DE3650101T2 - Analoga von Insulin und deren Herstellungsmethode. - Google Patents

Analoga von Insulin und deren Herstellungsmethode.

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Description

  • Die vorliegende Erfindung betrifft neuartige Humaninsulin-Analoga, die gekennzeichnet sind durch ein schnelles Auftreten der Wirkung bei subkutaner Injektion, und injizierbare Insulin-Lösungen, die solche Insulin-Analoga enthalten, und Verfahren zur Herstellung der neuartigen Insulin-Analoga.
  • HINTERGRUND DER ERFINDUNG
  • Bei der Behandlung von Diabetes mellitus sind der Fachwelt viele Arten von Insulin-Zubereitungen vorgeschlagen worden. Einige dieser Zubereitungen sind schnellwirkend und andere haben eine mehr oder weniger verzögerte Wirkung.
  • Schnellwirkende Insulin-Zubereitungen können in akuten Situationen verwendet werden, wie etwa hyperglykämisches Koma, während eines chirurgischen Eingriffes, während der Schwangerschaft und bei schweren Infektionen. Außerdem können mehrfache, tägliche Injektionen von schnellwirkenden Insulin-Zubereitungen die Kontrolle bei Diabetikern verbessern, bei denen sich erwiesen hat, daß die Kontrolle mit längerwirkendem Insulin schwierig ist.
  • In den letzten Jahren hat ein steigendes Interesse an einer Insulin-Behandlung bestanden, die sich an die Insulin-Sekretion aus den Beta-Zellen des gesunden Organismus annähert, d. h. Zufuhr von Insulin in Verbindung mit Mahlzeiten und Aufrechterhaltung eines Insulin-Basisspiegels. Klinische Untersuchungen haben gezeigt, daß Diabetiker nahezu normale Insulin- und Glucose-Konzentrationen mittels einer täglichen Injektion von Insulin mit verzögerter Wirkung erreichen können, um das Grundbedürfnis abzudecken, ergänzt durch Injektionen kleinerer Mengen (Bolus) schnellwirkenden Insulins vor den Hauptmahlzeiten.
  • Schnellwirkende Insuline können auch in Mischungen mit mittel- und langwirkenden Insulinen zur Behandlung von Diabetikern verwendet werden, die eine stärkere Initialwirkung, zusätzlich zur verzögerten Wirkung von mittel- und langwirkenden Insulinen benötigen.
  • Schließlich wird schnellwirkendes Insulin in kontinuierlichen Insulin-Zuführsystemen verwendet.
  • Durch subkutane Injektion von schnellwirkenden Insulin-Lösungen ist eine anfängliche Verzögerung in der Absorption beobachtet worden (Binder, Diabetes Care 7, No. 2 (1984), 188- 199). Eine Verzögerung in der Absorption, die zu einem langsameren Auftreten der Wirkung führt, ist jedoch unerwünscht, wenn eine strikte metabolische Kontrolle angestrebt wird. Die Mischung von schnellwirkenden Insulin-Lösungen mit längerwirkenden Insulin- Zubereitungen kann außerdem zu verringerter Absorptionsgeschwindigkeit des schnellwirkenden Insulins führen.
  • Demgemäß besteht ein Bedürfnis nach schnellwirkenden Insulin- Lösungen mit einem schnelleren Auftreten der Wirkung bei subkutaner Injektion und einer verbesserten Mischbarkeit mit verzögerten Insulin-Zubereitungen.
  • Ein weiterer Nachteil bekannter schnellwirkender Insulin- Lösungen ist die Neigung von Insulin, in den Insulin-Lösungen, die für kontinuierliche Insulin-Zufuhr verwendet werden, zu fibrillieren und auszufallen, wodurch mechanische Teile und Zuführkatheter verstopft werden.
  • Schließlich besteht ein Bedürfnis nach alternativen Insulin- Zubereitungen für die Behandlung von Patienten, die gegenüber normalem Insulin resistent sind.
  • Es ist die Aufgabe der vorliegenden Erfindung, neuartige schnellwirkende Insulin-Lösungen mit einer oder mehreren der folgenden verbesserten Eigenschaften zur Verfügung zu stellen:
  • 1) schnelleres Auftreten der Wirkung bei subkutaner Injektion oder anderen Verabreichungswegen
  • 2) verbesserte Mischbarkeit mit verzögerten Insulin- Zubereitungen
  • 3) verringerte Neigung zur Fibrillation, wenn verwendet in implantierbaren Zuführsystemen, und
  • 4) verwendbar für die Behandlung von resistenten Patienten (niedrige Affinität für vorbestehende Antikörper).
  • Die Ziele dieser Erfindung werden mit injizierbaren wäßrigen Lösungen der hierin nachstehend beschriebenen neuartigen Humaninsulin-Analoga erreicht.
  • Eine große Anzahl von Insulin-Analoga ist in der Vergangenheit beschrieben worden. Märki et al. (Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem., 360 (1979), 1619-1632) beschreiben die Synthese von Analoga von Humaninsulin, die sich von Humaninsulin durch den Ersatz einer einzelnen Aminosäure in den Positionen 2, 5, 6, 7, 8 und 11 der A-Kette und 5, 7, 13 und 16 der B-Kette unterscheiden, was neue Einsichten in die fesselnde Struktur-Aktivität-Beziehung von Insulin lieferte. Weitere Studien modifizierten den Hauptrezeptorbindungsbereich in Insulin (B(22)- B(26)), um die Auswirkung einer solchen Mutation auf die Rezeptorbindungsaktivität zu untersuchen. Die bekannten Humaninsulin-Analoga werden jedoch nicht die von den jetzigen Erfindern gewünschten Eigenschaften zeigen. US-Patent No. 3883496 betrifft verschiedene Substitutionen im Insulin-Molekül, während Chemiker-Zeitung, 100. Jahrgang (1976), Nr. 3, Seite 20, B(9)→Ala und B(10)→Ala offenbart, sowie Ala-Substitutionen an B(9) und B(27); B(9), B(27) und B(28); Bb(10) und B(28) B(5) und B(28) B(5) , B(10) , B(27) und B(28) B(5) B(9), Bb(27) und B(28); B(5), B(9), B(10), B(27) und B(28); etc.etc. Keines dieser Dokumente offenbart jedoch schnellwirkende Analoga von Insulin.
  • Es ist bekannt, daß sulfatierte Insuline eine beträchtlich niedrigere Neigung zu Fibrillation besitzen (Albisser et al., Desired Characteristics of insulin to be used in infusion pumps. In: Gueriguian J.L. et al., Hrg. US Pharmacopeial Convention, Rockville, Maryland, S. 84-95) und eine niedrige Antigenität zeigen. Sulfatierte Insuline sind jedoch eine heterogene Mischung von wenigstens neun unterschiedlichen Insulin- Derivaten, die im Mittel 4,5 Sulfatestergruppen pro Molekül enthalten. Sulfatierte Insuline besitzen außerdem eine verringerte Insulin-Aktivität, die bei etwa 20% der Aktivität von nativem Insulin liegt. Ein weiterer Nachteil von sulfatierten Insulinen, verglichen mit nativem Insulin, ist, daß sie unnötigerweise Aminosäurereste enthalten, die chemisch modifiziert sind, d. h. Aminosäuren, die natürlicherweise nicht auftreten.
  • Es ist daher eine weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung, Insulin-Analoga zur Verfügung zu stellen, die homogen sind, eine höhere biologische Aktivität besitzen als sulfatierte Insuline und die außerdem vorzugsweise nur natürlich auftretende Aminosäuren enthalten.
  • Mit "Insulin-Analoga", wie hierin verwendet, ist eine Verbindung gemeint, die eine Molekularstruktur besitzt, die ähnlich zu derjenigen von Humaninsulin ist, einschließlich der Disulfidbrücken zwischen A(7)Cys und B(7)Cys und zwischen A(20)Cys und B(19)Cys und eine interne Disulfidbrücke zwischen A(6)Cys und A(11)Cys und mit Insulin-Aktivität.
  • ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG
  • Die vorliegende Erfindung beruht auf der überraschenden Tatsache, daß bestimmte Insulin-Analoga, in denen wenigstens einer der Aminosäurereste von Humaninsulin ersetzt worden ist durch natürlich auftretende Aminosäurereste, die gewünschte schnellwirkende Aktivität zeigt.
  • In ihrem breitesten Aspekt stellt die vorliegende Erfindung neuartige, schnellwirkende Humaninsulin-Analoga zur Verfügung, gebildet durch Ersetzen von einem oder mehreren der Aminosäurereste von Humaninsulin durch natürlich auftretende Aminosäurereste, die zu weniger Selbstassoziation zu Dimeren, Tetrameren, Hexameren oder Polymeren führen und dieselbe Ladung oder eine größere negative Ladung bei neutralem pH als diejenige von Humaninsulin besitzen.
  • Um eine verringerte Neigung zu Selbstassoziation zu Dimeren, Tetrameren, Hexameren oder Polymeren bereitzustellen, werden bestimmte Reste von Humaninsulin vorzugsweise durch andere Aminosäurereste ersetzt, die hydrophiler sind als der natürliche Aminosäurerest an der entsprechenden Position im Molekül. Auch wird an bestimmten Positionen im Insulin-Molekül die Substitution durch einen sperrigeren Aminosäurerest zu einer verringerten Neigung der Insulin-Moleküle führen, zu Dimeren, Tetrameren, Hexameren und Polymeren zu assoziieren.
  • Genauer gesagt stellt die vorliegende Erfindung neuartige Insulin-Derivate mit der folgenden allgemeinen Formel (I) zur Verfügung:
  • A-Kette
  • B-Kette
  • worin wenigstens ein, aber nicht mehr als sieben der Xe dieselben oder verschiedene Aminosäurerestsubstitutionen sind, deren Nettofunktion es ist, dem Molekül dieselbe Ladung oder eine größere negative Ladung bei neutralem pH als diejenige von Humaninsulin zu verleihen, wobei die restlichen Xe die natürlichen Aminosäurereste von Humaninsulin an der entsprechenden Position im Insulin-Molekül sind, mit der Maßgabe, daß es wenigstens eine Substitution in der B-Kette gibt und daß, wenn X in Position in B(5) Ala ist, X in Position B(9) Leu ist, X in Position B(10) Asn oder Leu ist, X in Position B(12) Asn oder X in Position B(26) Ala ist, dann wenigstens eines der restlichen Xe verschieden ist von den Aminosäureresten von Humaninsulin an der entsprechenden Position im Insulin-Molekül, und mit der weiteren Maßgabe, daß X in Position B(5) nicht Asp sein kann und X in Position B(12) nicht Glu sein kann, und wobei ein oder mehrere Aminosäurereste von den N- und/oder C-terminalen Enden der A- und/oder B-Kette entfernt worden sein können, mit der zusätzlichen Maßgabe, daß, wenn x in einer oder mehreren der Positionen B(1), B(2), B(5), B(9), B(10), B(27) oder B(28) Ala ist, dann wenigstens eines von allen Xen, ausgenommen jedem X, das in Position B(1), B(2), B(5), B(9), B(10), B(27) und/oder B(28) Ala ist, verschieden ist von den Aminosäureresten von Humaninsulin an der entsprechenden Position im Insulin-Molekül, und Verfahren zur Herstellung solcher Insulin-Analoga.
  • Vorzugsweise ist wenigstens ein Großteil der Aminosäurerestsubstitutionen hydrophiler als der Aminosäurerest an der entsprechenden Stelle im Humaninsulin-Molekül und bevorzugter sind alle Aminosäurerestsubstitutionen hydrophiler als die entsprechenden Humaninsulin-Aminosäurereste.
  • Im Hinblick auf Hydrophilie wird Bezug genommen auf C. Frömmel, J. Theor. Biol. 111 (1984), 247-260 (Tabelle 1).
  • Bezugnehmend auf die obige Formel I, sind 2 bis 4 Substitutionen am bevorzugtesten.
  • BEVORZUGTE AUSFÜHRUNGSFORMEN DER ERFINDUNG
  • Die Aminosäurerestsubstitutionen sind vorzugsweise ausgewählt aus der Gruppe, die aus Asp, Glu, Ser, Thr, His und Ile besteht, und sind bevorzugter negativ geladene Aminosäurereste, d. h. Asp und/oder Glu.
  • Das neuartige Humaninsulin-Analog kann vorzugsweise Asp und/oder Glu anstelle einer oder mehrerer der Hydroxy-Aminosäuren von Humaninsulin oder anstelle einer oder mehrerer Gln oder Asn von Humaninsulin enthalten.
  • Die neuartigen Humaninsulin-Analoga können außerdem vorzugsweise Ser und/oder Thr oder Asp und/oder Glu anstelle eines oder mehrerer der Aminosäurereste von Humaninsulin mit einer aliphatischen und/oder aromatischen Seitenkette enthalten.
  • Die neuartigen Humaninsulin-Analoga können auch vorzugsweise His anstelle eines oder mehrerer der Aminosäurereste von Humaninsulin mit einer aliphatischen und/oder aromatischen Seitenkette oder anstelle einer oder mehrerer der Hydroxy-Aminosäuren von Humaninsulin enthalten.
  • Bevorzugte Substitutionsstellen sind die Stellen B9, B10, B12, B26, B27 und B28, vorzugsweise B9, B12, B27 und B28, wobei in diesen Positionen eine Substitution ausreichend sein kann, um eine verringerte Neigung zur Selbstassoziation und eine schnellere Wirkung durch Verabreichung zu erhalten.
  • Die Aminosäurerestsubstitution in Position B9 kann ausgewählt werden aus der Gruppe, die aus Asp, Pro, Glu, Ile, Leu, Val, His, Thr, Gln, Asn, Met, Tyr, Trp und Phe besteht, und bevorzugter aus der Gruppe, die aus Asp, Glu, Gln, Asn und His besteht.
  • Die Aminosäurerestsubstitution in Position B12 kann ausgewählt werden aus der Gruppe, die aus Ile und Tyr besteht, kann aber nicht Glu sein. Die Aminosäurerestsubstitution in Position B10 kann ausgewählt werden aus der Gruppe, die aus Asp, Arg, Glu, Asn und Gln besteht, und in den Positionen B26, B27 und B28 sind die Aminosäurerestsubstitutionen vorzugsweise Asp oder Glu.
  • In den restlichen Positionen des Insulin-Moleküls scheinen wenigstens zwei Substitutionen (vorzugsweise in Kombination mit den-obengenannten Positionen) notwendig zu sein, um die verbesserten Eigenschaften zu erhalten. In diesen Positionen können Substitutionen wie folgt vorgenommen werden:
  • Position Bevorzugte Aminosäurerestsubstitutionen
  • A8 His, Gly, Gln, Glu, Ser, Asn, Asp, Pro
  • A9 Gly, Asp, Glu, Thr, His, Gln, Asn, Ala, Pro
  • A10 Leu, Pro, Val, His, Ala, Glu, Asp, Thr, Gln, Asn
  • A13 Pro, Val, Arg, His, Ma, Glu, Asp, Thr, Gly, Gln, Asn, Asp
  • A21 Asp, Glu
  • B1 Glu, Asp, Thr, Ser
  • B2 Arg, His, Ala, Glu, Asp, Thr, Pro, Gly, Gln, Ser, Asn
  • B5 Glu, Thr, Ser, Gln, Asn
  • B14 Glu, Asp, Asn, Gln, Ser, Thr, Gly
  • B16 Asp, Glu, Gln, Asn, Ser, Thr, His, Arg
  • B17 Ser, Thr, Asn, Gln, Glu, Asp, His
  • B18 Ser, Thr, Asn, Gln, His
  • B20 Gln, Ser, Asn, Asp, Glu, Arg
  • Weiter bevorzugte Verbindungen der vorliegenden Erfindung sind Insulin-Analoga, in denen Substitutionen an den folgenden Stellen vorliegen:
  • B27, B12, B9, (B27+B9), (B27+A21), (B27+B12), (B12+A21), (B27+B17), (B27+A13), (B27+B16), (B27+A10), (B27+B28), (B27+B26), (B27+B10), (B27+B1), (B27+B2), (B27+B5), (B27+B14), (B27+B18), (B27+B20), (B12+B17), (B12+A10), (B12+A13), (B12+B16), (B12+B1), (B12+B2), (B12+B5) (B12+B10), (B12+B26) (B12+B28), (B9+B17), (B9+A13), (B9+B16), (B9+A8), (B9+A9) (B9+A10), (B9+B1), (B9+B2), (B9+B5), (B9+B10), (B9+B12) (B9+B14), (B9+B28), (B9+B18), (B9+B20), (B9+B26) (B27+B9+A21), (B9+B27+A8), (B27+B12+A21), (B27+B12+B9), (B9+B12+B27+B17), (B9+B12+B27+A13), (B9+B12+B27+B16) und (B12+B16+B17+B27+A10+A13).
  • Bevorzugte Ausführungsformen der obigen Formel I sind wie folgt:
  • A-Kette
  • B-Kette
  • A-Kette
  • B-Kette
  • A-Kette
  • B-Kette
  • in denen die Xe wie oben definiert sind.
  • Bezugnehmend auf Formel I sind andere bevorzugte Insulin-Analoga gemäß der vorliegenden Erfindung solche, in denen X in Position B27 Glu ist, X in Position B12 Ile oder Tyr ist, X in Position A21 Asp ist und in Position B27 Glu ist, X in Position B9 Asp ist, x in Position A21 und in Position B9 Asp ist und in Position B27 Glu ist, X in Position A8 His ist, in Position B9 Asp ist und in Position B27 Glu ist, X in Position B10 Asp ist, X in Position B28 Asp ist oder X in Position B9 Asp ist und in Position B27 Glu ist.
  • Gemäß einem zweiten Aspekt der vorliegenden Erfindung werden injizierbare Lösungen mit Insulin-Aktivität bereitgestellt. Die injizierbaren Insulin-Lösungen dieser Erfindung enthalten die oben beschriebenen Humaninsulin-Analoga oder ein pharmazeutisch annehmbares Salz derselben in wäßriger Lösung vorzugsweise bei neutralem pH. Das wäßrige Medium kann durch Zugabe von zum Beispiel Natriumchlorid und Glycerin isotonisch gemacht werden. Auch Puffer, wie etwa ein Acetat oder Citrat, und Konservierungsstoffe, wie etwa m-Kresol, Phenol oder Methyl-4-hydroxybenzoat, können zugesetzt werden. Die Insulin- Lösungen können außerdem Zink-Ionen enthalten.
  • Human- oder Schweineinsulin können in den bisher der Fachwelt bekannten schnellwirkenden Insulin-Lösungen durch die Humaninsulin-Analoga dieser Erfindung ersetzt werden.
  • HERSTELLUNG DER INSULIN-ANALOGA
  • Nach dem Auftauchen der rekombinanten DNA-Technologie sind die Möglichkeiten für das Protein-Engineering enorm geworden. Mit der sogenannten ortsspezifischen Mutagenesetechnik ist es möglich, ein Gen zu verändern, das für ein natürlich auftretendes Protein kodiert, indem irgendeines oder mehrere der Codons im nativen Gen durch (ein) Codon(s) für (eine) andere natürlich auftretende Aminosäure(n) ersetzt werden. Alternativ kann das modifizierte Gen durch chemische Synthese der gesamten DNA- Sequenz mit gut bekannter Technik hergestellt werden. Der Zweck solch einer Manipulation eines Gens für ein natürliches Protein wird typischerweise sein, die Eigenschaften des natürlichen Proteins in der einen oder anderen Zielrichtung zu verändern.
  • Die neuartigen Insulin-Analoga können hergestellt werden, indem das Proinsulin-Gen durch Ersatz von (einem) Codon(s) an der geeigneten Stelle im nativen Human-Proinsulin-Gen durch (ein) Codon(s), das (die) die gewünschte(n) Aminosäurerestersatzverbindung(en) kodiert (kodieren), verändert wird oder indem die gesamte DNA-Sequenz, die das gewünschte Humaninsulin-Analog kodiert, synthetisiert wird. Das neuartige, modifizierte oder synthetische Gen, das das gewünschte Insulin- Analog kodiert, wird dann in einen geeigneten Expressionsvektor inseriert, der, wenn er in einen geeigneten Wirtsorganismus, z. B. E. coli, Bacillus oder eine Hefe, transferiert wird, das gewünschte Produkt erzeugt. Das exprimierte Produkt wird dann aus den Zellen oder der Kulturbrühe isoliert, abhängig davon, ob das exprimierte Produkt aus den Zellen sekretiert wird oder nicht.
  • Neuartige Insulin-Analoga können auch durch chemische Synthese mit Verfahren hergestellt werden, die analog sind zu dem von Märki et al. (Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem., 360 (1979), 1619-1632) beschriebenen Verfahren. Sie können auch aus getrennt in vitro hergestellten A- und B-Ketten gebildet werden, die die geeigneten Aminosäurerestsubstitutionen enthalten, woraufhin die modifizierten A- und B-Ketten durch Aufbau von Disulfidbrücken gemäß bekannten Verfahren miteinander verknüpft werden (z. B. Chance et al., In: Rick DH, Gross E (Hrg.) Peptides: Synthesis - Structure - Function. Proceedings of the seventh American peptid symposium, Illinois, S. 721-728).
  • Die neuartigen Insulin-Analoga werden vorzugsweise hergestellt, indem ein biosynthetischer Vorläufer der allgemeinen Formel II:
  • A-Kette
  • B-Kette
  • worin eine Peptidkette mit n natürlich auftretenden Aminosäureresten ist, R Lys oder Arg ist, n eine ganze Zahl von 0 bis 33 ist, m 0 oder 1 ist und die Xe wie oben definiert sind, mit der Maßgabe, daß die Peptidkette -Qn-R- nicht zwei benachbarte basische Aminosäurereste enthält, mit einem L-Threoninester in der Gegenwart von Trypsin oder einem Trypsinderivat zur Reaktion gebracht wird, gefolgt von der Umwandlung des erhaltenen Threoninesters des Humaninsulin-Analogs in das Humaninsulin-Analog mit bekannten Verfahren. Diese sogenannte "Transpeptidations"-Reaktion ist beschrieben in US-Patentschrift No. 4,343,898 (deren Offenbarungen durch Bezugnahme hierin einbezogen werden).
  • Durch die Transpeptidationsreaktion wird das überbrückende -(Qn-R)m- zwischen Aminosäure 29 in der B-Kette und Aminosäure 1 in der A-Kette herausgeschnitten und eine Threoninestergruppe wird an das C-terminale Ende von B29Lys gekoppelt.
  • Die Vorläufer der obigen Formel II können mit einem Verfahren hergestellt werden, das analog ist zu dem in EP-Patentanmeldung 0 163 529 A beschriebenen Verfahren, deren Offenbarung durch Bezugnahme hierin einbezogen ist. Mit diesem Verfahren wird eine DNA-Sequenz, die den fraglichen Vorläufer kodiert, in ein geeignetes Expressionsvehikel inseriert, das, wenn es in Hefe transferiert wird, in der Lage ist, die gewünschte Verbindung mit richtig angeordneten Disulfidbrücken zu exprimieren und zu sekretieren. Das exprimierte Produkt wird dann aus der Kulturbrühe isoliert.
  • Die vorliegenden Insulin-Analoga können auch hergestellt werden, indem ein biosynthetischer Vorläufer der allgemeinen Formel III:
  • A-Kette
  • B-Kette
  • worin V und T jeweils Lys oder Arg sind und die Xe wie oben definiert sind, in wäßriger Lösung mit Trypsin und Carboxypeptidase B zur Reaktion gebracht wird und das Humaninsulin-Analog aus der Reaktionslösung gewonnen wird.
  • Die Vorläufer der obigen Formel III können mit einem Verfahren hergestellt werden, das analog ist zu dem in EP-Patentanmeldung Nr. 86 302 133.3 beschriebenen Verfahren, deren Offenbarung durch Bezugnahme hierin einbezogen ist. Mit diesem Verfahren wird eine DNA-Sequenz, die den Vorläufer kodiert, in ein geeignetes Hefe-Expressionsvehikel inseriert, das, wenn es in Hefe transferiert wird, in der Lage ist zur Expression und Sekretion des exprimierten Produktes mit richtig angeordneten Disulfidbrücken in das Kulturmedium.
  • Gemäß einem dritten Aspekt der vorliegenden Erfindung wird ein Verfahren zur Herstellung der neuartigen Insulin-Analoga zur Verfügung gestellt, wobei mit diesem Verfahren ein Hefestamm, der ein replizierbares Expressionsvehikel enthält, das eine DNA-Sequenz umfaßt, die einen Vorläufer des Insulin-Analogs kodiert, in einem geeigneten Nährstoffmedium kultiviert wird und der Vorläufer aus dem Kulturmedium gewonnen und in das neuartige Insulin-Analog durch enzymatische und chemische invitro-Umwandlung umgewandelt wird.
  • Die vorliegende Erfindung ist auch gerichtet auf neuartige Vorläufer der neuartige Insulin-Analoga, DNA-Sequenzen, die solche neuartigen Vorläufer kodieren, Expressionsvehikel, die solche DNA-Sequenzen enthalten, und Hefestämme, die mit solchen Expressionsvehikeln transformiert sind.
  • MODIFIZIERTE INSULIN-ANALOGA
  • Es ist beabsichtigt, daß die vorliegende Erfindung bestimmte Derivationen oder weitere Substitutionen der Insulin-Analoga umfaßt, vorausgesetzt, daß solche Derivationen oder weiteren Substitutionen keine wesentliche Auswirkung auf das oben beschriebene Ziel der Erfindung haben. Es ist demgemäß möglich, eine oder mehrere der funktionalen Gruppen in den Aminosäureresten zu derivatisieren. Beispiele für solche Derivation ist die der se bekannte Umwandlung von Säuregruppen im Insulinmolekül in Ester- oder Amidgruppen, die Umwandlung von Alkoholgruppen in Alkoxygruppen oder umgekehrt und die selektive Desamidierung. Als ein Beispiel kann A21Asn durch Hydrolyse in saurem Medium zu A21Asp desamidiert werden oder B3Asn kann in neutralem Medium zu B3Asp desamidiert werden.
  • Es ist überdies möglich, die vorliegenden Insulin-Analoga zu modifizieren, indem Aminosäurereste an den N- oder C-terminalen Enden entweder hinzugefügt oder entfernt werden. Den Insulin-Analoga der vorliegenden Erfindung können bis zu vier Aminosäurereste am N-terminalen Ende der B-Kette und bis zu fünf Aminosäurereste am C-terminalen Ende der B-Kette fehlen, ohne signifikante Auswirkung auf die Gesamteigenschaften des Insulin-Analogs. Beispiele für solche modifizierten Insulin- Analoga sind Insulin-Analoga, denen der B1Phe- oder der B30Thr-Aminosäurerest fehlt.
  • Auch können natürlich auftretende Aminosäureste an einem oder mehreren Enden der Polypeptidketten hinzugefügt werden, vorausgesetzt, daß dies keinen signifikanten Einfluß auf das oben beschriebene Ziel hat.
  • Solche Deletionen oder Additionen an den Enden der Polypeptidkette der vorliegenden Insulin-Analoga können in vitro auf den Insulin-Analoga mit Aminosäuresubstitutionen gemäß der vorliegenden Erfindung ausgeführt werden. Alternativ kann das Gen für die neuartigen Insulin-Analoga gemäß der vorliegenden Erfindung modifiziert werden, indem Codons, die den zusätzlichen Aminosäureresten bzw. fehlenden Aminosäureresten an den Enden der Polypeptidkette entsprechen, entweder hinzugefügt oder entfernt werden.
  • TERMINOLOGIE
  • Die Abkürzungen, die für die Aminosäuren verwendet werden, sind diejenigen, die in J.Biol.Chem. 243 (1968), 3558 angegeben sind. Die Aminosäuren befinden sich in der L-Konfiguration.
  • Wie im folgenden Text verwendet, bedeutet B(1-29) eine verkürzte B-Kette von Humaninsulin von B1Phe bis B29Lys und A(1- 21) bedeutet die A-Kette von Humaninsulin.
  • Die Substitution(en), die gemäß der Praxis der Erfindung im Humaninsulin-Molekül vorgenommen ist (sind), ist (sind) mit einem Präfix angegeben, das sich auf Humaninsulin bezieht. Als ein Beispiel bedeutet B27Glu-Humaninsulin ein Humaninsulin- Analog, in dem Thr in Position 27 in der B-Kette durch Glu ersetzt worden ist. B27Glu,B9Asp-Humaninsulin bedeutet ein Humaninsulin-Analog, in dem Thr in Position 27 in der B-Kette durch Glu ersetzt worden ist und Ser in Position 9 in der B- Kette durch Asp ersetzt worden ist. B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala- Lys-A(1-21)-Humaninsulin bedeutet einen Vorläufer für das Insulin-Analog (siehe Formel II), in dem Thr in Position 27 in der verkürzten B-Kette (siehe oben) durch Glu ersetzt worden ist und in dem die B(1-29)-Kette und die A-Kette (A(1-21)) durch die Peptidsequenz Ala-Ala-Lys verbunden sind. Sofern nicht anders angegeben, soll verstanden werden, daß die B(1- 29)-Kette und A(1-21)-Kette durch Disulfidbrücken zwischen A(7)Cys und B(7)Cys bzw. zwischen A(20)Cys und B(19)Cys verbunden sind wie in Humaninsulin und daß die A-Kette die interne Disulfidbrücke zwischen A(6)Cys und A(11)Cys enthält.
  • ERLÄUTERUNG DER ERFINDUNG
  • Wie bereits betont worden ist, ist das Ziel dieser Erfindung, schnellwirkende, injizierbare Insulin-Lösungen zur Verfügung zu stellen. Im Bestreben, dieses Ziel zu erreichen, erkannten die gegenwärtigen Erfinder zuallererst, daß beträchtliche Unterschiede zwischen Insulin in einem Depot oder Bolus und Insulin im Kreislauf bestehen, einschließlich bemerkenswerterweise einem vollständig unvermeidbaren Unterschied in der Insulin-Konzentration. Genauer gesagt ist Insulin im Blutstrom hochverdünnt, wobei es 10&supmin;¹¹ bis 10&supmin;&sup8; M ist, und liegt in monomerer Form vor, wobei möglicherweise etwas Insulin in dimerer Form vorliegt. Das sehr viel konzentriertere Insulin, das in den B-Zellkörnern der Bauchspeicheldrüse gespeichert ist, und in der üblicherweise verabreichbaren Lösung liegt größtenteils, wenn nicht hauptsächlich, in der nicht-aktiven hexameren Form vor, zum Beispiel als das gut bekannte 2-Zink-Hexamer.
  • Es ist bekannt, daß Humaninsulin in Lösung in vielen molekularen Formen existiert, nämlich das Monomer, das Dimer, das Tetramer und das Hexamer (Blundell et al., in Advances in Protein Chemistry, Academic Press, New York und London, Vol. 26, S. 279-330, 1972), wobei die oligomeren Formen bei hohen Insulinkonzentrationen begünstigt sind und das Monomer die aktive Form von Insulin ist. Das Tetramer und Hexamer sind keine aktiven Formen und sogar das Dimer kann nicht aktiv sein. Das Konzept, das dieser Erfindung zugrundeliegt, ist die Überzeugung des Erfinders, daß das auf diesem Gebiet anerkannte Phänomen der verzögerten Absorption (Binder, Diabetes Care 7, Nr. 2 (1984), 188-199) zu einem großen Teil der Zeit zugeschrieben werden kann, die erforderlich ist, damit das Insulin aus der hexameren, tetrameren und dimeren Form in die (aktive) monomere Form disassoziiert.
  • Die Humaninsulin-Analoga dieser Erfindung erreichen ihre schnelle Wirkung durch eine molekulare Struktur, die nicht ohne weiteres für Dimer-, Tetramer-, Hexamer- oder Polymer- Bildung anfällig ist, d. h. mit einer verringerten Neigung, sich mit oder ohne das Vorhandensein von Zink-Ionen zu Dimer, Tetrameren, Hexameren oder Polymeren selbst zu assoziieren.
  • Es ist seit langem aus den beträchtlichen Unterschieden in der Aminosäuresequenz von Spezies zu Spezies, die im Insulin existieren, erkannt worden, daß nicht alle Aminosäurereste, die im Insulin-Molekül vorhanden sind, für die Insulin-Aktivität entscheidend sind und daß einige der Aminosäuren, die für die Insulin-Aktivität nicht wesentlich sind, wichtig sind für die physikalischen Eigenschaften des Insulin-Moleküls. Tatsächlich ist bekannt, daß Meerschweinchen-Insulin nicht in der Lage ist zu dimerisieren. Sulfatiertes Insulin und Tetranitrotyrosin- Insulin dimerisieren nicht. So können viele der Aminosäurereste im Humaninsulin-Molekül ohne substantielle Abnahme in der Insulin-Aktivität verändert werden. Die Aminosäuresubstitutionen im Humaninsulin-Molekül, die hierin betrachtet werden, sind darauf gerichtet, die Bildung von Dimeren, Tetrameren, Hexameren oder Polymeren ohne Zerstörung der Insulin- Aktivität zu verhindern.
  • Die Aminosäurereste in den Positionen in der A-Kette und der B-Kette von Formel I, in denen Substitutionen vorgenommen werden können, sind nicht entscheidend für die Insulin-Aktivität, sie sind aber wichtig für die Fähigkeit von Humaninsulin, zu Dimeren, Tetrameren, Hexameren oder Polymeren zu aggregieren, oder für die Löslichkeit des Humaninsulins. Die vorliegenden Aminosäurerestsubstitutionen stören die Kontakte von Atom zu Atom zwischen benachbarten Insulin-Molekülen, die die Aggregation zu Dimeren, Tetrameren, Hexameren oder Polymeren erleichtern.
  • Wie man für Substitutionszwecke erwarten könnte, sind Veränderungen in bestimmten Positionen im Humaninsulin-Molekül effektiver als andere. Im großen und ganzen kann eine einzelne Substitution, die in der B-Kette vorgenommen wird, ausreichend sein, um die Selbstassoziierungsneigung zu verringern, wohingegen wenigstens zwei Veränderungen von anderen Resten erforderlich sein können. Die Substitutionen in der A-Kette dienen hauptsächlich dazu, die Löslichkeit des dissoziierten Moleküls zu verbessern. Bevorzugte Positionen zur Durchführung von Aminosäurerestsubstitutionen sind B9, B12, B10, B26, B27 und B28 allein, in Kombination miteinander oder zusammen mit Substitutionen an anderen Stellen im Insulin-Molekül, wie angegeben in Formel I.
  • Augenscheinlich soll der Ersatz eines ungeladenen oder positiv geladenen Aminosäurerestes durch einen oder mehrere negativ geladene Aminosäurereste die Ladung des Humaninsulin-Analogs bei neutralem pH negativer machen und den isoelektrischen Punkt gegenüber Humaninsulin senken. Charakteristischerweise haben die Humaninsulin-Analoga dieser Erfindung dieselbe oder eine negativere Ladung (bei neutralem pH) und einen niedrigeren isoelektrischen Punkt als Humaninsulin.
  • Im großen und ganzen werden 1 bis 3 Substitutionen das unmittelbare Ziel dieser Erfindung erreichen, nämlich ein Insulin mit schnellerer Wirkung bereitzustellen, und solche stellen bevorzugte Ausführungsformen der Erfindung dar. Durch die Verwendung von 2-3 Substitutionen kann eine verbesserte Mischbarkeit bei geschützten Insulin-Zubereitungen erreicht werden. Es wird jedoch als vorteilhaft angenommen, daß die unmittelbaren Ziele dieser Erfindung auch durch eine größere Anzahl von Substitutionen als 3 erreicht werden kann, da wünschenswerte sekundäre Ziele dadurch erreicht werden können.
  • Insbesondere kann ein zusätzlicher Substitutionsgrad, z. B. das Vorhandensein von 4 oder 5 Ersatz-Aminosäureresten, zu einem Humaninsulin-Analog führen, das ebenfalls in geringerem Maße der Fibrillation öder Grenzflächenpolymerisation unterliegt, eine besonders wünschenswerte Eigenschaft, wenn die Insulin- Lösung für kontinuierliche Infusion gedacht ist. Im großen und ganzen werden für das Humaninsulin-Analog dieser Erfindung nicht mehr als etwa 7 Substitutionen im Insulin-Molekül in Betracht gezogen. Bevorzugt sind 2-4 Substitutionen.
  • DETAILLIERTE BESCHREIBUNG
  • Gene, die die Vorläufer der vorliegenden Insulin-Analoga kodieren, können durch Modifikation von Genen, die die obigen Insulin-Vorläufer mit Formel (II) (oder III), in denen alle Xe die Aminosäurereste von Humaninsulin sind, kodieren, durch ortsspezifische Mutagenese hergestellt werden, um Codons zu inserieren oder durch Codons zu ersetzen, die die gewünschte Mutation kodieren. Eine DNA-Sequenz, die den Vorläufer des Insulin-Analogs kodiert, kann auch durch enzymatische Synthese aus Oligonukleotiden hergestellt werden, die insgesamt oder teilweise dem Insulin-Analog-Vorläufer-Gen entsprechen.
  • DNA-Sequenzen, die ein Gen mit der gewünschten Mutation des Insulin-Gens enthalten, werden dann mit Fragmenten kombiniert, die für den TPI-Promotor (TPIp) (T. Alber und G. Kawasaki. Nucleotide Sequence of the Triose Phosphate Isomerase Gene of Saccharomyces cerevisiae. J. Mol.Applied Genet. 1 (1982) 419- 434), die MFα1-Leadersequenz (J. Kurjan und I. Herskowitz,. Structure of a Yeast Pheromone Gene (MFα1): A Putative α-Factor Precursor Contains four Tandem Copies of Mature α-Factor. Cell 30 (1982) 933-943) und die Transkriptionsterminationssequenz aus TPI von S. cerevisiae (TPIT) kodieren. Diese Fragmente liefern Sequenzen, um eine hohe Transkriptionsrate für das den Vorläufer kodierende Gen zu gewährleisten, und liefern auch eine Vorsequenz, die die Lokalisierung des Vorläufers in den sekretorischen Weg hinein und seine letztendliche Exkretion in das Nährmedium bewirken kann. Die Expressionseinheiten sind außerdem mit dem Hefe-2u-Replikationsursprung und einem selektionierbaren Marker, LEU2, versehen.
  • Während der in-vivo-Reifung des α-Faktors in Hefe werden die letzten (C-terminalen) sechs Aminosäuren des MFα1-Leaderpeptids (Lys-Arg-Glu-Ala-Glu-Ala) aus dem α-Faktor-Vorläufer durch die sequentielle Wirkung einer Endopeptidase, die die Lys-Arg-Sequenz erkennt, und einer Aminodipeptidase, die die Glu-Ala-Reste entfernt, entfernt (Julius, D. et al. H Cell 32 (1983) 839-852). Um das Erfordernis der Hefe-Aminodipeptidase zu eliminieren, wurde die Sequenz, die für das C-terminale Glu-Ala-Glu-Ala des MF Leaders kodiert, durch in-vitro-Mutagenese aus der MFα1-Leadersequenz entfernt. Im folgenden Text bedeutet "MFα1-Leader" die gesamte Leader-Sequenz, wohingegen MFal-Leader(minus Glu-Ala-Glu-Ala) eine Leader-Sequenz bedeutet, in der die C-terminale Glu-Ala-Glu-Ala-Sequenz entfernt worden ist.
  • Beispiel 1 Konstruktion eines synthetischen Gens, das B(1-29)-Ala-Ala- Lvs-A(1-21) -Humaninsulin kodiert
  • Ein Codon-optimiertes Hefe-Strukturgen für B(1-29)-Ala-Ala- Lys-A(1-21) -Humaninsulin wurde wie folgt konstruiert.
  • Die folgenden 10 Oligonukleotide wurden auf einem automatischen DNA-Synthesizer unter Verwendung von Phosphoramidit-Chemie auf einem Glasträger mit kontrollierter Porengröße synthetisiert (S.L. Beaucage und M.H. Caruthers (1981) Tetrahydron Letters 22, 1859-1869):
  • 5 Duplizes A-E wurden aus den obigen 10 Oligonukleotiden gebildet, wie in Fig. 1 angegeben.
  • 20 pmol von jeder der Duplizes A-E wurde aus den entsprechenden Paaren 5'-phosphorylierter Oligonukleotide I-X durch Erhitzen für 5 min bei 90ºC, gefolgt von Abkühlen auf Raumtemperatur über einen Zeitraum von 75 min, gebildet. Das 33- mer (X) in Duplex E war nicht 5'-phosphoryliert, um Dimerisation um die selbstkomplementären xbaI-Einzelstrangenden während der Ligation zu vermeiden. Die fünf Duplizes wurden vermischt und mit T4-Ligase behandelt. Das synthetische Gen wurde als eine 182/183 bp-Bande nach Elektrophorese der Ligationsmischung auf einem 2%igen Agarosegel isoliert.
  • Das erhaltene synthetische Gen ist in Fig. 1 dargestellt.
  • Das synthetische Gen wurde an ein 4 kb langes Kpn1-EcoR1-Fragment und ein 8 kb langes xba1-Kpn1-Fragment aus pMT644 und ein 0,3 kb langes EcoRl-Hga1-Fragment aus pKFN9 ligiert, um die folgende Struktur zu ergeben: TPI-MFal-Leader-B(1-29)-Ala-Ala- Lys-A(1-21)-TPIT.
  • Plasmid pMT644 enthält die DNA-Sequenz TPIp-MFα1-Leader-B(1- 29)-A(1-21)-TPIT und die Konstruktion ist in der dänischen Patentschrift Nr. 1293/85 beschrieben. Die Konstruktion von Plasmid pKFN9 ist im folgenden beschrieben.
  • Die Ligationsmischung wurde verwendet, um den kompetenten E. coli-Stamm (r&supmin;, m&spplus;) (MT172) zu transformieren. 30 ampicillinresistente Kolonien wurden auf Platten transferiert, die Minimalmedium M9 enthielten (T. Maniatis et al., Molecular Cloning, Cold Spring Harbor Laboratory, 1982, S. 68), was zu 8 Leu&spplus;-Kolonien führte. Maxam-Gilbert-Sequenzierung eines 32pxba1-EcoR1-Fragments zeigte, daß drei Plasmide ein Gen mit der gewünschten Sequenz enthielten. Ein Plasmid pKFN27 wurde für die weitere Verwendung ausgewählt.
  • Die Konstruktion von pKFN27 ist in Fig. 2 veranschaulicht.
  • Konstruktion von Plasmid pKFN9
  • $er Zweck der Konstruktion von Plasmid pKFN9 war, ein Plasmid zu erhalten, das eine Hga1-Stelle unmittelbar nach der MFα1- Leadersequenz enthielt. Plasmid pMTs44 (dessen Konstruktion in der dänischen Patentschrift Nr. 278/85 beschrieben ist) wurde mit xba1 geschnitten und etwa 250 Basen wurden von den 3'-Enden mit ExoIII-Nukleasebehandlung entfernt. Ein synthetischer 32-merer Insertionsprimer GGATAAAAGAGAGGCGCGTCTGAAGCTCACTC, der eine Hga1-Sequenz enthielt, wurde an die teilweise einzelsträngige DNA anneliert. Eine doppelsträngige zirkuläre DNA wurde hergestellt durch Einfüllen mit Klenow-Poylmerase und Ligation mit T4-Ligase. Nach Transformation von E. coli (r&supmin;, m&spplus;) (MT 172) wurden Kolonien, die mutiertes Plasmid enthielten, durch Koloniehybridisierung mit 5'-³²P-markiertem 32-meren Insertionsprimer identifiziert. Das Auftreten einer neuen Hga1- Stelle wurde durch Schneiden mit Restriktionsenzym (EcoR1+Hga1, Hind3+Hga1) bestätigt. Nach Retransformation wurde ein "reines" mutantes pKFN9 für die weitere Verwendung ausgewählt. Die Konstruktion von pKFN9 ist in Fig. 3 veranschaulicht.
  • Beispiel 2 Herstellung von B27Glu-Humaninsulin
  • B27Glu-Humaninsulin wurde hergestellt durch Transpeptidation von B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr- OBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure. Die Herstellung bestand aus den folgenden Schritten:
  • I. Konstruktion eines Gens das B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys- A(1-21)-Insulin kodiert
  • Plasmid pKFN27 wurde in der einzigen xba1-Stelle unmittelbar flußabwärts des synthetischen Insulin-Vorläufer-Gens linearisiert. Um die xba1-Stelle nicht durch den unten beschriebenen Einfüllschritt zu zerstören, wurde ein 19-merer Hind3-Xba1- Doppelstranglinker
  • an jedes Ende des linearisierten Plasmids ligiert. Der Linker war am xba1-Einzelstrangende 5'-phosphoryliert, wurde aber am Hind3-Ende nicht-phosphoryliert belassen, wodurch die Polymerisation des Linkers während des Ligationsschrittes und die Zirkularisierung der DNA vermieden wurde, siehe Fig. 4.
  • 5'-Mononukleotide wurden von den 3'-Enden der erhaltenen linearen doppelsträngigen DNA mit Hilfe einer ExoIII-Nukleasebehandlung entfernt. Die ExoIII-Nukleasebehandlung wurde bei 23ºC unter Bedingungen durchgeführt, unter denen etwa 250 Nukleotide von jedem 3'-Ende der DNA entfernt wurden (L. Guo und R. Wu (1983), Methods in Enzymology 100, 60-96).
  • Ein 5'-phosphorylierter 25-merer Mutageneseprimer d(GTTTCTTCTACGAACCTAAGGCTGC) wurde an die Mutationsstelle anneliert. Nach Einfüllen mit Klenow-Polymerase in der Gegenwart von T4-Ligase wurde die doppelsträngige DNA mit xba1 verdaut. Dann wurde zirkuläre Heteroduplex-DNA mit der Mutation in einem Strang mit T4-Ligase gebildet.
  • Die Ligationsmischung wurde in E. coli (r&supmin;, m&spplus;) (MT172) transformiert, selektionierend auf Ampicillinresistenz.
  • Mutanten wurden durch Koloniehybridisierung mit dem 5'-³²P-markierten 25-meren Mutageneseprimer identifiziert. Nach Retransformation wurde durch DNA-Sequenzierung des 0,5 kb langen xba1-EcoR1-Fragments (A. Maxam und W. Gilbert (1980) Methods in Enzymology 65, 499-560) gezeigt, daß Plasmid pKFN37 aus einer der resultierenden Kolonien die gewünschte Mutation enthielt.
  • II. Transformation
  • S. cerevisiae-Stamm MT663 (E2-7B X E11-3C a/α, Δtpi/Δtpi, pep 4-3/pep 4-3) wurde auf YPGaL (1% Bacto-Hefeextrakt, 2% Bacto- Pepton, 2% Galactose, 1% Lactat) bis zu einer OD660nm von 0,6 gezüchtet.
  • 100 ml Kultur wurden durch Zentrifugation geerntet, mit 10 ml Wasser gewaschen, erneut zentrifugiert und erneut in 10 ml 1,2 M Sorbit, 25 mM Na&sub2;EDTA pH = 8,0, 6,7 mg/ml Dithiotreit suspendiert. Die Suspension wurde bei 30ºC für 15 Minuten inkubiert, zentrifugiert und die Zellen in 10 ml 1,2 M Sorbit, 10 mM Na&sub2;EDTA, 0,1 M Natriumcitrat pH = 5,8, 2 mg Novozym® 234 erneut suspendiert. Die Suspension wurde bei 30ºC für 30 Minuten inkubiert, die Zellen durch Zentrifugation gesammelt, in 10 ml 1,2 M Sorbit und in 10 ml CAS (1,2 M Sorbit, 10 mM CaCl&sub2;, 10 mM Tris (Tris = Tris(hydroxymethyl)-aminomethan) pH = 7,5) gewaschen und in 2 ml CAS erneut suspendiert. Zur Transformation wurden 0,1 ml der in CAS erneut suspendierten Zellen mit ungefähr 1 ug Plasmid pKFN27 vermischt und bei Raumtemperatur für 15 Minuten stehengelassen. 1 ml 20%iges Polyethylenglykol 4000, 10 mM CaCl&sub2;, 10 mM Tris pH = 7,5 wurde zugegeben und die Mischung für weitere 30 Minuten bei Raumtemperatur stehengelassen. Die Mischung wurde zentrifugiert und der Pellet in 0,1 ml SOS (1,2 M Sorbit, 33% Vol-% YPGaL, 6,7 mM CaCl&sub2;, 14 ug/ml Leucin) erneut suspendiert und bei 30ºC für 2 Stunden inkubiert. Die Suspension wurde dann zentrifugiert und der Pellet in 0,5 ml 1,2 M Sorbit erneut suspendiert. 6 ml Topagar (das SC-Medium von Sherman et al., (Methods in Yeast Generics, Cold Spring Harbor Laboratory, 1981), wobei Leucin weggelassen wurde und 1,2 M Sorbit plus 2,5% Agar enthalten waren) wurden bei 52ºC zugegeben und die Suspension auf Platten gegossen, die dasselbe mit Agar verfestigte, sorbithaltige Medium enthielten. Transformante Kolonien wurden nach 3 Tagen bei 30ºC aussortiert, erneut isoliert und verwendet, um Flüssigkulturen zu starten. Ein solcher Transformant KFN40 (=MT663/pKFN37) wurde für die weitere Charakterisierung ausgewählt.
  • III. Expression von B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Insulin-Vorläufer
  • Hefestamm KFN40 wurde auf YPD-Medium (1% Hefeextrakt, 2% Pepton (beides von Difco Laboratories) und 2% Glucose) gezüchtet. Eine 10 ml-Kultur des Stammes wurde bei 30ºC bis zu einer OD600 von 26 gerüttelt. Nach Zentrifugation wurde der Überstand durch Umkehrphasen-HPLC analysiert und 13,5 mg/l Vorläufer wurden gefunden.
  • Das Analog im Überstand wurde auf einer Kationenaustauschsäule bei niedrigem pH konzentriert, gefolgt von Desorption mit einer geeigneten Pufferlösung. Kristallisation wurde mit einem alkoholischen Citratpuffer durchgeführt.
  • IV. Transpeptidation
  • 0,2 mol (47,1 g) Thr-OBut, HOAC wurden in DMF gelöst, um 100 ml Lösung zu ergeben, 50 ml 76,5 Vol.-%iges DMF in Wasser wurden zugegeben und 10 g rohes B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)- Humaninsulin wurden in der Mischung gelöst, die bei 12ºC thermostatisiert wurde. Dann wurde 1 g Trypsin in 25 ml 0,05 M Calciumacetat zugegeben und nach 24 h bei 12ºC wurde die Mischung zu 2 Liter Aceton zugegeben und die ausgefällten Peptide wurden durch Zentrifugation isoliert und im Vakuum getrocknet. Das B27Glu,B30Thr-OBut-Humaninsulin wurde auf einer präparativen HPLC-Säule mit Silica-C18 als Säulenmaterial gereinigt.
  • V. Umwandlung zu B27-Humaninsulin
  • Das B27Glu,B30Thr-OBut-Humaninsulin wurde in 10 ml Trifluoressigsäure gelöst. Nach 2 Stunden bei Raumtemperatur wurde die Lösung lyophilisiert. Das lyophilisierte Pulver wurde in 400 ml 47,5 mM Natriumcitrat bei pH 7 gelöst. Die Peptide wurden bei pH 5,5 nach Zugabe von 2,4 ml 1 M ZnCl&sub2; ausgefällt, durch Zentrifugation isoliert und im Vakuum getrocknet. Das Produkt wurde durch Anionenautauschchromatographie gereinigt und durch Gelfiltration entsalzt. Ausbeute: 1,7 g B27Glu-Humaninsulin.
  • Beispiel 3 Herstellung von B9Asp-Humaninsulin
  • B9Asp-Humaninsulin wurde durch Transpeptidation von B9Asp,B(1- 29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr-OBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure hergestellt.
  • I. Konstruktion eines Gens, das B9Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys- A(1-21)-Humaninsulin kodiert
  • Dieses Gen wurde in derselben Art und Weise, wie für das Gen beschrieben, das B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin kodiert, durch ortsspezifische Mutagenese von pKFN27 konstruiert, gesteuert durch einen 23-meren Mutageneseprimer d(CTTGTGCGGTGACCACTTGGTTG). Es wurde gezeigt, daß Plasmid pKFN38 die gewünschte Mutation enthielt.
  • II. Transformation
  • Plasmid pKFN38 wurde in S. cerevisiae-Stamm MT663 mit demselben Verfahren wie in Beispiel 2, 11 transformiert und ein transformanter KFN41 wurde isoliert.
  • III. Expression von B9Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin
  • Hefestamm KFN41 wurde auf YPD-Medium gezüchtet, wie in Beispiel 2, III beschrieben. 2,5 mg/l des Insulin-Analog-Vorläufers wurden im Überstand gefunden.
  • IV. Transpeptidation
  • 7,4 g rohes B9Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin wurde einer Transpeptidase unterzogen, wie beschrieben in Beispiel 2, IV, um B9Asp,B30Thr-OBut-Humaninsulin zu ergeben.
  • V: Umwandlung
  • Das B9Asp,B30Thr-But-Humaninsulin wurde zu B9Asp-Humaninsulin umgewandelt, wie in Beispiel 2, V beschrieben. Ausbeute: 0,83 g B9Asp-Humaninsulin.
  • Beispiel 4 Herstellung von B9Asp. B27Glu-Humaninsulin
  • B9Asp,B27Glu-Humaninsulin wurde durch Transpeptidation von B9Asp,B27Glu,B(1-21)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr- OBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure hergestellt.
  • I. Konstruktion eines Gens, das B9Asp,B27Glu,B(1-29)-Ala- Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin kodiert
  • Ein 367 bp langes EcoR1-Hind3-Fragment aus pKFN38 (siehe Beispiel 3) und ein 140 bp langes Hind3-Xba1-Fragment aus pKFN37 (siehe Beispiel 2) wurden an das große xba1-EcoR1-Fragment von Plasmid pUC13 ligiert (dieses Plasmid wurde konstruiert, wie für pUC8 und pUC9 von Vieira et al., (1982), Gene 19, 259-268 beschrieben). Die Ligationsmischung wurde in E. coli (MT 172) transformiert, selektionierend auf Ampicillinresistenz. Plasmide wurden aus einer Anzahl von Transformanten hergestellt und durch Verdauung mit Pst1 und mit Hind3 analysiert. Das 0,5 kb lange xba1-EcoR1-Fragment aus einem Plasmid, das die richtigen Restriktionsenzymmuster zeigte, wurde an ein 7,8 kb langes xba1-Kpn1-Fragment und ein 4,3 kb langes Kpn1-EcoR1-Fragment, beide aus pMT644 (beschrieben in der dänischen Patentanmeldung Nr. 1293/84), ligiert. Die Ligationsmischung wurde in E. coli (MT172) transformiert, selektionierend auf Ampicillinresistenz. Durch DNA-Sequenzierung eines 0,5 kb langen Xbal- EcoR1-Fragmentes wurde gezeigt, daß Plasmid pKFN43 aus einer der resultierenden Kolonien das Gen für den gewünschten Insulin-Derivat-Vorläufer enthielt. Die Konstruktion von pKFN43 ist in Fig. 5 veranschaulicht.
  • II. Transformation
  • Plasmid pKFN38 wurde in S. cerevisiae-Stamm MT663 mit demselben Verfahren wie in Beispiel 2, II transformiert und ein transformanter KFN44 wurde isoliert.
  • III. Expression von B9Asp,B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)- Humaninsulin
  • Hefestamm KFN44 wurde auf YPD-Medium gezüchtet, wie in Beispiel 2, III beschrieben. 7,3 mg/l des Insulin-Analog-Vorläufers wurden im Überstand gefunden.
  • IV. Transpeptidation
  • 12,7 g rohes B9Asp,B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin wurden einer Transpeptidase unterzogen, wie in Beispiel 2, IV beschrieben, um B9Asp,B27Glu,B30Thr-OBut-Humaninsulin zu ergeben.
  • V. Umwandlung
  • Das B9Asp,B27Glu,B30Thr-OBut-Humaninsulin wurde zu B9Asp, B27Glu, B30Thr-Humaninsulin umgewandelt und gereinigt, wie in Beispiel 2, V beschrieben. Ausbeute: 1,0 g B9Asp, B27Glu-Humaninsulin.
  • Beispiel 5 Herstellung von A8His,B9AsD,B27Glu-Humaninsulin
  • A8His,B9Asp,B27Glu-Humaninsulin wurde durch Transpeptidation von A8His,B9Asp,B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr-OBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure hergestellt, wie in Beispiel 2 beschrieben.
  • I. Konstruktion eines Gens das A8His,B9Asp,B27Glu,B(1-29)- Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin kodiert
  • Dieses Gen wurde durch oligonukleotidgerichtete Mutagenese unter Verwendung eines Verfahrens mit Duplizes mit Lücken (Y. Morinaga, T. Franceschini, S. Inouye, und M. Inouye (1984), Biotechnology 2, 636-639) konstruiert. Das von pUC13 abgeleitete Plasmid, das die MFα1-Leadersequenz und den B9Asp, B27Glu-Humaninsulin-Vorläufer kodiert (Fig. 5), wurde mit HpaI und xbaI geschnitten. Das große Fragment wurde mit dem mit NdeI linearisierten Plasmid vermischt. Nach Hitzedenaturierung und Abkühlung enthielt die Mischung Duplizes mit Lücke mit einem einzelsträngigen "Fenster" in der Region, die dem Insulin-Vorläufer-Gen entspricht (HpaI-Xbal). Der 37- mere Mutagenese-Mismatchprimer d(GAACAATGCTGTCACTCCATCTGCTCCTTGTACCAAT) wurde an die Duplex mit Lücke hybridisiert, gefolgt von Einfüllen mit Klenow-Polymerase und Ligation. Die Mischung wurde verwendet, um E. coli (MT172) zu transformieren, selektionierend auf Ampicillinresistenz. Mutanten wurden durch Koloniehybridisierung mit einer 18-meren 5'-³²p-markierten Sonde d (AATGCTGTCACTCCATCT) identifiziert. Nach Retransformation wurde durch DNA-Sequenzierung eines 0,5 kb langen xbaI-EcoRI-Fragmentes gezeigt, daß ein Plasmid aus einer der resultierenden Kolonien die gewünschte Mutation enthielt. Dieses Plasmid wurde zur Konstruktion des Hefeplasmids pKFN 102 verwendet, wie in Beispiel 4 für die Konstruktion von pKFN43 beschrieben.
  • II. Transformation
  • Plasmid pKFN102 wurde in S. cerevisiae-Stamm MT663 mit demselben Verfahren wie in Beispiel 2, 11 transformiert und ein transformanter KFN109 wurde isoliert.
  • III. Expression von A8His,B9Asp,B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys- A(1-21)-Humaninsulin
  • Hefestamm KFN109 wurde auf YPD-Medium gezüchtet, wie in Beispiel 2, 111 beschrieben. 21,5 mg/l des Insulin-Analog-Vorläufers wurden im Überstand gefunden.
  • IV-V. Transpeptidation und Umwandlung
  • 22,0 g rohes A8His,B9Asp,B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)- Humaninsulin wurde einer Transpeptidase unterzogen, umgewandelt und gereinigt, wie in Beispiel 2, IV-V beschrieben. Ausbeute: 4,0 g A8HisB9AspB27Glu-Humaninsulin.
  • Beispiel 6 Herstellung von B12Ile-Humaninsulin
  • B12Ile-Humaninsulin wurde hergestellt durch Transpeptidation von B12Ile,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr- OBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure, wie beschrieben in Beispiel 2.
  • I. Konstruktion eines Gens, das B12Ile,B(1-29)-Ala-Ala-Lys- A(1-21)-Humaninsulin kodiert
  • Ein 0,5 kb langes EcoRl-Xba1-Fragment von pMTs98 (die Konstruktion von Plasmid pMT598 ist beschrieben in EP-Patentanmeldung Nr. 0 163 529 A), das MFα1-Leader(minus Glu-Ala-Glu- Ala)-B(1-29)-Ala-Ala-Lys-(1-21) kodiert, wurde in Phage M13 mp10 RF inseriert, die mit xba1-EcoR1 geschnitten worden war, und die entsprechende Einzelstrang-DNA wurde aus der rekombinanten Phage M13 mp10 gereinigt. Die Einzelstrang-Matrizen- DNA wurde an einen 27-meren Mutagenese-Primer NOR-92 d(GTAGAGAGCTTCGATCAGGTGTGAGCC) und einen universellen M13-Sequenzierungsprimer d(TCCCAGTCACGACGT) hybridisiert. Die Primer wurden durch dNTPs und Klenow-Polymerase verlängert und mit T4-DNA-Ligase ligiert. Der Mutagenese-Primer KFN92 wurde gewählt, um eine BstN1-Stelle (einzeln im xba1-EcoR1-Fragment) zu zerstören. Daher wurde die Mischung, um gegen nicht-mutiertes EcoR1-Xba1-Fragment zu selektionieren, mit BstN1 und anschließend mit EcoR1 und Xba1 geschnitten und an mit EcoR1 und Xba1 geschnittenen pUC13-Vektor ligiert. Aus einem der erhaltenen Transformanten wurde ein Plasmid, pMT760, ausgewählt, dem die BstN1-Stelle in der Insulin-Kodierungssequenz fehlte. Die gewünschte mutierte Sequenz wurde durch Maxam-Gilbert-DNA- Sequenzierung verifiziert. Plasmid pMT760 enthält eine 0,5 kb lange EcoR1-Xba1-Sequenz, die demselben Fragment aus pMT598 (siehe oben) entspricht, abgesehen von einer Mutation bei B12 (Val-Ile). Diese mutierte Sequenz wurde dann durch Ligation des 0,5 kb langen EcoR1-Xba1-Fragments von pMT760 an ein 7,8 kb langes xba1-Kpn1- und ein 4,3 kb langes Kpn1-EcoR1-Fragment aus pMT644 überführt, um pMTA zu ergeben.
  • II.-V. Transformation, Expression, Transpeptidation, Umwandlung
  • Plasmid pMTA wurde in Hefestamm MT663 transformiert, wie in Beispiel 2, II beschrieben, und der transformante Stamm MTA wurde gezüchtet, wie in Beispiel 2, III beschrieben. 10,4 mg/l des Insulin-Analog-Vorläufers wurden im Überstand gefunden. 10 g des rohen Analog-Vorläufers wurden einer Transpeptidation unterzogen, umgewandelt und gereinigt, wie beschrieben in Beispiel 2, IV-V. Ausbeute: 1,3 g B12Ile-Humaninsulin.
  • Beispiel 7 Herstellung von B12Tyr-Humaninsulin
  • B12Tyr-Humaninsulin kann hergestellt werden durch Transpeptidation von B12Tyr,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr-OBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure, wie in Beispiel 2 beschrieben.
  • I. Konstruktion eines Gens, das B12Tyr,B(1-29)-Ala-Ala-Lys A(1-21)-Humaninsulin kodiert
  • Das Gen wurde mit einem Verfahren konstruiert, das analog ist zu dem Verfahren zur Herstellung des Gens, das B12Ile,B(1-29)- Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin kodiert, mit der einzigen Ausnahme, daß anstelle von KFN92 der Primer KFN93 d (GTAGAGAGCTTCGTACAGGTGTGAGCC) verwendet wurde.
  • II-IV. Transformation, Expression, Transpeptidation. Umwandlung
  • Die Schritte II-III wurden durchgeführt, wie beschrieben in Beispiel 2. 1,7 mg/l des Insulin-Analog-Vorläufers wurden im Überstand gefunden. Der rohe Analog-Vorläufer kann einer Transpeptidase unterzogen, umgewandelt und gereinigt werden, wie in Beispiel 2, IV-V beschrieben, um B12Tyr-Humaninsulin zu ergeben.
  • Beispiel 8 Herstellung von B10Asp-Humaninsulin
  • B10Asp-Humaninsulin wurde hergestellt durch Transpeptidation von B10Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr- OBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure, wie beschrieben in Beispiel 2.
  • I. Konstruktion eines Gens, das B10Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys- A(1-21)-Humaninsulin kodiert
  • Das Gen wurde mit einem Verfahren konstruiert, das analog ist zu dem Verfahren zur Herstellung des Gens, das B12Ile,B(1-29)- Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin kodiert, mit der einzigen Ausnahme, daß anstelle von KFN92 der Primer KFN94 d (AGCTTCCACCAGATCTGAGCCGCACAG) verwendet wurde.
  • II.-V. Transformation. Expression, Transpeptidation, Umwandlung
  • Die Schritte II-III wurden durchgeführt, wie in Beispiel 2 beschrieben. 36 mg/l des Insulin-Analog-Vorläufers wurden im Überstand gefunden. Der rohe Analog-Vorläufer wurde einer Transpeptidase unterzogen, umgewandelt und gereinigt, wie in Beispiel 2, IV-V beschrieben. Ausbeute: 7,6 g B10Asp-Humaninsulin.
  • Beispiel 9 Herstellung von B28Asp-Humaninsulin
  • B28Asp-Humaninsulin wurde durch Transpeptidation von B28Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin mit Thr-OMe und Hydrolyse des erhaltenen Threoninesters bei einem pH von etwa 8 bis 12 hergestellt.
  • I. Konstruktion eines Gens, das B28Aspp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys- A(1-21)-Humaninsulin kodiert
  • Ein 0,5 kb langes EcoR1-Xba1-Fragment von pMT 462 (die Konstruktion von Plasmid pMT 462 ist beschrieben in der dänischen Patentanmeldung Nr. 1257/86), das das MFα1-Leader(minus Glu- Ala-Glu-Ala)-B-C-A kodiert, d. h. das Human-Proinsulin-Gen, dem der modifizierte MFα1-Leader vorangeht, wurde in mit xba1- EcoR1 geschnittene Phage M13 mp10 RF inseriert und die entsprechende Einzelstrang-DNA wurde aus der rekombinanten Phage M13 mp10 gereinigt. Die Einzelstrang-Matrizen-DNA wurde an einen 41-meren Mutagenese-Primer NOR205 d (TTCCACAATGCCCTTAGCGGCCTTGTCTGTGTAGAAGAAGC) und einen universellen M13-Sequenzierungsprimer d (TCCCAGTCACGACGT) hybridisiert. Die Primer wurden durch dNTPs und Klenow-Polymerase verlängert und mit T4-DNA-Ligase ligiert.
  • Nach Phenolextraktion, Ethanolausfällung und erneuter Suspension wurde die DNA mit den Restriktionsenzymen Apa 1, Xba1 und EcoR1 geschnitten. Nach einer weiteren Phenolextraktion, Ethanolausfällung und erneuten Suspension wurde die DNA an mit EcoR1-Xba1 geschnittenen pUC13 ligiert. Die Ligationsmischung wurde in einen E. coli (r&supmin;, m&spplus;)-Stamm transformiert und Plasmide wurden aus einer Anzahl von Transformanten hergestellt. Plasmid-Zubereitungen wurden mit EcoR1 und xba1 geschnitten und diese Zubereitungen, die Banden bei sowohl 0,5 als auch 0,6 kb zeigten, wurden in E. coli retransformiert. Aus der Retransformation wurde ein Transformant, der nur pU13 mit einem 0,5 Insert enthielt, ausgewählt.
  • Aus einem der erhaltenen Transformanten wurde ein Plasmid pMT881 mit der gewünschten Mutation bei B28 (Pro Asp) ausgewählt. Die mutierte Sequenz wurde durch Maxam-Gilbert-DNA- Sequenzierung verifiziert. Die mutierte Sequenz wurde dann durch Ligation eines 0,5 kb langen EcoR1-Xba1-Fragmentes von pMT881 an ein 7,8 kb langes xba1-Kpn1- und ein 4,3 kb langes Kpn1-EcoR1-Fragment aus pMT644 auf ein Hefe-Expressionsplasmid überführt, um pMTA1 zu ergeben.
  • II. Transformation
  • Plasmid pMTA1 wurde in S. cerevisiae-Stamm MT663 mit demselben Verfahren wie in Beispiel 2, II transformiert und ein transformanter MTA1 wurde isoliert.
  • III. Expression von B28Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21)-Humaninsulin
  • Hefestamm MTA1 wurde auf YPD-Medium gezüchtet, wie in Beispiel 2, III beschrieben. 7,2 mg/l des Insulin-Analog-Vorläufers wurden im Überstand gefunden.
  • IV. Transpeptidation
  • Das rohe B28Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21) wurde einer Transpeptidation unterzogen, wie beschrieben in Beispiel 2, IV, durch Ersetzen von Thr-OBut durch Thr-OMe, um B28Asp,B30Thr- OMe-Humaninsulin zu ergeben.
  • V. Umwandlung
  • Das B28Asp,B30Thr-OMe-Humaninsulin wurde in Wasser bis 1% (w/v) dispergiert und wurde durch Zugabe von 1 N Natriumhydroxid bis zu einem pH-Wert von 10,0 gelöst. Der pH-Wert wurde für 24 Stunden bei 25ºC bei 10,0 konstant gehalten. Das gebildete B28Asp-Humaninsulin wurde ausgefällt durch Zugabe von Natriumchlorid bis etwa 8% (w/v), Natriumacetat-Trihydrat bis etwa 1,4% (w/v) und Zinkacetat-Dihydrat bis etwa 0,01% (w/v), gefolgt von der Zugabe von 1 N Salzsäure bis pH 5,5. Der Niederschlag wurde durch Zentrifugation isoliert und durch Anionenaustauschchromatographie gereinigt und durch Gelfiltration entsalzt. Ausbeute: 0,2 g B28Asp-Humaninsulin.
  • Beispiel 10 Herstellung von A21Asp,B9Asp,B27Glu-Humaninsulin
  • A21Asp, B9Asp, B27Glu-Humaninsulin wurde hergestellt aus B9Asp,B27Glu-Humaninsulin durch selektive Desamidierung (Hydrolyse einer 5%igen Lösung für 14 Tage bei 37ºC, pH 2,5). Das desamidierte Produkt wurde durch Anionenaustauschchromatographie isoliert.
  • Beispiel 11 Herstellung von B27Glu,A21Asp-Humaninsulin
  • B27Glu,A21Asp-Humaninsulin wurde hergestellt durch Transpeptidation von B27Glu,A21Asp,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21) mit ThrOBut und Acidolyse des erhaltenen Threoninesters mit Trifluoressigsäure, wie beschrieben in Beispiel 2.
  • B27GluA2iAspB(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21) wurde hergestellt aus B27Glu,B(1-29)-Ala-Ala-Lys-A(1-21) (siehe Beispiel 2) durch Desamidierung, wie beschrieben in Beispiel 10.
  • Charakterisierung von Humaninsulin-Analog der vorliegenden Erfindung
  • Bestimmung der Molekulargewichte (Gutfreund H. Biochemical Journal 42 (544) 1948).
  • Methode: Knauer-Membran-Osmometer Typ: 1.00
  • Membran: Schleicher and Schüll Type: R52
  • Lösungsmittel: 0,05 M NaCl pH 7,5 Temp.: 21ºC
  • Ergebnisse: Alle Arten von Insulin wurden bei einer Konzentration von 4 mg/ml gemessen. Tabelle 1
  • Insulinart Molekulargewicht
  • kDalton
  • Human-2Zn-Insulin 36 ± 2
  • Zn-freies Humaninsulin 29 ± 1
  • Zn-freies B27Glu-Humaninsulin 22 ± 1
  • - - B12Ile-Humaninsulin 17 ± 1
  • - - B27Glu,A21Asp-Humaninsulin 8 ± 1
  • - - B9ASp,B27Glu-Humaninsulin 6 ± 1
  • - - B9Asp-Humaninsulin 6 ± 1
  • - - B9Asp,B27Glu,A21Asp-Humaninsulin 6 ± 1
  • - - B9AsP,B27Glu,A8His-Humaninsulin 9 ± 3
  • - - B10Asp-Humaninsulin 12 ± 1
  • - - B28Asp-Humaninsulin 9 ± 2
  • Aus der obigen Tabelle 1 wird deutlich, daß die Humaninsulin- Analoga ein merkbar verringertes Molekulargewicht besitzen, verglichen mit Humaninsulin, was bedeutet, daß die Selbstassoziierung zu Dimeren, Tetrameren und Hexameren weniger ausgeprägt ist und in mehreren Fällen sogar fehlt. Tabelle 2 Halbwertszeit und biologische Potenz Humaninsulin-Analog T&sub1;/&sub2;*(% von Humaninsulin Biologische Potenz** % von Humaninsulin (95% Vertr.-Intervall)
  • * Zeit bis zum 50%igen Verschwinden von der Injektionsstelle (subkut.) in Schweinen. Verfahren gemäß Binder 1969 (Acta Pharinacol. Toxicol (Anhang 2) 27 : 1-87)
  • ** Mouse Blood Glucose Assay gemäß European Pharmacopocia.
  • Aus der obigen Tabelle 2 wird deutlich, daß die Zeit bis zum 50%igen Verschwinden der Insulin-Analoga von der Injektionsstelle beträchtlich verringert ist, wenn verglichen mit Humaninsulin.
  • Die biologische Potenz der Insulin-Analoga ist vergleichbar mit Humaninsulin oder nur geringfügig verringert.
  • Reinigung der 0,8 kbbande Reinigung der 0,3 kbbande
  • Gen Gen Glucagon Leader
  • Insertionsprimer
  • Klenow-Polymerase
  • T4-Ligase MFα1-Leader Gen
  • Mut. -Primer
  • Klenow-Polymerase

Claims (14)

1. Schnellwirkende Analoga von Humaninsulin, dadurch gekennzeichnet, daß sie die Formel I besitzen
A-Kette
B-Kette
worin wenigstens ein, aber nicht mehr als sieben der Xe dieselben oder verschiedene Aminosäurerestsubstitutionen sind, deren Nettofunktion es ist, dem Molekül dieselbe Ladung oder eine größere negative Ladung bei neutralem pH als diejenige von Humaninsulin zu verleihen, wobei die restlichen Xe die natürlichen Aminosäurereste von Humaninsulin an der entsprechenden Position im Insulin-Molekül sind, mit der Maßgabe, daß es wenigstens eine Substitution in der B-Kette gibt und daß, wenn X in Position B(5) Ala ist, X in Position B(9) Leu ist, X in Position B(10) Asn oder Leu ist, X in Position B(12) Asn ist oder X in Position B(26) Ala ist, dann wenigstens eines der restlichen Xe verschieden ist von den Aminosäureresten von Humaninsulin an der entsprechenden Position im Insulin-Molekül, und mit der weiteren Maßgabe, daß X in Position B(5) nicht Asp sein kann und X in Position B(12) nicht Glu sein kann, und wobei ein oder mehrere Aminosäurereste von den N- und/oder C-terminalen Enden der A- und/oder B-Kette entfernt worden sein können, mit der zusätzlichen Maßgabe, daß, wenn X in einer oder mehreren der Positionen B(1), B(2), B(5), B(9), B(10), B(27) oder B(28) Ala ist, dann wenigstens eines von allen Xen, mit Ausnahme von jedem X, das in Position B(1), B(2), B(5), 3(9), B(10), B(27) und/oder B(28) Ala ist, verschieden ist von den Aminosäureresten von Humaninsulin an der entsprechenden Position im Insulin-Molekül.
2. Analoga von Insulin nach Anspruch 1, wobei die Aminosäurerestsubstitutionen hydrophiler sind als der Aminosäurerest von Humaninsulin an der entsprechenden Position im Insulin-Molekül.
3. Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei die Aminosäuresubstitutionen ausgewählt sind aus der Gruppe, die aus Asp, Glu, Ser, Thr, His und Ile besteht.
4. Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei die Aminosäurerestsubstitutionen Asp und/oder Glu sind.
5. Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei wenigstens ein X in Position B(9), 3(10), B(12), B(26), B(27) oder B(28) verschieden ist von dem Aminosäurerest an der entsprechenden Stelle im Molekül von Humaninsulin.
6. Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei wenigstens ein X in Position 3(9), 3(12), 3(27) oder 3(28) verschieden ist von dem Aminosäurerest an der entsprechenden Stelle im Molekül von Humaninsulin.
7. Analog von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei X in Position B27 Glu ist, X in Position 312 Ile oder Tyr ist, X in Position A21 Asp ist und in Position B27 Glu ist, X in Position B9 Asp ist, X in Position A21 und in Position B9 Asp und in Position B27 Glu ist, X in Position A8 His ist, in Position B9 Asp ist und in Position B27 Glu ist, x in Position B10 Asp ist, x in Position 39 Asp ist und in Position B27 Glu ist oder X in Position 328 Asp ist.
8. Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, dadurchgekennzeichnet, daß ihnen bis zu vier Aminosäurereste am N-Terminus der B-Kette und/oder bis zu fünf Aminosäurereste am C-terminalen Ende der 3-Kette fehlen.
9. Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, daß ihnen der B(1)-Aminosäurerest und/oder der B(30)-Aminosäurerest fehlt.
10. Ein Verfahren zur Herstellung von Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei ein Hefestamm, der ein replizierbares Expressionsvehikel enthält, das eine DNA-Sequenz umfaßt, die einen Vorläufer des Analogs von Insulin kodiert, in einem geeigneten Nährstoffmedium kultiviert wird und der Vorläufer aus dem Kulturmedium gewonnen und in das neuartige Analog von Insulin durch enzymatische und chemische in-vitro-Umwandlung umgewandelt wird.
11. Ein Verfahren zur Herstellung von Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei ein biosynthetischer Vorläufer der allgemeinen Formel II
A-Kette
B-Kette
worin eine Peptidkette mit n natürlich auftretenden Aminosäureresten ist, R Lys oder Arg ist, n eine ganze Zahl von 0 bis 33 ist, m 0 oder 1 ist und die Xe wie oben definiert sind, mit der Maßgabe, daß die Peptidkette -Qn-R- nicht zwei benachbarte basische Aminosäurereste enthält, mit einem L-Threoninester in der Gegenwart von Trypsin oder einem Trypsin-Derivat zur Reaktion gebracht wird, gefolgt von der Umwandlung des erhaltenen Threoninesters des Analogs von Humaninsulin in das Analog von Humaninsulin mit bekannten Verfahren.
12. Ein Verfahren zur Herstellung von Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei ein biosynthetischer Vorläufer der allgemeinen Formel III
A-Kette
B-Kette
worin V und T jeweils Lys oder Arg sind und die Xe wie oben definiert sind, mit Trypsin und Carboxypeptidase B in wäßriger Lösung zur Reaktion gebracht wird und das Analog von Humaninsulin aus der Reaktionsmischung gewonnen wird.
13. Ein Verfahren zur Herstellung von Analoga von Humaninsulin nach Anspruch 1, wobei die Analoga von Insulin, die die geeigneten Aminosäuresubstitutionen enthalten, gemäß bekannten Verfahren chemisch synthetisiert werden oder A- und 3-Ketten, die die geeignete Aminosäuresubstitution enthalten, gemäß bekannten Verfahren chemisch synthetisiert werden und die modifizierten A- und 3-Ketten miteinander durch Aufbau von Disulfidbrücken zwischen A(7)Cys und B(7)Cys und zwischen A(20)Cys und B(19)Cys und der internen A-Kettenbrücke zwischen A(6)Cys und A(11)Cys verknüpft werden.
14. Injizierbare Lösungen mit Insulin-Aktivität, dadurch gekennzeichnet, daß sie ein Analog von Humaninsulin nach Anspruch 1 oder ein pharmazeutisch annehmbares Salz desselben in wäßriger Lösung, vorzugsweise bei neutralem pH, enthalten.
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