WO2023190640A1 - 細胞投与用シリンジを調製する方法、及び細胞投与用シリンジを用いた細胞輸送方法 - Google Patents

細胞投与用シリンジを調製する方法、及び細胞投与用シリンジを用いた細胞輸送方法 Download PDF

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WO2023190640A1
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cell
syringe
cells
suspension
administration
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原田 美乃里 宮下
柚葉 市川
昌 神林
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株式会社カネカ
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    • A—HUMAN NECESSITIES
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    • A—HUMAN NECESSITIES
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    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
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    • C12N1/00—Microorganisms, e.g. protozoa; Compositions thereof; Processes of propagating, maintaining or preserving microorganisms or compositions thereof; Processes of preparing or isolating a composition containing a microorganism; Culture media therefor
    • C12N1/04—Preserving or maintaining viable microorganisms
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N5/00—Undifferentiated human, animal or plant cells, e.g. cell lines; Tissues; Cultivation or maintenance thereof; Culture media therefor
    • C12N5/06—Animal cells or tissues; Human cells or tissues

Definitions

  • the present invention relates to a method for preparing a syringe for administering cells containing a cell suspension. Furthermore, the present invention relates to a cell transport method using a syringe for cell administration.
  • cell therapy using cells is increasingly being performed in the fields of plastic surgery and orthopedics.
  • autologous cell administration using, for example, mesenchymal stem cells (MSCs) is being carried out at many medical institutions, including private clinics.
  • the cells used in such treatments are, for example, separated and cultured from tissues collected from patients, such as MSCs, prepared into a preparation with a predetermined number of cells required for treatment, and then collected. administered to the patient.
  • the cells in cell preparations are not necessarily stable and are easily affected by the environment, so cell preparations prepared by external specialized institutions may be susceptible to vibrations and other factors such as the time lapse from preparation to administration to patients and the vibrations during transportation. As a result, cell quality and viability deteriorate. It is also necessary to prevent contamination with bacteria during the preparation process and transportation of cell preparations. Therefore, it is extremely important that the prepared cells be transported to small-scale medical institutions and administered to patients while maintaining a sterile state in good condition. To this end, we minimize the quality deterioration of cell preparations prepared at external specialized institutions, prepare and transport cell preparations under conditions that do not contaminate them with bacteria, and promptly administer them to the target patient after transportation. There is a need for a means to make this possible.
  • Preparatory work for cell administration after cells arrive and are accepted at a medical institution includes, for example, thawing of cell preparations, filling of devices for cell administration, and preparation of cell concentration as necessary.
  • a cell transport method that can eliminate or minimize such preparatory work is also considered to be highly desirable for medical institutions.
  • An object of the present invention is to provide a method for preparing cell preparations containing therapeutic cells in a sterile state in a form that can be immediately administered to a subject such as a patient while minimizing preparation work even in small-scale medical institutions. That's true.
  • a further object of the present invention is to transport the prepared cell preparations from the institution that prepares the cell preparations without degrading the quality of the therapeutic cells or contaminating them with contaminants, for example, in small-scale medical facilities.
  • the purpose is to provide a method of transportation to institutions.
  • a further object of the present invention is to provide a method that makes it possible to reliably administer a cell preparation to a subject such as a patient.
  • the present inventors conducted intensive research and injected a suspension of therapeutic cells in a non-cryopreservation solution that can keep the cells stable under aseptic conditions.
  • the present inventors have developed a method for transporting the cell preparation while maintaining a high cell survival rate by sealing the prepared cell preparation, packaging it in a thermostatic container, and transporting the cell preparation.
  • the present inventors also added cell information and/or information on the subject to be administered to the cell administration syringe filled with the prepared cell preparation, thereby providing information to the subject to whom the cell preparation is to be administered.
  • a method of preparing a syringe for cell administration comprising: a filling step of filling a syringe or a syringe equipped with a suction means with the cell suspension; If necessary, a sterile tube attachment step of attaching a sterile tube to the syringe or the suction means; and a removal step of removing gas in the cell administration syringe from the cell suspension via the sterile tube. including; All the above steps are carried out under sterile conditions.
  • the above method (2) The method according to (1), wherein the filling step is performed by suctioning the cell suspension through the suction means attached to the syringe.
  • a separation step of separating the suction means and the sterilization tube from the cell administration syringe after the removal step The method according to (1) or (2), further comprising the step of attaching a sealing means for sealing the suction means attachment site of the cell administration syringe.
  • the removing step includes extruding a portion of the cell suspension from the cell administration syringe into the sterile tube.
  • the cell suspension is a suspension of cells in a non-cryopreservation solution for cell preparations.
  • the non-cryopreservation solution for cell preparations contains 0.5 to 12 (w/v)% dextran, and The method according to (5), which is a solution containing a sodium salt, a potassium salt, and a calcium salt.
  • the method according to any one of (1) to (6), wherein the cells contained in the cell suspension are mesenchymal cells.
  • the mesenchymal cells include mesenchymal stem cells.
  • a cell transport method comprising: A preparation step of preparing a syringe for cell administration filled with a cell suspension; a sealing step of sealing the cell administration syringe; a packing step of packing the sealed container produced in the sealing step into a constant temperature container together with a cold pack; and a transportation step of transporting the packed constant temperature container to a medical institution at a temperature of 0° C. to 37° C. including; A transportation method, wherein the cell administration syringe is provided with cell information and/or information on the subject to be administered. (10) The method according to (9), wherein the syringe for cell administration filled with the cell suspension is prepared by the method according to any one of (1) to (8).
  • a cell preparation can be prepared in the form of a cell administration syringe containing a suspension of therapeutic cells in a non-cryopreservation solution.
  • the cell preparation can be transported from a cell preparation preparation institution as a packaged product sealed in a sealed container and capable of maintaining a constant temperature. Furthermore, according to the method of the present invention, the prepared cell preparations and the cells that serve as their raw materials will not deteriorate in quality or be contaminated with bacteria during transportation, and will be delivered to the intended institution reliably. Can be transported.
  • the cell preparation can be reliably administered to a subject such as a patient.
  • a photograph showing an overview of the process of filling a suspension of therapeutic cells into an administration syringe is shown.
  • E This is a photograph showing the syringe with the blunt needle and sterile tube removed after the air has been removed, together with the cap that will be attached to the syringe in the next step.
  • F A photograph of a syringe with a cap attached. A photograph is shown outlining the process of transporting a syringe filled with a suspension of therapeutic cells from an institution that prepares the therapeutic cells to a medical institution that administers them.
  • A This is a photograph of a syringe with a cap attached.
  • B A photograph showing a state in which a syringe filled with a cell suspension is housed in a water absorption bag having a water absorption function.
  • C A photograph showing a water absorption bag containing a syringe housed in a barrier pouch with a sealing function.
  • D This is a photograph showing a state in which the syringe in the barrier pouch is housed in a constant temperature transport package with the syringe facing sideways.
  • E A photo showing a temperature-controlled transport package containing a barrier pouch containing a syringe, an ice pack, and cushioning material to fill the excess space, and then being packed for transport to a medical institution. It is.
  • Figure 2 shows changes in cell viability over time when syringes with different volumes are filled with different volumes of cell suspensions.
  • the relative cell viability (%) on the vertical axis indicates a relative value with the cell viability at 0 hours after the start of storage as 100%.
  • Cell survival when syringes of different capacities are filled with cell suspensions at different numbers of cells/volumes of filling liquid, and the syringes are packed in temperature-controlled transport packages (TACPack®) and transported under refrigerated conditions. shows the change in rate over time.
  • TACPack® temperature-controlled transport packages
  • FIG. 2 is a photograph showing the morphology of spheroids after spheroid suspensions of adipose-derived MSCs were filled into vials and syringes under various conditions and stored refrigerated for 24 hours under vibration conditions.
  • 2 is a photograph showing the morphology of spheroids after spheroid suspensions of human iPS cells were filled into vials and syringes under various conditions and stored refrigerated for 24 hours under vibration conditions.
  • a first aspect of the invention is a method of preparing a cell preparation for administering therapeutic cells.
  • therapeutic cells are made into a suspension under aseptic conditions, and a cell preparation is prepared as a syringe filled with the cell suspension. Since the present invention minimizes the steps up to administration at a medical institution, for example, at a medical institution administering cell preparations, a cell suspension prepared in a syringe can be immediately administered to a subject in its original form. can be administered. That is, the cell preparation prepared by the method of the present invention does not require operations such as thawing the cells or filling a device for cell administration before administering to a subject. Therefore, according to the method of the present invention, there is extremely low risk of deterioration in cell quality, contamination with bacteria, and risk of erroneous operation at the administering medical institution.
  • sterile conditions refer to conditions that can keep objects (particularly cells and the inside of containers and instruments in contact with cells) sterile for a desired period of time.
  • sterile state refers to substantially no living microorganisms (including filamentous fungi, bacteria, etc.) and viruses.
  • therapeutic cells refer to cells that are administered to a subject for the purpose of cell therapy.
  • cell suspension refers to a solution in which the above therapeutic cells are suspended in a cell preservation solution.
  • syringe refers to a device that can aspirate or inject liquids (including suspensions) or gases.
  • syringe for cell administration means a syringe containing the above cell suspension.
  • the term "suction means” refers to a means that is attached to the cell administration syringe and aspirates the cell suspension into the syringe.
  • this includes a syringe needle and a tube, but is not limited thereto, and also includes when a cell suspension is aspirated through a connector or cock.
  • the term "sterilized tube” refers to a sterilized tube that can be attached to the suction means and that can hold therein the cell suspension extruded from the cell administration syringe. means.
  • sterilized winged intravenous needles and adapter tubes are applicable, but the invention is not limited thereto, and includes anything that provides similar effects.
  • the sterilized tube can also be directly attached to the cell administration syringe to serve as the "suction means”.
  • non-cryopreservation solution for cell preparations means a solution that allows non-cryopreservation of cells. Examples include solutions containing sodium, potassium and calcium salts, and solutions containing 0.5-12 (w/v) dextran and sodium, potassium and calcium salts.
  • non-freezing storage means storage under physical conditions such as temperature and pressure that do not freeze water.
  • atmospheric pressure refers to the temperature at which water does not freeze.
  • a non-freezing temperature refers to, for example, a temperature above or above 0°C.
  • cell preparation refers to a composition containing living cells that can be applied to a subject or a raw material for therapeutic cells.
  • the term "subject” refers to an individual to whom the cell preparation of the present invention is applied.
  • a “subject” is a “patient” in need of treatment or improvement.
  • the term "patient” is defined as a person who has some kind of abnormality in their body and is not in a healthy state, such as a person suffering from some kind of disease, as well as a person who is in a healthy state but for cosmetic purposes, motor function, or physical condition. refers to a person who receives cell preparations to improve or improve their health. In this specification, this corresponds to the main subject to whom the administration syringe of the present invention is administered.
  • mesenchymal cells include all cells that constitute mesodermal tissue, and include, but are not limited to, osteoblasts, adipocytes, muscle cells, and chondrocytes. Mesenchymal cells in the present invention also include mesenchymal stromal cells and mesenchymal stem cells.
  • stem cells refer to cells that have the ability to differentiate into various cells and the ability to self-renew. Examples include somatic stem cells and pluripotent stem cells.
  • MSC Mesenchymal Stem Cell
  • the mesenchymal stem cells herein include both mesenchymal stem cells obtained from any tissue and mesenchymal stem cells prepared in vitro.
  • the standard medium is a medium obtained by adding serum, a serum replacement reagent, or a growth factor to a basal medium (eg, ⁇ MEM medium).
  • ⁇ MEM medium a basal medium obtained by adding serum, a serum replacement reagent, or a growth factor to a basal medium (eg, ⁇ MEM medium).
  • a basal medium eg, ⁇ MEM medium
  • Each step of the method for preparing a syringe for cell administration of the present invention will be explained.
  • Each step of the method of the invention is performed under sterile conditions.
  • the essential steps include a filling step, and if necessary, a sterile tube attachment step and a removal step.
  • the method for preparing a syringe for cell administration of the present invention may further include a separation step and a sealing means attachment step as optional steps.
  • a syringe or a syringe equipped with a suction means is filled with the cell suspension.
  • filling is performed by aspirating the cell suspension through a suction means attached to a syringe.
  • This step is performed under sterile conditions.
  • Aseptic conditions can be achieved by any known method, and the method used is not particularly limited. Specifically, this can be achieved, for example, by a clean bench, an isolator, a sterile workroom, a limited access barrier system, or a combination thereof. Note that in the method of the first aspect of the present invention, all other steps are performed under aseptic conditions.
  • the sterilization treatment used is not particularly limited as long as it can kill or remove microorganisms in the object to the extent that the purpose of the present invention is achieved.
  • chemical sterilization using ethanol and sodium hypochlorite heat sterilization such as high-pressure steam sterilization and dry heat sterilization, gas sterilization using ozone gas, ethylene oxide gas, plasma hydrogen peroxide gas, etc., ultraviolet rays, gamma rays, and electron beams.
  • Radiation sterilization, sterile filtration, etc. can be used.
  • Sterilization also includes, for example, sterilization.
  • Appropriate sterilization methods and conditions can generally be selected depending on the type of microorganism, the contamination situation, and the nature and condition of the object to be sterilized.
  • the syringe used in the present invention is a device that can aspirate and inject liquid or gas, and generally has a cylindrical tube on the outside and a movable pusher on the inside. has. It is sufficient that the cell suspension can be aspirated through the suction means and that it has been sterilized. Preferably, those manufactured for medical use are sterilized, and more preferably individually packaged.
  • the syringe may be made of plastic, glass, metal, etc., and any of them can be used for the purpose of the present invention.
  • the size of the syringe is not particularly limited, and is determined depending on the amount of cell suspension to be administered to the subject. For example, it is possible to use a syringe with a capacity that is 1 times or more, 2 times or more, 3 times or more, 4 times or more, 5 times or more, or 10 times or more the amount of cell suspension administered to the subject at one time. can. More specifically, syringes of 0.5 ml, 1 ml, 2 ml, 5 ml, 10 ml, 20 ml, 30 ml, 50 ml, 100 ml or larger can be used.
  • the syringe is equipped with a suction means that allows the cell suspension to be aspirated and ejected into the cell administration syringe.
  • the suction means is preferably a liquid collection needle, more preferably an injection needle such as a sharp or blunt needle, particularly preferably a blunt needle.
  • injection needles of various sizes are commercially available, any needle should be used as long as it is large enough to aspirate the cells in the cell suspension into a syringe without compromising the quality of the cells. I can do it.
  • the size of the injection needle is preferably within the range of 14 gauge (outer diameter 2.0 mm) to 30 gauge (outer diameter 0.3 mm), more preferably 18 gauge (outer diameter 1.2 mm) to 27 gauge (outer diameter 0.4 mm). However, needle sizes outside of that range can also be used.
  • the suction means must be sterile.
  • injection needles of approximately 20 to 25 gauge size are often used to aspirate cell suspensions.
  • a needle size within that range, no more than 0.09 ⁇ L of cell suspension remains in the needle.
  • an 18 gauge size needle approximately 0.5 ⁇ L of cell suspension remains in the needle.
  • FIG. 1A is a photograph of a syringe with an injection needle attached. By pulling the middle barrel of the syringe in the direction of the white arrow, the cell suspension can be aspirated into the syringe.
  • FIG. 1B is a photograph of a syringe filled with cell suspension by aspiration.
  • a tube can be attached to the tip of the syringe directly or via an adapter, and the cell suspension can be aspirated into the syringe in the same manner as with the syringe needle.
  • the cell suspension may be sucked into a syringe through a connector or cock (two-way cock, three-way cock, etc.) connected to a container such as a bag filled with the cell suspension.
  • a connector or cock two-way cock, three-way cock, etc.
  • a container such as a bag filled with the cell suspension.
  • the cells suspended in the cell suspension are, for example, therapeutic cells administered to a subject for the purpose of cell therapy. That is, a cell suspension is prepared by suspending therapeutic cells in a non-cryopreservation solution for cell preparations that is suitable for preserving the cells, particularly for preserving them in a non-frozen state. Alternatively, as will be described later, it may be a cell suspension serving as a raw material for therapeutic cells.
  • the non-cryopreservation solution for cell preparations is not particularly limited as long as it is suitable for preserving cells in a non-frozen state.
  • suitable non-cryopreservation solutions for cell preparations include solutions containing sodium, potassium and calcium salts, more preferably 0.5-12 (w/v)% dextran;
  • Examples include a solution containing a salt, more preferably a solution containing albumin in addition to the above solution.
  • the concentration of dextran contained in the non-cryopreservation solution for cell preparations is not particularly limited; w/v)%, 0.8-14(w/v)%, 0.9-13(w/v)%, or 1-12(w/v)%.
  • the concentration of albumin is not particularly limited, but examples include: 20(w/v)% or less, 15(w/v)% or less, 14(w/v)% or less, 13.5(w/v)% or less, /v)% or less, 12(w/v)% or less, 11(w/v)% or less, 10.5(w/v)% or less, 10.25(w/v)% or less, or 10.1(w/v)% or less It is.
  • the concentrations of sodium salt, potassium salt, and calcium salt are not particularly limited.
  • Another suitable non-freezing preservation solution for cell preparations is physiological saline containing albumin.
  • the albumin concentration in that case is not particularly limited, but is, for example, 0.05 to 1 (w/v)%, 0.06 to 0.5 (w/v)%, or 0.08 to 0.12 (w/v)%.
  • the method used for suspending cells in a non-cryopreservation solution is not particularly limited.
  • suspension can be achieved by aeration, refluxing the liquid, or other mechanical agitation.
  • Specific methods include, for example, methods such as pipetting and tapping.
  • the pH of the non-cryopreservation solution for cell preparations is not particularly limited as long as the cells to be preserved are viable. Specific pH is, for example, 3-9, 3.5-8.5, 4-8, 4.5-7.5, or 5-7.5.
  • the osmotic pressure of the non-cryopreservation solution for cell preparations of this embodiment is also not particularly limited as long as the cells to be preserved are viable. For example, it can be a hypotonic solution (less than 250 mOsm/L), an isotonic solution (250-380 mOsm/L), or a hypertonic solution (greater than 380 mOsm/L).
  • the type of therapeutic cells used in the method of the present invention is not particularly limited. Examples include cells derived from living tissue, cells derived from cells derived from living tissue, stem cells, cells differentiated from stem cells, or a combination thereof.
  • cells derived from living tissue include epithelial tissue-derived cells, connective tissue-derived cells, muscle tissue-derived cells, neural tissue-derived cells, or combinations thereof.
  • connective tissue-derived cells, muscle tissue-derived cells, and the like can be collectively referred to as mesenchymal cells.
  • mesenchymal cells for example, cells derived from bone marrow, adipose tissue, umbilical cord, placenta, synovium, synovial fluid, dental pulp, heart, etc. can be used.
  • Specific mesenchymal cells include, for example, skin fibroblasts, osteoblasts, tendon/ligament fibroblasts, adipocytes, chondrocytes, tendon cells, cardiomyocytes, smooth muscle cells, skeletal muscle cells, and mucin-producing cells. Examples include cells, endocrine gland-derived cells (eg, insulin-producing cells such as ⁇ -islet cells), and the like.
  • blood cells are cells differentiated from hematopoietic stem cells, unlike other mesenchymal cells, but these are also treated as mesenchymal cells.
  • dendritic cells monocytes, natural killer (NK) cells, T cells (e.g., alpha beta ( ⁇ ) T cells, gamma delta ( ⁇ ) T cells, cytotoxic T cells ( Mesenchymal cells include cytotoxic T lymphocytes (CTL), helper T cells, etc.), B cells, macrophages, neutrophils, eosinophils, etc.
  • cytotoxic T cells include cytotoxic T lymphocytes (CTL), helper T cells, etc.
  • B cells macrophages, neutrophils, eosinophils, etc.
  • these mesenchymal cells may be differentiated from, for example, pluripotent stem cells described below, and specifically may be iPS cell-derived cardiomyocytes, chondrocytes, nerve cells, etc.
  • somatic stem cells for example, somatic stem cells, pluripotent stem cells, or a combination thereof can be used.
  • somatic stem cells include mesenchymal stem cells, neural stem cells, intestinal epithelial stem cells, hair follicle stem cells, mammary gland stem cells, pigment stem cells, and the like.
  • pluripotent stem cells include embryonic stem cells (ES cells), embryonic germ cells (EG cells), germline stem cells (GS cells), and induced pluripotent stem cells. Examples include induced pluripotent stem cells (iPS cells).
  • the tissue from which the cells are derived is not particularly limited.
  • stem cells such as mesenchymal stem cells that exist in various tissues
  • cells derived from any tissue may be used, or cells derived from multiple types of tissues may be used in combination. good.
  • tissues from which mesenchymal stem cells can be derived include the tissues exemplified for mesenchymal cells.
  • mesenchymal stem cells may be derived from connective tissue or adipose tissue.
  • therapeutic cells in the present invention may be in a single cell state or in a spheroid (cell aggregate) state.
  • the subject to which the cell preparation used in the method of the present invention can be applied is not particularly limited.
  • it can be applied to biological tissues, organs, or individuals.
  • the subject of the cell preparation used in the method of the present invention may be a healthy person or may be suffering from some disease or condition.
  • Diseases and conditions include, but are not limited to, cancer, leukemia, vascular disease, stem cell exhaustion disease, bone disease, cartilage disease, ischemic disease, neurological disease, burns, chronic inflammation, ischemic cardiomyopathy, and dilation.
  • heart diseases such as type cardiomyopathy, immunodeficiency, Crohn's disease, diabetes, arthropathy, facial lipoatrophy, mastectomy, scars, age spots, wrinkles, and sagging.
  • the purpose of application is not particularly limited.
  • it can be used for purposes such as improvement, treatment and prevention of diseases and conditions, and cosmetic surgery.
  • regenerative medicine for tissue enlargement such as tissue depression
  • immunotherapy such as T cell therapy, NKT cell therapy, dendritic cell transfer therapy, gene therapy using gene-transferred cells
  • breast augmentation Examples include wrinkle removal, stain removal, anti-aging, and other cell transplant therapies.
  • the cell preparation of the present invention can be mixed with fat and used for breast reconstruction in mastectomy patients, or can be used in patients with knee osteoarthritis.
  • Application of the cell preparation used in the method of the invention allows at least some of the applied cells to function similarly to resident cells in the subject.
  • a sterile tube is attached to the suction means.
  • the sterile tube used in the present invention is a sterilized tube that can be attached to a suction means attached to a syringe for cell administration, and is a sterilized tube that can be attached to a suction means attached to a syringe for cell administration.
  • a tube is used as the suction means, it can be used as is.
  • sterile tubes examples include sterilized winged intravenous needles, adapter tubes, sterile catheters, sterile cannulas, extension tubes, drip tubes, stomach tubes, and other medical tubes, which are particularly suitable. There is a sterile winged IV needle.
  • FIG. 1C is a photograph of a winged intravenous needle commercially available from Terumo Corporation that can be used as a sterile tube.
  • the gas in the cell administration syringe is removed from the cell suspension via the sterile tube, if necessary.
  • This step is a step of extruding a portion of the cell suspension in the cell administration syringe into a sterilized tube together with the gas (for example, air) present in the cell administration syringe.
  • the gas for example, air
  • a gas such as air
  • the gas may also be administered into the blood vessel of the subject when the cell suspension is administered to the subject.
  • air enters the blood vessel of the subject, there is a risk that the air will cause occlusion of the blood vessel. Therefore, by performing this step, it is necessary to remove gas such as air from the inside of the syringe for cell administration.
  • gases such as air contained in the cell suspension are sterilized along with a portion of the cell suspension. Move into the tube.
  • this removal step can be carried out at a medical institution after transportation and before administration to the subject, it is preferable to carry out it immediately after the filling step and transport the syringe with the gas removed.
  • the outlet of the sterile tube is located away from the cell administration syringe, so that the cell administration syringe and the cell suspension extruded from the tube do not come into contact. Therefore, the cell administration syringe is not contaminated by the extruded cell suspension.
  • the method is not limited as long as it is possible to prevent the cell administration syringe from being contaminated by the extruded cell suspension, and if the syringe has a needle attached to it, the needle should be empty and sterile.
  • FIG. 1D is a photograph of the blunt needle of a syringe containing a cell suspension as one embodiment described above, with a sterile tube attached to prevent dripping.
  • gas such as air can be removed along with a portion of the cell suspension in the syringe.
  • Separation process and sealing means attachment process Considering that the cell administration syringe will be transported to a medical institution, if the cell administration syringe is attached to the suction means and sterilization tube, the cell suspension will filter out from the syringe during transportation. There is a risk of release. It is preferable in the present invention to perform a separation step of separating the suction means and the sterile tube from the cell administration syringe, and a sealing means attachment step of sealing the part of the cell administration syringe where the suction means such as the injection needle was attached. It is. Therefore, a separation step and a sealing means installation step can be performed as optional steps after performing the above-mentioned separation step.
  • FIG. 1E is a photograph showing the syringe after the separation step, with the air removed and the blunt needle and sterile tube removed, along with the cap that will be attached to the syringe in the next step.
  • a means for sealing the site is attached to the site where the suction means such as the injection needle of the administration syringe was attached.
  • the sealing means By attaching the sealing means to the cell administration syringe, the tip of the syringe to which the suction means such as the injection needle was attached is sealed. This can prevent the cell suspension from leaking from the cell administration syringe and from contaminating the cell suspension with bacteria or the like.
  • the sealing means used here is not particularly limited as long as the cell suspension can be kept in the cell administration syringe in a sterile state by sealing the tip of the syringe. Naturally, the sealing means must also be sterile.
  • sealing means examples include syringe caps, luer caps, rubber stoppers.
  • syringe caps are commercially available, and materials such as polyethylene, plastic, soft vinyl chloride, silicone rubber, etc. can be used without particular limitation.
  • a sterilized airtight seal or the like is also possible to use as a sealing means in place of a syringe cap.
  • FIG. 1F shows a photograph of a capped syringe for cell administration.
  • the second aspect of the present invention is a cell transport method.
  • a syringe for cell administration is prepared according to the first aspect, and therapeutic cells contained in the syringe for cell administration are administered to a subject, mainly a patient, at a medical institution.
  • a subject mainly a patient
  • a medical institution for example, an institution that prepares syringes for cell administration and a medical institution are different institutions. Therefore, it is necessary to maintain the prepared cells in good condition during transportation until the cell preparation is administered to a subject, and to ensure the sterility of the cell preparation during transportation.
  • a syringe for cell administration is prepared, the syringe for cell administration is sealed, the sealed container prepared in the sealing step is packed in a thermostatic container together with an ice pack, and the packed thermostatic container is Transport to a medical institution at a temperature of 0 to 37°C.
  • the constant-temperature container mentioned here may be any container that can block the influence of external temperature to some extent, and does not necessarily have to keep the temperature inside the container constant. Of course, it is more preferable that the temperature be controlled within a predetermined range. Alternatively, a package for low-temperature transportation, a cold pack, etc., which will be described later, may be used as appropriate.
  • a cell administration syringe is provided with cell information and/or information about the subject to be administered.
  • the syringe for cell administration prepared according to the first aspect is prevented from deteriorating or being contaminated with bacteria in the syringe for cell administration by a specialized organization that has prepared the syringe for cell administration. From there, the cell preparation can be transported to a medical institution where it will be administered.
  • the scale and classification of the medical institution is not limited as long as it is an institution that administers therapeutic cells to subjects.
  • it may be an advanced medical facility such as a university hospital or a general hospital, a medium-sized or small-scale medical facility, or a private clinic or orthopedic clinic.
  • an advanced medical facility such as a university hospital or a general hospital
  • a medium-sized or small-scale medical facility such as a university hospital or a general hospital
  • a private clinic or orthopedic clinic such as a private clinic or orthopedic clinic.
  • the present invention can be particularly preferably implemented because the steps up to administration can be minimized.
  • sealed container refers to a container that is sealed to prevent solid and/or gaseous foreign matter from entering the syringe for cell administration and to prevent loss of the contents filled in the syringe for cell administration. means a container capable of
  • cold pack refers to an agent that allows the "syringe for cell administration" to be kept at a low temperature, or a pouch containing the agent.
  • a “cold pack” is, for example, a composition packed in a bag containing water and a super absorbent resin (eg, sodium polyacrylate) as main components.
  • temperature-controlled transportation package refers to a transportation package that has a heat insulating property that allows the inside of the container to be maintained within a constant temperature range for a certain period of time.
  • cell information refers to information regarding the type, strain, property, origin, origin, etc. of therapeutic cells contained in a syringe for cell administration, and refers to information useful for cell identification.
  • subject information refers to information regarding the name, age, gender, disease name, etc. of the subject receiving the therapeutic cell suspension, and includes information useful for identifying the subject. means.
  • these "cell information” and “subject information” may be provided directly to the syringe for cell administration, or may be provided to a closed container that houses the syringe for cell administration.
  • the form of application is not particularly limited, and any means such as labels, stickers, printing, tags, etc. can be used.
  • these "cell information” and “subject information” may be provided in the form of symbols or barcodes. It is also possible to check the specific information corresponding to the assigned symbol or barcode via email, database, etc.
  • the method of the present invention includes a preparation step, a sealing step, a packaging step, and a transportation step as essential steps.
  • a syringe for cell administration is provided with cell information and/or subject information.
  • the cell administration syringe is sealed in a sealed container. Store it inside.
  • the sealed container used here is not particularly limited as long as it can achieve the purpose of sealing the syringe for cell administration, but examples include barrier pouches, Unipacks, Tupperware, vials, and other plastic containers with lids; Examples include glass bottles.
  • the water absorbing bag is not particularly limited as long as it has the function of absorbing leaked liquid.
  • Various products are commercially available that have a water-absorbing function by containing water-absorbing polymers, etc., and the most suitable water-absorbing bag for the cell administration syringe to be transported is selected by considering the water-absorbing function and size.
  • Examples of water-absorbing bags include "Water Catch (registered trademark)” commercially available from Sanyo Co., Ltd., “Aqua Boy (trademark)” commercially available from Akagi Co., Ltd., and water-absorbing bags commercially available from Sugiyamagen Co., Ltd.
  • Examples include “Suishokun (trademark)” which is a super absorbent polymer commercially available from Ashimori Kogyo Co., Ltd. Note that if a water absorption bag for the barrier pouch to be used is commercially available, it is preferable to use it.
  • FIG. 2A shows a photograph of a syringe with a cap.
  • FIG. 2B shows a photograph showing a state in which a syringe filled with a cell suspension is housed in a water absorption bag having a water absorption function.
  • FIG. 2C is a photograph showing a state in which a water absorption bag containing a syringe is housed in a barrier pouch having a sealing function.
  • Packaging process A sealed container such as a barrier pouch containing a syringe for cell administration is packed together with an ice pack in a package for constant temperature transport.
  • the constant-temperature transport package used in the present invention is a transport package that has heat insulation and heat retention properties that allow the inside of the container to be maintained within a certain temperature range for a certain period of time.
  • Constant temperature does not necessarily mean that the same temperature must be maintained, and temperature changes are allowed as long as it is within a set temperature range.
  • the transport package is not particularly limited, it is preferable to use a heat-insulating container containing a heat insulating material as the constant-temperature transport package.
  • packages for constant temperature transport include, but are not limited to, those containing insulation materials such as vacuum insulation materials, expanded styrene insulation materials, rigid urethane foam insulation materials, and glass wool insulation materials. .
  • Particularly suitable temperature-controlled transport packages include TACPack® commercially available from Tamai Kasei Co., Ltd., va-Q-tec® commercially available from va-Q-tec AG, and INOAC Corporation Co., Ltd.
  • Neoace registered trademark
  • the constant temperature transport package is a constant temperature transport package that can maintain the temperature inside the container at a constant temperature. As described below, the temperature during transportation is maintained between 0°C and 37°C, so when using constant-temperature transport packages, it is necessary to select a package that has a standard that allows it to be maintained at such temperatures.
  • ice packs are commercially available, such as bags containing compositions containing water and superabsorbent resins (e.g., sodium polyacrylate) as main components, but none of them can be used for the purposes of the present invention. can be used.
  • superabsorbent resins e.g., sodium polyacrylate
  • FIG. 2D is a photograph showing a state in which the syringe in the barrier pouch is housed in TACPack (registered trademark), which is a package for constant temperature transportation, with the syringe facing sideways.
  • TACPack registered trademark
  • a cushioning material into the surplus space in the constant-temperature transport package after storing the barrier pouch containing the cell administration syringe in the constant-temperature transport package. This is because it is possible to reduce the loss that cells receive due to shock during transportation.
  • Various materials can be used as the cushioning material, including air cushioning materials, foam cushioning materials, petit rolls, packing paper, and the like.
  • FIG. 2E shows a TACPack (registered trademark), which is a package for constant-temperature transport, containing a barrier pouch containing a syringe and cushioning material to fill the excess space, for transport to a medical institution. This is a photo showing the condition.
  • TACPack registered trademark
  • the temperatures during the transportation process are 0-37°C, 0-30°C, 0-25°C, 0-20°C, 0-17°C, 0-15°C, 0-14°C, 0-13°C, 0-12°C, 0 to 11°C, 0 to 10°C, 0.1 to 9°C, 0.2 to 8°C, 0.5 to 7°C, 1 to 6°C, 1.5 to 5°C, or 2 to 5°C, and cells are stable within this range. Maintain the most suitable temperature for sex. For example, it is preferable to maintain the temperature at around 4°C, which is used in the following examples.
  • the constant temperature container packed with the cell administration syringe is transported to a medical institution.
  • the cell suspension in the cell administration syringe is administered to a patient at the medical institution.
  • the present invention also provides methods of administering cell suspensions. According to the administration method of the present invention, a cell suspension can be administered while maintaining the stability of the cells.
  • the means for administering the cell suspension in the cell administration syringe to the patient is not particularly limited, but the cell administration syringe that has been transported and arrived at the medical institution may be provided with an injection needle for administration to the patient. It is convenient to connect the injection needle and administer it to the patient through the injection needle.
  • the injection needle used at this time is not particularly limited, and the thickness, length, number of needles, etc. can be arbitrarily selected depending on the disease of the patient to be administered and the purpose of administration.
  • the injection needle may not be connected directly to the syringe for cell administration, but may be connected via a tube or adapter, or may be connected to an intravenous drip line or catheter for administration.
  • the period from the end of the preparation process until the cell suspension is administered to the patient should be short, preferably within 4 days, more preferably within 3 days, even more preferably is within 2 days, most preferably within 1 day.
  • the survival rate of the cells in the cell suspension at the time of administration to the subject is 70% or more compared to the time of preparation of the cell suspension. It is. In the range of conditions examined in the following example, the cell survival rate after 96 hours was 90% or more (Example 2).
  • spheroids of pluripotent stem cells such as iPS cells produced using the suspension culture method are not administered as they are, but are differentiated and used as therapeutic cells.
  • the method of the present invention can also be employed as a means for suitably transporting spheroids of pluripotent stem cells, which are raw materials for cells for treatment.
  • Example 1 Consideration of the volume of the transport syringe and the volume of the cell suspension to be filled> (the purpose) Vials and freeze tubes are commonly used as containers for storing and transporting frozen cells. Therefore, we first conducted a preliminary test in which the prepared cell preparation was placed in a freeze tube, left standing vertically, and transported under refrigeration without freezing. As a result, it was observed that the cell survival rate tended to decrease as the concentration of cells filled in the container increased. This result suggests that when cells settle to the bottom of the tube, a large amount of cells may deplete nutrients around the cells and increase the concentration of waste products, leading to greater cell loss.
  • the present inventors came up with the idea of using a syringe as a container for cell preparations.
  • the cell concentration in the cell suspension to be filled into a syringe and the capacity of the syringe to be filled with the cell suspension will be investigated.
  • Method 1 Preparation of cell suspension After thawing and washing the aspirated fat-derived MSCs that had been stored frozen, the amount of cells was reduced to 1 ⁇ 10 8 cells by replacing the washing solution with a non-cryopreservation solution for cell preparations and suspending them. Cell suspensions of the following levels were prepared in the following manner. The composition of the non-cryopreservation solution for cell preparations used in this example is as shown below.
  • Lactated Ringer's solution (Lactec Injection, Otsuka Pharmaceutical Factory (for composition etc., see the December 2016 revised (9th edition) package insert)) + dextran 4(w/v)% + human serum albumin (HSA) 5(w/v) )%
  • the prepared cell suspension was filled into a syringe or flow tube with the following volume.
  • a syringe as shown in Figure 1, after aspirating the cell suspension through a blunt needle, attach a sterile tube to remove the gas inside the syringe, and then separate the blunt needle and sterile tube. , the cap was attached.
  • the total cell concentration in this measurement is calculated by mixing equal amounts of cell suspension, cell processing reagent A100 (model number: 910-0003), and cell processing reagent B (model number: 910-0002).
  • the PI solution was used as a staining target, aspirated into the above-mentioned cassette, and measured.
  • the cell number and survival rate of the obtained adipose-derived MSCs were calculated from the cell concentration measurement values. The calculation formula was as follows.
  • Viability rate of adipose-derived MSC 100 - (dead cell concentration (cells/mL) / (total cell concentration (cells/mL) x 3 (dilution factor during measurement)) x 100) Note that the cell viability data was standardized with the value after 0 hours as 100%.
  • FIG. 3 shows the results of measuring changes in cell viability in the cell suspension at each level.
  • the cell viability of level (1) in which the cell suspension was filled in a syringe, gradually decreased over time, but even after 96 hours, it was still 90% lower than at the start of storage. % cell viability was maintained.
  • Level (2) and Level (3) in which the cell suspension was filled in the syringe also maintained a cell survival rate of 90% after 72 hours compared to the time at the start of storage. Therefore, it has been found that filling and storing the cell suspension in a syringe is suitable from the viewpoint of cell survival rate.
  • level (4) in which the cell suspension was filled in a flow tube also maintained a cell viability of 90% compared to the time at the start of storage even after 72 hours.
  • level (5) which is a test in which a cell suspension was actually transported using a flow tube (corresponding to the preliminary test of the reference example), the cell The survival rate had fallen to 69% at the start of preservation.
  • a syringe would be suitable as a container for filling the cell suspension. Furthermore, it was predicted that the decrease in cell survival rate during refrigerated transportation could be suppressed by lowering the cell concentration and storing the cell administration syringe horizontally to increase the area on which cells settle.
  • Example 2 Changes over time in cell viability when cell products filled with cell suspensions in syringes are transported under refrigerated conditions under various conditions> (the purpose)
  • the size of the syringe which is a candidate container for containing the product cells, and the capacity of the suspension to be filled in it.
  • a transport test is conducted using a syringe as a container, and the cell survival rate during transport is evaluated over time.
  • Method 1 Preparation of cell suspension and filling of the cell suspension into a syringe After thawing and washing the aspirated fat-derived MSCs that had been stored frozen, the washing solution was used as a non-cryopreservation solution for cell preparations (lactated Ringer's solution + dextran 4 (w/ A cell suspension was prepared by substituting the cell suspension with HSA 1.5 (w/v)%). The prepared cell suspension was filled into a syringe in the same manner as in Example 1.
  • the size of the syringe filled with the cell suspension, the number of filled cells/amount of cell suspension, and whether or not to be transported are as follows.
  • FIG. 4 shows the results of measuring changes in cell viability in the cell suspension at each level. As shown in FIG. 4, at all levels, although the survival rate tended to decrease over time, the survival rate of 90% or more at the start of storage was maintained even after 96 hours.
  • the survival rate was maintained higher at level (3), where the number of cells was smaller (lower cell concentration).
  • Level (1) in which a 10 mL syringe was filled with a suspension of 10 ⁇ 10 7 cells/5 mL Level (4) in which a 10 mL syringe was filled with a suspension of 10 ⁇ 10 7 cells/10 mL, and 10 ⁇ 10 7 cells
  • Level (5) in which a 2.5 mL syringe was filled with 2.5 mL of suspension there was no significant difference in survival rate after 72 hours.
  • Example 3 Changes in cell recovery rate over time when cell products filled with cell suspensions in syringes are transported under refrigerated conditions under various conditions> (the purpose)
  • the size of the syringe which is a candidate container for containing the product cells, and the capacity of the suspension to be filled into it.
  • a transport test is conducted using a syringe as a container, and the cell recovery rate during transport is evaluated over time.
  • the size of the syringe filled with the cell suspension, the number of filled cells/amount of cell suspension, and whether or not to be transported are as follows.
  • FIG. 5 shows the results of measuring changes in cell recovery rate in the cell suspension at each level. As shown in Figure 5, the average values of cell recovery rates were approximately 98, 96, 92, 92, 91 (%). Therefore, the cell recovery rate was over 90% at all levels. Therefore, when a syringe was used as a container for refrigerated transportation of product cells, the cell loss was less than 10%, which was a very good result.
  • Example 4 Confirming the sterility of the product after filling it into a syringe and transporting it under refrigeration>
  • a culture medium filling test (process simulation) was conducted to verify that sterility was maintained during the process of filling refrigerated transport cells into syringes and transporting them with TACPack (registered trademark).
  • TACPack registered trademark
  • Syringes 15 syringes: 10 mL syringes x 5, 5 mL syringes x 5, 2.5 mL syringes x 5) filled with culture medium were prepared in the same manner as in Example 1, except that the culture medium was used instead of the cell suspension. After being transported from Yokohama to Kobe, the syringes were cultured for 14 days and it was confirmed that there was no bacterial growth in all 15 syringes. This confirmed that sterility could be ensured in the cell filling process and refrigerated transport process in the present invention.
  • Example 5 Simulation experiment of refrigerated transport of fat-derived MSC spheroids> 1. Preparation of spheroid suspension After thawing human adipose-derived MSCs that had been stored frozen, MEM ⁇ was added with 5% hPL, 0.1% gentamicin (Takada Pharmaceutical), and 0.1% 0.25 mg/mL amphotericin B (Bristol-Myers). (Life Technologies Japan) was used as a medium, and adhesive culture was performed at a seeding density of 1 ⁇ 10 5 cells/cm 2 at 37° C. in a 5% CO 2 atmosphere. On the third day of culture, cells were detached, washed, and collected as single cells.
  • EZSPHERE registered trademark
  • SP Microplate 6well APC Techno Glass
  • the culture solution volume is 3 mL
  • the cell density at the start of culture is 2.7 ⁇
  • the collected cells were seeded at 10 6 cells/well and cultured in suspension at 37° C. in a 5% CO 2 atmosphere. Three days later, the medium was separated by centrifugation and spheroids were collected.
  • spheroids After washing the spheroids, suspend them in a non-cryopreservation solution for cell preparations (Lactated Ringer's solution + Dextran 4 (w/v)% + HSA 1.5 (w/v)%) to a concentration of 1 ⁇ 10 6 cells/mL. A suspension was prepared. The number of cells was determined based on the results obtained by converting spheroids sampled at the end of culture into single cells by pipetting with TrypLE (trademark) Select (Life Technologies Japan Co., Ltd.) and measuring them using NucleoCounter NC-200.
  • TrypLE trademark
  • the upper photograph in Figure 6 shows the state of spheroids in the suspension at the start of storage
  • the lower four photographs in Figure 6 indicates the state of spheroids in suspension after storage.
  • most of the spheroids collapsed in the suspension filled in the vial levels (3) and (4)
  • many single cells were observed instead, indicating that the spheroid shape could not be maintained during transportation.
  • StemFit (registered trademark) AK02N (Ajinomoto Co., Ltd.) was used as the medium, and the day on which the cells were seeded was the 0th day of culture, and the entire amount of the medium was replaced on the 1st, 4th, and 6th day of culture.
  • the amount of medium was 60 mL/dish only when changing the medium on the first day of culture, and 30 mL/dish at other times.
  • Y-27632 (Fuji Film Wako Pure Chemical Industries, Ltd.) was added to the medium at a final concentration of 10 ⁇ M.
  • the culture medium for seeding was StemFit (registered trademark) AK02N (Ajinomoto Co.) supplemented with Y-27632 at a final concentration of 10 ⁇ M and IWR-1 endo at a final concentration of 20 ⁇ M.
  • the culture temperature was 37°C and the amount of gas supplied was was maintained at 0.1 L/min, carbon dioxide gas supply was automatically controlled to maintain pH between 7.1 and 7.2, and the stirring speed was 60 mm/sec.
  • the day the culture was started was set as the 0th day of culture, and the entire amount of the medium was replaced on the 1st day and the 2nd day of culture.
  • Spheroids were suspended in Ringer's solution (Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd.) containing Y-27632 at a final concentration of 10 ⁇ M at a concentration of 1 ⁇ 10 7 cells/mL to prepare a spheroid suspension.
  • the number of cells was determined based on the results obtained by converting spheroids sampled at the end of culture into single cells by pipetting with Accutase (Innovative Cell Technology) and measuring them using NucleoCounter NC-200.
  • the present invention it has become possible to prepare a syringe for cell administration containing a suspension of therapeutic cells without contamination with unintended bacteria or contaminants. Furthermore, the cell administration syringe containing the cell suspension is transferred from the institution that prepares it to the medical institution that administers the therapeutic cells to the subject without deteriorating the quality of the cells and maintaining sterility. It became possible to transport. In addition, the present inventors have found that by adding cell information and/or information on the subject to be administered to the cell administration syringe, it becomes possible to reliably administer therapeutic cells to the subject to be administered. Developed a transportation method. The present invention greatly contributes to the implementation of cell therapy, especially in small-scale medical institutions. All publications, patents, and patent applications cited herein are incorporated by reference in their entirety.

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Abstract

医療機関において準備作業の必要がなく直ちに被検体に投与できる形態に、治療用細胞を含む細胞製剤を、無菌の状態で調製する方法を提供することである。さらに、細胞製剤を調製する機関から医療機関に、治療用細胞の品質が劣化したり、雑菌が混入したりすることがなく輸送する方法を提供することである。　細胞を安定に保つことができる非凍結保存液中に治療用細胞が懸濁された懸濁液を、無菌の状態で注射用シリンジに充填した細胞製剤を調製する方法、及び調製された細胞製剤を密封し、定温容器中に梱包して輸送することにより、高い細胞生存率と無菌性を維持してその細胞製剤を輸送する方法。

Description

細胞投与用シリンジを調製する方法、及び細胞投与用シリンジを用いた細胞輸送方法
　本発明は、細胞懸濁液を含む細胞投与用シリンジを調製する方法に関する。更に本発明は、細胞投与用シリンジを用いた細胞輸送方法に関する。
　近年、細胞研究の進歩により、再生医療の技術的障壁が低くなりつつある。生きた細胞を患者へ移植して治療を行う細胞移植は、当初、主に血液難病の患者へ造血幹細胞を移植する骨髄移植において利用されていたが、その用途に広がりを見せている。
　例えば、形成外科や整形外科の領域においても、細胞を用いた細胞治療が行なわれるようになってきている。このような領域の細胞治療において、例えば間葉系幹細胞（Mesenchymal Stem Cell：MSC）などを用いた自家細胞投与が、民間の診療所を含む多くの医療機関において行われている。このような治療を行うにあたって用いられる細胞は、例えば、患者から採取した組織からMSCなどを分離・培養し、治療に必要な所定の細胞数を調整した製剤に調製した後に、その細胞を採取した患者に投与される。
　これまで細胞治療は、高度な医療設備を有する医療機関において主に行われてきた。しかし、上述のような再生医療や細胞移植の用途の広範な広がりから、今日、個人病院等の小規模な医療機関も、軽度な疾患及び状態に対する処置を目的とした再生医療や細胞移植の提供を希望する傾向にある。
　しかし、そのような小規模な医療機関では、細胞治療等に用いられる細胞製剤を調製するための設備や技術者を有しないことが多い。その場合には一般的に、細胞製剤の調製は外部の専門機関で行われる。そして、外部の専門機関で調製された細胞製剤を輸送し、小規模な医療機関において治療のために患者に投与することになる。このように小規模な医療機関において再生医療や細胞移植を実施するためには、細胞製剤の輸送と保存が必要である。
　現在では細胞の保存と輸送をする場合には、細胞の生存率を維持するために凍結された状態で行うことが一般的である。凍結保存された細胞から細胞製剤を調製するには、細胞の解凍に加えて、細胞を投与するための器具へ充填等の作業を行う必要がある。しかしながら上記でも述べたように、小規模な医療機関でそのような作業を行うことは人手と設備の点から困難である。よって小規模な医療機関において細胞治療を好適に実施するために、最小限の工程で細胞を患者に投与することが可能な細胞製剤が求められている。
　更に細胞製剤中の細胞は必ずしも安定ではなく環境の影響を受けやすいことから、外部の専門機関で調製された細胞製剤は、調製後から患者に投与されるまでの時間経過や輸送時の振動などによって、細胞の品質や生存率の低下が進行する。また細胞製剤の調製工程や輸送中に雑菌が混入することも防ぐ必要がある。よって調製された細胞を良好な状態で無菌の状態を維持したままで、小規模な医療機関に輸送され患者に投与されることが極めて重要となる。そのために外部の専門機関で調製された細胞製剤の品質低下を最小化し、かつ雑菌が混入しない条件下で細胞製剤の調製・輸送を行い、輸送後は速やかに対象とする患者に投与することを可能とする手段が求められている。
　特に自己由来の細胞を投与する場合、患者に対し自己由来の細胞を確実に本人に投与するために、医療機関での組織の採取段階、それを外部の専門機関へ輸送する段階、専門機関での細胞製剤の調製・培養段階、細胞製剤の輸送段階、医療機関で受入後の医療機関での取り扱い段階のすべてにおいて、対象となる細胞製剤のロットを明確に識別する必要がある。整形外科や形成外科領域など、治療件数（細胞投与件数）が多い民間のクリニックにおいてはなおさらである。
　細胞が医療機関に到着して受け入れられて以降の、細胞投与のための準備作業として、例えば、細胞製剤の解凍作業、細胞を投与するための器具への充填、必要に応じて細胞濃度の調製作業などがあるが、このような準備作業を不要としうるような、或いは、最小化しうるような細胞輸送方法も、医療機関にとって非常に好ましいと考えられる。
特表2014-513918
　本発明の課題は、例えば小規模な医療機関においても準備作業を最小化し、直ちに患者等の被検体に投与できる形態として、治療用細胞を含む細胞製剤を無菌の状態で調製する方法を提供することである。
　更なる本発明の課題は、前記調製された細胞製剤を、前記細胞製剤を調製する機関から、治療用細胞の品質が劣化したり、雑菌が混入したりすることがなく、例えば小規模な医療機関に輸送する方法を提供することである。
　更なる本発明の課題は、細胞製剤を投与されるべき患者等の被検体に確実に投与することを可能とする方法を提供することである。
　上記課題を解決するために、本発明者らは鋭意研究を行い、細胞を安定に保つことができる非凍結保存液中に治療用細胞が懸濁された懸濁液を、無菌の状態で注射用シリンジに充填した細胞製剤を調製する方法を開発した。
　また本発明者らは、前記調製された細胞製剤を密封し、定温容器中に梱包して輸送することにより、高い細胞の生存率を維持して前記細胞製剤を輸送する方法を開発した。
　また本発明者らは、前記調製された細胞製剤が充填された細胞投与用シリンジに細胞情報及び／又は投与される被検体の情報を付与することにより、細胞製剤を投与されるべき被検体に確実に投与することが可能となる輸送方法を開発した。
　従って、本発明は、以下の（１）～（１５）の特徴を有する。
（１）
　細胞投与用シリンジを調製する方法であって、
　シリンジまたは吸引手段が装着されたシリンジに細胞懸濁液を充填する充填工程、
　必要に応じて、前記シリンジまたは前記吸引手段に滅菌チューブを装着する、滅菌チューブ装着工程、及び前記細胞懸濁液より、前記滅菌チューブを介して前記細胞投与用シリンジ中の気体を除去する除去工程を含み、
　前記の全ての工程は無菌条件下で行われる、
上記方法。
（２）
　前記充填工程が、前記シリンジに装着した前記吸引手段を介して、前記細胞懸濁液を吸引することにより行われる、（１）に記載の方法。
（３）
　除去工程後の前記細胞投与用シリンジから、前記吸引手段と前記滅菌チューブを分離する分離工程、及び、
　前記細胞投与用シリンジの吸引手段装着部位を密封するための密封手段を装着する、密封手段装着工程を更に含む、（１）又は（２）に記載の方法。
（４）
　前記除去工程が、前記細胞投与用シリンジから前記細胞懸濁液の一部を前記滅菌チューブ内に押し出すことを含む、（１）～（３）のいずれかに記載の方法。
（５）
　前記細胞懸濁液は、細胞を細胞製剤用非凍結保存液に懸濁させたものである、（１）～（４）のいずれかに記載の方法。
（６）
　前記細胞製剤用非凍結保存液が、0.5～12（w/v）％のデキストラン、及び、
　ナトリウム塩、カリウム塩及びカルシウム塩を含む溶液である、（５）に記載の方法。
（７）
　前記細胞懸濁液に含まれる細胞が間葉系細胞である、（１）～（６）のいずれかに記載の方法。
（８）
　前記間葉系細胞が間葉系幹細胞を含む、（７）に記載の方法。
（９）
　細胞輸送方法であって、
　細胞懸濁液が充填された細胞投与用シリンジを調製する調製工程、
　前記細胞投与用シリンジを密封する密封工程、
　前記密封工程で作製した密封容器を保冷剤と共に定温容器中に梱包する梱包工程、及び　梱包された前記定温容器を0℃～37℃の温度下で医療機関に輸送する輸送工程、
を含み、
　前記細胞投与用シリンジには細胞情報及び／又は投与される被検体の情報が付与されている、輸送方法。
（１０）
　前記細胞懸濁液が充填された細胞投与用シリンジが、（１）～（８）のいずれかに記載の方法によって調製されたものである、（９）に記載の方法。
（１１）
　前記密封工程の前に前記細胞投与用シリンジを吸水バッグ中に収納する収納工程を更に含む、（９）又は（１０）に記載の方法。
（１２）
　前記定温容器の中に細胞投与用シリンジが横向きになるように設置され、その状態で輸送される、（９）～（１１）のいずれかに記載の方法。
（１３）
　前記細胞投与用シリンジを調製する機関と前記医療機関が異なる機関である、（９）～（１２）のいずれかに記載の方法。
（１４）
　（９）～（１３）のいずれかに記載の方法により前記定温容器が前記医療機関へ輸送された後に、前記医療機関において、前記細胞投与用シリンジ中の細胞懸濁液が、前記調製工程後4日以内に被検体に投与される、細胞懸濁液の投与方法。
（１５）
　被検体への投与時における前記細胞懸濁液中の細胞の生存率が、前記細胞懸濁液の調製時と比較して70％以上である、（１４）に記載の方法。
　本明細書は本願の優先権の基礎となる日本国特許出願番号2022-056306号、2022-134738号の開示内容を包含する。
　本発明の方法によれば、非凍結保存液中に治療用細胞が懸濁された懸濁液を含む細胞投与用シリンジの形態で細胞製剤を調製することができる。
　また、本発明の方法によれば、細胞製剤調製機関から、密封容器に封入されかつ定温を保つことができる梱包物として輸送することができる。
　また、本発明の方法によれば、調製された細胞製剤やその原料となる細胞を、輸送中に細胞の品質が劣化したり、雑菌が混入したりすることがなく、目的の機関に確実に輸送することができる。
　また、本発明の方法によれば、細胞製剤を投与されるべき患者等の被検体に確実に投与することができる。
治療用細胞の懸濁液を投与用シリンジへ充填する工程の概要の写真を示す。Ａ：治療用細胞の懸濁液を吸引する前の鈍針を付したシリンジの写真である。Ｂ：鈍針を介して治療用細胞の懸濁液を吸引した状態のシリンジの写真である。Ｃ：液だれ防止のための滅菌チューブの写真である。Ｄ：細胞懸濁液を含むシリンジの鈍針に、液だれ防止のための滅菌チューブを装着して空気を除去する状態を示す写真である。Ｅ：空気を除去後、鈍針と滅菌チューブを外したシリンジを、次の工程でそのシリンジに装着するキャップと共に示した写真である。Ｆ：キャップを付したシリンジの写真である。 治療用細胞の懸濁液を充填したシリンジを、治療用細胞を調製する機関からそれを投与する医療機関に輸送する工程の概要の写真を示す。Ａ：キャップを付したシリンジの写真である。Ｂ：細胞懸濁液が充填されたシリンジを、吸水機能を有する吸水バックに収納した状態を示す写真である。Ｃ：シリンジが収納された吸水バックを、密封機能を有するバリアパウチに収納した状態を示す写真である。Ｄ：バリアパウチ内のシリンジを、そのシリンジが横向きになるようにして、定温輸送用パッケージの中に収納した状態を示す写真である。Ｅ：定温輸送用パッケージの中に、シリンジが収納されたバリアパウチに加えて、保冷剤と余剰スペースを埋めるための緩衝材を入れて、医療機関に輸送するための梱包物とした状態を示す写真である。 異なる容量のシリンジに異なる容量の細胞懸濁液を充填した場合の、細胞生存率の経時的変化を示す。縦軸の相対細胞生存率（％）は、保存開始後0時間の細胞生存率を100%とした相対値を示す。 異なる容量のシリンジに異なる充填細胞数/充填液量で細胞懸濁液を充填し、そのシリンジを定温輸送用パッケージ（TACPack（登録商標））の中に梱包して冷蔵輸送した場合の、細胞生存率の経時的変化を示す。縦軸の相対細胞生存率（％）は、保存開始後0時間の細胞生存率を100%とした相対値を示す。 異なる容量のシリンジに異なる充填細胞数/充填液量で細胞懸濁液を充填し、そのシリンジを定温輸送用パッケージ（TACPack（登録商標））の中に梱包して冷蔵輸送した場合の、細胞回収率の経時的変化を示す。縦軸の細胞回収率（％）は、保存開始後0時間の細胞回収率を100%とした相対値を示す。 脂肪由来MSCのスフェロイド懸濁液を種々の条件でバイアル及びシリンジに充填し、振動条件下で２４時間冷蔵保存した後のスフェロイドの形態を示す写真である。 ヒトiPS細胞のスフェロイド懸濁液を種々の条件でバイアル及びシリンジに充填し、振動条件下で２４時間冷蔵保存した後のスフェロイドの形態を示す写真である。
１．細胞投与用シリンジの調製方法
１－１．概要
　本発明の第１の態様は、治療用細胞を投与するための細胞製剤を調製する方法である。本発明においては治療用細胞を無菌条件下で懸濁液とし、その細胞懸濁液を充填したシリンジとして細胞製剤を調製する。本発明においては医療機関における投与までの工程を極力少なくしているために、例えば細胞製剤を投与する医療機関において、シリンジの中に調製された細胞懸濁液をそのままの形態で直ちに被検体に投与することができる。すなわち本発明の方法で調製された細胞製剤は、被検体に投与する前に細胞の解凍や、細胞投与するための器具へ充填等作業を行う必要がない。よって本発明の方法によれば、細胞の品質の低下や雑菌の混入のリスクや、投与する医療機関での誤操作が起こるリスクが極めて低い。
１－２．定義
　本明細書において「無菌条件」とは、所望の時間、対象物（特に、細胞及び細胞が接する容器や器具の内部）を無菌状態に保つことができる条件を指す。また、「無菌状態」とは、生存する微生物（糸状菌、細菌等を含む）及びウイルスを実質的に含まないことを指す。
　本明細書において「治療用細胞」とは、細胞治療の目的のために被検体に投与される細胞をいう。
　本明細書において「細胞懸濁液」とは、上記治療用細胞を細胞保存用溶液に懸濁した溶液をいう。
　本明細書において「シリンジ」とは液体（懸濁液を含む）や気体を吸引・注入することができる器具を意味する。
　本明細書において「細胞投与用シリンジ」とは、上記細胞懸濁液を含むシリンジを意味する。
　本明細書において「吸引手段」とは、上記細胞投与用シリンジに装着し、そのシリンジの中に細胞懸濁液を吸引する手段を意味する。例えば注射針やチューブが該当するが、それに限定されず、コネクターやコックを介して細胞懸濁液を吸引する場合はそれらも含まれる。
　本明細書において「滅菌チューブ」とは、上記吸引手段に装着が可能であり、かつ前記細胞投与用シリンジから押し出された細胞懸濁液をその中に保持することが可能な滅菌されたチューブを意味する。例えば滅菌された翼付静注針やアダプターチューブが該当するが、それに限定されず、同様の作用効果を奏するものであればそれも含まれる。なお、当該滅菌チューブは、直接上記細胞投与用シリンジに装着して、上記「吸引手段」を兼ねることもできる。
　本明細書において「細胞製剤用非凍結保存液」とは、細胞の非凍結保存が可能な溶液を意味する。例えば、ナトリウム塩、カリウム塩及びカルシウム塩を含む溶液や、0.5～12（w/v）％のデキストラン、並びに、ナトリウム塩、カリウム塩及びカルシウム塩を含む溶液が該当する。
　本明細書において「非凍結保存」とは、水が凍結しない温度、圧力等の物理条件下での保存を意味する。例えば大気圧であれば、水が凍結しない温度を指す。非凍結温度は、例えば、0℃以上又は0℃を超える温度を指す。
　本明細書において「細胞製剤」とは、被検体に適用可能な生細胞、あるいは治療用細胞の原料となる生細胞を含有する組成物を意味する。
　本明細書において「被検体」とは、本発明の細胞製剤が適用される対象である個体を意味する。例えば「被検体」は治療や改善を必要とする「患者」である。
　本明細書において「患者」の定義は、身体に何らかの異常を有し、健常状態ではない者、例えば何らかの疾患に罹患した者の他、健常状態であっても美容目的や運動機能や身体の状態の改善や向上のために細胞製剤の投与を受ける者をいう。本明細書においては、本発明の投与用シリンジを投与する主たる被検体に相当する。
　本明細書において「間葉系細胞」とは、中胚葉性組織を構成する全ての細胞が含まれ、骨芽細胞，脂肪細胞，筋細胞，軟骨細胞などが挙げられるがこれらに限定されない。本発明のおける間葉系細胞には、間葉系間質細胞及び間葉系幹細胞も含まれる。
　本明細書において「幹細胞」とは、様々な細胞への分化能、及び自己複製能を持つ細胞をいう。例えば、体性幹細胞、及び多能性幹細胞等が挙げられる。
　本明細書において「間葉系幹細胞（Mesenchymal Stem Cell：MSC）」とは、以下の定義を満たす細胞を示し、中胚葉性組織に属する1種類以上の細胞に分化可能な、分化能を有する体性幹細胞を指す。本明細書における間葉系幹細胞には、任意の組織から得られた間葉系幹細胞及び体外で調製された間葉系幹細胞のいずれも含まれる。
ｉ）標準培地での培養条件で、プラスチックに接着性を示す。標準培地は、基礎培地（例：αＭＥＭ培地）に血清、血清代替試薬又は増殖因子を添加した培地である。
ｉｉ）表面抗原のＣＤ７３、ＣＤ９０が陽性であり、ＣＤ４５、ＣＤ３２６が陰性。
１－３．構成
　本発明の細胞投与用シリンジの調製方法の各工程について説明する。本発明の方法の各工程は無菌条件下で行われる。必須の工程として、充填工程と、必要に応じて、滅菌チューブ装着工程と、除去工程を含む。
　本発明の細胞投与用シリンジの調製方法は更に任意の工程として、分離工程と、密封手段装着工程を含んでもよい。
１－３－１．充填工程
　本発明の充填工程においては、シリンジまたは吸引手段が装着されたシリンジに前記細胞懸濁液を充填する。好ましい実施態様としては、シリンジに装着した吸引手段を介して細胞懸濁液を吸引することにより、充填を行う。
　本工程は無菌条件下で行われる。無菌条件は、任意の公知の方法により達成することができ、使用される方法は特に限定しない。具体的には、例えば、クリーンベンチ、アイソレータ、無菌作業室、アクセス制限バリアシステム又はこれらの組合せによって達成することができる。
　なお本発明の第１の態様の方法は他の工程も全て無菌条件下で行われる。
　無菌条件を維持するために、シリンジ、吸引手段、チューブ等、本発明の第１の態様で使用される器具は全て滅菌されている必要がある。使用される滅菌処理は、本発明の目的が達成される程度に対象物中の微生物を死滅又は除去可能であれば、特に限定しない。例えば、エタノール及び次亜塩素酸ナトリウム等による薬液滅菌、高圧蒸気滅菌や乾熱滅菌等の加熱滅菌、オゾンガス、酸化エチレンガス及びプラズマ化過酸化水素ガス等によるガス滅菌、紫外線、ガンマ線及び電子線による放射線滅菌、滅菌ろ過等を使用することができる。滅菌には、例えば、殺菌も含まれる。滅菌法は、一般に、微生物の種類、汚染状況、滅菌される対象物の性質及び状態に応じて、適切な方法及び条件を選択することができる。例えば、日本の厚生労働省から提供される「最終滅菌法による無菌医薬品の製造に関する指針」及び「無菌操作法による無菌医薬品の製造に関する指針」、及び世界保健機関（WHO）から提供される「WHO good manufacturing practices for sterile pharmaceutical products」等を参考にしてもよい。
　本発明で使用するシリンジとは液体や気体を吸引・注入することができる器具であり、一般的には外側に円筒形の筒があり、中側に可動式の押子が組み合わされている構造を有する。吸引手段を介して細胞懸濁液を吸引することができ、かつ無菌処理されていればよい。好ましくは、医療用として製造されたものであり、滅菌済みのもので、さらに好ましくは個別包装されたものが好適に用いられる。
　上記シリンジの素材はプラスチック製のもの、ガラス製のもの、金属製のもの等があるが、本発明の目的において何れも使用することができる。
　シリンジの大きさは特に限定されるものではなく、被検体に投与される細胞懸濁液の量に応じて決定される。例えば被験者に１回当たり投与される細胞懸濁液の量の1倍以上、2倍以上、3倍以上、4倍以上、5倍以上、又は10倍以上の容量を有するシリンジを使用することができる。より具体的には、0.5ml、1ml、2ml、5ml、10ml、20ml、30ml、50ml、100ml、又はそれ以上の大きさのシリンジを使用することができる。
　シリンジには細胞投与用シリンジの中に細胞懸濁液を吸引及び射出することを可能とする吸引手段が装着されている。吸引手段は好ましくは採液針であり、さらに好ましくは鋭針又は鈍針等の注射針、特に好ましくは鈍針である。
　様々なサイズ（太さ）の注射針が市販されているが、細胞懸濁液中の細胞の品質を損なうことなくシリンジ中に吸引することができるサイズを有するものであれば何れも使用することができる。注射針のサイズは好ましくは、14ゲージ（外径2.0mm）～30ゲージ（外径0.3mm）、より好ましくは18ゲージ（外径1.2mm）～27ゲージ（外径0.4mm）の範囲内であるが、その範囲外のサイズの注射針も使用することができる。シリンジと同様に吸引手段も無菌である必要がある。
　実際の細胞治療においては多くの場合、細胞懸濁液の吸引に約20～25ゲージのサイズの注射針が使用される。その範囲内のサイズの注射針を使用する場合には、注射針の中に残る細胞懸濁液は0.09μL以下である。18ゲージのサイズの注射針を使用する場合であっても、注射針の中に残る細胞懸濁液は約0.5μLである。製品容器としてシリンジを用いて細胞懸濁液を吸引した場合、90%以上の細胞を回収することができ、注射針の中に残液する細胞懸濁液の量は問題とならない。上記のことから例えば単一状態の細胞の細胞懸濁液であれば約20～25ゲージのサイズの注射針を、スフェロイド状態の細胞の細胞懸濁液であれば約16～18ゲージのサイズの注射針を使用するというように使い分けることができる。
　シリンジに装着した吸引手段を介して、細胞懸濁液をシリンジ中に吸引する。図１Ａは注射針を装着したシリンジの写真である。シリンジの中筒を白矢印の方向に引くことにより、細胞懸濁液をシリンジの中に吸引することができる。図１Ｂは、吸引により細胞懸濁液が充填されたシリンジの写真である。
　また、吸引手段として注射針を使用せず、シリンジの先に直接またはアダプターを介してチューブを取り付けて注射針と同様の方法で細胞懸濁液をシリンジの中に吸引することもできる。さらには、例えば細胞懸濁液が充填されたバッグなどの容器と接続されたコネクターやコック（二方コック、三方コックなど）を介して、シリンジ内に細胞懸濁液を吸引しても良い。
　また、本発明においては吸引手段を用いずに、無菌的に細胞懸濁液をシリンジに充填することができればそのような方法も採用出来る。
　本発明において細胞懸濁液に懸濁される細胞は、例えば細胞治療の目的のために対象に投与される治療用細胞である。すなわち治療用細胞を、前記細胞の保存、特に非凍結状態での保存に適した細胞製剤用非凍結保存液に懸濁させて、細胞懸濁液を調製する。あるいは後述するように治療用細胞の原料となる細胞の懸濁液であってもよい。
　細胞製剤用非凍結保存液は、非凍結状態での細胞の保存に適したものであれば、特に限定されるものではない。好適な細胞製剤用非凍結保存液の例として、ナトリウム塩、カリウム塩及びカルシウム塩を含む溶液、より好ましくは、0.5～12（w/v）%のデキストラン、並びに、ナトリウム塩、カリウム塩及びカルシウム塩を含む溶液、さらに好ましくは前記溶液に加えてアルブミンを含む溶液を挙げることができる。当該細胞製剤用非凍結保存液において、その中に含まれるデキストランの濃度は特に限定しないが、例えば、0.5～20(w/v)%、0.6～18(w/v)%、0.7～16(w/v)%、0.8～14(w/v)%、0.9～13(w/v)%、又は1～12(w/v)%である。アルブミンの濃度は特に限定しないが、例えば、20(w/v)%以下、15(w/v)%以下、14(w/v)%以下、13.5(w/v)%以下、13(w/v)%以下、12(w/v)%以下、11(w/v)%以下、10.5(w/v)%以下、10.25(w/v)%以下又は10.1(w/v)%以下である。ナトリウム塩、カリウム塩、及びカルシウム塩の濃度は特に限定されるものでない。又、別の好適な細胞製剤用非凍結保存液としてはアルブミンを含む生理食塩水を挙げることができる。その場合のアルブミン濃度は特に限定されないが、例えば0.05～1(w/v)%、0.06～0.5(w/v)%、又は0.08～0.12(w/v)%である。
　細胞の非凍結保存液への懸濁に使用される方法は特に限定しない。例えば、通気、液体の環流、その他の機械的撹拌により懸濁することができる。具体的な方法としては、例えば、ピペッティングやタッピング等の方法が挙げられる。
　細胞製剤用非凍結保存液のpHは、保存する細胞が生存可能であれば特に限定しない。具体的なpHは、例えば、3～9、3.5～8.5、4～8、4.5～7.5、又は5～7.5である。本態様の細胞製剤用非凍結保存液の浸透圧も、保存する細胞が生存可能であれば特に限定しない。例えば、低張液（250mOsm/L未満）、等張液（250～380mOsm/L）、又は高張液（380mOsm/Lを超える）であることができる。
　本発明の方法に使用される治療用細胞の種類は特に限定しない。例えば、生体組織に由来する細胞、生体組織に由来する細胞から派生した細胞、幹細胞、幹細胞から分化した細胞、又はその組合せ等が挙げられる。
　例えば、生体組織に由来する細胞としては、上皮組織由来細胞、結合組織由来細胞、筋組織由来細胞、神経組織由来細胞、又はその組合せ等が挙げられる。また、例えば、結合組織由来細胞及び筋組織由来細胞等は、間葉系細胞とまとめて呼ぶことができる。
　間葉系細胞としては、例えば、骨髄、脂肪組織、臍帯、胎盤、滑膜、関節液、歯髄、心臓等に由来する細胞を使用することができる。具体的な間葉系細胞としては、例えば、皮膚線維芽細胞、骨芽細胞、腱・靱帯線維芽細胞、脂肪細胞、軟骨細胞、腱細胞、心筋細胞、平滑筋細胞、骨格筋細胞、ムチン産生細胞、内分泌腺由来の細胞（例えば、β島細胞等のインスリン産生細胞）等が挙げられる。また、例えば、結合組織の一つである血液の場合、血球は他の間葉系細胞とは異なり造血幹細胞から分化した細胞であるが、これらも間葉系細胞として扱う。具体的には、例えば、樹状細胞、単球、ナチュラルキラー（NK）細胞、T細胞（例えば、アルファ・ベータ（αβ）T細胞、ガンマ・デルタ（γδ）T細胞、細胞障害性T細胞（cytotoxic T lymphocyte；CTL）、ヘルパーT細胞等）、B細胞、マクロファージ、好中球、好酸球等も間葉系細胞に含まれるものとする。また、これら間葉系細胞は、例えば後述する多能性幹細胞から分化したものであってもよく、具体的にはiPS細胞由来の心筋細胞、軟骨細胞、神経細胞などであってもよい。
　幹細胞を使用する場合、例えば、体性幹細胞、多能性幹細胞、又はその組合せ等を使用することができる。体性幹細胞としては、例えば、間葉系幹細胞、神経幹細胞、腸管上皮幹細胞、毛包幹細胞、乳腺幹細胞、色素幹細胞等が挙げられる。多能性幹細胞としては、例えば、胚性幹細胞（ES細胞：embryonic stem cell）、胚性生殖幹細胞（EG細胞：embryonic germ cell）、生殖系幹細胞（GS細胞：Germline stem cell)、及び人工多能性幹細胞（iPS細胞：induced pluripotent stem cell）等が挙げられる。
　幹細胞、特に体性幹細胞を使用する場合、細胞の由来する組織は特に限定しない。例えば、間葉系幹細胞のように多様な組織に存在する幹細胞の場合、いずれの組織に由来する細胞を使用してもよく、また、複数種類の組織に由来する細胞を組み合わせて使用してもよい。間葉系幹細胞が由来し得る組織としては、間葉系細胞について例示した組織を挙げることができる。具体的には、例えば、間葉系幹細胞は結合組織由来であってもよく、脂肪組織由来であってもよい。
　なお、本発明における治療用細胞は、単一細胞状態であってもよく、スフェロイド（細胞凝集塊）状態であっても良い。
　本発明の方法に使用される細胞製剤の適用対象は特に限定しない。例えば、生物の組織、器官又は個体に適用することができる。
　本発明の方法に使用される細胞製剤の適用対象は健常者であっても、何らかの疾患又は状態に罹患していてもよい。疾患及び状態としては、特に限定しないが、例えば、がん、白血病、血管系疾患、幹細胞疲弊疾患、骨疾患、軟骨疾患、虚血性疾患、神経病、やけど、慢性炎症、虚血性心筋症や拡張型心筋症といった心疾患、免疫不全、クローン病、糖尿病、関節症、顔面脂肪萎縮症、***切除、瘢痕、しみ、しわ、たるみ等が挙げられる。
　また、適用目的は特に限定しない。例えば、疾患及び状態の改善、治療及び予防、及び美容整形等の目的で使用することができる。具体的には、例えば、組織陥没症等の組織増大のための再生医療、T細胞療法、NKT細胞療法、樹状細胞移入療法等の免疫療法、遺伝子導入した細胞を用いる遺伝子療法、豊胸、しわ取り、しみ取り、アンチエイジング、その他細胞移植療法等が挙げられる。またさらに、本発明の細胞製剤は、脂肪と混ぜて***切除の患者の***再建のために使用したり、変形性膝関節症の患者に使用したりすることもできる。
　本発明の方法に使用される細胞製剤の適用によって、適用した細胞の少なくとも一部は対象中で内在細胞と同様に機能し得る。
１－３－２．滅菌チューブ装着工程
　本発明の方法の滅菌チューブ装着工程においては、前記吸引手段に滅菌チューブを装着する。
　本発明で使用される滅菌チューブは、細胞投与用シリンジに取り付けた吸引手段に装着が可能な滅菌されたチューブであって、かつ下記で述べる除去工程において細胞投与用シリンジから押し出された細胞懸濁液を前記滅菌チューブ内に保持することが可能なものであれば、特に限定されない。また吸引手段としてチューブを使用した場合はそれをそのまま流用することもできる。
　本発明で使用できる滅菌チューブとして、滅菌された翼付静注針、アダプターチューブ、滅菌カテーテル、滅菌カニューレ、エクステンションチューブ、点滴チューブ、ストマックチューブ、その他医療用チューブを挙げることができるが、特に好適であるのは滅菌された翼付静注針である。図１Ｃは、滅菌チューブとして使用可能な、テルモ株式会社から市販されている翼付静注針の写真である。
１－３－３．除去工程
　本発明の方法の除去工程においては、必要に応じ、前記細胞懸濁液より、前記滅菌チューブを介して前記細胞投与用シリンジ中の気体を除去する。
　本工程は細胞投与用シリンジ中の細胞懸濁液の一部を、細胞投与用シリンジ中に存在する気体（例えば空気）と共に滅菌チューブ内に押し出す工程である。細胞投与用シリンジ中に空気等の気体が存在すると、細胞懸濁液を被検体に投与した際にその被検体の血管内に気体も投与されてしまう恐れがある。そして被検体の血管内に空気が入ると、侵入した空気により血管の閉塞を引き起こす危険性がある。よってこの工程を行うことによって細胞投与用シリンジの中から空気等の気体を除去する必要がある。細胞投与用シリンジの出口を上に向けてから細胞懸濁液の一部を押し出すことにより、細胞懸濁液の中に含まれていた空気等の気体は前記細胞懸濁液の一部と共に滅菌チューブ内へ移動する。なおこの除去工程は輸送後の医療機関において、被検体への投与前に実施することも出来るが、充填工程後速やかに実施し、シリンジ内の気体が除去された状態で輸送するのが好ましい。
　さらに滅菌チューブの出口は細胞投与用シリンジから離れて位置しており、細胞投与用シリンジとチューブから押し出された細胞懸濁液が接触することはない。よって押し出された細胞懸濁液により、細胞投与用シリンジが汚染されることはない。
　なお、押し出された細胞懸濁液により、細胞投与用シリンジが汚染されることを防ぐことができればその手段は限定されず、シリンジに注射針が取り付けられている場合はその注射針を空の無菌バッグなどに刺した状態で押し出しても良いし、コネクターやコックを介してシリンジ内に細胞懸濁液を充填した場合には、コネクターやコックを接続したままシリンジの出口を上に向け（三方コックを使用した場合は必要に応じて流路を切り替えた上で）押し出すことで気体等を押し出しても良い。
　図１Ｄは、上記一態様として細胞懸濁液を含むシリンジの鈍針に液だれ防止のための滅菌チューブを装着した写真である。シリンジの中筒を白矢印方向に押すことにより、シリンジ中の細胞懸濁液の一部と共に空気等の気体を除去することができる。
１－３－４．分離工程及び密封手段装着工程
　細胞投与用シリンジは医療機関に輸送されることを考慮すると、細胞投与用シリンジに吸引手段と滅菌チューブを装着したままでは、輸送中にシリンジから細胞懸濁液が濾出する危険性がある。細胞投与用シリンジから吸引手段と滅菌チューブを分離する分離工程と、細胞投与用シリンジの注射針等の吸引手段が装着されていた部位を密封する密封手段装着工程を行うことは、本発明において好適である。よって前記の分離工程を行った後の任意の工程として、分離工程及び密封手段装着工程を行うことができる。
　分離工程においては、細胞投与用シリンジから吸引手段と滅菌チューブを分離する。図１Ｅは、空気を除去しかつ鈍針及び滅菌チューブを外した、分離工程後のシリンジを、次の工程でシリンジに装着するキャップと共に示した写真である。
　密封手段装着工程においては、投与用シリンジの注射針等の吸引手段が装着されていた部位に、前記部位を密封する手段を装着する。細胞投与用シリンジに密封手段を装着することにより、注射針等の吸引手段が装着されていたシリンジの先端部位は密封される。それによって細胞投与用シリンジから細胞懸濁液が漏出することや、細胞懸濁液が細菌等により汚染されることを防ぐことができる。
　ここで使用される密封手段は、シリンジの先端部を密封することにより細胞懸濁液を無菌状態で細胞投与用シリンジ中に留めることができるものである限り、特に限定されるものではない。また当然に密封手段は無菌のものである必要がある。
　好適な密封手段の例として、シリンジキャップ、ルアーキャップ、ゴム栓を挙げることができる。シリンジキャップは種々のものが市販されており、素材もポリエチレン製のもの、プラスチック製のもの、軟質塩化ビニル製のもの、シリコンゴム製のものなどを、特に限定されることなく使用することができる。シリンジキャップに替わる密封手段として滅菌した密閉シール等を使用することも可能である。
　図１Ｆにキャップを付した細胞投与用シリンジの写真を示す。
２．細胞輸送方法
２－１．概要
　本発明の第２の態様は、細胞輸送方法である。本発明においては第１の態様に従って細胞投与用シリンジが調製され、医療機関において細胞投与用シリンジに含まれる治療用細胞が被検体、主として患者に投与される。例えば細胞投与用シリンジを調製する機関と医療機関は、異なる機関である。よって輸送中から細胞製剤が被検体に投与されるまで、調製された細胞を良好な状態に維持すること、及び輸送中の細胞製剤の無菌性を保証する必要がある。
　すなわち本態様の方法においては、細胞投与用シリンジを調製し、前記細胞投与用シリンジを密封し、密封工程で作製した密封容器を保冷剤と共に定温容器中に梱包し、梱包された前記定温容器を0～37℃の温度下で医療機関に輸送する。なお、ここでいう定温容器とは、外部の温度の影響をある程度遮断できるものであれば良く、必ずしも容器内部の温度を一定に保つものでなくても良い。もちろん、所定の温度範囲にコントロールできるものであるのがより好ましい。あるいは、後述するような低温輸送用パッケージや保冷剤などを適宜用いることもできる。治療用細胞を、それが投与されるべき被検体に正確に投与するために、細胞投与用シリンジに細胞情報及び／又は投与される被検体の情報を付与する。本態様の方法によれば第１態様で調製した細胞投与用シリンジを、その細胞投与用シリンジ内の細胞が劣化したり雑菌に汚染されたりすることなく、その細胞投与用シリンジを調製した専門機関から細胞製剤を投与する医療機関に輸送することができる。なお、上記医療機関としては治療用細胞の被検体への投与を実施する機関であれば、その規模や分類は限定されない。例えば、大学病院や総合病院といった高度医療施設であっても良いし、中規模または小規模の医療施設であっても良く、民間のクリニックや接骨院といったものであってもよい。十分な設備や管理体制を持たない、小規模な医療機関や民間のクリニックにおいても、本発明では投与までの工程を極力少なく出来るため、特に好ましく実施できる。
２－２．定義
　「細胞投与用シリンジ」の定義は、上記の第１の態様で述べた通りである。
　本明細書において「密封容器」とは、細胞投与用シリンジに固体及び/又は気体の異物が混入することを防ぎ、かつ細胞投与用シリンジに充填された内容物の損失を防ぐように密封することが可能な容器を意味する。
　本明細書において「保冷剤」とは、「細胞投与用シリンジ」を低温に保つことを可能とする剤又は前記剤を密封した小袋を意味する。「保冷剤」は例えば、水と高吸水性樹脂（例えばポリアクリル酸ナトリウム）を主成分として含む組成物を袋詰めしたものである。
　本明細書において「定温輸送用パッケージ」とは、容器内を一定時間の間、一定の温度範囲に保つことを可能とする断熱性を有する輸送用パッケージを意味する。
　「被検体」の定義は、上記の第１の態様で述べた通りである。
　「患者」の定義は、上記の第１の態様で述べた通りである。
　本明細書において「細胞情報」とは、細胞投与用シリンジ中に含まれる治療用細胞の種類、株、性質、起源、由来等に関する情報であって、細胞の同定に有用な情報を意味する。
　本明細書において「被検体の情報」とは治療用細胞の懸濁液の投与を受ける被検体の氏名、年齢、性別、疾患名等に関する情報であって、被検体の同定に有用な情報を意味する。
　なおこれら「細胞情報」や「被検体の情報」は、細胞投与用シリンジに直接付与されてもよいし、細胞投与用シリンジを収納する密閉容器に付与されてもよい。付与の形態も特に限定されず、ラベル、シール、印字、タグなど任意の手段を利用できる。また、これら「細胞情報」や「被検体の情報」は、記号やバーコードの状態で付与されても良い。付与された記号やバーコードに対応する具体的な情報はメールやデータベースなどを介してその内容を確認することも可能である。
２－３．構成
　本発明の細胞輸送方法の各工程について説明する。本発明の方法は必須の工程として調製工程と、密封工程と、梱包工程と、輸送工程とを含む。細胞製剤を投与されるべき被検体に正確に投与するために、細胞投与用シリンジには細胞情報及び/又は被検体情報が付される。
２－３－１．調製工程
　細胞懸濁液が充填された細胞投与用シリンジは、第１の態様で述べた方法により調製される。従って、調製工程についての具体的な説明は省略する。
２－３－２．密封工程
　細胞懸濁液が充填された細胞投与用シリンジを、細胞投与用シリンジ中の細胞を損失したり、雑菌が混入したりすることがなく輸送するために、前記細胞投与用シリンジを密封容器の中に収納する。ここで使用する密封容器は、細胞投与用シリンジを密封するという目的を達成できるものであれば特に限定されるものではないが、例えばバリアパウチ、ユニパック、タッパー、バイアル等の蓋つきポリ容器、蓋つきガラス瓶等を挙げることができる。
　なお必須の工程ではないが、細胞投与用シリンジをバリアパウチ等の中に密封するにあたり、細胞投与用シリンジから細胞懸濁液が濾出した場合に備えて、細胞投与用シリンジを吸水バッグの中に収納した後に、バリアパウチ等の密封容器中に入れることが好ましい。
　吸水バッグは漏れた液体を吸収する機能を有するものであれば特に限定されるものではない。吸水ポリマー等を含むことにより吸水機能を有する様々な商品が市販されており、輸送する細胞投与用シリンジに最も適した吸水バッグを、吸水機能や大きさを考慮して選択する。吸水バッグとして、例えば、株式会社三洋から市販されている「ウォーターキャッチ（登録商標）」、株式会社アカギから市販されている「アクアボーイ（商標）」、株式会社スギヤマゲンから市販されている吸水バッグ、芦森工業株式会社から市販されている高吸水性ポリマーである「吸水くん（商標）」等を挙げることができる。なお使用するバリアパウチに、該バリアパウチ用の吸水バッグが市販されている場合には、それを使用することが好ましい。
　図２Ａに、キャップを付したシリンジの写真を示す。
　図２Ｂに、細胞懸濁液が充填されたシリンジを、吸水機能を有する吸水バッグに収納した状態を示す写真を示す。
　図２Ｃに、シリンジが収納された吸水バッグを、密封機能を有するバリアパウチに収納した状態を示す写真を示す。
２-３-３．梱包工程
　細胞投与用シリンジを含むバリアパウチ等の密封容器を、保冷剤と共に定温輸送用パッケージ中に梱包する。
　本発明で使用する定温輸送用パッケージは、容器内を一定時間、一定の温度範囲に保つことを可能とする断熱性及び保温性を有する輸送用パッケージである。なおここでいう「一定温度」とは、必ずしも同一温度を維持する必要はなく、設定された温度範囲内であれば温度変化は許容される。輸送用パッケージは特に限定されるものではないが、断熱材を含む断熱容器を定温輸送用パッケージとして使用することは好適である。なお定温輸送用パッケージの例として、限定されるものではないが、真空断熱材、発泡スチレン系断熱材、硬質ウレタンフォーム系断熱材、グラスウール系断熱材等の断熱材を含むものを挙げることができる。
　特に好適な定温輸送用パッケージとして、玉井化成株式会社から市販されているTACPack（登録商標）、va-Q-tec AG社から市販されているva-Q-tec（登録商標）、株式会社イノアックコーポレーションから市販されているネオエース（登録商標）を挙げることができる。上記定温輸送用パッケージは、容器内の温度を一定温度に保つことが可能な定温輸送用パッケージである。下記で述べるように輸送中の温度を0℃～37℃に保つので、定温輸送用パッケージを使用する場合、そのような温度に保つことを可能とする規格のものを選択する必要がある。
　保冷剤としては、水と高吸水性樹脂（例えばポリアクリル酸ナトリウム）を主成分として含む組成物を袋詰めしたもの等、種々の保冷剤が市販されているが、いずれも本発明の目的で使用することができる。
　定温輸送用パッケージの中に細胞投与用シリンジを含むバリアパウチを収納する際に、前記細胞投与用シリンジが横向きになるように設置することは好適である。細胞懸濁液の中で細胞は沈降するので、細胞投与用シリンジを横向きに収納すれば、細胞が沈降する際の底面積が縦向きに収納した際と比較して小さくなるので、細胞の劣化を最小限とすることができる。
　図２Ｄは、バリアパウチ内のシリンジを、前記シリンジが横向きになるようにして、定温輸送用パッケージであるTACPack（登録商標）の中に収納した状態を示す写真である。
　必須ではないが、定温輸送用パッケージに細胞投与用シリンジを含むバリアパウチを収納した後に、前記定温輸送用パッケージ中の余剰スペースに緩衝材を入れることは好適である。それによって輸送中の衝撃により、細胞が受ける損失を低減することができるからである。緩衝材として種々の物を使用することができるが、空気緩衝材（エア緩衝材）、発砲緩衝剤、プチロール、梱包紙等を使用することができる。
　図２Ｅは、定温輸送用パッケージであるTACPack（登録商標）の中に、シリンジが収納されたバリアパウチに加えて、余剰スペースを埋めるための緩衝材を入れて、医療機関に輸送するための梱包物とした状態を示す写真である。
２-３-４．輸送工程
　これまでの工程は、細胞投与用シリンジを調製する機関で行われる。よって本発明の輸送工程において、細胞投与用シリンジとして調製した細胞製剤を被検体に投与するために、前記工程で調製された梱包物を0℃～37℃の温度下で、被検体への細胞製剤の投与が行われる医療機関に輸送する。
　輸送工程における温度は0～37℃、0～30℃、0～25℃、0～20℃、0～17℃、0～15℃、0～14℃、0～13℃、0～12℃、0～11℃、0～10℃、0.1～9℃、0.2～8℃、0.5～7℃、1～6℃、1.5～5℃、又は2～5℃であり、その範囲内で細胞の安定性に最も適した温度を保つ。例えば下記の実施例で採用している4℃前後に保つことは好適である。
　輸送工程においては、前記調製工程終了後好ましくは24時間以内に、細胞投与用シリンジを梱包した定温容器を医療機関へ輸送する。そして細胞投与用シリンジを梱包した定温容器が医療機関へ輸送され到着した後に、その医療機関において、細胞投与用シリンジ中の細胞懸濁液は患者に投与される。その観点において本発明は、細胞懸濁液の投与方法も提供する。本発明の投与方法によれば、細胞の安定性を保って細胞懸濁液を投与することができる。
　なお、本発明において細胞投与用シリンジ中の細胞懸濁液を患者に投与する手段は特に限定されないが、輸送され、医療機関に到着した細胞投与用シリンジに、患者に投与するための注射針を接続し、当該注射針を介して患者に投与するのが簡便である。この際使用される注射針としては特に限定されず、針の太さ、長さ、針の数なども投与される患者の疾患や投与目的に応じて任意に選択できる。また細胞投与用シリンジに直接注射針を接続せず、チューブやアダプターなどを介して接続しても良いし、点滴ラインやカテーテルに接続して投与することもできる。
　細胞の生存率の低下を防ぐために、調製工程終了時から細胞懸濁液が患者に投与されるまでの期間は短くするべきであり、好ましくは4日以内、より好ましくは3日以内、更に好ましくは2日以内、最も好ましくは1日以内である。冷蔵下で細胞投与用シリンジを保存・輸送した場合に、被検体への投与時における前記細胞懸濁液中の細胞の生存率は、前記細胞懸濁液の調製時と比較して70％以上である。下記の実施例で検討を行なった条件の範囲においては、96時間後の細胞生存率は90%以上であった（実施例２）。
　輸送中に雑菌が混入することは極力避けるべきである。下記の実施例において本発明の方法により細胞懸濁液を調製して輸送した場合に、無菌性が担保されていることが証明された（実施例４）。
　さらに、本発明の方法によってスフェロイド状態の細胞の懸濁液をシリンジに充填して保存試験を行った結果、スフェロイドの形状を維持できるといった別の効果もあることが分かった（実施例５、６）。細胞を用いた治療については、その治療効果を高めるためスフェロイド状態の細胞を使用することがあるが、一般的な輸送方法では、輸送時にその振動などでスフェロイドが崩れたり、設定した凝集径を維持できないということが本発明者らの検討で判明した。そのような場合においても、本発明の方法を用いることによって、スフェロイド状態の細胞の細胞懸濁液を生存率だけでなくその形状も含めた品質を維持したまま輸送することができることが確認された。また、浮遊培養法で製造されたiPS細胞などの多能性幹細胞のスフェロイドは、そのままでは投与されず分化処理した上で治療用細胞として用いられるが、iPS細胞の製造機関と、iPS細胞を治療用細胞に分化して細胞製剤を調製する機関が異なる場合には、治療用細胞の原料となる多能性幹細胞のスフェロイドを好適に輸送する手段としても本発明の方法を採用することもできる。
　下記の実施例を参照しながら、本発明をさらに具体的に説明するが、本発明の技術的範囲はこの実施例によって制限されないものとする。
＜実施例１．輸送用シリンジの容積及び充填する細胞懸濁液の容量の検討＞
（目的）
　凍結した細胞を保存・輸送するための容器として、バイアルやフローズチューブが一般的に使用される。そこで最初に、調製した細胞製剤をフローズチューブに入れて縦向きに静置し、凍結せずに冷蔵下で輸送するという予備試験を行った。その結果、容器に充填する細胞濃度が高くなる程、細胞生存率が低下する傾向が認められた。この結果から、細胞がチューブの下部に沈降した際、細胞量が多いと細胞周辺の栄養成分が枯渇して老廃物濃度が高まることにより、細胞の損失が大きくなるという可能性が考えられた。
　そこで本発明者らは、細胞製剤の容器としてシリンジを使用することを想到した。本実施例においては、シリンジに充填する細胞懸濁液中の細胞濃度、細胞懸濁液を充填するシリンジの容量を検討する。
（方法）
１．細胞懸濁液の調製
　凍結保管していた吸引脂肪由来MSCを解凍・洗浄後、洗浄液を細胞製剤用非凍結保存液に置換して懸濁することにより、細胞の量が1×108細胞となるようにして下記の各水準の細胞懸濁液を調製した。本実施例で使用した細胞製剤用非凍結保存液の組成は、以下に示す通りである。
乳酸リンゲル液（ラクテック注、大塚製薬工場（組成等は2016年12月改訂（第9版）添付文書を参照））＋デキストラン4(w/v)%＋ヒト血清アルブミン（HSA）5(w/v)% 
２．細胞懸濁液の充填
　調製した細胞懸濁液を以下の容積のシリンジ又はフローズチューブ中に充填した。シリンジへの充填については、図１に示すとおりに、鈍針を介して細胞懸濁液の吸引後、滅菌チューブを装着してシリンジ内の気体の除去を行い、鈍針と滅菌チューブを分離後、キャップを装着した。
(1) 10mLシリンジ中に細胞懸濁液を5mL充填して静置：水準(1)
(2) 5mLシリンジ中に細胞懸濁液を5mL充填して静置：水準(2)
(3) 5mLシリンジ中に細胞懸濁液を2.5mL充填して静置：水準(3)
(4) フローズチューブ中に細胞懸濁液を1.8mL充填して静置：水準(4)
(5) フローズチューブ中に細胞懸濁液を1.8mL充填して輸送（参考例：上記予備試験に該当する）
３．細胞生存率の測定
　細胞懸濁液をシリンジ又はフローズチューブ中に充填した後、シリンジは横向きに、フローズチューブは縦向きにして4℃で静置した（水準(1)～(4)）。水準(1)については48時間後、72時間後、及び96時間後に細胞生存率を測定した。水準(2)、水準(3)、及び水準(4)については72時間後に細胞生存率を測定した。ヌクレオカウンターNC-100（chemometec社）を用いて細胞懸濁液中の死細胞濃度及び総細胞濃度を測定し、細胞生存率を算出した。本測定における死細胞濃度は、死細胞を染色するPI溶液が封入されたカセット（型番：941-0002）に細胞懸濁液を吸引し、測定した。また、本測定における総細胞濃度は、細胞懸濁液と細胞処理試薬A100（型番：910-0003）および細胞処理試薬B（型番：910-0002）を等量で混合することで全ての細胞をPI溶液の染色対象とし、上述のカセットに吸引し、測定した。
　細胞濃度測定の数値から、得られた脂肪由来MSCの細胞数および生存率を算出した。算出する計算式は以下の通り実施した。
脂肪由来MSCの生存率（%）=100-（死細胞濃度（個/mL）／（総細胞濃度（個/mL）×3（測定時の希釈倍率））×100）
　なお細胞生存率のデータは、0時間後の値を100%として標準化した。
（結果）
　各水準における細胞懸濁液中の細胞生存率の変化を測定した結果を図３に示す。図３に示されるとおり、シリンジ中に細胞懸濁液を充填した水準(1)の細胞生存率は、時間の経過とともに緩やかに低下したが、96時間後においても保存開始時と比較して90%の細胞生存率を維持していた。
　シリンジ中に細胞懸濁液を充填した水準(2)と水準(3)も、72時間後において、保存開始時と比較して90%の細胞生存率を維持していた。よってシリンジの中に細胞懸濁液を充填して保存することは、細胞生存率の点から好適であることが判った。
　なおフローズチューブ中に細胞懸濁液を充填した水準(4)も、72時間後においても保存開始時と比較して90%の細胞生存率を維持していた。
　一方で、直接的な比較ではないが、フローズチューブを用いて細胞懸濁液を実際に輸送した試験である水準(5)（参考例の予備試験に該当する）においては、96時間後の細胞生存率が保存開始時の69%まで低下していた。
　従い、実際の利用状況に即して輸送の影響までを考慮すると、細胞懸濁液を充填する容器としてシリンジが好適であることが予測された。さらに細胞濃度を低くし、細胞投与用シリンジを横向きにして収納して細胞が沈降する面積を大きくすることによって、冷蔵輸送時の細胞生存率の低下を抑制できることが予測された。
＜実施例２．種々の条件で細胞懸濁液をシリンジに充填した細胞製品を冷蔵輸送した際の細胞生存率の経時変化＞
（目的）
　製品細胞を入れる容器の候補であるシリンジの大きさとそれに充填する懸濁液の容量について検討する。本実施例では容器としてシリンジを用いて輸送試験を行い、輸送時の細胞生存率を経時的に評価する。
（方法）
１．細胞懸濁液の調製及び細胞懸濁液のシリンジ中への充填
　凍結保管していた吸引脂肪由来MSCを解凍・洗浄後、洗浄液を細胞製剤用非凍結保存液（乳酸リンゲル液＋デキストラン4(w/v)%＋HSA 1.5(w/v)%）に置換することにより、細胞懸濁液を調製した。調製した細胞懸濁液を実施例１と同様の方法でシリンジ中に充填した。
　細胞懸濁液を充填したシリンジの大きさ、充填した細胞数/細胞懸濁液量、及び輸送の有無は以下の通りである。
(1) 10mLシリンジ中に10×107細胞/5mLを充填、輸送有り:水準(1)
(2) 10mLシリンジ中に10×107細胞/5mLを充填、輸送無し:水準(2)
(3) 10mLシリンジ中に1×107細胞/5mLを充填、輸送有り:水準(3)
(4) 10mLシリンジ中に10×107細胞/10mLを充填、輸送有り:水準(4)
(5) 2.5mLシリンジ中に10×107細胞/2mLを充填、輸送有り:水準(5)
２．細胞懸濁液を充填したシリンジの輸送
　細胞懸濁液を充填したシリンジを、調温済みのTACPack（登録商標）（4℃用）に横向きに収納した。水準(1)、水準(3)、水準(4)、水準(5)においては、チルドゆうパックを利用して冷蔵温度（4℃）下で神戸－横浜間を1.5往復させた。
３．細胞生存率の測定
　水準(1)、水準(2)、水準(3)については48時間後、72時間後、96時間後に、細胞生存率を、ヌクレオカウンターNC-200を用いて測定した。本測定における細胞生存率は、有核細胞を染色するアクリジンオレンジ溶液と、死細胞を染色するDAPI溶液が封入されたカセット（型番：941-0012）に細胞懸濁液を吸引し、測定した。
　水準(4)と水準(5)については72時間後の細胞生存率を、ヌクレオカウンターNC-200を用いて同様に測定した。
（結果）
　各水準における細胞懸濁液中の細胞生存率の変化を測定した結果を図４に示す。図４に示されるとおり全ての水準において、生存率は経時的に低下傾向にあるものの、96時間後でも保存開始時の90%以上の生存率が維持された。
　また、輸送ありの水準(1)と輸送なしの水準(2)では、生存率に明確な差は認められなかった。よってシリンジを使用した場合、輸送の有無は生存率に大きな影響を与えないことが判った。
　また、10×107細胞/5mLの懸濁液を10mLシリンジに充填した水準(1)と、1×107細胞/5mLの懸濁液を10mLシリンジに充填した水準(3)とを比較すると、細胞数が少ない（細胞濃度が低い）水準(3)の方が生存率を高く維持できた。
　10×107細胞/5mLの懸濁液を10mLシリンジに充填した水準(1)と、10×107細胞/10mLの懸濁液を10mLシリンジに充填した水準(4)及び10×107細胞/2mLの懸濁液を2.5mLシリンジに充填した水準(5)とを比較すると、72時間後の生存率に大きな差はなかった。
　細胞製剤の容器としてシリンジを用いて、その中に細胞懸濁液を充填して冷蔵輸送した場合、水準(1)、水準(2)及び水準(3)は96時間、細胞生存率を保存開始時の90%以上に維持できた。水準(4)及び水準(5)についても少なくとも72時間は、細胞生存率を保存開始時の90%以上に維持することができた。
　この結果より本実施例の実験条件の範囲では、保存液の液量やシリンジのサイズは生存率に大きな影響を与えないことが確認できた。細胞濃度は低い方が高い生存率となったが、本実施例の実験条件の範囲では高い細胞濃度でも72時間後に90%以上の生存率となった。
＜実施例３．種々の条件で細胞懸濁液をシリンジに充填した細胞製品を冷蔵輸送した際の細胞回収率の経時変化＞
（目的）
　製品細胞を入れる容器の候補であるシリンジサイズとそれに充填する懸濁液の容量について検討を行う。本実施例では容器としてシリンジを用いて輸送試験を行い、輸送時の細胞回収率を経時的に評価する。
１．細胞懸濁液の調製及び細胞懸濁液のシリンジ中への充填
（方法）
　凍結保管していた吸引脂肪由来MSCを解凍・洗浄後、洗浄液を細胞製剤用非凍結保存液（乳酸リンゲル液＋デキストラン4(w/v)%＋HSA 1.5(w/v)%）に置換して懸濁することにより、細胞懸濁液を調製した。調製した細胞懸濁液を実施例1と同様の方法でシリンジ中に充填した。
　細胞懸濁液を充填したシリンジの大きさ、充填した細胞数／細胞懸濁液量、及び輸送の有無は以下の通りである。
(1) 10mLシリンジ中に10×107細胞/5mLを充填、輸送有り：水準(1)
(2) 10mLシリンジ中に10×107細胞/5mLを充填、輸送無し：水準(2)
(3) 10mLシリンジ中に1×107細胞/5mLを充填、輸送有り：水準(3)
(4) 10mLシリンジ中に10×107細胞/10mLを充填、輸送有り：水準(4)
(5) 2.5mLシリンジ中に10×107細胞/2mLを充填、輸送有り：水準(5)
２．細胞懸濁液を充填したシリンジの輸送
　細胞懸濁液を充填したシリンジを、調温済みのTACPack（登録商標）（4℃用）に横向きに収納し、水準(1)、水準(3)、水準(4)、水準(5)については、チルドゆうパックを利用して冷蔵温度（4℃）下で神戸－横浜間を1.5往復させた。
３．細胞回収率の測定
　水準(1)、水準(2)、水準(3)については48時間後、72時間後、96時間後に、総細胞濃度を、ヌクレオカウンターNC-200を用いて測定した。本測定における総細胞濃度は、有核細胞を染色するアクリジンオレンジ溶液と、死細胞を染色するDAPI溶液が封入されたカセット（型番：941-0012）に細胞懸濁液を吸引し、測定した。水準(4)と水準(5)については72時間後の総細胞濃度を、ヌクレオカウンターNC-200を用いて測定した。総細胞濃度と液量から総細胞数を算出し、充填細胞数に対する回収細胞数の割合である細胞回収率を算出した。
（結果）
　各水準における細胞懸濁液中の細胞回収率の変化を測定した結果を図５に示す。図５に示されるとおり、細胞回収率の平均値は、水準(1)、水準(2)、水準(3)、水準(4)、及び水準(5)において、それぞれ約98、96、92、92、91（%）であった。よって全ての水準において細胞回収率は90%以上であった。したがって、製品細胞の冷蔵輸送用容器としてシリンジを採用した場合、細胞の損失は10%以下という非常に良好な結果であった。
＜実施例４．シリンジに充填し冷蔵輸送した後の製品の無菌性の確認＞
　冷蔵輸送細胞をシリンジに充填し、TACPack（登録商標）で輸送）する工程において無菌性が維持されていることを、培地充填試験（プロセスシミュレーション）にて検証した。培地充填試験は常法にて行なった。
　細胞懸濁液の代わりに培地を使用する以外は実施例1と同様の方法で培地を充填したシリンジ（15本：10mLシリンジ×5本、5mLシリンジ×5本、2.5mLシリンジ×5本）を横浜から神戸へ輸送した後、14日間培養し、15本全てのシリンジで菌の繁殖が無いことを確認した。これにより本発明における細胞を充填する工程と冷蔵輸送する工程において、無菌性を担保できていることが確認された。
　実施例１～４の結果から、細胞製剤として本発明の方法で調製された細胞投与用シリンジを用いることは、細胞の生存率を維持し、かつ雑菌による汚染が起こることなく、前記細胞投与用シリンジを調製する機関からそれを投与する医療機関まで輸送するのに適していることが判った。
＜実施例５．脂肪由来MSCスフェロイドの冷蔵輸送模擬実験＞
１．スフェロイド懸濁液の調製
　凍結保管されていたヒト脂肪由来MSCを解凍後、hPL 5%、ゲンタマイシン(高田製薬社) 0.1%、0.25mg/mLアンホテリシンＢ（ブリストル・マイヤーズ社) 0.1%を添加したMEMα(ライフテクノロジーズジャパン社)を培地として使用し、播種密度1×105cells/cm2、37℃、5%CO2雰囲気下で接着培養を行った。培養3日目に細胞を剥離して洗浄、単一細胞として回収した。次に、培養容器としてEZSPHERE（登録商標）SPマイクロプレート 6well (AGCテクノグラス社)を使用し、前記接着培養と同じ培地を用いて、培養液量は3mL、培養開始時の細胞密度が2.7×106cells/wellとなるように前記回収した細胞を播種し、37℃、5%CO2雰囲気下で浮遊培養を行った。３日後、遠心分離により培地を分離してスフェロイドを回収した。スフェロイドを洗浄後、細胞製剤用非凍結保存液（乳酸リンゲル液＋デキストラン4(w/v)%＋HSA 1.5(w/v)%）に1×106cells/mLの濃度となるよう懸濁し、スフェロイドの懸濁液を調製した。なお細胞数は、培養終了時にサンプリングしたスフェロイドをTrypLE（商標）Select（ライフテクノロジーズジャパン株式会社）とピペッティングによって単一細胞化し、ヌクレオカウンターNC-200を用いて測定した結果をもとにした。
２．スフェロイド懸濁液の充填
　調製したヒト脂肪MSCのスフェロイド懸濁液を以下の水準でシリンジ又はバイアルに充填した。なおシリンジへの充填にあたっては、シリンジ内部に気体が残らないよう気体を押し出した後、ルアーキャップ（テルモ社）を装着した。
(1) 1mLシリンジにスフェロイド懸濁液を1mL充填：水準(1)
(2) 1mLシリンジにスフェロイド懸濁液を0.5mL充填：水準(2)
(3) 2mLバイアル（Corning社）にスフェロイド懸濁液を1mL充填：水準(3)
(4) 2mLバイアル（Corning社）にスフェロイド懸濁液を0.5mL充填：水準(4) 
３．振動条件下でのスフェロイド懸濁液の冷蔵保存
　充填後の各水準のシリンジ又はバイアルを、輸送環境の振動を模擬的に再現するためにミニローテーター（アズワン社）を用いて10rpmで回転させながら4℃の環境下で24時間保存した。その後、各容器中の懸濁液の細胞の生存率（ヌクレオカウンターNC-200で測定）とその形態を観察することで品質を評価した。保存後の各水準の細胞の生存率を表１に、懸濁液の状態を図６に示す。図６の上の写真は保存開始時の懸濁液中のスフェロイドの状態を示し、図６の下の４つの写真（水準(1)、水準(2)、水準(3)、水準(4)）は保存後の懸濁液中のスフェロイドの状態を示す。図６に示す通り、バイアルに充填した懸濁液（水準(3)、(4)）ではスフェロイドの多くが崩れ、代わりにシングルセルが多く観察されたことから、輸送によってスフェロイド形状が維持できず品質が低下する可能性が高いことが判明したのに対し、シリンジに充填した懸濁液（水準(1)、(2)）では、驚くべきことにスフェロイドの崩壊は観察されず、生存率と形状維持の両面から高品質を維持したまま輸送可能であることが確認された。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000001
＜実施例６．ヒトiPS細胞スフェロイドの冷蔵輸送模擬実験＞
１．スフェロイド懸濁液の調製
　凍結保管されていたヒトiPS細胞を解凍後、iMatrix-511（ニッピ社）を0.5μg/cm2でコーティングした150cm2ディッシュ２枚に3000cells/cm2で播種し、37℃、5%CO2雰囲気下で接着培養を行った。培地はStemFit(登録商標)AK02N（味の素社）を使用し、細胞を播種した日を培養０日目とし、培養１日目、培養４日目、培養６日目に全量培地交換を行った。培地量は、培養１日目の培地交換時のみ60ｍL／ディッシュとし、それ以外は30mL／ディッシュとした。細胞播種時のみY-27632(富士フィルム和光純薬社)を最終濃度が10μMとなるように培地に添加した。培養７日目に細胞を剥離し、最終濃度10μMのY-27632及び20μMのIWR-1endo(富士フィルム和光純薬社)を含むStemFit(登録商標)AK02N（味の素社）で懸濁し単一細胞として回収した。次に、培養容器としてシングルユースボトル(佐竹マルチミクス社)を、培養を制御するためのリアクターシステムとしてVMFリアクター（佐竹マルチミクス社）を使用し、培養液量は300mL、培養開始時の細胞密度が1×105cells/mLとなるように細胞を播種し培養を開始した。播種時の培地は終濃度10μMのY-27632、終濃度20μMのIWR-1 endoを添加したStemFit(登録商標)AK02N（味の素社）を使用し、培養中、培養温度は37℃、供給ガス量は0.1L/minを維持、pHが7.1～7.2に保たれるように炭酸ガス供給を自動制御し、攪拌速度は60mm/secとした。培養開始した日を培養０日目として、培養１日目、培養２日目に培地を全量交換した。交換後の培地には、培養１日目には終濃度6.9μMのY-27632、終濃度20μMのIWR-1 endo、終濃度1μMのLY333531を添加したStemFit(登録商標)AK02N（味の素社）を、培養２日目には終濃度3.0μMのY-27632、終濃度20μMのIWR-1 endo、終濃度1μMのLY333531を添加したStemFit(登録商標)AK02N（味の素社）を使用した。３日後、遠心分離により培地を分離してスフェロイドを回収した。終濃度10μMのY-27632を添加したリンゲル液（大塚製薬工業）に、1×107cells/mLとなるようにスフェロイドを懸濁し、スフェロイド懸濁液を調製した。なお細胞数は、培養終了時にサンプリングしたスフェロイドをAccutase（イノベーティブセルテクノロジー社）とピペッティングによって単一細胞化し、ヌクレオカウンターNC-200を用いて測定した結果をもとにした。
２．スフェロイド懸濁液の充填
　調製したヒトiPS細胞のスフェロイドの懸濁液を以下の水準でシリンジ又はバイアルに充填した。なおシリンジへの充填にあたっては、シリンジ内部に気体が残らないよう気体を押し出した後、ルアーキャップを装着した。
(1) 1mLシリンジにスフェロイド懸濁液を1mL充填：水準(1)
(2) 1mLシリンジにスフェロイド懸濁液を0.5mL充填：水準(2)
(3) 1.8mLバイアル（サーモフィッシャーサイエンティフィック社）にスフェロイド懸濁液を1mL充填：水準(3)
(4) 1.8mLバイアル（サーモフィッシャーサイエンティフィック社）にスフェロイド懸濁液を0.5mL充填：水準(4) 
３．振動条件下でのスフェロイド懸濁液の冷蔵保存
　充填後の各水準のシリンジ又はバイアルを、輸送環境の振動を模擬的に再現するためにミニローテーター（アズワン社）を用いて10rpmで回転させながら４℃の環境下で24時間保存した。その後、各容器中の細胞の形態を観察することで品質を評価した。保存後の各水準の懸濁液の状態を図７に示す。図７の上の写真は保存開始時の懸濁液中のスフェロイドの状態を示し、図７の下の４つの写真（水準(1)、水準(2)、水準(3)、水準(4)）は保存後の懸濁液中のスフェロイドの状態を示す。図７に示す通り、バイアルに充填した懸濁液（水準(3)、(4)）ではスフェロイドの多くが崩れスフェロイド状態のものがわずかしか残っていなかったのに対し、シリンジに充填した懸濁液（水準(1)、(2)）では、驚くべきことにその形態にほとんど変化がなくスフェロイド形状が保たれており、高品質を維持したまま輸送が可能であることが確認された。
　本発明により、意図しない細菌や汚染物質が混入することがなく、治療用細胞の懸濁液を含む細胞投与用シリンジを調製することが可能となった。更に細胞懸濁液を含む細胞投与用シリンジを、それを調製する機関から、前記治療用細胞を被検体に投与する医療機関に、細胞の品質が劣化することなく、かつ無菌性を維持して輸送することが可能となった。また本発明者らは、細胞投与用シリンジに細胞情報及び／又は投与される被検体の情報を付与することにより、治療用細胞を投与されるべき被検体に確実に投与することが可能となる輸送方法を開発した。本発明は特に小規模な医療機関における細胞治療の実施に大きく資するものである。
　本明細書で引用した全ての刊行物、特許及び特許出願はそのまま引用により本明細書に組み入れられるものとする。

Claims (14)

  1. 　細胞投与用シリンジを調製する方法であって、
    　シリンジに装着した吸引手段を介して、細胞懸濁液を吸引することにより前記シリンジ中に前記細胞懸濁液を充填する充填工程、
    　前記吸引手段に滅菌チューブを装着する、滅菌チューブ装着工程、及び
    　前記細胞懸濁液より、前記滅菌チューブを介して前記細胞投与用シリンジ中の気体を除去する除去工程を含み、
    　前記の全ての工程は無菌条件下で行われる、
    上記方法。
  2. 　除去工程後の前記細胞投与用シリンジから、前記吸引手段と前記滅菌チューブを分離する分離工程、及び、
    　前記細胞投与用シリンジの吸引手段装着部位を密封するための密封手段を装着する、密封手段装着工程を更に含む、請求項１に記載の方法。
  3. 　前記除去工程が、前記細胞投与用シリンジから前記細胞懸濁液の一部を前記滅菌チューブ内に押し出すことを含む、請求項１又は２に記載の方法。
  4. 　前記細胞懸濁液は、細胞を細胞製剤用非凍結保存液に懸濁させたものである、請求項１～３のいずれか１項に記載の方法。
  5. 　前記細胞製剤用非凍結保存液が、0.5～12（w/v）％のデキストラン、及び、
    　ナトリウム塩、カリウム塩及びカルシウム塩を含む溶液である、請求項４に記載の方法。
  6. 　前記細胞懸濁液に含まれる細胞が間葉系細胞である、請求項１～５のいずれか１項に記載の方法。
  7. 　前記間葉系細胞が間葉系幹細胞を含む、請求項６に記載の方法。
  8. 　細胞輸送方法であって、
    　細胞懸濁液が充填された細胞投与用シリンジを調製する調製工程、
    　前記細胞投与用シリンジを密封する密封工程、
    　前記密封工程で作製した密封容器を保冷剤と共に定温容器中に梱包する梱包工程、及び　梱包された前記定温容器を0℃～37℃の温度下で医療機関に輸送する輸送工程、
    を含み、
    　前記細胞投与用シリンジには細胞情報及び／又は投与される被検体の情報が付与されている、輸送方法。
  9. 　前記細胞懸濁液が充填された細胞投与用シリンジが、請求項１～７のいずれか１項に記載の方法によって調製されたものである、請求項８に記載の方法。
  10. 　前記密封工程の前に前記細胞投与用シリンジを吸水バッグ中に収納する収納工程を更に含む、請求項８又は９に記載の方法。
  11. 　前記定温容器の中に細胞投与用シリンジが横向きになるように設置され、その状態で輸送される、請求項８～１０のいずれか１項に記載の方法。
  12. 　前記細胞投与用シリンジを調製する機関と前記医療機関が異なる機関である、請求項８～１１のいずれか１項に記載の方法。
  13. 　請求項８～１２のいずれか１項に記載の方法により前記定温容器が前記医療機関へ輸送された後に、前記医療機関において、前記細胞投与用シリンジ中の細胞懸濁液が、前記調製工程後4日以内に被検体に投与される、細胞懸濁液の投与方法。
  14. 　被検体への投与時における前記細胞懸濁液中の細胞の生存率が、前記細胞懸濁液の調製時と比較して70％以上である、請求項１３に記載の方法。
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Citations (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2011067588A (ja) * 2009-09-22 2011-04-07 Olympus Corp 細胞注入デバイス
JP2014513918A (ja) * 2011-02-18 2014-06-19 ステムサイト インコーポレーテッド 幹細胞の包装および輸送
JP2014517830A (ja) * 2011-05-03 2014-07-24 イミュノバティブ セラピーズ，リミテッド 生細胞を含む生物学的薬剤の取り扱い方法
CN204688616U (zh) * 2015-06-19 2015-10-07 黑龙江天晴干细胞股份有限公司 一种用于细胞制剂注射和回输用的套装盒
WO2020231968A1 (en) * 2019-05-15 2020-11-19 Stemcyte Inc. High concentration cell packaging and shipping
CN113549536A (zh) * 2021-07-13 2021-10-26 深圳赛桥生物创新技术有限公司 一种基于全封闭式注射器的无菌细胞取样装置及方法
CN215045037U (zh) * 2021-06-29 2021-12-07 成都云测医学生物技术有限公司 一种便于储存和运输膝关节干细胞注射液的包装盒

Patent Citations (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2011067588A (ja) * 2009-09-22 2011-04-07 Olympus Corp 細胞注入デバイス
JP2014513918A (ja) * 2011-02-18 2014-06-19 ステムサイト インコーポレーテッド 幹細胞の包装および輸送
JP2014517830A (ja) * 2011-05-03 2014-07-24 イミュノバティブ セラピーズ，リミテッド 生細胞を含む生物学的薬剤の取り扱い方法
CN204688616U (zh) * 2015-06-19 2015-10-07 黑龙江天晴干细胞股份有限公司 一种用于细胞制剂注射和回输用的套装盒
WO2020231968A1 (en) * 2019-05-15 2020-11-19 Stemcyte Inc. High concentration cell packaging and shipping
CN215045037U (zh) * 2021-06-29 2021-12-07 成都云测医学生物技术有限公司 一种便于储存和运输膝关节干细胞注射液的包装盒
CN113549536A (zh) * 2021-07-13 2021-10-26 深圳赛桥生物创新技术有限公司 一种基于全封闭式注射器的无菌细胞取样装置及方法

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