JP3566408B2 - Biodegradation purification method for pollutants released into the environment - Google Patents

Description

【０００１】
【産業上の利用分野】
本発明は、芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の生物分解処理方法、特に芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物を含む排水や廃液等の水性媒体の浄化、それらによって汚染された土壌の修復、及び有機塩素化合物によって汚染された空気（気相）の浄化に有用な生物分解浄化方法に関する。
【０００２】
【従来の技術】
近年、生体に対し有害でありかつ難分解性である有機塩素化合物による環境汚染が大きな問題となってきている。特に、国内外のＩＣ工場等のハイテク産業地域の土壌中にはテトラクロロエチレン（ＰＣＥ ）やトリクロロエチレン（ＴＣＥ ）、ジクロロエチレン（ＤＣＥ ）等の有機塩素化合物による汚染がかなりの範囲で拡がっていると考えられており、実際に環境調査等で検出された事例が多数報告されている。これらの有機塩素化合物は土壌中に残留したものが雨水等により地下水中に溶解して周辺地域一帯に拡がるとされている。このような化合物は発癌性や生殖毒性の疑いがあり、また環境中で非常に安定であるため、特に飲料水の水源として利用されている地下水の汚染は大きな社会問題とされている。
【０００３】
このようなことから、有機塩素化合物の除去、分解による、汚染地下水等の水性媒体、土壌、及びそれに伴う周辺気相の浄化は、環境保全の視点から重要な課題であり、浄化に必要な技術の開発が行われてきている。
【０００４】
例えば、活性炭による吸着処理、光や熱による分解処理等が検討されてきたが、コストや操作性の面からかならずしも実用的であるとはいえない。
【０００５】
一方、環境中では安定であるＴＣＥ 等の有機塩素化合物に対して近年微生物による分解が報告され、その実用化に向けた研究がなされ初めている。即ち、微生物を用いた生物分解処理では用いる微生物を選択することで無害な物質までに有機塩素化合物を分解できること、基本的に特別な薬品が不要であること、メンテナンスにかかる労力やコストを軽減できること等の利点がある。有機塩素化合物分解能を有する微生物で単離された報告は、例えば、ＴＣＥ 分解菌としては、Ｗｅｌｃｈｉａ ａｌｋｅｎｏｐｈｉｌａ ｓｅｒｏ ５（ＵＳＰ ４８７７７３６，ＡＴＣＣ ５３５７０）、Ｗｅｌｃｈｉａ ａｌｋｅｎｏｐｈｉｌａ ｓｅｒｏ ３３（ＵＳＰ ４８７７７３６，ＡＴＣＣ ５３５７１） 、Ｍｅｔｈｙｌｏｃｙｓｔｉｓ ｓｐ． ｓｔｒａｉｎ Ｍ（Ａｇｒｉｃ．Ｂｉｏｌ．Ｃｈｅｍ．，５３，２９０３（１９８９） 、Ｂｉｏｓｃｉ．Ｂｉｏｔｅｃｈ．Ｂｉｏｃｈｅｍ．，５６，４８６（１９９２）、同５６，７３６（１９９２）） 、Ｍｅｔｈｙｌｏｓｉｎｕｓ ｔｒｉｃｈｏｓｐｏｒｉｕｍ ＯＢ３ｂ （Ａｍ．Ｃｈｅｍ．Ｓｏｃ．Ｎａｔｌ．Ｍｅｅｔ．Ｄｅｖ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，２９，３６５（１９８９）、Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５５，３１５５（１９８９） 、Ａｐｐｌ．Ｂｉｏｃｈｅｍ．Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌ．，２８，８７７（１９９１） 、特開平０２−９２２７４号公報、特開平０３−２９２９７０ 号公報） 、Ｍｅｔｈｙｌｏｍｏｎａｓ ｓｐ．ＭＭ２ （Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５７，２３６（１９９１））、Ａｌｃａｌｉｇｅｎｅｓ ｄｅｎｉｔｒｉｆｉｃａｎｓ ｓｓｐ．ｘｙｌｏｓｏｘｉｄａｎｓ ＪＥ７５ （Ａｒｃｈ．ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，１５４，４１０（１９９０） ）、Ａｌｃａｌｉｇｅｎｅｓ ｅｕｔｒｏｐｈｕｓ ＪＭＰ１３４（Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５６，１１７９（１１９０） ）Ａｌｃａｌｉｇｅｎｅｓ ｅｕｔｒｏｐｈｕｓ ＫＳ０１（特開平７−１２３９７６、Ｍｙｃｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ ｖａｃｃａｅ ＪＯＢ５ （Ｊ．Ｇｅｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，８２，１６３（１９７４） 、Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５４，２９６０（１９８９） 、ＡＴＣＣ ２９６７８）、Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｐｕｔｉｄａ ＢＨ（下水道協会誌，２４，２７（１９８７）） 、Ａｃｉｎｅｔｏｂａｃｔｏｒ ｓｐ． ｓｔｒａｉｎ Ｇ４（Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５２，３８３（１９８６）、同５３，９４９（１９８７）、同５４，９５１（１９８９）、同５６，２７９（１９９０）、同５７，１９３（１９９１）、ＵＳＰ ４９２５８０２，ＡＴＣＣ ５３６１７、この菌は初めＰｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｃｅｐａｃｉａ と分類されていたが、Ａｃｉｎｅｔｏｂａｃｔｏｒ ｓｐ． に変更された） 、Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｍｅｎｄｏｃｉｎａ ＫＲ−１（Ｂｉｏ／ｔｅｃｈｎｏｌ．，７，２８２（１９８９））、Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｐｕｔｉｄａ Ｆ１（Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５４，１７０３（１９８８） 、同５４，２５７８（１９８８））、Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｓ ＰＦＬ１２ （Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５４，２５７８（１９８８） ）、Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｓ ＮＲＲＬ−Ｂ−１８２９６（ＵＳＰ ４８５３３３４）、Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｐｕｔｉｄａ ＫＷＩ−９（特開平０６−７０７５３号公報）、Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｃｅｐａｃｉａ ＫＫ０１（特開平０６−２２７７６９ 号公報）、Ｎｉｔｒｏｓｏｍｏｎａｓ ｅｕｒｏｐａｅａ （Ａｐｐｌ．Ｅｎｖｉｒｏｎ．Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ．，５６，１１６９（１９９０） ）、Ｌａｃｔｏｂａｃｉｌｌｕｓ ｆｒｕｃｔｉｖｏｒａｎｓ ＲＥ （ｌｎｔ．Ｊ．Ｓｙｓｔ．Ｂａｃｔｅｒｉｏｌ．，３０，３１３（１９８０）、Ｊ．Ａｐｐｌ．Ｂａｃｔｅｒｉｏｌ．，３４，５４１（１９７１））、Ｌａｃｔｏｂａｃｉｌｌｕｓ ｖａｇｉｎａｌｉｓ ｓｐ．ｎｏｖ（ｌｎｔ．Ｊ．Ｓｙｓｔ．Ｂａｃｔｅｒｉｏｌ．，３９，３６８（１９８９）、ＡＴＣＣ４９５４０ ）等が知られている。
【０００６】
【発明が解決しようとする課題】
しかし、これらの分解菌を実際の環境浄化処理に用いる場合に非常に問題となるものが、もともと環境中に棲息する微生物の存在である。特に土壌中には、１ｇ中１０^７ から１０^８ ものバクテリアを中心とした微生物が存在しているとされ、分解菌を散布し炭素源を加えて増殖させようとすると、同時にその土着微生物も増殖してしまい、基質（炭素源）や空間において競合関係が現れ、目的とする分解菌の増殖及び分解活性が十分に達成されないという問題が起こってくる。
【０００７】
本発明の目的は、このような、目的とする分解菌の増殖及び活性を選択的に向上させることにより、効率的な芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の分解、特に排水・廃液・地下水等の水性媒体中、土壌中、及び気相中といった環境中に含有される芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物を効率的に分解浄化処理する方法を提供することである。
【０００８】
【課題を解決しようとする技術】
上記の目的は以下の本発明によって達成される。
【０００９】
即ち、本発明者らはオキシゲナーゼ (oxygenase) を発現することにより汚染物質例えば芳香族化合物及び/或いは有機塩素化合物を分解することができる微生物に、該微生物を元来環境中に存在する競合微生物に対し選択的に増殖せしめ、かつ選択的に分解活性を向上せしめるような炭素源を２回もしくはそれ以上の回数に分けて与え、芳香族化合物及び/或いは有機塩素化合物を含む水性媒体、土壌、及び気相と接触させることにより、水性媒体中、土壌中、及び気相中の芳香族化合物及び/或いは有機塩素化合物を効率的に分解浄化する方法を見いだした。
【００１０】
通常、微生物の培養に使用する培地は、微生物の種類、実験の目的によって種々のものが考案されているが、基本的には生育に必要とする炭素源、窒素源、無機塩類、及び特殊な要求物質（ビタミン、アミノ酸、核酸塩基等）などを全て含んでいなければならない。
【００１１】
一般的に、バクテリア等の微生物を短期間に増殖させるためには、酵母エキス、肉エキス、ペプトン、カザミノ酸、ＣＳＬ （Ｃｏｒｎ ｓｔｅｅｐ ｌｉｑｕｏｒ ）、ＳＶＰ （Ｓｏｌｕｂｌｅ ｖｅｇｅｔａｂｌｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ）、麦芽エキス、廃蜜糖等の天然培地や、それらを組み合わせた２ｘＹＴ培地やＬＢ培地といった完全栄養培地が効果的であり、純粋培養の際の増殖培地として多く用いられている。その性質上、このような完全栄養培地は、多種多様なアミノ酸や糖類、有機酸等の炭素源が含まれており、非常に多くの微生物が基質として利用することができる。
【００１２】
そのため、目的とする分解菌とともに環境中に加えられた場合、元来環境中に存在する様々な微生物が一様に増殖する。このことは、目的とする分解菌と一様に増殖する環境微生物が、基質、空間、酸素等様々な要因において競合することによって、目的とする分解菌の増殖及び分解活性を十分に得ることができないといった結果を招きうる。
【００１３】
一方、増殖基質が単一あるいは限られたものである場合には、それを効率的に資化できうる微生物は、完全栄養天然培地の場合に比べて限定される。このような培地は選択培地と呼ばれ、様々な微生物の存在する環境中からある目的に添った微生物を集積培養したりスクリーニングしたりする際等に用いられる。
【００１４】
そこで、目的とする分解菌が効率的に資化可能であってなおかつ対象となる環境中の微生物による資化が行われにくいような炭素源を選択し、２回もしくはそれ以上の回数に分けて該環境中に加えることにより、環境中に存在する微生物の全体としての増殖を抑え目的とする分解菌を選択的に増殖させて、結果として環境中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物を効率的に分解浄化することが可能となる。
【００１５】
本発明に用いる微生物としては、オキシゲナーゼ(oxygenase)を発現することにより芳香族化合物及び/或いは有機塩素化合物を分解しうる微生物である、次の菌種または菌株を挙げることができる:
(A):コリネバクテリウム・スピーシズJ1株(Corynebacterium sp.J1、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM BP-5102)
(B):コリネバクテリウム・スピーシズJM1 株(Corynebacterium sp.JM1、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM P-14727)
(C):シュードモナス・スピーシズTL1 株(Pseudomonas sp.TL1、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM-P14726)
(D): シュードモナス・アルカリゲネス KB2 株 (Pseudomonas alcaligenes KB2 、通産省生命工学工業技術研究所受託番号 :FERM P-14644)
(E):アルカリゲネス・スピーシズTL2 株(Alcaligenes sp.TL2、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM-14642)、および、
(F): ビブリオ・スピーシズ KB1 株 (Vibrio sp.KB1 、通産省生命工学工業技術研究所受託番号 :FERM P-14643)。
なお、ここに挙げた菌種または菌株の他にも、コリネバクテリウム(Corynebacterium)属、シュードモナス(Pseudomonas)属、アシネトバクター(Acinetobacter)属、アルカリゲネス(Alcaligenes)属、ビブリオ(Vibrio)属、ノカルジア(Nocardia)属、バチルス(Bacillus)属、ラクトバチルス(Lactobacillus)属、アクロモバクター(Achromobacter)属、アルスロバクター(Arthrobacter)属、ミクロコッカス(Micrococcus)属、マイコバクテリウム(Mycobacterium)属、メチロシナス(Methylosinus)属、メチロモナス(Methylomonas)属、ベルキア(Welchia)属、メチロシスナス(Methylocystis)属、ニトロゾモナス(Nitrosomonas)属、サッカロミセス(Saccharomyces)属、カンジダ(Candida)属、トルロプシス(Torulopsis)属に属する微生物であって同様の機構により同様の分解能力を有する微生物であればいずれも好適に用いることができる。
【００１６】
具体的な選択的炭素源としては、例えば実施例に示すようなピルビン酸、クエン酸、グルコン酸、α− ケトグルタル酸、イタコン酸、リンゴ酸ナトリウム、グルタミン酸ナトリウム等の有機酸やその塩が挙げられるが、目的とする分解菌の増殖及び活性を選択的に高めうる化合物であれば、いかなる物質でもよい。
【００１７】
該炭素源の加え方としては、媒体中に導入した汚染物質分解性の微生物を対数増殖させるために、該微生物の導入時に先ず該炭素源と接触させることが好ましい。
【００１８】
又、２回目以降の接触のタイミングとしては、微生物の対数増殖期及び増殖の安定成長期の少なくとも一方の時期が好ましく、特に対数増殖期に於ける追加の接触は汚染物質を安定して分解するうえで特に好ましい。
【００１９】
更に該炭素源の濃度としては、該微生物に対する至適濃度よりも若干低い濃度が好ましい。
【００２０】
本発明に用いる微生物を培養するために用いられる無機塩培地としては、通常の微生物の生育に必要であって該微生物が生育可能であればいかなる培地でもよく、例えばＭ９培地に選択的炭素源を添加したもので培養することも可能である。
【００２１】
以下にＭ９培地の組成を示す。
【００２２】
Ｎａ_２ ＨＰＯ_４ ：６．２ｇ
ＫＨ_２ ＰＯ_４ ：３．０ｇ
ＮａＣｌ：０．５ｇ
ＮＨ_４ Ｃｌ ：１．０ｇ （培地１ ｌ中；ｐＨ７．０ ）
培養は好気条件下で行なうことができ、液体培養でも固体培養でもよい。培養温度は１５℃から３０℃程度が望ましい。
【００２３】
本発明における芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の分解処理は、水性媒体中、土壌中、及び気相中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物とその分解微生物を接触させることによって行なうことができる。微生物と芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の接触は、微生物が分解活性を発現しうる条件であればいかなる方法でも行なうことができ、バッチ法、半連続法、連続法等種々の方法を用いて実施できる。該微生物は半固定状態で或いは適当な担体に固定化して用いることもできる。廃液、土壌、気相等の被処理物は、必要に応じて各種処理を行ってもよい。
【００２４】
本発明における水性媒体中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の分解処理は、水性媒体中に存在する芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物と該分解微生物を接触させることによって行なうことができる。以下に主な利用形態を述べるが、これらの形態に限定されることなく、いかなる水性媒体中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物汚染の浄化処理にも利用可能である。
【００２５】
例えば、最も簡便な方法としては、芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物によって汚染された水性媒体中に直接該分解微生物を導入して行なうという方法がある。この場合、水性媒体のｐＨ、塩濃度、温度や汚染物質の濃度等を調整する必要があるが、該分解微生物は極端な酸性或いはアルカリ性、高塩濃度でない限り分解活性は維持される。
【００２６】
また別の利用形態としては、培養槽を設け該分解微生物を培養し、この培養槽に芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物で汚染された水性媒体を所定の流量で導入し、分解させる形態がある。水性媒体の導入及び排水は連続して行ってもよいが、処理能力に応じて間欠的に、あるいはバッチ式で処理することも可能である。このような制御を芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の濃度に合わせてシステム制御し最適化を図るとよい。
【００２７】
更に、該分解微生物を担体、例えば土壌粒子等に付着させ、これを反応層に充填し、この反応槽内に芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物汚染水性媒体を導入し分解処理を行う形態がある。この場合使用する担体は、土壌粒子に限らずいかなるものでも利用可能であるが、微生物の保持能力に優れ、通気性を損なわないようなものがより望ましい。例えば、微生物の棲息空間を与えるような材料として、従来より医薬品工業、食品工業、廃水処理システム等で利用されているバイオリアクタで汎用されているさまざまな微生物担体が利用できる。より具体的には、多孔質ガラス、セラミクス、金属酸化物、活性炭、カオリナイト、ベントナイト、ゼオライト、シリカゲル、アルミナ、アンスラサイト等の無機粒子状担体、デンプン、寒天、キチン、キトサン、ポリビニルアルコール、アルギン酸、ポリアクリルアミド、カラギーナン、アガロース、ゼラチン等のゲル状担体、イオン交換性セルロース、イオン交換樹脂、セルロース誘導体、グルタルアルデヒド、ポリアクリル酸、ポリウレタン、ポリエステル等が挙げられる。また天然物として綿、麻、紙類といったセルロース系のもの、木粉、樹皮といったリグリン系のものも利用可能である。
【００２８】
本発明における土壌中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の分解処理は、土壌中に存在する芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物と該分解微生物を接触させることによって行なうことができる。以下に主な利用形態を述べるが、これらの形態に限定されることなく、本菌株はいかなる土壌中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物汚染の浄化処理にも利用可能である。
【００２９】
例えば、最も簡便な方法としては、芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物によって汚染された土壌中に直接該分解微生物を導入して行なうという方法がある。導入の方法としては、土壌表面に散布して行なう方法はもとより、比較的深い地層中の処理の場合には、地中に挿入した井戸より導入して行なう方法がある。更に、空気や水等によって圧力をかけると広範囲に該分解微生物が拡がり、より効果的である。この場合、土壌中の諸条件を該分解微生物に適するように調整する必要があるが、該分解微生物は土壌粒子等の担体の存在下で増殖がより速められ、そういった意味で土壌中という条件は好都合である。
【００３０】
更に、該分解微生物を担体に付着させ、これを反応槽に充填し、この反応槽を芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物で汚染された土壌の、主に帯水層中に導入し分解処理を行う形態がある。反応槽の形態はフェンス状やフィルム状のような、土壌中の広範囲を網羅できるものが望ましい。この場合使用する担体は、いかなるものでも利用可能であるが、微生物の保持能力に優れ、通気性を損なわないようなものがより望ましい。例えば、微生物の棲息空間を与えるような材料として、従来より医薬品工業、食品工業、廃水処理システム等で利用されているバイオリアクタで汎用されているさまざまな微生物担体が利用できる。より具体的には、多孔質ガラス、セラミクス、金属酸化物、活性炭、カオリナイト、ベントナイト、ゼオライト、シリカゲル、アルミナ、アンスラサイト等の無機粒子状担体、デンプン、寒天、キチン、キトサン、ポリビニルアルコール、アルギン酸、ポリアクリルアミド、カラギーナン、アガロース、ゼラチン等のゲル状担体、イオン交換性セルロース、イオン交換樹脂、セルロース誘導体、グルタルアルデヒド、ポリアクリル酸、ポリウレタン、ポリエステル等が挙げられる。また天然物として綿、麻、紙類といったセルロース系のもの、木粉、樹皮といったリグニン系のものも利用可能である。
【００３１】
本発明における気相中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物の分解処理は、気相中に存在する芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物と上記該分解微生物を接触させることによって行なうことができる。以下に主な利用形態を述べるが、これらの形態に限定されることなく、本菌株はいかなる気相中の芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物気相汚染の浄化処理にも利用可能である。
【００３２】
例えば、培養槽を設け該分解微生物を培養し、この培養槽に芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物で汚染された気体を所定の流量で導入し、分解させる形態がある。気体の導入法についてはなんら制限はないが、気体の導入法により培養液が撹拌されエアレーションが促進される形態がより望ましい。気体の導入及び排気は連続して行ってもよいが、処理能力に応じて間欠的に、あるいはバッチ式で処理することも可能である。このような制御を有機塩素化合物の濃度に合わせてシステム制御し最適化を図るとよい。
【００３３】
また別の利用形態としては該分解微生物を担体、例えば土壌粒子等に付着させ、これを反応層に充填し、この反応槽内に芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物汚染気体を導入し分解処理を行う形態がある。この場合使用する担体は、土壌粒子に限らずいかなるものでも利用可能であるが、微生物の保持能力に優れ、通気性を損なわないようなものがより望ましい。例えば、微生物の棲息空間を与えるような材料として、従来より医薬品工業、食品工業、廃水処理システム等で利用されているバイオリアクタで汎用されているさまざまな微生物担体が利用できる。より具体的には、多孔質ガラス、セラミクス、金属酸化物、活性炭、カオリナイト、ベントナイト、ゼオライト、シリカゲル、アルミナ、アンスラサイト等の無機粒子状担体、デンプン、寒天、キチン、キトサン、ポリビニルアルコール、アルギン酸、ポリアクリルアミド、カラギーナン、アガロース、ゼラチン等のゲル状担体、イオン交換性セルロース、イオン交換樹脂、セルロース誘導体、グルタルアルデヒド、ポリアクリル酸、ポリウレタン、ポリエステル等が挙げられる。また天然物として綿、麻、紙類といったセルロース系のもの、木粉、樹皮といったリグニン系のものも利用可能である。
【００３４】
汚染気体の浄化は、担体になる物質を予め充填した上で菌を導入してもよいし、前培養してもかまわない。分解反応をより効率的に行わせるためには、先に述べた炭素源や含水比、酸素濃度などを所望の条件に保つとよい。また、反応槽内の担体と水分量の比は微生物の生育と通気性から、反応槽の形態は処理する気体の量、濃度などにより適宜選択すればよいが、気体と担体に保持される微生物との接触が促進されるように配慮するとよく、例えば、カラム、チューブ、タンク、箱形のものを利用することができる。さらにこのような形状のものを排気ダクトやフィルタなどとユニット化してもよいし、能力にあわせていくつかを連続させてもよい。
【００３５】
汚染気体は、初め担体材料に吸着する場合もあり、微生物利用の効果がうまく観察されない例も稀にあるが、一定期間の後には担体材料に付着した汚染物質が分解されて、また汚染物質の分解した材料表面に再度汚染物質が吸着するということで、担体材料への吸着性が再生される。このようにして、汚染除去能は飽和することなく常に一定の分解が期待できる。
【００３６】
本発明の方法は、閉鎖系、開放系いずれの廃液処理、土壌処理、及び空気処理にも適用できる。なお、微生物を担体等に固定して用いたり、生育を促進する各種の方法を併用してもよい。
【００３７】
【実施例】
実施例１．Ｊ１株の増殖及び環境微生物の増殖制御に対するピルビン酸の効果（液体培養系）
酵母エキス０．２ ％を含むＭ９ 寒天培地上のＪ１株のコロニーを、５００ｍｌ 容坂口フラスコ中の酵母エキス０．２ ％を含むＭ９ 地２００ｍｌ に接種し、２５℃で２４時間振盪培養を行った。
【００３８】
次に神奈川県厚木市の、かなり汚濁した貯水池より採取した水を４ 本の５００ｍｌ 坂口フラスコに２００ｍｌ ずつ加え、炭素源としてそのうちの２ 本に酵母エキスを、他の２ 本にピルビン酸を０．１ ％となるよう加えた後、それぞれ１ 本ずつに上記のようにして培養したＪ１株を１０^４ｃｅｌｌｓ／ｍｌ程度となるように加え、２５℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的に菌数の測定を行った。なおピルビン酸は１２時間おきに０．１％相当を３回加えた。菌数の測定は、酵母エキス０．２ ％を含むＭ９ 寒天培地上のコロニーカウンティングによって行った。結果を図１に示す。
【００３９】
酵母エキスの場合はＪ１株及び環境微生物が同等に増殖した。これに対し、ピルビン酸の場合にはＪ１株は酵母エキスの場合と比べ最終的な菌数及びその持続性において良好な結果を示したのに対し、環境微生物の増殖は明らかにこれに劣り、Ｊ１株を選択的に増殖させることが可能であった。
【００４０】
実施例２．Ｊ１株による芳香族化合物の分解に対するピルビン酸の効果（液体培養系）
実施例１と同様にして調製した培地に、分解対象物質としてフェノール、ｏ−クレゾール、ｍ−クレゾール、ｐ−クレゾール及びトルエンそれぞれ３００ｐｐｍ（トルエンのみ１００ｐｐｍ）を加え、上記のように培養したＪ１株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、２５℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的に各化合物の減少を測定した。なお、ピルビン酸は、実施例１と同様３回にわたって加えた。測定は、フェノールおよびクレゾールは液体クロマトグラフィー（分光光度検出器）にて、トルエンはガスクロマトグラフィー（ＦＩＤ 検出器）にて行い、初期濃度に対する残存率を示した。結果を図２（フェノール）、図３（ｏ−クレゾール）、図４（ｍ−クレゾール）、図５（ｐ−クレゾール）、図６（トルエン）にそれぞれ示す。
【００４１】
各芳香族化合物とも、酵母エキスの場合には初期的な分解は早いものの、途中で分解が止まってしまうのに対し、ピルビン酸を加えた系においてはほぼ完全な分解がみられた。
【００４２】
実施例３．Ｊ１株によるＴＣＥ の分解に対するピルビン酸の効果（液体培養系）実施例１で用いた培地にＴＣＥ 分解誘導物質としてフェノールを２００ｐｐｍとなるよう加え、ＴＣＥ を１０ｐｐｍ となるよう加えた後、５ｍｌ を２５ｍｌ容バイアル瓶に注入し、上記のように培養したＪ１株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、ブチルゴム栓及びアルミキャップで完全密封し、２５℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的にＴＣＥ 減少を測定した。なおピルビン酸は、実施例１と同様３回にわたって加えた。ＴＣＥ 量はヘッドスペース法によりガスクロマトグラフィー（ＦＩＤ 検出器）によって定量し、対照として、同様の実験系においてＪＭ１ 株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図７に示す。
【００４３】
初期の分解は酵母エキス添加系の方が良好であったが分解が途中で停止し、最終的には競合微生物の少ないピルビン酸添加物系において有意に分解が進んだ。
【００４４】
実施例４．Ｊ１株によるＤＣＥ の分解に対するピルビン酸の効果（液体培養系）
培地中の分解対象物質をｃｉｓ−１，２−ジクロロエチレン（ｃｉｓ−１，２−ＤＣＥ ）、ｔｒａｎｓ−１，２−ジクロロエチレン（ｔｒａｎｓ−１，２−ＤＣＥ ）及び１，１−ジクロロエチレン（１，１−ＤＣＥ ）それぞれ１０ｐｐｍ とした他は実施例３と同様の方法で経時的にＤＣＥ の減少を測定した。結果を図８（ｃｉｓ−１，２−ＤＣＥ ）、図９（ｔｒａｎｓ−１，２−ＤＣＥ ）、図１０（１，１−ＤＣＥ ）にそれぞれ示す。
【００４５】
いずれの場合も実施例３のＴＣＥ 分解の場合と同様の結果が得られ、ピルビン酸の効果が示された。
【００４６】
実施例５．ＪＭ１ 株の増殖及び環境微生物の増殖制御に対するリンゴ酸ナトリウムの効果（液体培養系）
リンゴ酸ナトリウム０．５ ％を含むＭ９寒天培地上のＪＭ１ 株のコロニーを、５００ｍｌ 容坂口フラスコ中のリンゴ酸ナトリウム１．０ ％を含むＭ９地２００ｍｌ に接種し、２５℃で２４時間振盪培養を行った。
【００４７】
実施例１で用いたのと同様の水を４本の５００ｍｌ 坂口フラスコに２００ｍｌ ずつ加え、炭素源としてそのうちの２本に酵母エキスを０．１ ％、他の２本にリンゴ酸ナトリウムを０．１ ％となるよう加えた。更にそれぞれ１本ずつに上記のようにして培養したＪＭ１ 株を１０^４ｃｅｌｌｓ／ｍｌ 程度となるように加え、２５℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的に菌数の測定を行った。菌数の測定は、酵母エキス０．２ ％を含むＭ９寒天培地上のコロニーカウンティングによって行った。なおリンゴ酸ナトリウムは、０．１％相当を８時間ごとに４回にわたって追加した。結果を図１１に示す。
【００４８】
酵母エキスの場合はＪＭ１ 株及び環境微生物が同等に増殖した。これに対し、リンゴ酸ナトリウムの場合にはＪＭ１ 株は酵母エキスの場合と比べ最終的な菌数及びその持続性において良好な結果を示したのに対し、環境微生物の増殖は明らかにこれに劣り、ＪＭ１ 株を選択的に増殖させることが可能であった。
【００４９】
実施例６． ＪＭ１ 株によるフェノールの分解に対するリンゴ酸ナトリウムの効果（液体培養系）
実施例５と同様にして調製した培地に、分解対象物質としてフェノール３００ｐｐｍを加え、上記のように培養したＪＭ１ 株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、２５℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的に各化合物の減少を測定した。なお、リンゴ酸ナトリウムは、実施例５と同様に４回にわたって加えた。測定は、液体クロマトグラフィー（分光光度検出器）にて行い、初期濃度に対する残存率を示した。結果を図１２に示す。
【００５０】
初期の分解は酵母エキス添加系の方が良好であったが途中で分解が止まってしまうのに対しリンゴ酸ナトリウムを加えた系においてはほぼ完全な分解がみられた。
【００５１】
実施例７． ＪＭ１ 株によるＴＣＥ の分解に対するリンゴ酸ナトリウムの効果（液体培養系）
実施例５で用いた培地にＴＣＥ を１０ｐｐｍ となるよう加えた後、５ｍｌ を２５ｍｌ容バイアル瓶に注入し、上記のように培養したＪＭ１ 株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、ブチルゴム栓及びアルミキャップで完全密封し、２５℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的にＴＣＥ 減少を測定した。なお、リンゴ酸ナトリウムは、実施例５と同様に４回にわたって加えた。ＴＣＥ 量はヘッドスペース法によりガスクロマトグラフィー（ＦＩＤ 検出器）によって定量し、対照として、同様の実験系においてＪＭ１ 株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図１３に示す。
【００５２】
実施例６のフェノール分解の場合と同様、初期の分解は酵母エキス添加系の方が良好であったが、最終的に競合微生物の少ないリンゴ酸ナトリウム添加系において分解が進んだ。
【００５３】
実施例８． ＪＭ１ 株によるＤＣＥ の分解に対するリンゴ酸ナトリウムの効果（液体培養系）
培地中の分解対象物質をｃｉｓ−１，２−ジクロロエチレン（ｃｉｓ−１，２−ＤＣＥ ）、ｔｒａｎｓ−１，２−ジクロロエチレン（ｔｒａｎｓ−１，２−ＤＣＥ ）及び１，１−ジクロロエチレン（１，１−ＤＣＥ ）それぞれ１０ｐｐｍ とした他は実施例７と同様の方法で経時的にＤＣＥ の減少を測定した。結果を図１４（ｃｉｓ−１，２−ＤＣＥ ）、図１５（ｔｒａｎｓ−１，２−ＤＣＥ ）、図１６（１，１−ＤＣＥ ）にそれぞれ示す。
【００５４】
ｃｉｓ−１，２−ＤＣＥ、ｔｒａｎｓ−１，２−ＤＣＥ の場合は実施例７のＴＣＥ 分解の場合と同様、初期の分解は酵母エキス添加系の方が良好であったが、最終的に競合微生物の少ないリンゴ酸ナトリウム添加系において分解が進み、１，１−ＤＣＥ では分解初期よりリンゴ酸ナトリウム添加系の方が優位であった。
【００５５】
実施例９． ＫＫ０１株の増殖及び環境微生物の増殖制御に対するグルタミン酸ナトリウムの効果（液体培養系）
グルタミン酸ナトリウム０．２ ％を含むＭ９寒天培地上のＫＫ０１株のコロニーを、５００ｍｌ 容坂口フラスコ中のグルタミン酸ナトリウム０．２ ％を含むＭ９地２００ｍｌ に接種し、３０℃で１８時間振盪培養を行った。
【００５６】
実施例１で用いたのと同様の水を４本の５００ｍｌ 坂口フラスコに２００ｍｌ ずつ加え、炭素源としてそのうちの２本に酵母エキスを０．１ ％、他の２本にグルタミン酸ナトリウムを０．０５ ％となるよう加えた。更にそれぞれ１本ずつ上記のようにして培養したＫＫ０１株を１０^４ｃｅｌｌｓ／ｍｌ 程度となるように加え、３０℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的に菌数の測定を行った。なお、グルタミン酸ナトリウムは、０．０５％相当を６時間ごとに４回にわたって追加した。菌数の測定は、酵母エキス０．２ ％を含むＭ９寒天培地上のコロニーカウンティングによって行った。結果を図１７に示す。
【００５７】
酵母エキスの場合はＫＫ０１株及び環境微生物が同等に増殖した。これに対し、グルタミン酸ナトリウムの場合にはＫＫ０１株は酵母エキスの場合と比べ最終的な菌数及びその持続性において良好な結果を示したのに対し、環境微生物の増殖は明らかにこれに劣り、ＫＫ０１株を選択的に増殖させることが可能であった。
【００５８】
実施例１０． ＫＫ０１株によるフェノールの分解に対するグルタミン酸ナトリウムの効果（液体培養系）
実施例９と同様にして調製した培地に、分解対象物質としてフェノール６００ｐｐｍを加え、上記のように培養したＫＫ０１株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、３０℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的に各化合物の減少を測定した。なお、グルタミン酸ナトリウムは、実施例９と同様、４回にわたって加えた。測定は、液体クロマトグラフィー（分光光度検出器）にて行い、初期濃度に対する残存率を示した。結果を図１８に示す。
【００５９】
酵母エキス添加系では分解が途中で停止したのに対し、グルタミン酸ナトリウム添加系ではほぼ完全に分解され、グルタミン酸ナトリウム添加系の酵母エキス添加系に対するフェノール分解に対する優位性が示された。
【００６０】
実施例１１． ＫＫ０１株によるＴＣＥ の分解に対するグルタミン酸ナトリウムの効果（液体培養系）
実施例９で用いた培地にＴＣＥ を１０ｐｐｍ となるよう加え、ＴＣＥ 分解誘導物質としてフェノールを２００ｐｐｍとなるよう加えた後、５ｍｌ を２５ｍｌ容バイアル瓶に注入し、上記のように培養したＫＫ０１株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、ブチルゴム栓及びアルミキャップで完全密封し、３０℃、１２０ｒｐｍで振盪培養し、経時的にＴＣＥ 減少を測定した。なお、グルタミン酸ナトリウムは、実施例９と同様、４回にわたって加えた。ＴＣＥ 量はヘッドスペース法によりガスクロマトグラフィー（ＦＩＤ 検出器）によって定量し、対照として、同様の実験系においてＫＫ０１株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図１９に示す。
【００６１】
実施例１０のフェノール分解と同様、グルタミン酸ナトリウム添加系において酵母エキス添加系に対するＴＣＥ 分解の優位性が示された。
【００６２】
実施例１２． ＫＫ０１株によるＤＣＥ の分解に対するグルタミン酸ナトリウムの効果（液体培養系）
培地中の分解対象物質をｃｉｓ−１，２−ジクロロエチレン（ｃｉｓ−１，２−ＤＣＥ ）、ｔｒａｎｓ−１，２−ジクロロエチレン（ｔｒａｎｓ−１，２−ＤＣＥ ）及び１，１−ジクロロエチレン（１，１−ＤＣＥ ）それぞれ１０ｐｐｍ とした他は実施例１１と同様の方法で経時的にＤＣＥ の減少を測定した。結果を図２０（ｃｉｓ−１，２−ＤＣＥ ）、図２１（ｔｒａｎｓ−１，２−ＤＣＥ ）、図２２（１，１−ＤＣＥ ）にそれぞれ示す。
【００６３】
実施例１１のＴＣＥ 分解と同様、グルタミン酸ナトリウム添加系において酵母エキス添加系に対する各ＤＣＥ 分解の優位性が示された。
【００６４】
実施例１３． Ｊ１株の増殖及び土着微生物の増殖制御に対するピルビン酸の効果（１５℃、褐色森林土）
０．１ ％ピルビン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブに注入し、神奈川県厚木市より採取した褐色森林土を４ｇ加え、さらにその内の半分に実施例１のように培養したＪＭ１ 株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にＪＭ１ 株及び土着微生物の菌数の測定を行った。なお、ピルビン酸は、２４時間後と、３６時間後に０．１％相当の量を加えた。菌数の測定は、チューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄みを順次希釈したものの、酵母エキス０．２ ％を含むＭ９寒天培地上のコロニーカウンティングによって行った。結果を図２３に示す。
【００６５】
酵母エキスの場合はＪ１株に比べ土着微生物の方が良好に増殖したのに対し、ピルビン酸の場合にはＪ１株に比べ土着微生物の増殖は明らかにこれに劣り、Ｊ１株を選択的に増殖させることが可能であった。
【００６６】
実施例１４． Ｊ１株による土壌中フェノールの分解処理に対するピルビン酸の効果（１５℃、褐色森林土）
フェノール６００ｐｐｍ及び０．１ ％ピルビン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブ注入し、実施例１３と同様の褐色森林土を４ｇ加え、さらにその内の半分に実施例１のように培養したＪ１株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にフェノール濃度の測定を行った。なお、ピルビン酸は、実施例１３と同様、更に２回にわたって加えた。フェノールの定量はチューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄み中のフェノールに対し、アミノアンチピリンを用いたＪＩＳ 法による検出法（ＪＩＳＫ０１０２−１９９３，２８．１）で行った。結果を図２４に示す。
【００６７】
初期的には酵母エキス添加系の方が分解が進んだものの分解が途中で停止し、最終的にはピルビン酸添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００６８】
実施例１５． Ｊ１株による土壌中ＴＣＥ の分解処理に対するピルビン酸の効果（１５℃、褐色森林土）
ＴＣＥ５０ｐｐｍ、ＴＣＥ 分解誘導物質としてフェノール３００ｐｐｍ、及び０．１ ％ピルビン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容テフロン内蓋付きスクリューバイアル瓶に注入し、実施例１３と同様の褐色森林土を４ｇ加え、さらに実施例１のように培養したＪ１株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、完全密封し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養した。なお、ピルビン酸は、実施例１３と同様、更に２回にわたって加えた。
【００６９】
ＴＣＥ 量は５ｍｌ のｎ−ヘキサンで３分間撹拌抽出したものを、場合によっては１０培希釈してガスクロマトグラフィー（ＥＣＤ 検出器）によって定量し、経時的にＴＣＥ の減少を測定した。対照として、同様の実験系においてＪ１株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図２５に示す。
【００７０】
実施例１４のフェノール分解と同様、初期的には酵母エキス添加系の方が分解が進んだものの分解が途中で停止し、最終的にはピルビン酸添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００７１】
実施例１６． ＪＭ１ 株の増殖及び土着微生物の増殖制御に対するリンゴ酸ナトリウムの効果（１５℃、細砂土）
０．１ ％リンゴ酸ナトリウムあるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブに注入し、佐原通砂を４ｇ加え、さらにその内の半分に実施例５のように培養したＪＭ１ 株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にＪＭ１ 株及び土着微生物の菌数の測定を行った。なお、リンゴ酸ナトリウムは、１２時間おきに４回にわたって０．１％相当を追加した。菌数の測定は、チューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄みを順次希釈したものの、酵母エキス０．２ ％を含むＭ９寒天培地上のコロニーカウンティングによって行った。結果を図２６に示す。
【００７２】
酵母エキスの場合はＪＭ１ 株に比べ土着微生物の方が良好に増殖し、ＪＭ１ 株の菌数も維持されないのに対し、リンゴ酸ナトリウムの場合にはＪＭ１ 株に比べ土着微生物の増殖は明らかにこれに劣り、ＪＭ１ 株を選択的に増殖させることが可能であった。
【００７３】
実施例１７． ＪＭ１ 株による土壌中フェノールの分解処理に対するリンゴ酸ナトリウムの効果（１５℃、細砂土）
フェノール６００ｐｐｍ及び０．５ ％リンゴ酸ナトリウムあるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブ注入し、佐原通砂を４ｇ加え、さらにその内の半分に実施例５のように培養したＪＭ１ 株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にフェノール濃度の測定を行った。なお、リンゴ酸ナトリウムは実施例１６と同様、更に４回にわたって加えた。フェノールの定量はチューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄み中のフェノールに対し、アミノアンチピリンを用いたＪＩＳ 法による検出法（ＪＩＳＫ０１０２−１９９３，２８．１）で行った。結果を図２７に示す。
【００７４】
酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、最終的にはリンゴ酸ナトリウム添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００７５】
実施例１８． ＪＭ１ 株による土壌中のＴＥＣ の分解処理に対するリンゴ酸ナトリウムの効果（１５℃、細砂土）
ＴＣＥ５０ｐｐｍ及び０．５ ％リンゴ酸ナトリウムあるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容テフロン内蓋付きスクリューバイアル瓶に注入し、佐原通砂を４ｇ加え、さらに実施例５のように培養したＪＭ１ 株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、完全密封し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養した。なお、リンゴ酸ナトリウムは実施例１６と同様、更に４回にわたって加えた。ＴＣＥ 量は５ｍｌ のｎ−ヘキサンで３分間撹拌抽出したものを、場合によっては１０倍希釈してガスクロマトグラフィー（ＥＣＤ 検出器）によって定量し、経時的にＴＣＥ の減少を測定した。対照として、同様の実験系においてＪＭ１ 株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図２８に示す。
【００７６】
初期的には酵母エキス添加系の方が分解が進んだものの、２日目あたりから分解がほぼ停止し、最終的にはリンゴ酸ナトリウム添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００７７】
実施例１９． ＫＫ０１株による土壌中フェノールの分解処理に対するグルタミン酸ナトリウムの効果（１５℃、細砂土）
フェノール６００ｐｐｍ及び０．０５ ％グルタミン酸ナトリウムあるいは０．１ ％ペプトンを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブに注入し、佐原通砂を４ｇ加え、さらにその内の半分に実施例９のように培養したＫＫ０１株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にフェノール濃度の測定を行った。なお、グルタミン酸ナトリウムは、培養２４時間後と３６時間後に０．０５％相当を追加した。フェノールの定量は、チューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄み中のフェノールに対し、アミノアンチピリンを用いたＪＩＳ 法による検出法（ＪＩＳＫ０１０２−１９９３，２８．１）で行った。結果を図２９に示す。
【００７８】
酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、最終的にはグルタミン酸ナトリウム添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００７９】
実施例２０． ＫＫ０１株による土壌中のＴＣＥ の分解処理に対するグルタミン酸ナトリウムの効果（１５℃、細砂土）
ＴＣＥ５０ｐｐｍ、ＴＣＥ 分解誘導物質としてフェノール４００ｐｐｍ、及び０．０５ ％グルタミン酸ナトリウムあるいは０．１ ％ペプトンを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容テフロン内蓋付きスクリューバイアル瓶に注入し、佐原通砂を４ｇ加え、さらに実施例９のように培養したＫＫ０１株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、完全密封し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養した。なお、グルタミン酸ナトリウムは、実施例１９と同様、更に２回にわたって加えた。ＴＣＥ 量は５ｍｌ のｎ−ヘキサンで３分間撹拌抽出したものを、場合によっては１０培希釈してガスクロマトグラフィー（ＥＣＤ 検出器）によって定量し、経時的にＴＣＥ の減少を測定した。対照として、同様の実験系においてＫＫ０１株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図３０に示す。
【００８０】
実施例１９のフェノール分解と同様、酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、最終的にはグルタミン酸ナトリウム添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００８１】
実施例２１． ＪＭ１ 株を用いた、土壌通気による気相中のＴＣＥ の分解処理に対するリンゴ酸ナトリウムの効果
実施例５と同様にして培養したＪＭ１ 株の菌液０．１ｍｌ を０．２％酵母エキスあるいは０．２％リンゴ酸ナトリウムを含むバイアル瓶中の３０ｍｌのＭ９培地に加え、さらに褐色森林土を水面まで加えた。ブチルゴム栓で封をして２０℃で終夜放置の後、過剰の培養液をデカントして取除いた。これにＴＣＥ 飽和溶液中で曝気した空気を流量６０ｍｌ／ 分で土壌中に３０分間流した後、ブチルゴム栓、アルミシールで完全密封し、２０℃で静置培養を行った。なお、リンゴ酸ナトリウムは、培養２４時間後と３６時間後に０．２％相当量を追加した。ＴＣＥ 量は、ヘッドスペース法によりガスクロマトグラフィーで定量し、経時的にＴＣＥ 量を測定した。結果を図３１に示す。
【００８２】
この結果より、ＪＭ１ 株の土壌通気による気相中のＴＣＥ の分解処理におけるリンゴ酸ナトリウムの優位性が示された。
【００８３】
実施例２２． ＪＭ１ 株を用いた、土壌連続通気による気相中のＴＣＥ の分解処理に対するリンゴ酸ナトリウムの効果
実施例５と同様にして培養したＪＭ１ 株の菌液０．１ｍｌ を、０．２ ％酵母エキスあるいは０．２ ％リンゴ酸ナトリウムを含むバイアル瓶中の３０ｍｌのＭ９培地に加え、さらに褐色森林土を水面まで加えた。ブチルゴム栓で封をして２０℃で終夜放置の後、過剰の培養液をデカントして取除いた。これをブチルゴム栓、アルミシールで完全密封した後に、ＴＣＥ 飽和溶液中で曝気した空気を流量０．５ｍｌ ／分で土壌中に連続して流しながら、２０℃で静置培養を行った。なお、リンゴ酸ナトリウムは、培養２４時間後と４８時間後に０．２％相当量を追加した。ＴＣＥ 量は、流出してきた空気中のＴＣＥ 量をガスクロマトグラフィーで定量することにより行い、経時的にＴＣＥ 量を測定した。結果を図３２に示す。
【００８４】
この結果により、ＪＭ１ 株の土壌連続通気による気相中のＴＣＥ の分解処理におけるリンゴ酸ナトリウムの優位性が示された。
【００８５】
実施例２３． ＴＬ１ 株による土壌中フェノールの分解処理に対するクエン酸の効果（１５℃、ローム土）
クエン酸０．１ ％及び酵母エキス０．０２％を含むＭ９寒天培地上のＴＬ１ 株のコロニーを、５００ｍｌ 容坂口フラスコ中のクエン酸０．１ ％を含むＭ９培地２００ｍｌ に接種し、２５℃で３０時間振盪培養を行った。
【００８６】
次に、フェノール３００ｐｐｍ及び０．０５ ％クエン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブ注入し、茨城県より採取したローム土を４ｇ加え、さらにその内の半分に上記のように培養したＴＬ１ 株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静地培養し、経時的にフェノール濃度の測定を行った。なお、クエン酸は、培養２４時間後、３６時間後、４８時間後の３回にわたって０．０５％相当量を追加した。フェノールの定量はチューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄み中のフェノールに対し、アミノアンチピリンを用いたＪＩＳ 法による検出法（ＪＩＳＫ０１０２−１９９３，２８．１）で行った。結果を図３３に示す。
【００８７】
初期的には酵母エキス添加系の方が分解が進んだものの、途中で分解が停止し、最終的にはクエン酸添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００８８】
実施例２４． ＴＬ１ 株による土壌中ＴＣＥ の分解処理に対するクエン酸の効果（１５℃、ローム土）
ＴＣＥ２０ｐｐｍ、ＴＣＥ 分解誘導物質としてフェノール３００ｐｐｍ、及び０．０５ ％クエン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容テフロン内蓋付きスクリューバイアル瓶に注入し、実施例２３と同様のローム土を４ｇ加え、さらに実施例２３のように培養したＴＬ１ 株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、完全密封し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養した。なお、クエン酸は、実施例２３と同様更に３回にわたって加えた。ＴＣＥ 量は５ｍｌ のｎ−ヘキサンで３分間撹拌抽出したものを、場合によっては１０倍希釈してガスクロマトグラフィー（ＥＣＤ 検出器）によって定量し、経時的にＴＣＥ の減少を測定した。対照として、同様の実験系においてＴＬ１ 株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図３４に示す。
【００８９】
実施例２３のフェノール分解の場合と同様、初期的には酵母エキス添加系の方が分解が進んだものの、途中で分解が停止し、最終的にはクエン酸添加系の方が明らかに分解が進んだ。
【００９０】
実施例２５． ＴＬ２ 株による土壌中フェノールの分解処理に対するグルコン酸の効果（１５℃、ローム土）
グルコン酸０．２ ％を含むＭ９寒天培地上のＴＬ２ 株のコロニーを、５００ｍｌ 容坂口フラスコ中のグルコン酸０．１ ％を含むＭ９培地２００ｍｌ に接種し、２５℃で２４時間振盪培養を行った。
【００９１】
次に、フェノール５００ｐｐｍ及び０．０５ ％グルコン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブに注入し、茨城県より採取したローム土を４ｇ加え、さらにその内の半分に上記のように培養したＴＬ２ 株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にフェノール濃度の測定を行った。なお、グルコン酸は、培養２４時間後、３６時間後、４８時間後の３回にわたって、０．０５％相当量を追加した。フェノールの定量はチューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄み中のフェノールに対し、アミノアンチピリンを用いたＪＩＳ 法による検出法（ＪＩＳＫ０１０２−１９９３，２８．１）で行った。結果を図３５に示す。
【００９２】
酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、グルコン酸添加系において明らかに分解が進んだ。
【００９３】
実施例２６． ＴＬ２ 株による土壌中ＴＣＥ の分解処理に対するグルコン酸の効果（１５℃、ローム土）
ＴＣＥ４０ｐｐｍ、ＴＣＥ 分解誘導物質としてフェノール５００ｐｐｍ、及び０．０５ ％グルコン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容テフロン内蓋付きスクリューバイアル瓶に注入し、実施例２３と同様のローム土を４ｇ加え、さらに実施例２５のように培養したＴＬ２ 株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、完全密封し、実際の土壌中の温度に近い１５℃で静置培養した。なお、グルコン酸は、実施例２５と同様に更に３回にわたって加えた。
【００９４】
ＴＣＥ 量は５ｍｌ のｎ−ヘキサンで３分間撹拌抽出したものを、場合によっては１０倍希釈してガスクロマトグラフィー（ＥＣＤ 検出器）によって定量し、経時的にＴＣＥ の減少を測定した。対照として、同様の実験系においてＴＬ２ 株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図３６に示す。
【００９５】
実施例２５のフェノール分解の場合と同様、酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、グルコン酸添加系において明らかに分解が進んだ。
【００９６】
実施例２７． ＫＢ１ 株による土壌中フェノールの分解処理に対するα− ケトグルタル酸の効果（１５℃、ローム土）
α− ケトグルタル酸０．２ ％を含むＭ９寒天培地上のＫＢ１ 株のコロニーを、５００ｍｌ 容坂口フラスコ中のα− ケトグルタル酸０．１ ％を含むＭ９培地２００ｍｌ に接種し、２５℃で２４時間振盪培養を行った。
【００９７】
次に、フェノール８００ｐｐｍ及び０．０５ ％α− ケトグルタル酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブに注入し、茨城県より採取したローム土を４ｇ加え、さらにその内の半分に上記のように培養したＫＢ１ 株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にフェノール濃度の測定を行った。なお、α−ケトグルタル酸は、培養２４時間後、３６時間後、４８時間後の３回にわたって０．０５％相当量を追加した。フェノールの定量はチューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄み中のフェノールに対し、アミノアンチピリンを用いたＪＩＳ 法による検出法（ＪＩＳＫ０１０２−１９３３，２８．１）で行った。結果を図３７に示す。
【００９８】
酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、α− ケトグルタル酸添加系において明らかに分解が進んだ。
【００９９】
実施例２８． ＫＢ１ 株による土壌中ＴＣＥ の分解処理に対するα− ケトグルタル酸の効果（１５℃、ローム土）
ＴＣＥ２０ｐｐｍ、ＴＣＥ分解誘導物質としてフェノール６００ｐｐｍ、及び０．０５ ％α− ケトグルタル酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容テフロン内蓋付きスクリューバイアル瓶に注入し、実施例２３と同様のローム土を４ｇ加え、さらに実施例２５のように培養したＫＢ１ 株の菌液０．１ｍｌ を接種した後、完全密封し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養した。なお、α−ケトグルタル酸は、実施例２７と同様に、更に３回にわたって加えた。ＴＣＥ 量は５ｍｌ のｎ−ヘキサンで３分間攪拌抽出したものを、場合によっては１０倍希釈してガスクロマトグラフィー（ＥＣＤ 検出器）によって定量し、経時的にＴＣＥ の減少を測定した。対照として、同様の実験系においてＫＢ１ 株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図３８に示す。
【０１００】
実施例２７のフェノール分解の場合と同様、酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、α− ケトグルタル酸添加系において明らかに分解が進んだ。
【０１０１】
実施例２９． ＫＢ２ 株による土壌中フェノールの分解処理に対するイタコン酸の効果（１５℃、ローム土）
イタコン酸０．２％を含むＭ９寒天培地上のＫＢ２ 株のコロニーを、５００ｍｌ 容坂口フラスコ中のイタコン酸０．１％を含むＭ９培地２００ｍｌ に接種し、２５℃で２０時間振盪培養を行った。
【０１０２】
次に、フェノール２００ｐｐｍ及び０．０５ ％イタコン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容滅菌チューブに注入し、茨城県より採取したローム土を４ｇ加え、さらにその内の半分に上記のように培養したＫＢ２ 株の菌液１０μｌ を接種した後、綿栓し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養し、経時的にフェノール濃度の測定を行った。なお、イタコン酸は、培養２４時間後及び３６時間後に、０．０５％相当量を追加した。フェノールの定量はチューブに５ｍｌ の滅菌水を加え、１分間撹拌抽出した上澄み中のフェノールに対し、アミノアンチピリンを用いたＪＩＳ 法による検出法（ＪＩＳＫ０１０２−１９９３，２８．１）で行った。結果を図３９に示す。 酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、イタコン酸添加系において明らかに分解が進んだ。
【０１０３】
実施例３０． ＫＢ２ 株による土壌中のＴＣＥ の分解処理に対するイタコン酸の効果（１５℃、ローム土）
ＴＣＥ２０ｐｐｍ、ＴＣＥ分解誘導物質としてフェノール２００ｐｐｍ、及び０．０５ ％イタコン酸あるいは０．１ ％酵母エキスを含むＭ９培地１ｍｌ を１５ｍｌ容テフロン内蓋付きスクリューバイアル瓶に注入し、実施例２３と同様のローム土を４ｇ加え、さらに実施例２５のように培養したＫＢ１ 株の菌液０．１ｍｌ を採取した後、完全密封し、実際の土壌中の温度と近い１５℃で静置培養した。なお、イタコン酸は実施例２９と同様に更に２回にわたって加えた。
【０１０４】
ＴＣＥ 量は５ｍｌ のｎ−ヘキサンで３分間撹拌抽出したものを、場合によっては１０倍希釈してガスクロマトグラフィー（ＥＣＤ 検出器）によって定量し、経時的にＴＣＥ の減少を測定した。対照として、同様の実験系においてＫＢ２ 株を加えない系でのＴＣＥ 量の定量も併せて行い、対照のＴＣＥ 量に対する残存率を求めた。結果を図４０に示す。
【０１０５】
実施例２９のフェノール分解の場合と同様、酵母エキス添加系では分解が途中で停止し、イタコン酸添加系において明らかに分解が進んだ。
【０１０６】
【発明の効果】
本発明の方法により、芳香族化合物及び／或いは有機塩素化合物を含む水性媒体、土壌、及び気相中の効率良い生物分解処理が可能となる。
【図面の簡単な説明】
【図１】実施例１における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図２】実施例２における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図３】実施例２における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図４】実施例２における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図５】実施例２における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図６】実施例２における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図７】実施例３における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図８】実施例４における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図９】実施例４における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図１０】実施例４における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図１１】実施例５における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図１２】実施例６における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図１３】実施例７における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図１４】実施例８における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図１５】実施例８における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図１６】実施例８における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図１７】実施例９における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図１８】実施例１０における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図１９】実施例１１における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図２０】実施例１２における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図２１】実施例１２における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図２２】実施例１２における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図２３】実施例１３における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図２４】実施例１４における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図２５】実施例１５における菌（Ｊ１株）の増殖を示す図。
【図２６】実施例１６における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図２７】実施例１７における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図２８】実施例１８における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図２９】実施例１９における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図３０】実施例２０における菌（ＫＫ０１株）の増殖を示す図。
【図３１】実施例２１における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図３２】実施例２２における菌（ＪＭ１株）の増殖を示す図。
【図３３】実施例２３における菌（ＴＬ１株）の増殖を示す図。
【図３４】実施例２４における菌（ＴＬ１株）の増殖を示す図。
【図３５】実施例２５における菌（ＴＬ２株）の増殖を示す図。
【図３６】実施例２６における菌（ＴＬ２株）の増殖を示す図。
【図３７】実施例２７における菌（ＫＢ１株）の増殖を示す図。
【図３８】実施例２８における菌（ＫＢ１株）の増殖を示す図。
【図３９】実施例２９における菌（ＫＢ２株）の増殖を示す図。
【図４０】実施例３０における菌（ＫＢ２株）の増殖を示す図。[0001]
[Industrial applications]
The present invention relates to a method for biodegrading an aromatic compound and / or an organochlorine compound, in particular, purification of an aqueous medium such as wastewater or wastewater containing an aromatic compound and / or an organochlorine compound, restoration of soil contaminated by the same, And a biodegradation purification method useful for purification of air (gas phase) contaminated by an organic chlorine compound.
[0002]
[Prior art]
In recent years, environmental pollution by organic chlorine compounds that are harmful to living organisms and are hardly decomposable has become a major problem. In particular, it is believed that contamination by organic chlorine compounds such as tetrachloroethylene (PCE), trichloroethylene (TCE), and dichloroethylene (DCE) has spread to a considerable extent in soil in high-tech industrial areas such as domestic and overseas IC factories. There have been many reports of cases actually detected by environmental surveys. It is said that those organochlorine compounds remaining in soil are dissolved in groundwater by rainwater or the like and spread throughout the surrounding area. Such compounds are suspected of carcinogenicity and reproductive toxicity, and are very stable in the environment. In particular, pollution of groundwater used as a water source for drinking water is regarded as a major social problem.
[0003]
Therefore, purification of aqueous media such as contaminated groundwater, soil, and the associated gas phase by removal and decomposition of organochlorine compounds is an important issue from the viewpoint of environmental conservation. Is being developed.
[0004]
For example, adsorption treatment with activated carbon, decomposition treatment with light or heat, and the like have been studied, but are not always practical in terms of cost and operability.
[0005]
On the other hand, microorganisms have recently been reported to decompose organochlorine compounds such as TCE, which are stable in the environment, and studies for practical use have begun. In other words, in biodegradation treatment using microorganisms, it is possible to decompose organic chlorine compounds to harmless substances by selecting microorganisms to be used, basically no special chemicals are required, and labor and cost for maintenance can be reduced. There are advantages such as. Reports isolated from microorganisms having the ability to decompose organochlorine compounds include, for example, as TCE-degrading bacteria, Welcia alkenophila sero 5 (USP 4,877,736, ATCC 53570), Welcia alkenophila sero 33 (USP 4,877,736, ATCC 53571), Methyl. strain M (Agric. Biol. Chem., 53, 2903 (1989), Biosci. Biotech. Biochem., 56, 486 (1992), 56, 736 (1992)), and Methylosinus trichosporium. Natl. Meet. Dev. Environ. Microbiol., 29, 365 (1989), Appl. Environ. Microbiol., 55, 3155 (1989), Appl. Biochem. Biotechnol., 28, 877 (1991-1991). JP-A-92-274, JP-A-03-292970), Methylomonas sp. MM2 (Appl. Environ. Microbiol., 57, 236 (1991)), Alcaligenes denitrificans ssp. xylosoxidans JE75 (Arch. microbiol., 154, 410 (1990)), Alcaligenes eutrophus JMP134 (Appl. Environ. Microbiol., 56, 1179 (1190), Alcaligenes eubios a. Gen. Microbiol., 82, 163 (1974), Appl. Environ. Microbiol., 54, 2960 (1989), ATCC 29678), Pseudomonas putida BH (Sewerage Association Journal, 24, 27 (1987)), Acetonet. G4 (Ap pl.Environ.Microbiol., 52,383 (1986), 53,949 (1987), 54,951 (1989), 56,279 (1990), 57,193 (1991), USP 4925802, ATCC. 53617, this bacterium was originally classified as Pseudomonas cepacia, but was changed to Acinetobacter sp.), Pseudomonas mendocina KR-1 (Bio / technol., 7, 282 (1989), and a first epson ed. Microbiol., 54, 1703 (1988) and 54, 2578 (1988)), Pseudomonas fluorescens PFL12 ( pvi.Environ.Microbiol., 54, 2578 (1988)), Pseudomonas fluorescens NRRL-B-18296 (USP 4,853,334), Pseudomonas putida KWI-9, Japanese Unexamined Patent Publication No. Hei 06-7073K1. No. 227,770), Nitrosomonas europaea (Appl. Environ. Microbiol., 56, 1169 (1990)), Lactobacillus fructivorans RE (Int. J. Syst. Bacteriol. , 30, 313 (1980); Appl. Bacteriol. , 34, 541 (1971)), Lactobacillus vaginalis sp. nov (lnt. J. Syst. Bacteriol., 39, 368 (1989), ATCC 49540) and the like are known.
[0006]
[Problems to be solved by the invention]
However, when these degrading bacteria are used for actual environmental purification treatment, there is a microorganism that originally inhabits the environment. Especially in soil, 10 g / g⁷  From 10⁸  It is said that microorganisms, mainly bacteria, are present, and when trying to grow by adding a carbon source and spraying degrading bacteria, the indigenous microorganisms also grow at the same time, competing in the substrate (carbon source) and space. The relationship appears, and a problem arises in that the intended growth and decomposition activity of the degrading bacteria are not sufficiently achieved.
[0007]
An object of the present invention is to selectively improve the growth and activity of the target decomposing bacteria, thereby efficiently decomposing aromatic compounds and / or organochlorine compounds, especially drainage, wastewater, groundwater, etc. An object of the present invention is to provide a method for efficiently decomposing and purifying an aromatic compound and / or an organic chlorine compound contained in an environment such as an aqueous medium, a soil, and a gas phase.
[0008]
[Technology to solve the problem]
The above object is achieved by the present invention described below.
[0009]
That is, the present inventorsOxygenase (oxygenase) By expressingMicroorganisms capable of decomposing contaminants such as aromatic compounds and / or organochlorine compounds, selectively grow the microorganisms against competitor microorganisms originally present in the environment, and selectively improve the decomposition activity. Such a carbon source is given twice or more times, and is brought into contact with an aqueous medium containing an aromatic compound and / or an organochlorine compound, soil, and a gaseous phase, so that the aqueous medium, the soil, and A method for efficiently decomposing and purifying aromatic compounds and / or organochlorine compounds in the gas phase has been found.
[0010]
Usually, various media have been devised for the culture of microorganisms according to the type of microorganism and the purpose of the experiment, but basically, carbon sources, nitrogen sources, inorganic salts, and special It must contain all required substances (vitamin, amino acid, nucleic acid base, etc.).
[0011]
Generally, in order to grow microorganisms such as bacteria in a short period of time, yeast extract, meat extract, peptone, casamino acid, CSL (Corn step liquid), SVP (Soluble vegetable protein), malt extract, waste bees sugar, etc. And a complete nutrient medium such as a 2 × YT medium or an LB medium, which is a combination thereof, is effective and is often used as a growth medium in pure culture. Due to its properties, such a complete nutrient medium contains a wide variety of carbon sources such as amino acids, saccharides, and organic acids, and can be used as substrates by a great number of microorganisms.
[0012]
Therefore, when added to the environment together with the target decomposing bacteria, various microorganisms originally existing in the environment grow uniformly. This means that environmental microorganisms that grow uniformly with the target decomposing bacteria compete for various factors such as substrate, space, and oxygen, so that the growth and decomposition activity of the target degrading bacteria can be sufficiently obtained. Can result in the inability to do so.
[0013]
On the other hand, when the growth substrate is single or limited, the number of microorganisms that can efficiently assimilate the growth substrate is limited as compared with the case of a completely nutrient natural medium. Such a medium is called a selection medium, and is used for, for example, enrichment culture or screening of microorganisms for a certain purpose from the environment where various microorganisms are present.
[0014]
Therefore, a carbon source that can efficiently assimilate the target decomposing bacterium and is hardly assimilated by microorganisms in the target environment is selected, and divided into two or more times. By adding to the environment, the growth of microorganisms present in the environment as a whole is suppressed, and the intended degrading bacteria are selectively grown, and as a result, the aromatic compounds and / or organochlorine compounds in the environment can be efficiently used. It is possible to decompose and purify it.
[0015]
Microorganisms used in the present invention can include the following bacterial species or strains that are microorganisms capable of degrading aromatic compounds and / or organochlorine compounds by expressing oxygenase:
(A): Corynebacterium species J1 strain (Corynebacterium sp.J1, Accession No.FERM BP-5102, Ministry of International Trade and Industry, Life Science and Technology Institute)
(B): Corynebacterium species JM1 strain (Corynebacterium sp.JM1, Accession No. FERM P-14727, Ministry of Economy, Trade and Industry)
(C): Pseudomonas species TL1 strain (Pseudomonas sp.TL1, Accession No .: FERM-P14726, Ministry of Economy, Trade and Industry)
(D): Pseudomonas Alcaligenes KB2 stock (Pseudomonas alcaligenes KB2 , Ministry of International Trade and Industry, Biotechnology, Industrial Technology Research Institute : FERM P-14644)
(E): Alcaligenes species TL2 strain (Alcaligenes sp.TL2, Ministry of International Trade and Industry, Biotechnology and Industrial Technology Research Institute accession number: FERM-14642), and
(F): Vibrio Species KB1 stock (Vibrio sp.KB1 , Ministry of International Trade and Industry, Biotechnology, Industrial Technology Research Institute : FERM P-14643).
In addition, in addition to the species or strains listed here, Corynebacterium (Corynebacterium), Pseudomonas (Pseudomonas), Acinetobacter (Acinetobacter), Alcaligenes (Alcaligenes), Vibrio (Vibrio), Nocardia (Nocardia) ), Bacillus (Bacillus), Lactobacillus (Lactobacillus), Achromobacter (Achromobacter), Arthrobacter (Arthrobacter), Micrococcus (Micrococcus), Mycobacterium (Mycobacterium), Methylosinus (Methylosinus) ) Genus, Methylomonas (Methylomonas), Berchia (Welchia), Methylocystis (Methylocystis), Nitrozomonas (Nitrosomonas), Saccharomyces (Saccharomyces), Candida (Candida), microorganism belonging to the genus Torulopsis. Any microorganism can be suitably used as long as it has the same mechanism and the same decomposition ability.
[0016]
Specific examples of the selective carbon source include organic acids such as pyruvic acid, citric acid, gluconic acid, α-ketoglutaric acid, itaconic acid, sodium malate, and sodium glutamate, and salts thereof, as shown in Examples. However, any substance may be used as long as it can selectively enhance the growth and activity of the target degrading bacteria.
[0017]
As a method of adding the carbon source, it is preferable that the microorganism is first brought into contact with the carbon source at the time of introduction of the microorganism in order to allow logarithmic growth of the pollutant-degrading microorganism introduced into the medium.
[0018]
The timing of the second or subsequent contact is preferably at least one of the logarithmic growth period and the stable growth period of the microorganism. Particularly, additional contact during the logarithmic growth period stably decomposes pollutants. Especially preferred above.
[0019]
Further, the concentration of the carbon source is preferably slightly lower than the optimum concentration for the microorganism.
[0020]
The inorganic salt medium used for culturing the microorganism used in the present invention may be any medium that is necessary for the growth of a normal microorganism and can grow the microorganism. For example, a selective carbon source may be added to the M9 medium. It is also possible to culture with the added one.
[0021]
The composition of the M9 medium is shown below.
[0022]
Na₂  HPO₄  : 6.2 g
KH₂  PO₄  : 3.0 g
NaCl: 0.5 g
NH₄  Cl: 1.0 g (in 1 liter of medium; pH 7.0)
The culture can be performed under aerobic conditions, and may be a liquid culture or a solid culture. The culture temperature is desirably about 15 ° C to 30 ° C.
[0023]
The decomposition treatment of the aromatic compound and / or the organochlorine compound in the present invention can be performed by bringing the aromatic compound and / or the organochlorine compound in the aqueous medium, the soil, and the gas phase into contact with the decomposing microorganism. it can. The microorganisms can be contacted with the aromatic compound and / or the organochlorine compound by any method as long as the microorganisms can exhibit decomposition activity, using various methods such as a batch method, a semi-continuous method, and a continuous method. Can be implemented. The microorganism can be used in a semi-fixed state or by immobilization on a suitable carrier. An object to be treated such as a waste liquid, soil, or a gaseous phase may be subjected to various treatments as necessary.
[0024]
The decomposition treatment of the aromatic compound and / or the organochlorine compound in the aqueous medium in the present invention can be performed by bringing the aromatic compound and / or the organochlorine compound present in the aqueous medium into contact with the decomposing microorganism. The main use forms are described below, but the present invention is not limited to these forms, and can be used for purification treatment of aromatic compounds and / or organochlorine compounds in any aqueous medium.
[0025]
For example, the simplest method is to introduce the degrading microorganisms directly into an aqueous medium contaminated with aromatic compounds and / or organic chlorine compounds. In this case, it is necessary to adjust the pH, salt concentration, temperature of the aqueous medium, the concentration of contaminants, and the like, but the decomposing microorganisms maintain their decomposing activity unless they are extremely acidic or alkaline and have a high salt concentration.
[0026]
As another application form, a culture tank is provided, the degrading microorganisms are cultured, and an aqueous medium contaminated with an aromatic compound and / or an organic chlorine compound is introduced into the culture tank at a predetermined flow rate to be decomposed. is there. The introduction and drainage of the aqueous medium may be carried out continuously, but it is also possible to carry out the treatment intermittently or batchwise according to the treatment capacity. Such control may be optimized by controlling the system according to the concentration of the aromatic compound and / or the organic chlorine compound.
[0027]
Furthermore, a form in which the decomposed microorganisms are adhered to a carrier, for example, soil particles and the like, filled in a reaction layer, and an aromatic compound and / or an organic chlorine compound-contaminated aqueous medium is introduced into the reaction tank to perform a decomposition treatment. is there. The carrier used in this case is not limited to soil particles, and any carrier can be used. However, it is more preferable that the carrier has an excellent ability to retain microorganisms and does not impair air permeability. For example, various materials commonly used in bioreactors conventionally used in the pharmaceutical industry, the food industry, wastewater treatment systems, and the like can be used as materials that provide a habitat for microorganisms. More specifically, porous glass, ceramics, metal oxides, activated carbon, kaolinite, bentonite, zeolite, silica gel, alumina, inorganic particulate carriers such as anthracite, starch, agar, chitin, chitosan, polyvinyl alcohol, alginic acid And gel-like carriers such as polyacrylamide, carrageenan, agarose and gelatin, ion-exchangeable cellulose, ion-exchange resin, cellulose derivatives, glutaraldehyde, polyacrylic acid, polyurethane, polyester and the like. Cellulose-based materials such as cotton, hemp and paper, and ligulin-based materials such as wood flour and bark can also be used as natural products.
[0028]
The decomposition treatment of the aromatic compound and / or the organochlorine compound in the soil in the present invention can be performed by bringing the aromatic compound and / or the organochlorine compound present in the soil into contact with the decomposing microorganism. The main uses are described below, but the present strain is not limited to these forms, and can be used for purification treatment of aromatic compounds and / or organochlorine compounds in any soil.
[0029]
For example, the simplest method is to introduce the degrading microorganisms directly into soil contaminated with aromatic compounds and / or organic chlorine compounds. As a method of introduction, there is a method in which the treatment is carried out by spraying on the soil surface, and in the case of treatment in a relatively deep stratum, a treatment is carried out by introducing from a well inserted into the ground. Further, when pressure is applied by air, water, or the like, the degrading microorganisms spread over a wide range, which is more effective. In this case, it is necessary to adjust various conditions in the soil so as to be suitable for the degrading microorganism. However, the growth of the degrading microorganism is more accelerated in the presence of a carrier such as soil particles. It is convenient.
[0030]
Further, the decomposed microorganisms are adhered to a carrier, filled in a reaction tank, and the reaction tank is introduced into a soil, which is contaminated with an aromatic compound and / or an organic chlorine compound, mainly into an aquifer for decomposition treatment. Is performed. The form of the reaction tank is desirably one that can cover a wide range in the soil, such as a fence or a film. In this case, any carrier can be used, but it is more preferable that the carrier has an excellent ability to retain microorganisms and does not impair air permeability. For example, various materials commonly used in bioreactors conventionally used in the pharmaceutical industry, the food industry, wastewater treatment systems, and the like can be used as materials that provide a habitat for microorganisms. More specifically, porous glass, ceramics, metal oxides, activated carbon, kaolinite, bentonite, zeolite, silica gel, alumina, inorganic particulate carriers such as anthracite, starch, agar, chitin, chitosan, polyvinyl alcohol, alginic acid And gel-like carriers such as polyacrylamide, carrageenan, agarose and gelatin, ion-exchangeable cellulose, ion-exchange resin, cellulose derivatives, glutaraldehyde, polyacrylic acid, polyurethane, polyester and the like. Cellulose-based materials such as cotton, hemp and paper, and lignin-based materials such as wood flour and bark can also be used as natural products.
[0031]
The decomposition treatment of the aromatic compound and / or the organic chlorine compound in the gas phase in the present invention can be performed by bringing the aromatic compound and / or the organic chlorine compound present in the gas phase into contact with the decomposition microorganism. . The main uses are described below, but the present strain is not limited to these forms and can be used for purification treatment of any gas phase contamination of aromatic compounds and / or organochlorine compounds in the gas phase.
[0032]
For example, there is a form in which a culture tank is provided, the degrading microorganism is cultured, and a gas contaminated with an aromatic compound and / or an organic chlorine compound is introduced into the culture tank at a predetermined flow rate to be decomposed. There is no particular limitation on the method of introducing gas, but it is more preferable that the culture solution is stirred by the gas introduction method to promote aeration. The introduction and exhaust of the gas may be performed continuously, but may be performed intermittently or batchwise according to the processing capacity. Such control may be optimized by system control in accordance with the concentration of the organic chlorine compound.
[0033]
As another application form, the decomposed microorganisms are adhered to a carrier, for example, soil particles and the like, packed in a reaction layer, and an aromatic compound and / or an organic chlorine compound contaminated gas is introduced into the reaction tank to perform a decomposition treatment. Is performed. The carrier used in this case is not limited to soil particles, and any carrier can be used. However, it is more preferable that the carrier has an excellent ability to retain microorganisms and does not impair air permeability. For example, various materials commonly used in bioreactors conventionally used in the pharmaceutical industry, the food industry, wastewater treatment systems, and the like can be used as materials that provide a habitat for microorganisms. More specifically, porous glass, ceramics, metal oxides, activated carbon, kaolinite, bentonite, zeolite, silica gel, alumina, inorganic particulate carriers such as anthracite, starch, agar, chitin, chitosan, polyvinyl alcohol, alginic acid And gel-like carriers such as polyacrylamide, carrageenan, agarose and gelatin, ion-exchangeable cellulose, ion-exchange resin, cellulose derivatives, glutaraldehyde, polyacrylic acid, polyurethane, polyester and the like. Cellulose-based materials such as cotton, hemp and paper, and lignin-based materials such as wood flour and bark can also be used as natural products.
[0034]
The purification of the pollutant gas may be carried out by introducing a bacterium after preliminarily filling a substance to be a carrier, or by pre-culturing. In order to perform the decomposition reaction more efficiently, the above-described carbon source, water content, oxygen concentration, and the like are preferably maintained at desired conditions. In addition, the ratio of the amount of water to the carrier in the reaction tank may be appropriately selected depending on the amount and concentration of the gas to be treated, and the form of the reaction tank may be appropriately determined based on the growth and permeability of the microorganisms. Consideration should be given to promote contact with, for example, a column, a tube, a tank, and a box type can be used. Furthermore, a unit having such a shape may be unitized with an exhaust duct, a filter, or the like, or some units may be connected in accordance with the capacity.
[0035]
The contaminated gas may be initially adsorbed on the carrier material, and there are rare cases where the effect of using microorganisms is not well observed.However, after a certain period of time, the contaminants attached to the carrier material are decomposed, and The adsorption of the contaminant again on the surface of the decomposed material regenerates the adsorptivity to the carrier material. In this way, a certain degree of decomposition can always be expected without saturating the decontamination ability.
[0036]
The method of the present invention can be applied to wastewater treatment, soil treatment, and air treatment in both closed and open systems. The microorganisms may be fixed on a carrier or the like, or various methods for promoting growth may be used in combination.
[0037]
【Example】
Embodiment 1 FIG.Effect of pyruvate on growth of J1 strain and growth control of environmental microorganisms (liquid culture system)
A colony of the J1 strain on an M9 agar medium containing 0.2% of yeast extract was inoculated into 200 ml of M9 medium containing 0.2% of yeast extract in a 500 ml Sakaguchi flask, and cultured with shaking at 25 ° C. for 24 hours. .
[0038]
Next, 200 ml of water collected from a considerably polluted reservoir in Atsugi City, Kanagawa Prefecture, was added to four 500 ml Sakaguchi flasks, and yeast extract was added to two of them and pyruvate was added to two of them as carbon sources. After adding 1%, each of the J1 strains cultured as described above was added to each of 10 strains.⁴The cells were added at about cells / ml and cultured at 25 ° C. with shaking at 120 rpm, and the number of bacteria was measured over time. Pyruvic acid was added three times at an interval of 0.1% every 12 hours. The number of bacteria was measured by colony counting on M9 agar medium containing 0.2% of yeast extract. The results are shown in FIG.
[0039]
In the case of yeast extract, the J1 strain and environmental microorganisms grew equally. In contrast, in the case of pyruvic acid, the J1 strain showed better results in the final number of cells and its persistence than in the case of yeast extract, whereas the growth of environmental microorganisms was clearly inferior, It was possible to grow the J1 strain selectively.
[0040]
Embodiment 2. FIG.Effect of pyruvate on degradation of aromatic compounds by J1 strain (liquid culture system)
To a medium prepared in the same manner as in Example 1, phenol, o-cresol, m-cresol, p-cresol, and toluene were each added at 300 ppm (100 ppm of toluene only) as substances to be decomposed, and the J1 strain was cultured as described above. After inoculating 0.1 ml of the bacterial solution, the cells were cultured with shaking at 25 ° C. and 120 rpm, and the decrease of each compound over time was measured. In addition, pyruvic acid was added three times like Example 1. The measurement was performed for phenol and cresol by liquid chromatography (spectrophotometric detector), and for toluene by gas chromatography (FID detector), and the residual ratio to the initial concentration was shown. The results are shown in FIG. 2 (phenol), FIG. 3 (o-cresol), FIG. 4 (m-cresol), FIG. 5 (p-cresol), and FIG. 6 (toluene).
[0041]
In the case of yeast extract, the initial decomposition of each aromatic compound was rapid, but the decomposition stopped halfway, whereas almost complete decomposition was observed in the system to which pyruvic acid was added.
[0042]
Embodiment 3 FIG.Effect of pyruvate on TCE degradation by strain J1 (liquid culture system) Phenol was added to the medium used in Example 1 as a TCE degradation inducer to 200 ppm, TCE was added to 10 ppm, and 5 ml was added to 25 ml. After inoculating 0.1 ml of the bacterial solution of the J1 strain cultured as described above, completely sealed with a butyl rubber stopper and an aluminum cap, culturing with shaking at 120 rpm at 25 ° C., and decreasing TCE with time. Was measured. Pyruvic acid was added three times as in Example 1. The amount of TCE was quantified by gas chromatography (FID detector) by the headspace method. As a control, the amount of TCE in the same experimental system but without the JM1 strain was also determined. The rate was determined. FIG. 7 shows the results.
[0043]
The initial decomposition was better in the yeast extract-added system, but the decomposition was stopped halfway, and finally the decomposition was significantly advanced in the pyruvate-added system with few competitor microorganisms.
[0044]
Embodiment 4. FIG.Effect of pyruvate on degradation of DCE by J1 strain (liquid culture system)
The substances to be decomposed in the medium were cis-1,2-dichloroethylene (cis-1,2-DCE), trans-1,2-dichloroethylene (trans-1,2-DCE) and 1,1-dichloroethylene (1,1). -DCE) The decrease in DCE over time was measured in the same manner as in Example 3 except that each was set to 10 ppm. The results are shown in FIG. 8 (cis-1,2-DCE), FIG. 9 (trans-1,2-DCE), and FIG. 10 (1,1-DCE).
[0045]
In each case, the same results as in the case of the TCE decomposition of Example 3 were obtained, indicating the effect of pyruvic acid.
[0046]
Embodiment 5 FIG.Effect of sodium malate on growth control of JM1 strain and growth of environmental microorganisms (liquid culture system)
A colony of the JM1 strain on M9 agar medium containing 0.5% sodium malate was inoculated into 200 ml of M9 medium containing 1.0% sodium malate in a 500 ml Sakaguchi flask, and cultured with shaking at 25 ° C. for 24 hours. went.
[0047]
200 ml of the same water as used in Example 1 was added to four 500 ml Sakaguchi flasks, and 0.1% of yeast extract was added to two of them and sodium malate was added to two of them as carbon sources. Added to 1%. Further, 10 strains of the JM1 strain, each of which was cultured as described above, were⁴The cells were added at about cells / ml and cultured with shaking at 120 rpm at 25 ° C., and the number of bacteria was measured over time. The number of bacteria was measured by colony counting on M9 agar medium containing 0.2% of yeast extract. In addition, sodium malate was added four times every 8 hours corresponding to 0.1%. The results are shown in FIG.
[0048]
In the case of yeast extract, the JM1 strain and environmental microorganisms grew equally. In contrast, in the case of sodium malate, the JM1 strain showed better results in the final number of bacteria and its persistence than in the case of yeast extract, whereas the growth of environmental microorganisms was clearly inferior. , JM1 strain could be selectively grown.
[0049]
Embodiment 6 FIG.    Effect of sodium malate on degradation of phenol by JM1 strain (liquid culture system)
To a medium prepared in the same manner as in Example 5, 300 ppm of phenol was added as a substance to be decomposed, and 0.1 ml of the bacterial solution of the JM1 strain cultured as described above was inoculated, followed by shaking culture at 25 ° C. and 120 rpm, and aging. The reduction of each compound was measured. Note that sodium malate was added four times in the same manner as in Example 5. The measurement was performed by liquid chromatography (spectrophotometric detector), and the residual ratio with respect to the initial concentration was shown. The results are shown in FIG.
[0050]
Initial decomposition was better in the yeast extract-added system, but the decomposition stopped halfway, whereas almost complete decomposition was observed in the system added with sodium malate.
[0051]
Embodiment 7 FIG.    Effect of sodium malate on degradation of TCE by JM1 strain (liquid culture system)
After adding TCE to the medium used in Example 5 at 10 ppm, 5 ml was poured into a 25 ml vial, and 0.1 ml of the bacterial solution of the JM1 strain cultured as described above was inoculated. The cells were completely sealed with an aluminum cap, cultured with shaking at 25 ° C. and 120 rpm, and the decrease in TCE was measured over time. Note that sodium malate was added four times in the same manner as in Example 5. The amount of TCE was quantified by gas chromatography (FID detector) by the headspace method. As a control, the amount of TCE in the same experimental system but without the JM1 strain was also determined. The rate was determined. FIG. 13 shows the results.
[0052]
As in the case of the phenol degradation in Example 6, the initial degradation was better in the yeast extract-added system, but finally the degradation proceeded in the sodium malate-added system with few competitor microorganisms.
[0053]
Embodiment 8 FIG.    Effect of sodium malate on degradation of DCE by JM1 strain (liquid culture system)
The substances to be decomposed in the medium were cis-1,2-dichloroethylene (cis-1,2-DCE), trans-1,2-dichloroethylene (trans-1,2-DCE) and 1,1-dichloroethylene (1,1). -DCE) The decrease in DCE over time was measured in the same manner as in Example 7 except that each was set to 10 ppm. The results are shown in FIG. 14 (cis-1,2-DCE), FIG. 15 (trans-1,2-DCE), and FIG. 16 (1,1-DCE).
[0054]
In the case of cis-1,2-DCE and trans-1,2-DCE, the initial degradation was better in the yeast extract-added system as in the case of the TCE degradation in Example 7, but finally the competition was Degradation progressed in the sodium malate-added system with few microorganisms, and in 1,1-DCE, the sodium malate-added system was superior to the initial stage of the degradation.
[0055]
Embodiment 9 FIG.    Effect of sodium glutamate on growth of KK01 strain and growth control of environmental microorganisms (liquid culture system)
A colony of the KK01 strain on M9 agar medium containing 0.2% sodium glutamate was inoculated into 200 ml of M9 medium containing 0.2% sodium glutamate in a 500 ml Sakaguchi flask, followed by shaking at 30 ° C. for 18 hours. .
[0056]
200 ml of the same water as used in Example 1 was added to four 500 ml Sakaguchi flasks, and 0.1% of yeast extract was added to two of them and 0.05% of sodium glutamate was added to the other two as carbon sources. %. Further, the KK01 strain cultured as described above for one strain each was 10 strains.⁴The cells were added at about cells / ml and cultured with shaking at 30 ° C. and 120 rpm, and the number of bacteria was measured over time. In addition, sodium glutamate was added four times every 6 hours corresponding to 0.05%. The number of bacteria was measured by colony counting on M9 agar medium containing 0.2% of yeast extract. The results are shown in FIG.
[0057]
In the case of yeast extract, the KK01 strain and environmental microorganisms grew equally. In contrast, in the case of sodium glutamate, the KK01 strain showed better results in the final number of bacteria and its persistence than in the case of yeast extract, whereas the growth of environmental microorganisms was clearly inferior, It was possible to grow the KK01 strain selectively.
[0058]
Embodiment 10 FIG.    Effect of sodium glutamate on phenol degradation by KK01 strain (liquid culture system)
To a medium prepared in the same manner as in Example 9, 600 ppm of phenol was added as a substance to be decomposed, and 0.1 ml of the bacterial solution of the KK01 strain cultured as described above was inoculated, followed by shaking culture at 30 ° C. and 120 rpm, and aging. The reduction of each compound was measured. Note that sodium glutamate was added four times as in Example 9. The measurement was performed by liquid chromatography (spectrophotometric detector), and the residual ratio with respect to the initial concentration was shown. FIG. 18 shows the results.
[0059]
In the yeast extract-added system, the decomposition was stopped halfway, whereas in the sodium glutamate-added system, it was almost completely decomposed, indicating the superiority of the sodium glutamate-added system to the phenol degradation over the yeast extract-added system.
[0060]
Embodiment 11 FIG.    Effect of sodium glutamate on TCE degradation by KK01 strain (liquid culture system)
TCE was added to the medium used in Example 9 at 10 ppm, phenol was added as a TCE degradation inducer to 200 ppm, and 5 ml was injected into a 25 ml vial, and the KK01 strain of the KK01 strain cultured as described above was added. After inoculating 0.1 ml of the bacterial solution, the cells were completely sealed with a butyl rubber stopper and an aluminum cap, cultured with shaking at 30 ° C. and 120 rpm, and the decrease in TCE was measured over time. Note that sodium glutamate was added four times as in Example 9. The amount of TCE was quantified by gas chromatography (FID detector) by the headspace method. As a control, the amount of TCE in the same experimental system but without the KK01 strain was also determined. The rate was determined. The result is shown in FIG.
[0061]
As in the case of the phenol degradation of Example 10, the superiority of TCE degradation in the sodium glutamate added system over the yeast extract added system was shown.
[0062]
Embodiment 12 FIG.    Effect of sodium glutamate on DCE degradation by KK01 strain (liquid culture system)
The substances to be decomposed in the medium were cis-1,2-dichloroethylene (cis-1,2-DCE), trans-1,2-dichloroethylene (trans-1,2-DCE) and 1,1-dichloroethylene (1,1). -DCE) The decrease in DCE over time was measured in the same manner as in Example 11 except that each was set to 10 ppm. The results are shown in FIG. 20 (cis-1,2-DCE), FIG. 21 (trans-1,2-DCE), and FIG. 22 (1,1-DCE).
[0063]
Similar to the TCE degradation in Example 11, the superiority of each DCE degradation in the sodium glutamate added system over the yeast extract added system was shown.
[0064]
Embodiment 13 FIG.    Effect of pyruvate on growth of J1 strain and growth control of indigenous microorganisms (15 ° C, brown forest soil)
1 ml of M9 medium containing 0.1% pyruvate or 0.1% yeast extract was poured into a 15 ml sterile tube, and 4 g of brown forest soil collected from Atsugi, Kanagawa Prefecture was added. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the JM1 strain cultured as described above, the cotton stopper was used, and the culture was allowed to stand at 15 ° C., which is close to the actual temperature in the soil. went. Pyruvic acid was added in an amount equivalent to 0.1% after 24 hours and after 36 hours. The number of bacteria was measured by colony counting on an M9 agar medium containing 0.2% of yeast extract, after adding 5 ml of sterile water to the tube and sequentially diluting the supernatant extracted by stirring for 1 minute. The results are shown in FIG.
[0065]
In the case of the yeast extract, the indigenous microorganisms grew better than the J1 strain, whereas in the case of pyruvate, the indigenous microorganisms grew significantly worse than the J1 strain, and the J1 strain grew selectively. Was possible.
[0066]
Embodiment 14 FIG.    Effect of pyruvate on degradation of phenol in soil by J1 strain (15 ° C, brown forest soil)
1 ml of M9 medium containing 600 ppm of phenol and 0.1% pyruvic acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml sterile tube, and 4 g of brown forest soil as in Example 13 was added. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the J1 strain cultured in the same manner as in Example 1, the cotton stopper was used, the culture was allowed to stand at 15 ° C., which is close to the actual temperature in soil, and the phenol concentration was measured over time. In addition, pyruvic acid was added twice more as in Example 13. The amount of phenol was determined by adding 5 ml of sterilized water to the tube, extracting the phenol in the supernatant extracted by stirring for 1 minute, and detecting the phenol in the supernatant by the JIS method using aminoantipyrine (JIS K0102-1993, 28.1). The results are shown in FIG.
[0067]
Initially, the decomposition was advanced in the yeast extract-added system, but the decomposition was stopped halfway, and finally the pyruvate-added system clearly degraded.
[0068]
Embodiment 15 FIG.    Effect of pyruvate on degradation of TCE in soil by J1 strain (15 ° C, brown forest soil)
1 ml of M9 medium containing 50 ppm of TCE, 300 ppm of phenol as a TCE degradation inducer, and 0.1% pyruvic acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml screw vial with a Teflon inner lid, and brown as in Example 13. After adding 4 g of forest soil and inoculating with 0.1 ml of the bacterial solution of the J1 strain cultured as in Example 1, the whole was completely sealed, and the culture was allowed to stand at 15 ° C., which is close to the actual temperature in soil. In addition, pyruvic acid was added twice more as in Example 13.
[0069]
The amount of TCE was extracted by stirring with 5 ml of n-hexane for 3 minutes, optionally diluted 10 times, and quantified by gas chromatography (ECD detector) to measure the decrease in TCE with time. As a control, the amount of TCE in a similar experimental system without the addition of the J1 strain was also determined, and the residual ratio of the control to the amount of TCE was determined. The results are shown in FIG.
[0070]
As in the case of the phenol degradation in Example 14, the yeast extract-added system initially degraded, but stopped halfway, and finally the pyruvate-added system clearly degraded.
[0071]
Embodiment 16 FIG.    Effect of sodium malate on growth of JM1 strain and growth control of indigenous microorganisms (15 ° C, fine sand)
1 ml of M9 medium containing 0.1% sodium malate or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml sterile tube, 4 g of Tosago Sahara was added, and half of the JM1 cultured as in Example 5 was added. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the strain, the cotton stopper was used, the culture was allowed to stand at 15 ° C., which is close to the actual temperature in the soil, and the numbers of the JM1 strain and the indigenous microorganisms were measured over time. Note that sodium malate was added in an amount equivalent to 0.1% four times every 12 hours. The number of bacteria was measured by colony counting on an M9 agar medium containing 0.2% of yeast extract, after adding 5 ml of sterile water to the tube and sequentially diluting the supernatant extracted by stirring for 1 minute. The results are shown in FIG.
[0072]
In the case of yeast extract, indigenous microorganisms grow better than the JM1 strain, and the number of JM1 strains is not maintained, whereas in the case of sodium malate, the growth of indigenous microorganisms is clearly higher than that of the JM1 strain. And it was possible to grow the JM1 strain selectively.
[0073]
Embodiment 17 FIG.    Effect of sodium malate on degradation of phenol in soil by JM1 strain (15 ° C, fine sand)
1 ml of M9 medium containing 600 ppm of phenol and 0.5% sodium malate or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml sterile tube, and 4 g of Tosago Sahara was added. Further, half of them were cultured as in Example 5. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the JM1 strain thus obtained, the cells were capped with cotton, allowed to stand and cultured at 15 ° C. close to the actual temperature in soil, and the phenol concentration was measured over time. In addition, sodium malate was added four more times as in Example 16. The amount of phenol was determined by adding 5 ml of sterilized water to the tube, extracting the phenol in the supernatant extracted by stirring for 1 minute, and detecting the phenol in the supernatant by the JIS method using aminoantipyrine (JIS K0102-1993, 28.1). The results are shown in FIG.
[0074]
In the yeast extract-added system, the decomposition was stopped halfway, and finally the sodium malate-added system clearly degraded.
[0075]
Embodiment 18 FIG.    Effect of sodium malate on degradation of TEC in soil by JM1 strain (15 ° C, fine sand)
Inject 1 ml of M9 medium containing 50 ppm of TCE and 0.5% sodium malate or 0.1% yeast extract into a 15 ml screw vial with Teflon inner lid, add 4 g of Tosago Sahara, and culture as in Example 5. After inoculating 0.1 ml of the bacterial solution of the JM1 strain thus obtained, the cells were completely sealed, and cultured at 15 ° C. which was close to the actual temperature in the soil. In addition, sodium malate was added four more times as in Example 16. The amount of TCE was extracted by stirring with 5 ml of n-hexane for 3 minutes, optionally diluted 10-fold and quantified by gas chromatography (ECD detector), and the decrease in TCE over time was measured. As a control, the amount of TCE in the same experimental system without the addition of the JM1 strain was also determined, and the residual ratio of the control relative to the amount of TCE was determined. The results are shown in FIG.
[0076]
Initially, the decomposition was more advanced in the yeast extract-added system, but the decomposition almost stopped from around the second day, and finally the sodium malate-added system clearly degraded.
[0077]
Embodiment 19 FIG.    Effect of Sodium Glutamate on Soil Phenol Degradation by KK01 Strain (15 ° C, Fine Sand)
1 ml of M9 medium containing 600 ppm of phenol and 0.05% sodium glutamate or 0.1% peptone was poured into a 15 ml sterile tube, 4 g of Tosago Sahara was added, and half of them were cultured as in Example 9. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the KK01 strain, the cells were capped with cotton, cultivated at 15 ° C. close to the actual temperature in the soil, and the phenol concentration was measured over time. In addition, sodium glutamate added 0.05% equivalent after 24 hours and 36 hours of culture. The amount of phenol was determined by adding 5 ml of sterilized water to the tube, extracting the phenol in the supernatant by stirring for 1 minute, and detecting the phenol in the supernatant by the JIS method using aminoantipyrine (JIS K0102-1993, 28.1). The results are shown in FIG.
[0078]
In the yeast extract-added system, the decomposition was stopped halfway, and finally the sodium glutamate-added system clearly degraded.
[0079]
Embodiment 20 FIG.    Effect of sodium glutamate on degradation of TCE in soil by KK01 strain (15 ° C, fine sand)
1 ml of M9 medium containing 50 ppm of TCE, 400 ppm of phenol as a TCE degradation inducer, and 0.05% sodium glutamate or 0.1% peptone was injected into a 15 ml screw vial with a Teflon inner lid, and 4 g of Tosago Sahara was added. After inoculating 0.1 ml of the bacterial solution of the KK01 strain cultured as in Example 9, the cells were completely sealed, and the cells were statically cultured at 15 ° C., which is close to the actual temperature in soil. In addition, sodium glutamate was added twice more as in Example 19. The amount of TCE was extracted by stirring with 5 ml of n-hexane for 3 minutes, optionally diluted 10 times, and quantified by gas chromatography (ECD detector) to measure the decrease in TCE with time. As a control, the amount of TCE in the same experimental system but without the KK01 strain was also determined, and the residual ratio of the control to the TCE amount was determined. The results are shown in FIG.
[0080]
Similar to the phenol degradation in Example 19, the degradation was stopped in the yeast extract-added system on the way, and finally the sodium glutamate-added system clearly degraded.
[0081]
Embodiment 21 FIG.    Effect of sodium malate on degradation of TCE in gas phase by soil aeration using JM1 strain
0.1 ml of the bacterial solution of the JM1 strain cultured in the same manner as in Example 5 was added to 30 ml of the M9 medium in a vial containing 0.2% yeast extract or 0.2% sodium malate. Added to the surface of the water. After sealing with a butyl rubber stopper and standing at 20 ° C. overnight, excess culture solution was decanted off. The air aerated in a saturated solution of TCE was flowed through the soil at a flow rate of 60 ml / min for 30 minutes, and then completely sealed with a butyl rubber stopper and an aluminum seal, followed by stationary culture at 20 ° C. In addition, sodium malate was added in an amount equivalent to 0.2% after 24 hours and 36 hours of culture. The amount of TCE was determined by gas chromatography using the headspace method, and the amount of TCE was measured over time. The results are shown in FIG.
[0082]
The results showed that sodium malate was superior in the decomposition treatment of TCE in the gas phase by soil aeration of the JM1 strain.
[0083]
Embodiment 22 FIG.    Effect of sodium malate on decomposition treatment of TCE in gas phase by continuous aeration of soil using JM1 strain
0.1 ml of the bacterial solution of the JM1 strain cultured in the same manner as in Example 5 was added to 30 ml of M9 medium in a vial containing 0.2% yeast extract or 0.2% sodium malate. Was added to the surface of the water. After sealing with a butyl rubber stopper and standing at 20 ° C. overnight, excess culture solution was decanted off. After this was completely sealed with a butyl rubber stopper and an aluminum seal, static culture was carried out at 20 ° C. while continuously aerating air in a saturated solution of TCE at a flow rate of 0.5 ml / min. In addition, sodium malate was added in an amount equivalent to 0.2% after 24 hours and 48 hours of culture. The amount of TCE was determined by quantifying the amount of TCE in the air flowing out by gas chromatography, and the amount of TCE was measured over time. The results are shown in FIG.
[0084]
These results showed the superiority of sodium malate in the decomposition treatment of TCE in the gas phase by continuous aeration of soil by the JM1 strain.
[0085]
Embodiment 23 FIG.    Effect of citric acid on degradation of phenol in soil by TL1 strain (15 ℃, loam soil)
A TL1 colony on M9 agar medium containing 0.1% citric acid and 0.02% yeast extract was inoculated into 200 ml of M9 medium containing 0.1% citric acid in a 500 ml Sakaguchi flask and incubated at 25 ° C. Shaking culture was performed for 30 hours.
[0086]
Next, 1 ml of M9 medium containing 300 ppm of phenol and 0.05% citric acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml sterile tube, and 4 g of loam soil collected from Ibaraki prefecture was added. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the TL1 strain cultivated as described above, cotton stoppers were applied, and static cultivation was performed at 15 ° C. close to the actual temperature in the soil, and the phenol concentration was measured over time. In addition, citric acid was added in an amount equivalent to 0.05% three times after culture, 24 hours, 36 hours, and 48 hours. The amount of phenol was determined by adding 5 ml of sterilized water to the tube, extracting the phenol in the supernatant extracted by stirring for 1 minute, and detecting the phenol in the supernatant by the JIS method using aminoantipyrine (JIS K0102-1993, 28.1). The results are shown in FIG.
[0087]
Initially, the decomposition was advanced in the yeast extract-added system, but the decomposition was stopped halfway, and finally the decomposition was clearly advanced in the citric acid-added system.
[0088]
Embodiment 24 FIG.    Effect of citric acid on degradation of TCE in soil by TL1 strain (15 ℃, loam soil)
1 ml of M9 medium containing 20 ppm of TCE, 300 ppm of phenol as a TCE degradation inducer, and 0.05% citric acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml screw vial with a Teflon inner lid. After adding 4 g of soil and inoculating with 0.1 ml of the bacterial solution of the TL1 strain cultured as in Example 23, the cells were completely sealed, and cultured at 15 ° C. which was close to the actual temperature in the soil. Note that citric acid was added three more times as in Example 23. The amount of TCE was extracted by stirring with 5 ml of n-hexane for 3 minutes, optionally diluted 10-fold, quantified by gas chromatography (ECD detector), and the decrease of TCE over time was measured. As a control, the amount of TCE in the same experimental system but without the TL1 strain was also determined, and the residual ratio of the control to the amount of TCE was determined. The results are shown in FIG.
[0089]
As in the case of the phenol degradation in Example 23, although the yeast extract-added system initially degraded, the degradation was stopped halfway, and finally the citric acid-added system clearly degraded. Advanced.
[0090]
Embodiment 25. FIG.    Effect of gluconic acid on degradation of phenol in soil by TL2 strain (15 ℃, loam soil)
A colony of the TL2 strain on M9 agar medium containing 0.2% gluconic acid was inoculated into 200 ml of M9 medium containing 0.1% gluconic acid in a 500 ml Sakaguchi flask, and cultured with shaking at 25 ° C. for 24 hours. .
[0091]
Next, 1 ml of M9 medium containing 500 ppm of phenol and 0.05% gluconic acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml sterile tube, and 4 g of loam soil collected from Ibaraki Prefecture was added. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the TL2 strain cultivated as described above, the cotton stopper was used, the culture was allowed to stand at 15 ° C. close to the actual temperature in soil, and the phenol concentration was measured over time. Gluconic acid was added in an amount equivalent to 0.05% three times after 24 hours, 36 hours, and 48 hours after culture. The amount of phenol was determined by adding 5 ml of sterilized water to the tube, extracting the phenol in the supernatant extracted by stirring for 1 minute, and detecting the phenol in the supernatant by the JIS method using aminoantipyrine (JIS K0102-1993, 28.1). The results are shown in FIG.
[0092]
In the yeast extract-added system, the decomposition was stopped halfway, and in the gluconic acid-added system, the decomposition was clearly advanced.
[0093]
Embodiment 26 FIG.    Effect of gluconic acid on degradation of TCE in soil by TL2 strain (15 ℃, loam soil)
1 ml of M9 medium containing 40 ppm of TCE, 500 ppm of phenol as a TCE degradation inducer, and 0.05% gluconic acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml screw vial with a Teflon inner lid. After adding 4 g of soil and inoculating with 0.1 ml of the bacterial solution of the TL2 strain cultured as in Example 25, the cells were completely sealed, and cultured at 15 ° C. which was close to the actual temperature in the soil. Note that gluconic acid was added three more times as in Example 25.
[0094]
The amount of TCE was extracted by stirring with 5 ml of n-hexane for 3 minutes, optionally diluted 10-fold and quantified by gas chromatography (ECD detector), and the decrease in TCE over time was measured. As a control, quantification of the amount of TCE in the same experimental system without the TL2 strain was also performed, and the residual ratio of the control to the amount of TCE was determined. The results are shown in FIG.
[0095]
As in the case of the phenol degradation in Example 25, the degradation was stopped halfway in the yeast extract-added system, and the degradation was clearly advanced in the gluconic acid-added system.
[0096]
Embodiment 27 FIG.    Effect of α-ketoglutaric acid on degradation of phenol in soil by KB1 strain (15 ° C, loam soil)
A colony of the KB1 strain on M9 agar medium containing 0.2% of α-ketoglutarate was inoculated into 200 ml of M9 medium containing 0.1% of α-ketoglutarate in a 500 ml Sakaguchi flask and shaken at 25 ° C. for 24 hours. Culture was performed.
[0097]
Next, 1 ml of M9 medium containing 800 ppm of phenol and 0.05% α-ketoglutaric acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml sterile tube, and 4 g of loam soil collected from Ibaraki Prefecture was added. Half was inoculated with 10 μl of the bacterial solution of the KB1 strain cultured as described above, plugged with cotton, allowed to stand at 15 ° C. close to the actual temperature in soil, and the phenol concentration was measured over time. Α-Ketoglutaric acid was added in an amount equivalent to 0.05% three times after culture, 24 hours, 36 hours, and 48 hours. Phenol was quantified by adding 5 ml of sterile water to the tube, stirring and extracting for 1 minute, and detecting the phenol in the supernatant by the JIS method using aminoantipyrine (JIS K0102-1933, 28.1). The results are shown in FIG.
[0098]
In the yeast extract-added system, the decomposition was stopped halfway, and in the α-ketoglutaric acid-added system, the decomposition was clearly advanced.
[0099]
Embodiment 28 FIG.    Effect of α-ketoglutarate on degradation of TCE in soil by KB1 strain (15 ° C, loam soil)
1 ml of M9 medium containing 20 ppm of TCE, 600 ppm of phenol as a TCE degradation inducer, and 0.05% α-ketoglutaric acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml screw vial with a Teflon inner lid, as in Example 23. Of the KB1 strain cultured as in Example 25, inoculated, and then completely sealed, followed by stationary culture at 15 ° C., which is close to the actual temperature in the soil. Note that α-ketoglutaric acid was added three more times in the same manner as in Example 27. The amount of TCE was extracted by stirring with 5 ml of n-hexane for 3 minutes, optionally diluted 10-fold and quantified by gas chromatography (ECD detector), and the decrease of TCE over time was measured. As a control, the amount of TCE in a similar experimental system without the KB1 strain was also determined, and the residual ratio of the control to the amount of TCE was determined. The results are shown in FIG.
[0100]
As in the case of the phenol degradation in Example 27, the degradation was stopped halfway in the yeast extract-added system, and clearly advanced in the α-ketoglutaric acid-added system.
[0101]
Embodiment 29 FIG.    Effect of itaconic acid on degradation of phenol in soil by KB2 strain (15 ℃, loam soil)
A colony of the KB2 strain on M9 agar medium containing 0.2% itaconic acid was inoculated into 200 ml of M9 medium containing 0.1% itaconic acid in a 500 ml Sakaguchi flask, and cultured with shaking at 25 ° C. for 20 hours. .
[0102]
Next, 1 ml of M9 medium containing 200 ppm of phenol and 0.05% itaconic acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml sterile tube, and 4 g of loam soil collected from Ibaraki Prefecture was added. After inoculating 10 μl of the bacterial solution of the KB2 strain cultured as described above, the cotton stopper was used, and the culture was allowed to stand at 15 ° C., which is close to the actual temperature in soil, and the phenol concentration was measured over time. Itaconic acid was added in an amount equivalent to 0.05% after 24 hours and 36 hours of culture. The amount of phenol was determined by adding 5 ml of sterilized water to the tube, extracting the phenol in the supernatant extracted by stirring for 1 minute, and detecting the phenol in the supernatant by the JIS method using aminoantipyrine (JIS K0102-1993, 28.1). The results are shown in FIG. In the yeast extract-added system, the degradation was stopped halfway, and in the itaconic acid-added system, the degradation was clearly advanced.
[0103]
Embodiment 30 FIG.    Effect of itaconic acid on degradation of TCE in soil by KB2 strain (15 ℃, loam soil)
1 ml of M9 medium containing 20 ppm of TCE, 200 ppm of phenol as a TCE degradation inducer, and 0.05% itaconic acid or 0.1% yeast extract was injected into a 15 ml screw vial with a Teflon inner lid. 4 g of soil was added, and 0.1 ml of the bacterial solution of the KB1 strain cultured as in Example 25 was collected, completely sealed, and then statically cultured at 15 ° C. which was close to the actual temperature in soil. In addition, itaconic acid was added twice more as in Example 29.
[0104]
The amount of TCE was extracted by stirring with 5 ml of n-hexane for 3 minutes, optionally diluted 10-fold and quantified by gas chromatography (ECD detector), and the decrease in TCE over time was measured. As a control, the amount of TCE in the same experimental system but without the KB2 strain was also determined, and the residual ratio of the control to the TCE amount was determined. The results are shown in FIG.
[0105]
As in the case of the phenol degradation in Example 29, the degradation was stopped halfway in the yeast extract-added system, and the degradation was clearly advanced in the itaconic acid-added system.
[0106]
【The invention's effect】
The method of the present invention enables efficient biodegradation treatment in an aqueous medium containing an aromatic compound and / or an organochlorine compound, soil, and a gas phase.
[Brief description of the drawings]
FIG. 1 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 1.
FIG. 2 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 2.
FIG. 3 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 2.
FIG. 4 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 2.
FIG. 5 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 2.
FIG. 6 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 2.
FIG. 7 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 3.
FIG. 8 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 4.
FIG. 9 is a graph showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 4.
FIG. 10 is a view showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 4.
FIG. 11 is a diagram showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 5.
FIG. 12 is a diagram showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 6.
FIG. 13 is a diagram showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 7.
FIG. 14 is a diagram showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 8.
FIG. 15 is a diagram showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 8.
FIG. 16 is a diagram showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 8.
FIG. 17 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 9.
FIG. 18 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 10.
FIG. 19 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 11.
FIG. 20 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 12.
FIG. 21 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 12.
FIG. 22 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 12.
FIG. 23 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 13.
FIG. 24 is a diagram showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 14.
FIG. 25 is a view showing the growth of bacteria (J1 strain) in Example 15.
FIG. 26 is a view showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 16.
FIG. 27 is a view showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 17.
FIG. 28 is a view showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 18.
FIG. 29 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 19.
FIG. 30 is a diagram showing the growth of bacteria (KK01 strain) in Example 20.
FIG. 31 is a diagram showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 21.
FIG. 32 is a view showing the growth of bacteria (JM1 strain) in Example 22.
FIG. 33 is a view showing the growth of bacteria (TL1 strain) in Example 23.
FIG. 34 is a view showing the growth of bacteria (TL1 strain) in Example 24.
FIG. 35 is a diagram showing the growth of bacteria (TL2 strain) in Example 25.
FIG. 36 is a diagram showing the growth of bacteria (TL2 strain) in Example 26.
FIG. 37 is a diagram showing the growth of bacteria (KB1 strain) in Example 27.
FIG. 38 is a graph showing the growth of bacteria (KB1 strain) in Example 28.
FIG. 39 is a view showing the growth of bacteria (KB2 strain) in Example 29.
FIG. 40 is a diagram showing the growth of bacteria (KB2 strain) in Example 30.

Claims (9)

汚染物質で汚染された媒体の浄化方法において、オキシゲナーゼ(oxygenase)を発現することにより前記汚染物質を分解し得る微生物を前記媒体中に導入するステップ；及び前記微生物の増殖及び前記汚染物質の分解活性の少なくとも一方を、前記汚染物質が存する環境中に元来存在する競合微生物に対して選択的に向上させることの出来る炭素源を前記微生物と２回若しくはそれ以上の回数に分けて接触させて前記汚染物質を選択的に分解させるステップを有し、かつ、前記微生物が、
(A):コリネバクテリウム・スピーシズJ1株(Corynebacterium sp.J1、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM BP-5102)
(B):コリネバクテリウム・スピーシズJM1 株(Corynebacterium sp.JM1、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM P-14727)
(C):シュードモナス・スピーシズTL1 株(Pseudomonas sp.TL1、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM-P14726)
(D): シュードモナス・アルカリゲネス KB2 株 (Pseudomonas alcaligenes KB2 、通産省生命工学工業技術研究所受託番号 :FERM P-14644)
(E):アルカリゲネス・スピーシズTL2 株(Alcaligenes sp.TL2、通産省生命工学工業技術研究所受託番号:FERM-14642)、および、
(F): ビブリオ・スピーシズ KB1 株 (Vibrio sp.KB1 、通産省生命工学工業技術研究所受託番号 :FERM P-14643)
であることを特徴とする浄化方法。Introducing a microorganism capable of decomposing the contaminant by expressing oxygenase into the medium in the method for purifying a medium contaminated with the contaminant; and proliferating the microorganism and decomposing the contaminant. At least one of the above-mentioned contaminants is contacted with the microorganism in two or more times by contacting the microorganism with a carbon source capable of selectively improving the competitor microorganisms originally present in the environment. Selectively decomposing contaminants, and wherein the microorganism is
(A): Corynebacterium species J1 strain (Corynebacterium sp.J1, Accession No.FERM BP-5102, Ministry of International Trade and Industry, Life Science and Technology Institute)
(B): Corynebacterium species JM1 strain (Corynebacterium sp.JM1, Accession No. FERM P-14727, Ministry of Economy, Trade and Industry)
(C): Pseudomonas species TL1 strain (Pseudomonas sp.TL1, Accession No .: FERM-P14726, Ministry of Economy, Trade and Industry)
(D): Pseudomonas Alcaligenes KB2 strain (Pseudomonas alcaligenes KB2, the Ministry of International Trade and Industry Life Institute of Advanced Industrial Science and Technology accession number: FERM P-14644)
(E): Alcaligenes species TL2 strain (Alcaligenes sp.TL2, Ministry of International Trade and Industry, Biotechnology and Industrial Technology Research Institute accession number: FERM-14642), and
(F): Vibrio sp.KB1 strain (Vibrio sp.KB1 , Accession No.FERM P-14643 , Ministry of Economy , Trade and Industry )
A purification method, characterized in that: 前記微生物と前記炭素源との最初の接触を前記微生物の前記媒体への導入時に行うことを特徴とする請求項１に記載の浄化方法。The purification method according to claim 1, wherein the first contact between the microorganism and the carbon source is performed when the microorganism is introduced into the medium. 前記微生物と前記炭素源との接触を前記微生物の対数増殖期に行うことを特徴とする請求項１または２のいずれかに記載の浄化方法。The method according to claim 1, wherein the microorganism is contacted with the carbon source during a logarithmic growth period of the microorganism. 前記微生物と前記炭素源との接触を前記微生物の増殖が定常状態にあるときに行うことを特徴とする請求項１または２のいずれかに記載の浄化方法。3. The purification method according to claim 1, wherein the contact between the microorganism and the carbon source is performed when the growth of the microorganism is in a steady state. 前記微生物と前記炭素源との接触を前記微生物の増殖が定常状態にあるときに行うことを特徴とする請求項３に記載の浄化方法。The purification method according to claim 3, wherein the contact between the microorganism and the carbon source is performed when the growth of the microorganism is in a steady state. 前記汚染物質が芳香族化合物及び有機塩素化合物の少なくとも一方であることを特徴とする請求項１に記載の浄化方法。The purification method according to claim 1, wherein the pollutant is at least one of an aromatic compound and an organic chlorine compound. 前記炭素源が有機酸あるいはその塩であることを特徴とする請求項１〜６のいずれかに記載の浄化方法。The purification method according to any one of claims 1 to 6 , wherein the carbon source is an organic acid or a salt thereof. 前記有機酸あるいはその塩がカルボン酸あるいはその塩であることを特徴とする請求項７に記載の浄化方法。The purification method according to claim 7 , wherein the organic acid or a salt thereof is a carboxylic acid or a salt thereof. 前記カルボン酸あるいはその塩が、ピルビン酸、クエン酸、グルコン酸、α-ケトグルタル酸、イタコン酸、リンゴ酸、グルタミン酸、あるいはそれらのナトリウム塩のうちいずれか１つ以上であることを特徴とする請求項８に記載の浄化方法。The carboxylic acid or a salt thereof is one or more of pyruvic acid, citric acid, gluconic acid, α-ketoglutaric acid, itaconic acid, malic acid, glutamic acid, and a sodium salt thereof. Item 10. The purification method according to Item 8 .

Images