Glucoamylase aus Aspergillus-Arten) gespalten werden. Hefeenzyme wurden für diesen Zweck bisher nicht verwendet, da die Enzymaktivitäten dieser Organismen für eine technische Nutzung als nicht ausreichend befunden wurden.
Neben stärkeartigen Polysacchariden, deren GIucosebausteine vorwiegend «-1,4-glycosidisch verknüpft sind, gibt es in der Natur andere Polysaccharide, beispielsweise Dextrane bakteriellen Ursprungs, deren vorwiegender Bindungstyp die «-1.6-glycosidische Verknüpfung der Glucoseeinheiten ist.
Die obengenannten Enzyme können aus diesem Grunde Dextrane nicht hydrolysieren. Dextrane werden technisch in großen Mengen hergestellt und nach Zerlegung des sehr hochmolekularen Polysaccharids in geeignete Fraktionen (Säurehydrolyse Ultraschalleinwirkung) als Ersatz für Blutplasma bei Bluttransfusionen verwendet. Dextrane können unter gewissen Umständen (bakterielle Infektionen) auch als Bestandteile von Lebensmitteln oder Roh- bzw. Zwischenprodukten der Lebensmittelherstellung auftreten. Nach neueren zahnmedizinischen Erkenntnissen besteht auch die Matrix der Zahn-Plaques (unter Umständen kariesfördernde Ablagerungen unlöslicher Polysaccharide bakteriellen Ursprungs an den Zähnen) zum überwiegenden Teil aus Dextranen oder dextranähnlichen Polysacchariden.
Einige spezielle Bakterien und Schimmelpilze (z. B. Lactobacillus bifidus. Cellovibrio fulva. Penicillium funiculosum. Penicillium lilacinum u. a. m) sind in der Lage. Enzyme zu bilden, die Dextrane spalten können (Dextranasen). Bei Hefen sind Dextranasen bisher unbekannt.
Aufgabe der vorliegenden Erfindung war es. ein biotechnisches Verfahren zur Herstellung von Enzymen zur Spaltung von Poly- und Oligosacchariden zu entwickeln, welche stärkeartige Polysaccharide und Dextrane sowie Oligosaccharide der entsprechenden Bindungstypen hydrolytisch zu spalten vermögen.
Diese Aufgabe wurde mit einem biotechnischen Verfahren zur Herstellung von Enzymen, die stärkeartige Polysaccharide und Dextrane sowie Oligosaccharide der entsprechenden Bindungstypen hydrolytisch spalten gelöst, welches dadurch gekennzeichnet ist. daß man die folgenden Hefen der Gattung Lipomyces in einem die für das Hefewachstum und für die Bildung dieser Enzyme erforderlichen Nährstoffe enthaltenden Nährmedium unter aeroben Bedingungen kultiviert, wobei diese Enzyme in den Hefezellcn und im Kulturmedium angereichert werden:
Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0101
Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0102
lipomyces starkeyi C'.B.S. Nr. 1807
Lipomyces starkeyi
Lipomyces starkeyi
Lipomyces starkeyi
Lipomyces slarkcyi
Lipomyces starkeyi
Lipomyces starkeyi
Lipomyces starkeyi
Lipomyces starkeyi
Lipomyces starkeyi
C. B. S. Nr. 1808
C. B. S. Nr. 1809
C.B.S.—Nr. 1810
C. B.S. -Nr. 2511
C.B.S. -Nr. 2512
C.B.S. Nr. 2516
C.B.S. - Nr. 5607
C.B.S. Nr. 5910
C.B.S.— Nr. 5911
Lipomyces Iipofer .... C. B. S. — Nr. 944
Lipomyces Iipofer C. B. S. Nr. 2513
Lipomyces kononenkoe C. B. S. - Nr. 2514
Lipomyces kononenkoe C. B. S. — Nr. 5608
Durch das erfindungsgemäße Verfahren wird technologisch eine Reihe von Vorteilen erreicht:
1. Durch Züchtung im sauren pH-Bereich lassen sich unerwünschte Infektionen durch viele Bakterienarten vermeiden.
2. Züchtungsmöglichkeit der Hefen unter Zusatz von Antibiotics, die das Aufkommen unerwünschter Bakterien unterdrücken.
3. Zur Züchtung können einfache und daher preiswerte Substrate verwendet werden.
4. Im Gegensatz zu Schimmelpilzen bereitet die Submerskultur von Hefen technologisch wenig Schwierigkeiten.
5. Im Gegensatz zu Bakterien lassen sich Hefen aus Nährsubstraten leichter abtrennen.
6. Durch Zugabe von Poly- bzw Oligosacchariden entsprechender Konstituitionen einzeln oder in Kombination zum Nährmedium ist es möglich, wahlweise die Synthese von Enzymen zur Spaltung vorwiegend α-Ι,ό-glucosidisch verknüpfter Poly- und Oligosaccharide, vorwiegend «-1,4-glycosidisch verknüpfter Poly- und Oligosaccharide oder d-1,6- und «-1,4-glycosidisch verknüpfter Poly- und Oligosaccharide zu intensivieren.
Die Anwendung von Hefeenzymen, die Poly- und Oligosaccharide in vergärbare Zucker spalten, ist Tür die Gärungsindustrie von großer Bedeutung, da — wie schon zu Beginn dargelegt - bisher Hefen mit technisch nutzbaren Enzymaktivitäten zur Spaltung stärkeartiger Kohlenhydrate nicht bekannt waren. Der Einsatz von Bakterien- bzw. Schimmelpilzenzymen ist nicht in allen Bereichen der Gärungsindustrie möglich. Hier führen die erfindungsgemäß beschriebenen Hefeenzyme zu technisch neuen Arbeitsweisen. Bemerkenswert ist in diesem Zusammenhang, daß von diesen Hefen keine geschmacksnegativen Stoffwechselpr, dukte gebildet werden.
Die in der Gärungsindustrie, der Lebcnsmittelindustrie und Textilindustrie gebräuchlichen Enzyme aus Malz. Bakterien und Schimmelpilzen zeichnen sich dadurch aus, daß sie vornehmlich a-l,4-glycosidische Bindungen spalten. Ihre Aktivität gegenüber «-1,6-verknüpften Glucoseeinheiten ist sehr gering und wird durch die in diesen Enzymen bzw Enzymkomplexen enthaltenen »Grenzdextrinasen« bewirkt. Die erfindungsgemäß erzielbaren Hefeenzyme zeichnen sich demgegenüber durch hohe Aktivität gegen η-1,4- und (1-1,6-verknüpften Glucoseeinheiten aus. In der Dextranindustrie werden zum Blutpasmaersatz geeignete Dextranfraktionen überwiegend durch Behandlung der hochmolekularen Rohdextrane mit Säuren oder Ultraschall hergestellt, die enzymatische Hydrolyse hat sich hier vor allem wegen mangelnder Eignung der Enzyme und aus Wirtschaftlichkeitsgründen noch nicht eingeführt. Die Anwendung von Dextranascn aus Hefen ist hier vor allem deshalb interessant, weil diese Enzyme technologisch einfach und somit preiswert herzustellen sind. In der chemischen Industrie ist die Anwendung der beschriebenen Hefeenzyme geeignet zur präparativen Darstellung von auf üblichem Wege schwierig zu erhaltenen Oligosacchariden. In der pharmazeutischen Industrie sowie der Zahnheilkunde schließlich können die Dextranasen aus Hefen bzw. entsprechende Zubereitungsformen zur Kariesprophylaxe eingesetzt werden.
Kultiviert man die obengenannten Hefe-Stämme unter Belüftung in Nährmedien, die auf der Basis von Hefeextrakt und/oder Pepton, einer Hefe-Stickstoff enthaltenden Zusammensetzung, die im »Difco Manual«, 9. Auflage, S. 251. Difco Laboratories, Detroit, angegeben ist. oder einer geeigneten an sich bekannten Kombination anorganischer Salze und Spurenelementen aufgebaut sind, unter Zusatz einer geeigneten Kohlenstoffquelle oder auf Bierwürze, Brennereischlempe bzw. Melasse selbst, wobei auch hier eine oder mehrere geeignete Kohlenstoffquellen zusätzlich zugegeben werden können, bei pH-Werten zwischen etwa 3,0 und 7,0. insbesondere zwischen pH 4,0 und 6,0 und bei Temperaturen zwischen etwa 15 und 40 C. insbesondere zwischen 20 und 35" C über eine hinreichende Zeit, so bilden diese Hefen Enzyme oben beschriebenen Charakters. Als Kohlenstoffquellen lassen sich verwenden z. B. lösliche oder unlösliche Dextrane, lösliche oder nicht gelöste Stärke bzw. stärkeähnliche Poly- und Oligosaccharide. Malzextrakt. Bierwürze oder Biertreber bzw. ein Extrakt aus Biertrebern. Brennereischlempe, Kartoffelpülpe oder Melasse. Glucose. Maltose oder Saccharose sowie andere Mono- und Oligosaccharide.
Die gewonnene Kulturflüssigkeit kann nach Abtrennung der Hefe oder nach Abtrennung der Hefe und Konzentrierung oder Lyophilisation zum Abbau der beschriebenen Poly- und Oligosaccharide verwendet werden. Es ist vorteilhaft, die abgetrennte Hefe gegebenenfalls mehrmals zu waschen und das Waschwasser bzw. die dazu verwendete Pufferlösung zusammen mit der zellfreien Kulturflüssigkeit, unter Umständen jedoch auch getrennt, zu verwenden bzw. aufzuarbeiten. Aus der abgetrennten Hefe selbst kann ebenfalls nach Zellaufschluß durch geeignete Methoden eine enzymhaltige Lösung gewonnen werden. Eine Abtrennung der Enzyme durch Fällung mit Ammonsulfat. Aceton oder anderen gebräuchlichen Fällungsmitteln ist möglich. Die abgetrennten Enzyme können nach Wiederaufnahme in Wasser bzw. Pufferlösungen im pH-Bereich zwischen pH 3,0 und 7,0 zur Spaltung der angegebenen Kohlenhydrate eingesetzt werden.
Zur Prüfung auf die Fähigkeit, Enzyme zum Abbau von stärkeartigen Polysacchariden und Dextranen zu bilden, wurden die angegebenen Hefen in vivo bzw. ein zellfreies Kulturfiltrat der Hefestämme im Agar-Diffusionstest (vgl. Fleming, JR. Johnson. J.A.: Getreide und Mehl 15 [10], 120 122 [1965]) untersucht. Als Substrate dienten mit Reaktivfarbstoffen gekoppelte lösliche und unlösliche Dextrane bzw. Starke. An Hand der Bildung von Diffusionshöfen konnte die Aktivität der Hefen festgestellt werden. Der Hofdurchmesser ist direkt proportional dem Logarithmus der F.nzymkonzentration.
Beispiel 1
Der Hcfeslamm Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0102 (VLB = Kulturensammlung der Staatlichen brauercitcchnischcn Prüf- und Versuchsanstalt, Weihenstephan-Freising) wurde in 5 1 eines Nährmediums (0,5% Hefeextrakt, 0,5% Pepton, 0,5% Rohdextran, gepuffert pH 5,2) unter Belüftung (1,5 l/Min.) 60 Stunden lang bei 25" C kultiviert. Die so erhaltene Kultur-
lösung wurde zentrifugiert, um die Hefe abzutrennen. Anschließend wurde die klare Lösung sterilnitriert. ■* Ein Teil dieser Lösung wurde bei 4° C aufbewahrt (Fraktion 1), ein zweiter Teil bei 25° C zehnfach konzentriert (Fraktion 2). Der dritte Teil dieser Lösung (Fraktion 3) wurde lyophilisiert und für den nachfolgenden Test in Pufferlösung (pH 5,5) in einer Menge, die V20 des ursprünglichen Volumens der Fraktion 3 ausmachte, aufgenommen. Die Hefeernte wurde zweimal mit Pufferlösung (pH 5,5) ausgewaschen und ebenfalls lyophilisiert. Die lyophilisierte Hefe wurde anschließend in Pufferlösung (pH 5,5) aufgenommen und im Homogenisator nach Potter-Elvehjem homogenisiert. Nach Zentrifugieren des erhaltenen Homogenisa ts wurde der überstand sterilfiltriert (Fraktion 4). Die zum Waschen der Hefe verwendete Pufferlösung wurde ebenfalls bei 4° C aufbewahrt (Fraktion 5). Die so erhaltenen fünf Fraktionen wurden auf Dextranase- und Amylaseaktivität nach der oben angegebenen Arbeitsweise geprüft (2% Agar; pH-Wert 5,5; 0,5% Substrat; 400C; 24Std.; 0,02ml Probemenge an Enzymlösung). Unter den gleichen Bedingungen wurde der Hefestamm Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0101 kultiviert, aufgearbeitet und auf Enzymaktivität geprüft. Die Dextranaseaktivi täten der Kulturfiltrate und der zum Waschen verwendeten Pufferlösungen waren hoch. Durch Konzentrieren oder Lyophilisation traten keine wesentlichen Aktivitätsverluste ein. Die aus den homogenisierten Hefen gewonnenen Extrakte zeigten geringere Aktivitäten. Die Amylaseaktivitäten waren bei allen Ansätzen ebenfalls gut, lagen aber etwas niedriger als die Dextranaseaktivitäten.
Die folgenden Ergebnisse wurden erhalten:
Die folgenden Ergebnisse wurden erhalten:
Stamm Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0101
Stamm Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0101
Hofdurchmesser Hofdurchmesser
Fraktion
Nr.		 auf Dextran-Agar auf Stärke-Agar
(mm) (mm)
1 12,0 10,8
2 22,1 21,0
3 24,6 23,5
4 5,5 4,0
5 9,2 8,0
Stamm Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0102
Hofdurchmesser Hofdurchmesser
Fraktion
Nr.		 auf Dextran-Agar auf Stärke-Agar
(mm) (mm)
1 10,5 10,0
2 20,0 18,2
3 23,6 23,0
4 7,0 5,1
5 10,0 10,2
Hofdurchmesser Hofdurchmesser
Fraktion
Nr.		 auf Dextran-Agar auf Stärke-Agar
(mm) (mm)
1 10,7 15,0
2 20,5 25,3
3 24,0 28,0
4 3,0 8,5
5 7,5 15,1
Stamm Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0102
Fraktion
Nr.
1
2
3
4
5
Hofdurchmesser Hofdurchmesser
auf Dextran-Agar auf Stärke-Agar
(mm) (mm)
9,1 14,5
18,9 24,6
22,0 27,6
3,5 8,1
8,9 13,4
Beispiel 3
35
Beispiel 2
Kultivierung der Hefestämme wie unter Beispiel 1 beschrieben, jedoch unter Zusatz von 0,5% Stärke an Stelle von Dextran. Bei Prüfung der Enzymaktivitäten wurde jetzt festgestellt, daß Stärke besser abgebaut wurde als Dextrane.
Kultivierung der Hefestämme wie unter Beispiel 1 beschrieben, jedoch unter Zusatz von 0,25% Dextran und 0,25% Stärke. Die Prüfung der Enzymaktivitäten zeigte, daß Stärke und Dextrane in etwa gleichem Maße hydrolysiert wurden.
Beispiel 4
a) Zu jeweils 100 ml einer 3%igen gepufferten Stärkelösung (lösliche Stärke, pH 5,5, bei 400C gerührt) wurden je 10 ml zellfreien Kulturfiltrats der Hefestämme Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0101 und VLB Nr. 0102 (Kultivierung s. Beispiel 2) zugesetzt. Nach 30 Minuten zeigten Proben, die den Ansätzen laufend entnommen und mit Jodlösung versetzt wurden, Jodnormalität. Die gleichen Ansätze wurden unter Verwendung von kurz aufgekochter Kartoffelstärke (unlöslich) wiederholt. Die hochviskose Suspension war nach 5 Minuten verflüssigt, Jodnormalität wurde nach 70 Minuten beobachtet.
b) Zu jeweils 120 ml einer 3%igen Suspension von unlöslichem Dextran (gepuffert, pH 5,5, bei 40° C gerührt) wurden je 1 ml eines zehnfach konzentrierten zellfreien Kulturfiltrats der Hefestämme Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0101 und VLB Nr. 0102 (Kultivie-
SS rung s. Beispiel 1) zugesetzt. Nach 13 Minuten (0102) bzw. 14,5 Minuten (0101) war das unlösliche Dextran vollständig in Lösung gegangen. Die Ansätze wurden unter Verwendung verschiedener unlöslicher Dex-
■· träne mit gleichem Erfolg wiederholt. In Ansätzen, die unter den beschriebenen Bedingungen, jedoch unter Verwendung von 3% pulverisiertem unlöslichem Rohdextran durchgeführt wurden, war die Suspension des unlöslichen Rohdextrans innerhalb von 9 Minuten in eine klare dünnflüssige Lösung
fS übergeführt. Als Nullproben dienten Reaktionsansätze, denen zur Inaktivierung der Enzyme 0,5 ml 50%ige Trichloressigsäure zugegeben worden war. Hier ließ sich kein Abbau der Substrate erkennen.
Beispiel 5
Der Hefestamm Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0102 wurde, wie unier Beispiel 1 beschrieben, jedoch auf filtrierter Brennereischlempe ohne Zusatz von Dextran oder Stärke kultiviert. Ein Teil der zellfreien Kulturlösung wurde lyophilisiert und auf u-Amylaseaktivität untersucht (vgl. Meth. of Analysis of the Am. Soc. of Brew. Chemists, 5. Aufl., 1949). Der in der Bestimmungsmethode angegebene Zusatz von ^-Amylase unterblieb. Eine a-Amylaseeinheit ist definiert als die Menge an «-Amylase, die 1 g lösliche Stärke bei 20° C in einer Stunde bis zum Farbstandard R.otbraun dextriniert. Die «-Amylseeinheiten berechnen sich nach der Formel
Slärkemenge im Substrat (g) · 60 Minuten
Enzymmenge (g) · Öextrinierungszeit
Es betrugen
Stärkemenge im Substrat
(30 ml 2%ige Stärkelösung) 0,6 g Stärke
Enzymmenge, die zugegeben
wurde 50 mg Lyophilisat
Dexlrinierungszeit 19 Minuten
Alpha-Amylaseeinheiten = n'.<. = 37,9 .
Beispiel 6
a) Drei Milliliter 2%iger gepufferte Dextranlösung (pH 5.5,40" C) wurde mit 100 mg zellfreiem Lyophilisat des Hefestammes Lipomyces starkeyi VLB Nr. 0102 (Kulturbedingungen wie im Beispiel 1 beschrieben) versetzt. Von diesem Ansatz wurden zu den Zeiten Oh, 3 h und 6 h Proben entnommen, die Enzymwirkung durch Zugabe von Trichloressigsäure unterbrochen und die entstandenen Abbauprodukte gelchromatographische nachgewiesen (Tr en el, G., John, M., Dell weg, H.: Gel Chromatographie Separation of Oligosaccharides at Elevates Temperature, FEBS Letters. Vol.2, Nr. 1, 74-76, 1968).
Dabei betrug die Aufgabemenge, die in die Trennsäule eingespritzt wurde, 100 μΙ inaktivierten Enzymansatzes.
Die Chromatogramme (s. F i g. 2 bis 4) zeigen den Verlauf der enzymatischen Reaktion.
Zur Zeit 0 h (F i g. 2) sind neben der hochmolekularen Fraktion Gn nur die Oligosaccharide G4 (Isomaltotelraose) und G5 (Isomaltopentaose) nachweisbar. Diese entstammen dem zugegebenen enzymhaltigen Lyophilisat (s. dazu F i g. 1 Chromatogramm von 100 mg Lyophilisat, die in 3 ml Pufferlösung aufgenommen wurden; dort wird darüber hinaus sichtbar, daß das hochmolekulare Dextran (Gn) der Nährlösung nahezu vollständig abgebaut ist.) Zur Zeit 3 h (Fi g. 3) ist das hochmolekulare Dextran des Enzymansalzes schon weitgehend abgebaut. Die Bildung von Oligosacchariden G1 (Glucose). G2 (Isomaltose), G3 (Isomaltotriose), G4 (Isomaltotetraose) und G5 (lsomallopentaose) ist bereits stark fortgeschritten.
Aus F i g. 4 zur Zeit 6 h ist zu ersehen, daß die hochmolekulare Fraktion (Gn) nahezu vollständig zu Oligosacchariden abgebaut ist. Darüber hinaus wird deutlich, daß auch G4 und G5 zugunsten von G1, G2 und G3 abgenommen haben; dies stellt einen eindeutigen Nachweis des Abbaus von '<-l,6-glycosidisch verknüpften Oligosacchariden dar.
b) In gleicher Weise wie unter a) beschrieben wurden 3 ml einer 2%igen Stärkelösung mit 100 mg Lyophilisat des gleichen Hefeslammes (Kultur jetzt jedoch wie im Beispiel 2 angegeben) inkubiert und untersucht. F i g. 5 (0 h) zeigt auch hier nur die dem Lyophilisat entstammenden Oligosaccharide G4 (Maltotetraose) und G5 (Mallopentaose). Nach 3h (Fig. 6) ist deutlich zu erkennen, daß G4 und G3 zugenommen haben und daneben auch G1 (Glucose). G2 (Maltose) und G3 (Maltotriose) entstanden sind. Nach 6h (Fig. 7) hat die hochmolekulare Fraktion (Gn) stark abgenommen, G1. G2 und G, treten auf Kosten von G4 und G5 in höherer Konzentration auf. was auch hier den Abbau von Oligosacchariden. diesmal jedoch solcher, die «-1,4-glycosidisch verknüpft sind, deutlich werden läßt Mit den anderen im Kennzeichen des Hauptanspruchs angegebenen Lipomyces-Stämmen wurder die entsprechenden Ergebnisse erhalten.
VV,I I
Hierzu 4 Blatt Zeichnungen

Claims (1)

Patentansprüche:
1. Biotechnisches Verfahren zur Herstellung von Enzymen, die stärkeartige Polysaccharide und Dextrane sowie Oligosaccharide der entsprechenden Bindungstypen hydrolytisch spalten, dadurch gekennzeichnet, daß man die folgenden Hefen der Gattung Lipomyces in einem die für das Hefewachstum und für die Bildung dieser Enzyme erforderlichen Nährstoffe enthaltenden Nährmedium unter aeroben Bedingungen kultiviert, wobei diese Enzyme in den Hefezellen und im Kulturmedium angereichert werden:
15
Lipomyces starkeyi VLB — Nr. 0101
Lipomyces starkeyi VLB — Nr. 0102
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 1807
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 1808
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 1809
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 1810
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 2511
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 2512
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 2516
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 5607
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 5910
Lipomyces starkeyi C. B. S. — Nr. 5911
Lipomyces lipofer C. B. S. — Nr. 944
Lipomyces lipofer C. B. S. — Nr. 2513
Lipomyces kononenkoe C. B. S. — Nr. 2514
Lipomyces kononenkoe C. B. S. — Nr. 5608
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