DE3640412A1

DE3640412A1 - Verfahren zur bestimmung einer spezifisch bindefaehigen substanz

Info

Publication number: DE3640412A1
Application number: DE19863640412
Authority: DE
Inventors: Wilhelm Dipl Ing Dr Tischer; Josef Maier; Rolf Dipl Chem Dr Rer Nat Deeg
Original assignee: Boehringer Mannheim GmbH
Current assignee: Roche Diagnostics GmbH
Priority date: 1986-11-26
Filing date: 1986-11-26
Publication date: 1988-06-09
Also published as: CN1032164C; AU8169587A; KR910002543B1; CN87107982A; ATE86743T1; AU592910B2; EP0269092A3; CA1302245C; JPS63142268A; EP0269092B1; JPH0731205B2; EP0269092A2; GR3007910T3; KR890002227A; US5061640A; ES2054648T3; DD279741A5; ZA878824B; DE3784638D1

Description

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Bestimmung einer spezifisch bindefähigen Substanz nach dem Prinzip des Immunoassay, wobei einer der Partner des miteinander spezifisch bindefähigen Substanzpaares festphasengebunden vorliegt, sowie ein dazu geeignetes Trägermaterial.

Zur Bestimmung einer spezifisch bindefähigen Substanz bedient man sich häufig Verfahren nach dem Prinzip des Immunoassay. Dabei wird einer der Partner eines spezifisch miteinander bindefähigen Substanzpaares mit dem für ihn spezifischen Rezeptor, der in an sich bekannter Weise markiert ist, umgesetzt. Das Konjugat aus diesen beiden Substanzen kann dann noch mit einem Rezeptor, der für das Konjugat oder eines der beiden Teile des Konjugats spezifisch ist, umgesetzt werden. Für diese immunologischen Verfahren gibt es viele Variationen. Vorteilhaft ist es dabei, wenn einer der Rezeptoren an eine Festphase gebunden vorliegt. Dies erleichtert die Trennung von gebunden und nicht gebunden vorliegenden Reaktionspartnern. Zur Bestimmung der spezifisch bindefähigen Substanz wird dann die Menge an an der Festphase gebundenem markiertem Reaktionspartner oder an in der Lösung vorliegenden markiertem Reaktionspartner gemessen und zu der Menge an zu bestimmendem Reaktionspartner in an sich bekannter Weise in Beziehung gesetzt.

Als Festphase werden bei den immunologischen Verfahren üblicherweise Kunststroffröhrchen oder Mikrotiterplatten, an deren Innenoberlfäche der Reaktionspartner fixiert ist, oder Kugeln, an deren Außenoberfläche der Reakionspartner fixiert ist, verwendet. Diese Kunststoffröhrchen, Mikrotiterplatten oder Kugeln bestehen üblicherweise aus relativ inertem Kunststoffmaterial, so daß die Bindung des Reaktionspartners Schwierigkeiten bereitet. Darüber hinaus muß die Bindung des spezifischen Reaktionspartners an die jeweilige Oberfläche so erfolgen, daß er nicht die Fähigkeit zur spezifischen Bindung der für ihn spezifisch bindefähigen Substanz verliert. Aus diesem Grunde erfolgt die Bindung des Reaktionspartners an die Festphase meistens adsorptiv. Es wurde daher schon vorgeschlagen, die Fixierung des Reaktionspartners an die Festphase über ein Kupplungsmittel, daß die Bindung vermittelt, zu bewirken. Dabei muß auch wieder darauf geachtet werden, daß die Bindung des Reaktionspartners an das Bindungsmittel nicht die spezifisch reagierende Region des Moleküls zerstört bzw. daß der Reaktionspartner so gebunden wird, daß seine reaktive Stelle von der Festphase weg dem Bindungspartner zugewandt ist. Weiterhin wird in DE-OS 25 33 701 vorgeschlagen, um eine bessere Bindung zu erzielen, die einzelnen immunologisch wirksamen Proteine zu vernetzen und dann an Polystyrolkugeln zu adsorbieren. Als weitere Möglichkeit ist in dieser Literaturstelle angegeben, gleichzeitig mit dem Protein mit immunologischen Eigenschaften ein inertes Protein zu vernetzen, so daß ein vernetztes Produkt aus inertem und aktivem Protein entsteht, das dann wiederum an Polystyrolkügelchen adsorbiert wird. Diese Art der Vernetzung führt jedoch in Abhängigkeit von den gewählten Reaktionsbedingungen zu unterschiedlichen, nicht reproduzierbaren Vernetzungen mit schwankenden Anteilen an nicht vernetztem sowie unlöslich gewordenem Protein. Durch den unterschiedlichen Vernetzungsgrad entstehen zudem Produkte mit unterschiedlichen Bindungseigenschaften. All diese bekannten Verfahren befriedigen somit noch nicht, führen noch zu keiner optimalen Haftung der spezifisch bindefähigen Substanz und sind für die reproduzierbare Herstellung von beschichteten Festphasen wenig geeignet.

Ziel der Erfindung war es daher, ein Verfahren zu schaffen, das die Haftung der spezifisch bindefähigen Substanz an der Festphase reproduzierbar verbessert und ein dazu geeignetes Trägermaterial zur Verfügung stellt. Da bei vielen immunologischen Verfahren unter Detergenzienzusatz gearbeitet wird, um Trübungen zu vermeiden, war es außerdem Ziel der Erfindung, die Haftung so weit zu verbessern, daß auch bei Anwesenheit von Detergenzien sich die gebundene, spezifisch bindfähige Substanz nicht ablöst.

Dieses Ziel wird erreicht durch ein Verfahren zur Herstellung einer an ein unlösliches Trägermaterial gebundenen, spezifisch bindefähigen Substanz, insbesondere für die Verwendung in einem heterogenen Analysenverfahren, nach dem Prinzip des Immunoassay, das dadurch gekennzeichnet ist, daß man ein lösliches Protein mit einem Molekulargewicht über etwa 500 000, welches hydrophober als die spezifisch bindefähige Substanz ist, an die spezifisch bindefähige Substanz kuppelt und dann das Konjugat aus Reaktionspartner und Protein an eine hydrophobe Festphase adsorbiert.

Die auf diese Weise festphasenfixierte spezifisch bindefähige Substanz zeigt eine verbesserte Haftung. Die Bindung ist auch gegenüber Detergenzien stabil. Bei der Erstellung von Eichkurven, die zur Auswertung bei vielen immunologischen Verfahren notwendig sind, liefert die erfindungsgemäß festphasengebundene spezifisch bindefähige Substanz steilere Eichkurven, was zu einer Erhöhung der Genauigkeit führt.

Als weiterer Vorteil des erfindungsgemäßen Verfahrens ist es möglich, die gebundene Menge genauer zu kontrollieren. Da die Haftung bedeutend besser ist als bei bisher bekannten Verfahren, ist ferner die Menge an spezifischem Protein, die eingesetzt werden muß, geringer.

Zur Auswahl von erfindungsgemäß geeigneten löslichen Proteinen muß das Molekulargewicht sowie die Hydrophobizität im Vergleich zu dem entsprechenden Wert für die spezifisch bindefähige Substanz ermittelt werden. Das Molekulargewicht wird nach den dem Fachmann bekannten Methoden ermittelt.

Ein Vergleich der Hydrophobizität zwischen löslichem Protein und spezifisch bindefähiger Substanz kann ebenfalls nach den dem Fachmann geläufigen Methoden erfolgen. Geeignete Methoden sind beispielsweise der Vergleich

- der Fluoreszenzlösung nach Bindung an Farbstoffe (Biochem. Biophys. Acta 624, 576 (1980), 13-20,
- des Elutionsverhaltens bei der hydrophoben Chromatographie (Biochem. Biophys. Acta, 576 (1979), 269-279),
- der Oberflächenspannung (Biochem. Biophys. Acta 670 (1981), 64-73),
- der Reaktionszeiten bei Hydrophobic Interaction Chromatography (HIC) (Angew. Chemie 98 (1986) 530-548, J. chromat. 296 (1984) 107-114, Anal. Biochem. 137, (1984) 464-472).

Ein Vergleich der Hydrophobizität von erfindungsgemäß geeigneten Substanzen findet sich in Sep. Sci. Technol. 14, 305-317 (1979). Danach steigt die Hydrophobizität z. B. in folgender Reihe an:

α-₂-Macroglobulin (MG ∼ 820 000)
Rinderserumalbumin/Humanserumalbumin (MG ∼ 70 000)
Eialbumin,
α₂HS-Glycoprotein (MG ∼ 49 000),
β _1c/b _1A-Globulin,
Immunglobulin (MG∼ 150 000),
Transferrin (MG ∼ 90 000).

Wird also als spezifisch bindefähige Substanz ein Immunglobulin verwendet, sind beispielsweise Humanserumalbumin oder α₂HS-Glycoprotein als lösliche Proteine im Sinne der Erfindung ohne weitere Vorbehandlung nicht geeignet.

Beide Proteine müssen hier sowohl einer Hydrophobisierung als auch einer Vernetzung (zur Erhöhung des Molekulargewichts) unterworfen werden. Bei Transferrin genügt in diesem Fall eine Vernetzung, bei α₂-Macroglobulin ist eine Hydrophobisierung ausreichend.

Proteine, die zur Kupplung mit Immunglobulin als spezifisch bindefähiger Substanz ohne Vorbehandlung geeignet sind, sind beispielsweise β-Lipoproteine (MG ca. 3,2 Mio.) oder α₂-Lipoprotein (MG ca. 5-20 Mio.).

Die Hydrophobisierung kann beispielsweise durch Anwendung von Hitze, Behandlung mit Säuren, denaturienden Agentien und/oder chaotropen Ionen und/oder durch chemische Kupplung mit einer hydrophoben Verbindung erfolgen.

Die Erhöhung des Molekulargewichts (Vernetzung) kann beispielsweise durch Anwendung von Hitze, Behandlung mit Säuren, denaturierenden Agentien und/oder chaotropen Ionen und/oder durch Vernetzung mit einem bi- oder polyfunktionellen Proteinreagenz erfolgen.

Die Vernetzung wird so lange durchgeführt, bis ein Proteinpolymeres mit einem Molekulargewicht von 500 000 oder mehr erhalten wird. Besonders bevorzugt ist es, ein Proteinpolymeres mit einem Molekulargewicht von 500 000 bis 20 Mio. zu verwenden.

Die Hydrophobisierung kann dann, wenn auch eine Vernetzung erfolgen soll, vor, während oder nach der Vernetzung, jedoch nicht in Gegenwart der spezifischen bindefähigen Substanz, vorgenommen werden.

Zur Hydrophobisierung durch Erhitzen werden üblicherweise Temperaturen von 40 bis 95°C in einem Zeitraum von 1 min bis 10 Stunden angewendet, wie beispielsweise in Biochem. Biophys. Acta 624 (1980) 13-20 beschrieben.

Als Säuren werden beispielsweise Essigsäure, Propionsäure, Milchsäure oder Salzsäure angewendet. Übliche Konzentrationen sind bis 100 mmol/l Einwirkzeiten von 10 min bis 16 Stunden.

Geeignete chaotrope Ionen sind beispielsweise Thiocyanate, Jodide, Fluoride, Bromide, Perchlorate und Sulfate. Geeignete denaturierende Agentien sind beispielsweise Guanidinhydrochlorid oder Harnstoff. Üblicherweise werden hier Konzentrationen von 10 mmol/l bis 6 mol/l angewendet.

Zur Derivatisierung mit hydrophoben Verbindungen werden vorzugsweise lösliche Fettsäuren, Lipoide in nieder- oder hochmolekularer Form sowie synthetische Polymere, wie Polypropylenglykol oder lösliche Copolymere von Polystyrol eingesetzt. Die Derivatisierung erfolgt nach den dem Fachmann geläufigen Methoden.

Die Vernetzung über bi- oder polyfunktionelle Verbindungen wird mit an sich bekannten Proteinbindungsreagenzien durchgeführt. Dies sind Verbindungen, die mindestens zwei funktionelle Gruppen tragen, die gleich oder verschieden sein können und die über diese funktionellen Gruppen mit funktionellen Gruppen von Proteinen reagieren können. Bevorzugt wird als bi- oder polyfunktionelle Verbindung Glutardialdehyd verwendet. Bevorzugt werden ferner Verbindungen verwendet, die aus einer Alkylkette bestehen, an deren Enden sich Succinimid-, Maleinimid- und/oder Aldehydgruppen befinden.

Das Protein wird mit der bi- oder polyfunktionellen Verbindung in an sich bekannter Weise vernetzt, indem das lösliche Protein und die bi- oder polyfunktionelle Verbindung umgesetzt werden.

Bevorzugt werden zur Hydrophobisierung und/oder Vernetzung Proteine mit einem Molekulargewicht von 10 000 bis 700 000 verwendet. Besonders bevorzugt wird Rinderserumalbumin, Lipase oder Immun-γ-Globulin.

An das Protein wird dann in an sich bekannter Weise die zu bindende spezifisch bindefähige Substanz gekuppelt. Geeigente Kupplungsmethoden sind z. B. in Ishikawa, J. Immunoassay, 4, 209-327 (1983) beschrieben. Als spezifisch bindefähige Substanzen sind beispielsweise Antikörper, Antikörperfragmente, Antigene, Haptene, Lectine, Kohlenhydrate, Avidin oder Biotin geeignet.

Das erhaltene Konjugat aus spezifisch bindefähiger Substanz und Protein wird dann adsorptiv an der als Festphase dienenden Kunststoffoberfläche adsorbiert. Die adsorptive Bindung an die Festphase erfolgt über starke und schwache Wechselwirkungen, hydrophobe Kräfte, Dipol-Dipol- oder Ionen-Dipol-Interaktionen. Als hydrophobe Festphase geeignet, sind Trägermaterialien mit einer Oberflächenspannung, die kleiner als die Oberflächenspannung des hydrophoben löslichen Proteins ist, d. h. hydrophober sind als Protein. Bevorzugt werden Trägermaterialien mit einer Oberflächenspannung <40 erg/cm² eingesetzt. Besonders geeignet sind Polystyrol, Polymethacrylat, Teflon, Polyamid oder Copolymere aus Styrol und Acrylnitril.

Hydrophobisierte Proteine zeigen eine besonders gute adsorptive Bindung. Möglicherweise werden durch die Hydrophobisierung intramolekulare Brückenbindungen des Proteins geöffnet, so daß hydrophobe Teile des Proteins an die Oberfläche gelangen und dort besser an der hydrophoben Kunststoffoberfläche haften, als die hydrophilen Teile, die im nicht hydrophobisierten Protein in erster Linie an der Oberfläche zu finden sind.

Das erfindungsgemäße Verfahren eignet sich für die Bestimmung einer spezifischen bindefähigen Substanz. Als Substanzpaare, von denen ein Reaktionspartner an die Festphase gebunden vorliegt, sind beispielsweise geeignet Antigen-Antikörper; Lectin-Kohlehydrat; Hapten-Anitkörper, Avidin(Streptavidin)-Biotin und andere spezifisch miteinander zur Bindung befähigte Substanzen.

Bevor das Konjugat aus Protein und spezifisch bindefähiger Substanz an die hydrophobe Festphase adsorbiert wird, ist es auch möglich, die Festphase physikalisch oder chemisch vorzubehandeln. So kann beispielsweise eine Kunststoffoberfläche verquollen werden oder in anderer an sich bekannter Weise aktiviert werden.

Das erfindungsgemäße Trägermaterial zur Verwendung bei Festphasen-Immunoassays ist dadurch gekennzeichnet, daß es aus einer hydrophoben Festphase besteht, an die ein Protein mit einem Molekulargewicht von über etwa 500 000 adsorbiert ist, an das eine spezifisch bindefähige Substanz gebunden ist.

Dieses Trägermaterial eignet sich ausgezeichnet zur Verwendung für Festphasen-Immunoassays, da die spezifisch bindefähige Substanz sehr gut haftet und auch bei Zusatz von Detergenzien nicht desorbiert.

Das Trägermaterial liegt beispielsweise in Form von Röhrchen, Mikrotiterplatten oder Kugeln vor, die beschichtet sind mit einem vernetzten Protein, an das eine spezifisch bindefähige Substanz gebunden ist.

An die Festphase ist ein Konjugat, bestehend aus einem vernetzten Protein und einer spezifisch bindefähigen Substanz adsorbiert. Das Protein ist bevorzugt Rinderserumalbumin, Lipase oder ein Immun-γ-Globulin, das in der angegebenen Weise vernetzt wurde.

Erfindungsgemäß wird ein Verfahren und Trägermaterial zur Verfügung gestellt, um eine spezifisch bindefähige Substanz mit guter Haftung und dauerhaft an eine hydrophobe Festphase zu fixieren. Die Haftung konnte so weit verbessert werden, daß auch ein Zusatz von Detergenzien nicht zu einer Ablösung der Substanz führt. Das erfindungsgemäße Verfahren ist einfach durchzuführen.

Die Erfindung wird durch Beispiele in Verbindung mit der Zeichnung erläutert. In dieser stellen dar:

Fig. 1 eine Eichkurve für eine TSH-Bestimmung unter Verwendung von Fab<TSH< unvernetzt (Kurve 1), Fab<TSH< vernetzt (Kurve 2), Konjugat Fab<TSH</β-Gal (Kurve 3), Konjugat Fab<TSH</Thermo-RSA (Kurve 4) in Luran®-Röhrchen;

Fig. 2 eine Eichkurve für eine TSH-Bestimmung unter Verwendung von immobilisiertem Streptavidin und biotinyliertem Ak<TSH< Streptavidin unvernetzt (Kurve 1), Streptavidin vernetzt (Kurve 2), Streptavidin/β-Gal-Konjugat (Kurve 3), Streptavidin/RSA-Konjugat (Kurve 4), Streptavidin/Thermo-RSA-Konjugat (Kurve 5), Streptavidin/Thermo-RSA-Konjugat (Kurve 6). Kurve 1 bis 5 jeweils Luran®-Röhrchen als Festphase, Kurve 6 Polystyrol-Röhrchen als Festphase.

Beispiel 1 Bindung von Fab-Fragmenten eines monoklonalen Antikörpers gegen TSH an Polystyrolröhrchen a) Herstellung von Fab-Fragmente (Fab<TSH<)

Monoklonale Antikörper (MAK<TSH<) werden nach der von Galfre und Millstein beschriebenen Methode (Meth. in Enzymology 73 (1981)) gewonnen. Zur weiteren Reinigung wird die Ascitesflüssigkeit einer Ammoniumsulfatfällung und einer Passage über DEAE-Cellulose unterworfen.

Anschließend wird nach Biochem. Y. 73 (1959) 119-126 eine Papainspaltung durchgeführt. Die hierbei entstandenen Fab-Fragmente werden von den nichtverdauten IgG-Molekülen und den Fc-Fragmenten mittels Gelfiltration über Sephadex G100 und Ionenaustauscherchromatographie über DEAE-Cellulose nach Meth. in Enzymology 73 (1981) 418-459 abgetrennt.

b) Vernetzung der Fab-Fragmente ohne Proteinzusatz

50 mg Fab-Fragmente werden in 2 ml 0,05 mol/l Kaliumphosphatpuffer (pH 7,5) gelöst und 0,4 ml Disuccinimidylsuberat (Hersteller Pierce), gelöst in Dioxan (7,4 mg/ml), unter Rühren zugegeben. Nach 2 Stunden Inkubation bei 25°C wird durch Zugabe von 0,2 ml 0,1 mol/l Lysinhydrochlorid die Raktion abgebrochen. Der Reaktionsansatz wird mit 0,2 ml Kaliumphosphatpuffer (s. o.) verdünnt und zentrifugiert. Der Überstand wird über eine Ultrogel AcA 202-Säule (LKB, Gräfelfing/BRD) entsalzt, wobei 11,3 ml mit 45 mg Protein erhalten werden. Ein Teil dieses Präparates wird an einer Superose®-6-Säule (Deutsche Pharmacia GmbH) bei 0,5 ml/min Durchflußrate in 0,05 mol/l Kaliumphosphatpuffer pH 7,0 fraktioniert und die Fraktion mit Molekulargewicht ca. 500 000-5 Mio. weiterwendet.

c) Vernetzung der Fab-Fragmente mit unbehandeltem γ-Globulin

Fab-Fragmente und γ-Globulin aus Rind (Serva, Heidelberg/BRD) werden im Massenverhältnis 1 : 1 vermischt. Die Vernetzung wird, wie unter b) beschrieben, durchgeführt.

d) Bindung von Fab-Fragmenten an vorvernetztes γ-Globulin

1,25 g γ-Globulin werden in 10 ml 0,05 mol/l Kaliumphosphatpuffer, pH 7,8, gelöst und in einer Sorvall-Kühlzentrifuge 10 min bei 5 000 UpM blankzentrifugiert. Zu dieser Lösung werden 1,75 ml Disuccinimidylsuberat zugesetzt und mit 2,5 ml Wasser verdünnt. Nach 4 Stunden Rühren bei 25°C werden 10 ml 0,1 mol/l Lysin zugesetzt und der pH-Wert auf 6,8 eingestellt und zentrifugiert. Der Überstand wird an einer präparativen Gelfiltrationssäule (TSK 3000, LKB Gräfelfing/BRD) abgetrennt, über Ultrafiltration eingeengt und bei 4°C aufbewahrt.

50 mg dieses vernetzten q-Globulins werden in 5 ml 0,05 mol/l Kaliumphosphatpuffer gelöst und der pH-Wert durch Zugabe von festem Natriumcarbonat auf 9,5 eingestellt. Dann werden 50 mg N-Acetylhomocysteinthiolacton (Serva, Heidelberg/BRD) zugegeben und 5 Stunden bei 25°C unter Stickstoffbegasung gerührt. Der Ansatz wird anschließend entsalzt über eine Ultrogel®AcA 202-Säule in einem Puffer aus 0,1 mol/l Kaliumphosphat (pH 7,0) 0,001 mol/l Magnesiumchlorid und 0,05 mol/l Natriumchlorid.

Nach a) hergestellte Fab-Fragmente (10 mg in 1 ml 0,01 mol/l Kaliumphosphatpuffer pH 7,0) werden mit 0,002 ml Maleinimidohexanoyl-N-hydroxysuccinimidester (Boehringer Mannheim GmbH) in DMSO (33 mg/ml) 2 Stunden bei 25°C aktiviert, anschließend wird zentrifugiert und über eine AcA 202-Säule entsalzt.

Diese Fragmente werden anschließend mit dem γ-Globulin vereinigt (Massenverhältnis der Proteine 1 : 1) und 1 Stunde bei 25°C und pH 7,0 inkubiert. Anschließend wird gegen entsalztes Wasser über Nacht bei 4°C und einer Proteinkonzentration von 2,5 mg/ml dialysiert.

Dieses Konjugat kann direkt zur Adsorption an eine Festphase verwendet werden.

e) Herstellung von Fab-Fragmenten gekoppelt an Thermo-RSA (Rinderserumalbumin) Herstellung von Thermo-RSA (Rinderserumalbumin):

1 g RSA-I werden in 100 ml 50 mmol/l Kaliumphosphat (pH 7,0) gelöst, auf 70°C erhitzt und 4 Stunden unter leichtem Rühren bei dieser Temperatur gehalten.

Die Lösung wird abgekühlt, filtriert und in einer Ultrafiltrationszelle (Ausschlußgrenze: 30 000 Dalton) auf eine Konzentration von 50 mg/ml eingestellt. Anschließend wird gegen das 30fache Volumen an bidest. H₂O dialysiert und anschließend lyophilisiert. Das Produkt hat ein Molekulargewicht von ca. 700 000.

Vor Kupplung an die Fab-Fragmente wird Thermo-RSA aktiviert. Hierzu werden 68 mg Thermo-RSA in 2 ml 0,1 mol/l Kaliumphosphat (pH 7,8) gelöst und langsam mit einer Lösung von 3,8 mg S-Acetylmercaptobernsteinsäureanhydrid (SAMBA) versetzt. Nach 3 Stunden Reaktionszeit wird gegen 2 l 500 mmol/l Kaliumphosphat (pH 6,5) bei 4°C dialysiert. Dieses Thermo-RSA wird mit den nach d) aktivierten Fab-Fragmenten im Massenverhältnis 1 : 1 1 Stunde bei 25°C und pH 7,0 inkubiert, anschließend gegen entsalztes Wasser über Nacht bei 4°C und einer Proteinkonzentration von 2,5 mg/ml dialysiert.

Dieses Produkt wird direkt zur Beschichtung eingesetzt.

f) Herstellung von an β-Galactosidase gekuppelten Fab-Fragmenten

Fab-Fragmente werden, wie in d) beschrieben, aktiviert und an die SH-Gruppen von β-Galactosidase nach J. Immunoassay 4 (1983) 209-327 gekuppelt. Die eingesetzte β-Galactosidase hat hierbei ein Molekulargewicht von 500 000 bis 2 Mio. Zu einem weiteren Versuch wurde vernetzte β-Galactosidase (MG∼ 5 Mio.) eingesetzt.

g) Beladung von Polystyrolröhrchen mit Fab-Fragmenten bzw. deren Konjugaten

50 mg eines Lyophilisats des Fab-Fragments bzw. des Konjugats werden in 10 ml bidest. Wasser gelöst. 1 ml dieser Lösung wird in 1000 ml eines Beladungspuffers aus 5,25 g/l Natriumdihydrogenphosphat und 1 g/l Natriumazid verdünnt und 30 min bei Raumtemperatur gerührt.

In jedes Röhrchen Polystyrol bzw. Luran® (Hersteller BASF) werden 1,5 ml der Lösung gefüllt und über Nacht (ca. 22 Stunden) beladen. Danach werden die Röhrchen vollständig entleert und der nachstehend beschriebene Funktionstest durchgeführt.

h) Funktionstest über TSH-Bestimmung

Die nach g beschichteten Polystyrol- bzw. Luran®-Röhrchen werden in einem TSH-Bestimmungsreagenz analog TSH-Enzymun®-Test (Boehringer Mannheim GmbH, Best.-Nr. 736 082) eingesetzt und eine Eichkurve entsprechend der Testvorschrift vermessen. Hierbei ergeben sich die in Tabelle 1 bzw. Fig. 1 dargestellten Meßwerte.

Es zeigt sich (Fig. 1), daß mit Fab-Fragmenten, welche ohne Proteinzusatz immobilisiert wurden, nur eine sehr flache Eichkurve erhalten werden kann (Kurven 1 und 2). Durch Kupplung an Proteine mit einem Molekulargewicht unter 500 000 und geringer Hydrophobizität ist die Eichkurve steiler (Kurve 3). Allerdings können immer noch keine befriedigenden Ergebnisse erreicht werden. Mit den erfindungsgemäß hergestellten Konjugaten kann dagegen eine ausreichend steile Eichkurve erreicht werden (Kurve 4).

Tabelle 1

Standartwerte für verschiedene Fab<TSH<-Konjugate

Beispiel 2 Immobilisierung von Streptavidin a) Herstellung von vernetztem Streptavidin

Streptavidin (Hersteller: Boehringer Mannheim GmbH) wird analog Beispiel 1b) vernetzt.

b) Herstellung von Streptavidin gebunden an RSA bzw. β-Galactosidase

Die Bindung an nichtvernetztes RSA bzw. β-Galactosidase erfolgt analog Beispiel 1f.

c) Herstellung von Streptavidin gekuppelt an Thermo-RSA Aktivierung von Streptavidin:

60 mg Streptavidin werden in 6 ml 50 mmol/l Kaliumphosphat/100 mmol/1 Natriumchlorid (pH 7,0) gelöst und bei 4°C kaltgestellt. 6,16 mg Maleinimidohexanoyl-N-hydroxysuccinimidester werden in 620 µl Dioxan gelöst und in die Streptavidinlösung eingerührt. Nach einer Reaktionszeit von 2 Stunden bei 4°C wird gegen 2mal 11 50 mmol/l Kaliumphosphat/100 mmol/1 Natriumchlorid (pH 5) bei 4°C dialysiert.

Herstellung eines Konjugats aus Streptavidin und Thermo-RSA

66 mg Streptavidin in 10 ml 50 mmol/l Kaliumphosphat pH 5,0 und 100 mmol/l Natriumchlorid gelöst und 72 mg aktiviertes Thermo-RSA-SAMBA (Herstellung nach Beispiel 1e)) in 5 ml 50 mmol/l Kaliumphosphat/100 mmol/l Natriumchlorid pH 6,5 werden zugegeben. Nach Vermischen werden 50 µl 1 mol/l Hydroxylamin pH 7,0 zugegeben, um die Reaktion zu stoppen. Nach 3 Stunden wird das Reaktionsprodukt über Gelchromatographie (Superose®6, 50 mmol/l Kaliumphosphat/100 mmol/l Natriumchlorid pH 7,5) aufgereinigt. Es wird ein Konjugat mit einem Molekulargewicht zwischen 1 und 5 Mio. erhalten.

d) Beladung von Polystyrol- bzw. Luran®-Röhrchen mit Streptavidin bzw. Streptavidinkonjugat

Die Beladung erfolgt, wie in Beispiel 1 g) beschrieben.

e) Messung von Standardwerten über eine TSH-Bestimmung

Die nach d) beladenen Röhrchen werden in einem TSH-Enzymun®-Test-Reagenz (4fache Konjugataktivität) eingesetzt. In Abweichung von der dort beschriebenen Prozedur wird jedoch anstelle des immobilisierten Antikörpers ein biotinylierter MAK<TSH< verwendet. Die Herstellung dieses biotinylierten MAK's erfolgt nach JACS 100 (1978) 3585-3590. Der Antikörper wird im Test in einer Konzentration von 4 ng pro Teströhrchen zusammen mit den anderen Reagenzien eingesetzt.

Die Ergebnisse zeigt Fig. 2. Daraus ist zu ersehen, daß mit zunehmendem Molekulargewicht und steigender Hydrophobizität die Steigung der Eichkurve und damit die erzielbare Genauigkeit zunimmt.

Beispiel 3 Bestimmung der Hydrophobizität von Proteinen mit Hydrophobic Interaction Chromatography (HIC)

Die Hydrophobizität von verschiedenen Verbindungen wurden mit einem Flüssigkeitschromatograph (Hewlett Packard 1090 LUSI) untersucht. Vorsäule war eine BioRad-Biogel®TSK-Phenyl-5PW (L 5 mm × ID 4,6 mm), Säule: BioRad-Biogel®TSK-Phenyl-5PW (L 75 mm × ID 7,5 mm, 10 µm, 1000 Å). Als Detektor wurde ein Hitachi F 1000-Fluorimeter verwendet.

Eluenten/Gradient (Tabelle 2):

a) 1,5 mol/l (NH₄)₂SO₄-Lösung in 1/100 mol/l KH₂PO₄-Puffer, pH 6,8.
b) 1/100 mol/l KH₂PO₄-Puffer, pH 6,8.

Tabelle 2

Arbeitstemperatur:
Kühlraum, +7°C

Probenvorbereitung:
Die Proben wurden unverdünnt eingesetzt. Das Probevolumen betrug 10 µl.

Die zu untersuchenden Verbindungen wurden in einer Konzentration von 0,2 bis 1,4 mg/ml in 10 mmol/l Kaliumphosphatpuffer pH 6,8 gelöst.

In Tabelle 3 sind die Retentionszeiten für verschiedene Proteine bzw. spezifisch bindefähige Substanzen zusammengestellt. Je länger die Retentionszeit, desto größer die Hydrophobizität.
ProteinRetentionszeit t _p
(min)

Fab TSH41,5 RSA23,2 q-Globulin32,0 β-Galactosidase39,6 β-Galactosidase vernetzt40,2 Streptavidin38,3 Thermo-RSA (Bsp. 1e)nicht eluierbar γ-Globulin, vernetzt (Bsp. 1a)nicht eluierbar

Besonders geeignet sind die unter diesen Bedingungen nicht eluierbaren Proteine, die bevorzugt verwendet werden. Besonders bevorzugt wird Thermo-RSA.

Claims

1. Verfahren zur Herstellung einer an ein unlösliches Trägermaterial gebundenen, spezifisch bindefähigen Substanz, insbesondere für die Verwendung in einem heterogenen Analysenverfahren, nach dem Prinzip des Immunoassay, dadurch gekennzeichnet, daß man ein lösliches Protein mit einem Molekulargewicht über etwa 500 000, welches hydrophober als die spezifisch bindefähige Substanz ist, an die spezifisch bindefähige Substanz kuppelt und dann das Konjugat aus Reaktionspartner und Protein an eine hydrophobe Festphase adsorbiert.

2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als lösliches Protein ein Protein mit einem Molekulargewicht von 500 000 bis 20 Mio. verwendet.

3. Verfahren nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, daß man das lösliche Protein aus einem Protein mit einem Molekulargewicht von 10 000 bis 700 000 durch Vernetzung, bis ein Molekulargewicht über 500 000 bis 20 Mio. erreicht ist, herstellt.

4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, daß das Protein vor Kupplung mit einem bi- oder polyfunktionellen Proteinreagenz vernetzt wird.

5. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß man ein hydrophobisiertes Protein verwendet.

6. Verfahren nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daß das Protein vor Kupplung durch Anwendung von Hitze, Behandlung mit Säuren, denaturierenden Agentien oder chaotropen Ionen und/oder durch chemische Kupplung mit einer hydrophoben Verbindung hydrophobisiert wird.

7. Verfahren nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, daß man als bifunktionelle Verbindung Disuccinimidylsuberat verwendet.

8. Verfahren nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, daß man als bifunktionelle Verbindung Glutaraldehyd verwendet.

9. Verfahren nach einem der Ansprüche 3 bis 8, dadurch gekennzeichnet, daß man als Protein Rinderserumalbumin, Lipase und/oder Immun-γ-Globuline verwendet.

10. Trägermaterial zur Verwendung bei Festphasen-Immunoassays, dadurch gekennzeichnet, daß es aus einer hydrophoben Festphase besteht, an die ein hydrophobes Protein mit einem Molekulargewicht von über etwa 500 000 adsorbiert ist, an das eine spezifisch bindefähige Substanz gebunden ist.

11. Trägermaterial nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, daß die hydrophobe Festphase aus Polystyrol, Polymethacrylat, Polyamid, Teflon oder aus einem Copolymeren von Styrol und Acrylnitril besteht.

12. Trägermaterial nach Anspruch 10 oder 11, dadurch gekennzeichnet, daß das Protein hydrophobisiertes Rinderserumalbumin (Thermo-RSA), hydrophobisierte Lipase oder hydrophobisiertes Immun-γ-Globulin ist.

13. Trägermaterial nach einem der Ansprüche 10 bis 12, dadurch gekennzeichnet, daß die spezifisch bindfähige Substanz ein Antigen oder ein Antikörper ist.