WO2012008813A2 - 양막유래 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물 및 이를 이용한 양막유래 중간엽 줄기세포의 배양방법 - Google Patents

양막유래 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물 및 이를 이용한 양막유래 중간엽 줄기세포의 배양방법 Download PDF

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Definitions

  • the present invention relates to a culture medium for mesenchymal stem cell culture, and more particularly, basal medium, L-ascorbic acid 2-phosphate, fetal bovine serum, basic fibroblast growth factor (b-FGF), non-essential amino acids (NEAA) media composition for culturing mesenchymal stem cells containing non essential amino acid, insulin, N-acetyl-L-cysteine, calcium chloride and hydrocortisone and mesenchymal stem cells using the same It relates to a culture method of.
  • Stem cells are cells that have the ability of self-replication and differentiate into two or more cells. Totipotent stem cells, pluripotent stem cells, and multipotent stem cells can be classified as a multipotent stem cell.
  • Multipotent stem cells were first isolated from adult bone marrow (Y. Jiang et al., Nature , 418: 41, 2002) and subsequently identified in other adult tissues (CM Verfaillie, Trends Cell Biol. , 12: 502, 2002).
  • bone marrow is the most widely known source of stem cells, but multipotent stem cells have also been identified from skin, blood vessels, muscle and brain (JG Toma et al. , Nat. Cell Biol. , 3: 778,2001; M. Sampaolesi et al. , Science , 301: 487,2003; Y. Jean et al. , Exp. Hematol. , 30: 896, 2002).
  • stem cells are very rarely present in adult tissues such as bone marrow, and these cells differentiate. It is difficult to culture without induction, making it difficult to culture the cells without specifically screened media. In other words, stem cells are difficult to separate and preserve in vitro.
  • studies on the separation of mesenchymal stem cells from fetal tissues revealed that there are abundant mesenchymal stem cells, but the use of fetal tissues for the purpose of cell therapy is ethically limited and therefore, it is recommended as a cell therapy. There was a limit to use.
  • mesenchymal stem cells were also isolated from umbilical cord blood (UCB) as a source of fetal mesenchymal stem cells (fetal MSC), their number was very small, and there was a problem in that they did not proliferate well.
  • UB umbilical cord blood
  • fetal MSC fetal mesenchymal stem cells
  • mesenchymal stem cells exist in the amnion, amniotic membrane, or amniotic lining membrane, the thin innermost membrane structure that surrounds the placenta and developing mammalian embryos.
  • the technology for cultivation is being developed (WO 2006/019357, Republic of Korea Patent No. 0795708, Republic of Korea Patent No. 0818214).
  • the conventional method of culturing amnion derived stem cells has a disadvantage in that it takes a long time for the stem cells to proliferate.
  • the present inventors have made diligent efforts to develop a method for improving the proliferation rate of amnion derived stem cells while maintaining differentiation ability, and when culturing amnion derived stem cells in a medium mixed with DMEM-P and KSFM-P, The present invention was completed by confirming that the cell proliferation ability can be improved while maintaining the differentiation capacity.
  • An object of the present invention is to provide a culture medium for mesenchymal stem cell culture having high cell proliferation rate while maintaining differentiation ability.
  • Another object of the present invention to provide a method for culturing mesenchymal stem cells using the culture medium.
  • the present invention is a basal medium, L- ascorbic acid 2-phosphate, fetal bovine serum, basic fibroblast growth factor (b-FGF), non essential amino acid (NEAA; non essential amino acid), insulin,
  • b-FGF basic fibroblast growth factor
  • NEAA non essential amino acid
  • insulin A medium composition for mesenchymal stem cell culture containing N-acetyl-L-cysteine, calcium chloride and hydrocortisone is provided.
  • the present invention also provides a method for culturing mesenchymal stem cells, characterized in that the culture of amnion derived stem cells in the medium.
  • FIG. 1 is a photograph of amnion-derived mesenchymal stem cells cultured on DMEM-P, KSFM-P or DMEM-P and KSFM-P mixed medium for 3 days.
  • Figure 2 is a photograph of amnion derived mesenchymal stem cells cultured on DMEM-P, KSFM-P or DMEM-P and KSFM-P mixed medium 4 days.
  • Figure 3 shows the flow cytometry results of each group for CD31.
  • Figure 4 shows the flow cytometry results of each group for CD34.
  • Figure 5 shows the flow cytometry results of each group for CD45.
  • Figure 6 shows the flow cytometry results of each group for CD29.
  • Figure 7 shows the flow cytometry results of each group for CD44.
  • FIG. 9 is a photograph showing P1 passage cells of amnion derived mesenchymal stem cells cultured in a mixed medium of DMEM-P and KSFM-P (Group 2).
  • FIG. 10 is a photograph showing P2 passage cells of amnion derived mesenchymal stem cells cultured in a mixed medium of DMEM-P and KSFM-P (Group 2).
  • Figure 11 shows the results of the differentiation of amnion derived mesenchymal stem cells cultured in DMEM-P or mixed medium (Group 2) into osteogenic cells using Alizalin red S staining for each condition.
  • the present invention is consistent in that, basal medium, L-ascorbic acid 2-phosphate, fetal bovine serum, basic fibroblast growth factor (b-FGF), non essential amino acid (NEAA; non-essential amino acid), insulin, N-acetyl
  • basal medium L-ascorbic acid 2-phosphate
  • fetal bovine serum basic fibroblast growth factor (b-FGF)
  • non essential amino acid NEAA; non-essential amino acid
  • insulin N-acetyl
  • N-acetyl amnion derived mesenchymal stem cell culture containing -L-cysteine (N-acetyl-L-cysteine), calcium chloride and hydrocortisone.
  • the basal medium may be selected from the group consisting of DMEM-HG, Defined Keratinocyte-SFM, and mixtures thereof.
  • each medium component is 0.05-1 mM ascorbic acid 2-phosphate, 2-20% fetal bovine serum, 1-100 mg / ml basic fibroblast growth factor (b-FGF), 1- 100 ⁇ L / ml non essential amino acid (NEAA), 0.1 to 100 ⁇ g / ml insulin, 0.2 to 20 mM N-acetyl-L-cysteine, 0.01 to 1 mM calcium chloride And it may be characterized in that the hydrocortisone of 5ng / ml ⁇ 1 ⁇ g / ml.
  • the non-essential amino acid is characterized in that consisting of glycine, alanine, asparagine, aspartic acid, glutamic acid, proline and serine, the non-essential amino acid (NEAA; non essential amino acid) contains 750 mg / L glycine, 890 mg / L alanine, 1,320 mg / L 1,320 mg / L asparagine, 1,330 mg / L aspartic acid, 1,470 mg / L glutamic acid, 1, 150 mg / L It is characterized by consisting of a proline and 1,050 mg / L of serine.
  • the mesenchymal stem cells may be characterized in that the amnion derived mesenchymal stem cells.
  • the present invention relates to a method for culturing mesenchymal stem cells, wherein the medium is cultured with mesenchymal stem cells.
  • the mesenchymal stem cells may be characterized in that the amnion derived mesenchymal stem cells.
  • Amnion-derived mesenchymal stem cells used in one embodiment of the present invention were used by extracting and separating only amnion mesenchymal stem cells, rather than using various kinds of cells extracted from whole amnion tissue separated from placenta.
  • the method for isolating mesenchymal-derived mesenchymal stem cells is separated from placental tissue collected at delivery, amniotic tissue, washing the separated amniotic tissue with sterile physiological saline, and then with surgical scissors Cut as much as possible.
  • the collagen solution was added to the shredded tissue, mixed well, and then placed in a flask. The flask was reacted in a 5% CO 2 incubator at 37 ° C. for 90 minutes to dissolve the tissue. The dissolved tissues were filtered through a cell strainer and centrifuged.
  • the cell precipitate was suspended with DMEM-P, inoculated in a T-flask, and then incubated in a 5% CO 2 incubator at 37 ° C. for 3 to 4 days to obtain only mesenchymal stem cells attached to the culture vessel. It was.
  • the used amnion-derived mesenchymal stem cells are used in a medium in which DMEM-P medium and KSFM-P medium are mixed, than when cultured using DMEM-P medium and KSFM-P medium alone.
  • the cell proliferation rate was excellent. In particular, the highest proliferation rate was obtained in the medium mixed with DMEM-P medium and KSFM-P medium at 66:33.
  • Amniotic tissue for the experiment was separated from the placenta, and the isolated tissue was transferred to the laboratory in physiological saline or DMEM (Dulbecco modified Eagle medium) medium containing antibiotics.
  • physiological saline or DMEM (Dulbecco modified Eagle medium) medium containing antibiotics.
  • the cell precipitate was suspended in DMEM-P, inoculated in a T-flask, and then incubated in a 5% CO 2 incubator at 37 ° C. for 3 to 4 days to obtain only mesenchymal stem cells attached to the culture vessel. .
  • Example 2 Culture of Isolated Amniotic Mesenchymal Stem Cells in DMEM-P and KSFM-P Mixed Medium
  • amnion-derived mesenchymal stem cells obtained above were mixed with DMEM-P (Table 1) and KSFM-P (Table 3) medium at a mixing ratio of Table 4, using a medium containing 1.0x10 in a T175 flask.
  • Six cells were aliquoted and incubated at 37 ° C. for 4 days, and the medium was changed every other day.
  • Cell photographs of culture day 3 and culture day 4 are shown in FIGS. 1 and 2, respectively.
  • the cultured amnion-derived mesenchymal stem cells were washed in HBSS buffer, and then TrypLE-Express (Gibco) or 0.25% Trypsin-EDTA was added and reacted at 37 ° C for 10 minutes. Cells of the amnion derived mesenchymal stem cells obtained after inactivating trypsin in a medium containing FBS were measured.
  • DMEM-P medium and KSFM-P medium of group 2 showed the highest growth rate in the medium mixed at 66:33, and the mixed ratio of the mixed medium was then used for subculture.
  • Amniotic membrane-derived mesenchymal stem cells cultured in mixed medium in Example 2 were characterized with surface CD series antigen markers.
  • CD29 monoonuclear cell marker
  • CD31 endothelial cell and stem cell marker
  • CD34 hematopoietic stem cell marker
  • CD44 CD45
  • PTPR ASV, Leukocyte marker
  • CD73 were applied to FACS analysis.
  • Amniotic membrane-derived mesenchymal stem cells obtained in Example 1 were washed with PBS, trypsinized, and the cells were harvested and centrifuged at 1500 rpm for 5 minutes. After discarding the supernatant, the solution was added with a blocking buffer solution (5% serum (Normal goat serum + Normal horse serum) for 60 minutes at 4 ° C and centrifuged at 1500 rpm for 5 minutes. After the supernatant was discarded, the cells were suspended in PBS.
  • a blocking buffer solution 5% serum (Normal goat serum + Normal horse serum
  • amnion derived mesenchymal stem cells of each group showed positive immunological properties for CD29, CD44 and CD73, and negative immunological properties for CD31, CD34 and CD45 (FIGS. 3 to 8). .
  • Example 4 Comparison of proliferation of amnion derived mesenchymal stem cells passaged in mixed medium
  • Example 1 The cells cultured in Example 1 were passaged at 1.0 ⁇ 10 6 cells / T175 flask concentration, respectively, to confirm the proliferative capacity of P1 and P2 generations.
  • the culture was carried out under the same conditions as in the culture method of Example 1.
  • P1 of group (Group 1) cultured in DMEM-P alone medium was 5.4 ⁇ 10 6 cells after 5 days of culture, whereas DMEM-P and KSFM-P mediums were 66: P1 of the group mixed with 33 (group 2) showed remarkably high cell proliferation ability with 1.25x10 7 cells even after culturing for 4 days and measuring the cell number (FIG. 9).
  • Example 5 Comparison of immunological properties of amniotic membrane-derived mesenchymal stem cells cultured in a mixed medium
  • Amniotic membrane-derived mesenchymal stem cells cultured in DMEM-P alone medium and DMEM-P / KSFM-P mixed medium obtained in Example 1 were cultured for 18 days in bone formation induction medium (Nonhematopoietic OsteoDiff Medium, Miltenyi Biotec) (37 °C, 5% CO 2 , medium exchange cycle: 3 ⁇ 4 days) to induce differentiation of mesenchymal stem cells into bone cells, and every two days the differentiation medium was replaced. Differentiation into bone cells was carried out divided into normal oxygen state and hypoxic state (1-5%), each differentiation conditions are shown in Table 6.
  • amnion-derived mesenchymal stem cells were differentiated into osteogenic cells using Alizalin red S staining, and cultured in the mixed medium (Group 2) than the cells cultured in DMEM-P alone medium.
  • the cells showed a high osteoblast differentiation rate, and cells cultured in the peroxygen state (MHN) at the time of culture showed higher differentiation capacity (FIGS. 11 and 12).
  • the number of mesenchymal stem cells required for stem cell treatment can be obtained in a short time, and the differentiation ability of the mesenchymal stem cells is improved, which is useful for cell therapy using stem cells.

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Abstract

본 발명은 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배양배지에 관한 것으로, 더욱 자세하게는 기본 배지, L-아스코르브산 2-인산, 우태아혈청, 염기성 섬유아세포 성장인자(b-FGF), 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid), 인슐린, N-아세틸-L-시스테인(N-acetyl-L-cysteine), 칼슘클로라이드 및 하이드로코티손을 함유하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물 및 이를 이용한 중간엽 줄기세포의 배양방법에 관한 것이다. 본 발명에 따르면, 줄기세포 치료에 필요한 중간엽 줄기세포의 개체수를 빠른 시간에 획득할 수 있으며, 중간엽 줄기세포의 분화능을 향상시켜, 줄기세포를 이용한 세포치료에 유용하다.

Description

양막유래 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물 및 이를 이용한 양막유래 중간엽 줄기세포의 배양방법
본 발명은 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배양배지에 관한 것으로, 더욱 자세하게는 기본 배지, L-아스코르브산 2-인산, 우태아혈청, 염기성 섬유아세포 성장인자(b-FGF), 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid), 인슐린, N-아세틸-L-시스테인(N-acetyl-L-cysteine), 칼슘클로라이드 및 하이드로코티손을 함유하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물 및 이를 이용한 중간엽 줄기세포의 배양방법에 관한 것이다.
줄기세포(stem cell)란 자기 복제 능력을 가지면서 두 개 이상의 세포로 분화하는 능력을 갖는 세포를 말하며, 만능 줄기세포(totipotent stem cell), 전분화능 줄기세포(pluripotent stem cell), 다분화능 줄기세포(multipotent stem cell)로 분류할 수 있다.
성체 줄기세포는 인체의 각종 장기에 이미 존재하는 세포를 채취, 줄기세포를 발전시킨 것으로 특정 조직으로만 분화되는 특징이 있다. 그러나 최근에는 성체 줄기세포를 이용, 간세포 등 각종 여러 조직으로 분화시키는 실험이 성공을 거두고 있어 주목된다.
다분화능 줄기세포는 성체 골수에서 최초로 분리되었고(Y. Jiang etal.,Nature,418:41,2002),그 후 다른 여러 성체 조직에서도 확인되었다 (C.M. Verfaillie, TrendsCellBiol.,12:502,2002).다시 말해, 골수는 가장 널리 알려진 줄기 세포의 소스이지만, 다분화능 줄기세포는 피부, 혈관, 근육 및 뇌로부터도 확인되었다 (J.G. Toma etal.,Nat.CellBiol.,3:778,2001;M.Sampaolesietal.,Science,301:487,2003;Y.Jiangetal.,Exp.Hematol.,30:896,2002).그러나, 골수와 같은 성체 조직 내에 줄기 세포는 매우 드물게 존재하고, 이러한 세포들은 분화유도 하지 않고 배양하기 어려워서, 특이적으로 스크린된 배지들이 없으면 그 세포들을 배양하기 어렵다. 즉, 줄기 세포들은 분리하여 체외에서 보존하기가 매우 어렵다는 단점이 있다. 한편, 태아 조직(fetal tissue)에서 중간엽 줄기세포의 분리를 연구한 결과, 풍부한 중간엽 줄기세포가 있음이 밝혀졌으나, 세포치료제를 목적으로 태아 조직의 사용은 윤리적으로 제한이 있기 때문에 세포치료제로 사용하기 위한 한계가 있었다. 태아 중간엽 줄기세포(fetal MSC)에 대한 소스로서 제대혈(Umbilical cord blood, UCB)에서도 중간엽 줄기세포를 분리하였지만, 그 수가 매우 작았고, 증식이 잘 되지 않는 문제점이 있었다.
최근 들어, 양막(amnion, amniotic membrane, 또는 amniotic lining membrane), 즉 태반(placenta) 및 발생중인 포유류의 배아를 둘러싸는 얇은 제일 안쪽의 막 구조에 중간엽 줄기세포가 존재하는 것이 알려져, 이를 분리, 배양하는 기술이 개발되고 있다(WO 2006/019357, 대한민국 등록특허 제0795708호, 대한민국 등록특허 제0818214호).
그러나, 기존의 양막유래 줄기세포의 배양방법은 줄기세포가 증식하는데 오랜 시간이 걸리는 단점이 있었다.
이에, 본 발명자들은 분화능을 유지하면서, 양막유래 줄기세포의 증식율을 향상시킬 수 있는 방법을 개발하고자 예의 노력한 결과, DMEM-P 및 KSFM-P를 혼합한 배지에서 양막유래 줄기세포를 배양하는 경우, 분화능을 유지하면서도 세포 증식능을 향상시킬 수 있다는 것을 확인하고 본 발명을 완성하게 되었다.
발명의 요약
본 발명의 목적은 분화능을 유지하면서도 높은 세포증식율을 가지는 중간엽 줄기세포 배양용 배양배지를 제공하는데 있다.
본 발명의 다른 목적은 상기 배양배지를 이용하여 중간엽 줄기세포를 배양하는 방법을 제공하는데 있다.
상기 목적을 달성하기 위하여, 본 발명은 기본 배지, L-아스코르브산 2-인산, 우태아혈청, 염기성 섬유아세포 성장인자(b-FGF), 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid), 인슐린, N-아세틸-L-시스테인(N-acetyl-L-cysteine), 칼슘클로라이드 및 하이드로코티손을 함유하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물을 제공한다.
본 발명은 또한, 상기 배지에서 양막유래 줄기세포를 배양하는 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포의 배양방법을 제공한다.
본 발명의 다른 특징 및 구현 예는 다음의 상세한 설명 및 첨부된 특허청구범위로부터 명백해 질 것이다.
도 1은 DMEM-P, KSFM-P 또는 DMEM-P와 KSFM-P 혼합배지에서 3일째 배양된 양막유래 중간엽 줄기세포의 사진이다.
도 2는 DMEM-P, KSFM-P 또는 DMEM-P와 KSFM-P 혼합배지에서 4일째 배양된 양막유래 중간엽 줄기세포의 사진이다.
도 3은 CD31에 대한 각 그룹별 유세포분석 결과를 나타낸 것이다.
도 4는 CD34에 대한 각 그룹별 유세포분석 결과를 나타낸 것이다.
도 5는 CD45에 대한 각 그룹별 유세포분석 결과를 나타낸 것이다.
도 6은 CD29에 대한 각 그룹별 유세포분석 결과를 나타낸 것이다.
도 7은 CD44에 대한 각 그룹별 유세포분석 결과를 나타낸 것이다.
도 8은 CD73에 대한 각 그룹별 유세포분석 결과를 나타낸 것이다.
도 9은 DMEM-P과 KSFM-P 혼합배지 (그룹 2) 에서 배양된 양막유래 중간엽 줄기세포의 P1 계대 세포를 나타낸 사진이다.
도 10는 DMEM-P과 KSFM-P 혼합배지 (그룹 2) 에서 배양된 양막유래 중간엽 줄기세포의 P2 계대 세포를 나타낸 사진이다.
도 11은 Alizalin red S 염색법을 이용하여 DMEM-P 또는 혼합배지 (그룹 2) 에서 배양된 양막유래 중간엽 줄기세포가 골형성 세포로 분화를 각 조건별로 확인한 결과를 나타낸 것이다.
도 12은 DMEM-P 또는 혼합배지 (그룹 2)에서 배양한 후 각 조건별로 골세포로 분화된 양막유래 중간엽 줄기세포의 Alizalin red S 농도를 정량화해서 대조군 (골분화를 유도하지 않은 군)과 비교한 그래프이다.
발명의 상세한 설명 및 구체적인 구현예
본 발명은 일관점에서, 기본 배지, L-아스코르브산 2-인산, 우태아혈청, 염기성 섬유아세포 성장인자(b-FGF), 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid), 인슐린, N-아세틸-L-시스테인(N-acetyl-L-cysteine), 칼슘클로라이드 및 하이드로코티손을 함유하는 양막유래 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물에 관한 것이다.
본 발명에 있어서, 상기 기본 배지는 DMEM-HG, Defined Keratinocyte-SFM 및 이들의 혼합물로 구성된 군에서 선택되는 것을 특징으로 할 수 있다.
본 발명에 있어서, 상기 각 배지 성분의 함유량은 0.05~1mM의 아스코르브산 2-인산, 2~20% 우태아혈청, 1~100㎎/ml의 염기성 섬유아세포 성장인자(b-FGF), 1~100μL/ml 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid), 0.1~100μg/ml의 인슐린, 0.2~20mM의 N-아세틸-L-시스테인(N-acetyl-L-cysteine), 0.01~1mM의 칼슘클로라이드 및 5ng/ml~1μg/ml의 하이드로코르티손인 것을 특징으로 할 수 있다.
본 발명에 있어서, 상기 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid)은 글리신, 알라닌, 아스파라긴, 아스파르트산, 글루타민산, 프롤린 및 세린으로 구성되는 것을 특징으로 할 수 있고, 상기 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid)은 750mg/L의 글리신, 890mg/L의 알라닌, 1,320 mg/L의 1,320 mg/L 의 아스파라긴, 1,330 mg/L의 아스파르트산, 1,470 mg/L의 글루타민산, 1, 150mg/L의 프롤린 및 1,050mg/L의 세린으로 구성되는 것을 특징으로 하는 것을 특징으로 할 수 있다.
본 발명에 있어서, 상기 중간엽 줄기세포는 양막유래의 중간엽 줄기세포인 것을 특징으로 할 수 있다.
본 발명은 다른 관점에서, 상기 배지에서 중간엽 줄기세포를 배양하는 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포의 배양방법에 관한 것이다.
본 발명에 있어서, 상기 중간엽 줄기세포는 양막유래의 중간엽 줄기세포인 것을 특징으로 할 수 있다.
본 발명의 일양태에서 사용되는 양막유래 중간엽 줄기포는 태반으로부터 분리한 양막조직 전체에서 추출되는 여러 종류의 세포를 사용하는 것이 아니라 양막 중간엽 줄기세포만을 추출하여 분리하여 사용하였다.
본 발명의 일 양태에서, 양막유래 중간엽 줄기세포를 분리하는 방법은 분만 시에 수집된 태반조직으로부터, 양막조직을 분리하고, 분리된 양막조직을 멸균생리식염수로 세척한 다음, 수술용 가위로 최대한 세절하였다. 세절된 조직에 콜라게네이즈 용액을 투입하여 잘 혼합한 후 플라스크에 넣고, 플라스크를 37℃, 5% CO2인큐베이터에서 90분간 반응시켜 조직을 용해시켰다. 용해된 조직을 Cell strainer에 거르고, 원심분리하였다. 원심분리 후 상층액을 제거하고, DMEM-P로 세포침전물을 현탁하여 T-플라스크에 접종 후 37℃, 5% CO2인큐베이터에서 3~4일간 인큐베이션시켜 배양용기에 부착된 중간엽 줄기세포만을 수득하였다.
본 발명의 일양태에서, 사용된 양막유래 중간엽 줄기세포는 DMEM-P배지와 KSFM-P배지를 각각 단독으로 사용하여 배양하였을 때보다, DMEM-P배지와 KSFM-P배지를 혼합한 배지에서 세포증식율이 우수하였으며, 특히, DMEM-P배지와 KSFM-P배지를 66:33으로 혼합한 배지에서 가장 높은 증식율을 나타내었다.
실시예
이하, 실시 예를 통하여 본 발명을 더욱 상세히 설명하고자 한다. 이들 실시 예는 오로지 본 발명을 예시하기 위한 것으로서, 본 발명의 범위가 이들 실시 예에 의해 제한되는 것으로 해석되지 않는 것은 당 업계에서 통상의 지식을 가진 자에게 있어서 자명할 것이다.
실시예 1: 양막 조직으로부터 중간엽 줄기세포의 분리
실험에 필요한 양막조직은 태반으로부터 분리하였으며, 분리된 조직은 항생제가 포함되어 있는 생리 식염수 또는 DMEM(Dulbecco modified Eagle medium) 배지에 넣어 연구실까지 옮겼다.
클린 벤치 내에서 양막 조직을 5g 정량하여 2회 멸균생리식염수로 세척하고, 페트리 디쉬에 세척된 양막 조직을 수술용 가위로 최대한 세절하였다. 세절된 조직에 콜라게네이즈 용액을 투입하여 잘 혼합한 후 플라스크에 넣고, 플라스크를 37℃, 5% CO2인큐베이터에서 90분간 반응시켜 조직의 용해됨을 확인하였다. 용해된 조직을 50mL 튜브에 기 준비해 둔 Cell strainer에 거르고, 원심 분리하였다. 원심 분리 후 상층액을 제거하고, DMEM-P로 세포침전물을 현탁하여 T-플라스크에 접종 후 37℃, 5% CO2인큐베이터에서 3~4일간 인큐베이션시켜 배양용기에 부착된 중간엽 줄기세포만을 얻었다.
실시예 2: 분리한 양막 중간엽 줄기세포의 DMEM-P 및 KSFM-P 혼합배지에서의 배양
상기 수득한 양막 유래 중간엽 줄기세포를, DMEM-P(표 1) 및 KSFM-P(표 3) 배지의 혼합배지를 표 4에 기재된 혼합비율로 혼합한 배지를 사용하여, T175 플라스크에 1.0x106 세포를 분주하여 37℃에서 4일 동안 배양하였으며, 배지는 이틀에 한 번씩 교환하였다. 배양 3일 및 배양 4일째의 세포 사진을 각 각 도 1 및 도 2에 나타내었다.
표 1
Figure PCTKR2011005258-appb-T000001
표 2
Figure PCTKR2011005258-appb-T000002
표 3
Figure PCTKR2011005258-appb-T000003
표 4
Figure PCTKR2011005258-appb-T000004
배양 4일 째에, 배양된 양막 유래 중간엽 줄기세포를 HBSS버퍼에 세척한 후 TrypLE-Express(Gibco) 또는 0.25% Trypsin-EDTA를 넣고 37℃에서 10분간 반응시켰다. FBS가 함유된 배지를 넣어 트립신을 불활성화시킨 후 수득한 양막 유래 중간엽 줄기세포의 세포수를 측정하였다.
그 결과, 표 4, 도 1 및 도 2에 나타낸 바와 같이, DMEM-P배지와 KSFM-P배지를 단독으로 사용한 배지에서 보다, DMEM-P배지와 KSFM-P배지를 혼합한 배지에서 배양된 양막유래 줄기세포가 훨씬 더 빨리 자라며, 배양 4일 째의 세포수에 있어서도, 현저히 많다는 것을 확인할 수 있었다.
표 5에 나타난 바와 같이, 그룹 2의 DMEM-P배지와 KSFM-P배지를 66:33으로 혼합한 배지에서 가장 높은 증식율을 나타내어, 상기 혼합비의 혼합배지를 이후 계대배양에 사용하였다.
표 5
Figure PCTKR2011005258-appb-T000005
실시예 3: 혼합배지에서 배양된 양막 유래 중간엽 줄기세포의 면역학적 특성
표면 항원 발현의 유세포분석(Flow cytometry analysis)
실시예 2에서 혼합배지로 배양된 양막 유래 중간엽 줄기세포들을 표면 CD 시리즈 항원 마커들로 캐릭터라이제이션하였다. CD29 (mononuclear cell marker), CD31(endothelial cell and stem cell marker), CD34(hematopoietic stem cell marker), CD44, CD45(PTPR, ASV, Leukocyte marker), CD73들을 FACS 분석에 적용하였다
실시예 1에서 수득한 양막 유래 중간엽 줄기세포를 PBS로 세척하고, 트립신 처리한 뒤 세포를 수거하여 5분 동안 1500rpm으로 원심분리하였다. 상층액을 버린 후 Blocking buffer 용액(5% serum(Normal goat serum + Normal horse serum)을 넣어서 4℃에서 60분간 반응시킨 후 1500rpm으로 5분동안 원심분리하였다. 상층액을 버린 후 세포를 PBS에 부유시켜 Negative Control 및 CD 항원 마커 수 만큼 1 x 105 cell을 분주하였다. 각 웰에 항체(R-phycoerythrin(PE)/ FITC(Fluorescein Isothiocyanate)-conjugated mouse anti-human monoclonal antibody)를 넣고, 4℃에서 40분 동안 인큐베이션하였다. 인큐베이션 후에 1500rpm으로 3분동안 원심분리하였다. 상층액을 제거한 뒤 PBS로 세척하고 1500rpm으로 3분동안 원심분리하였다. 그리고, 한번 더 상기 상층액 제거 후 PBS로 세척하고 1500rpm에서 3분동안 원심분리하는 과정을 반복하였다. 상층액을 제거한 후 유세포분석기(플로우 사이토미터)를 이용해 분석하였다.
그 결과, 각 그룹의 양막 유래 중간엽 줄기세포들은 모두 CD29, CD44 및 CD73에 대하여 양성인 면역학적 특성을 나타내고, CD31, CD34 및 CD45에 대하여 음성의 면역학적 특성을 나타내었다(도 3 내지 도 8).
실시예 4: 혼합배지에서 계대배양된 양막유래 중간엽 줄기세포의 증식능 비교
실시예 1에서 배양된 세포들을 각각 1.0x106세포/T175플라스크 농도로 계대배양하여, P1 및 P2 세대의 증식능을 확인하였다.
배양은 실시예 1의 배양방법과 동일한 조건에서 수행하였다.
그 결과, DMEM-P 단독배지에서 배양한 군(그룹 1)의 P1은 5일 배양 후, 세포수를 계측하였을 때, 5.4x 106세포인 반면, DMEM-P와 KSFM-P배지를 66:33으로 혼합한 군(그룹 2)의 P1은 4일만 배양하고 세포수를 계측하여도, 1.25x107세포로 현저히 높은 세포증식능을 나타내었다 (도 9).
P2의 경우는 DMEM-P 단독배지에서 배양한 군(그룹 1)은 4일 배양 후 계측하였을 때, 3.4x 106세포로 증식된 세포수가 P1에 배하여 감소하였으며, DMEM-P와 KSFM-P배지를 66:33으로 혼합한 군(그룹 2)의 경우는 1.38x107세포로 P1에 비하여 증식능이 오히려 증가하였다 (도 10).
실시예 5: 혼합배지에서 계대배양된 양막유래 중간엽 줄기세포의 면역학적성 비교
실시예 2와 동일한 방법으로, DMEM-P 배지를 단독으로 사용하여 계대 배양한 P1 및 P2와 DMEM-P와 KSFM-P배지를 66:33으로 혼합한 배지를 이용하여 계대배양한 P1 및 P2의 면역학적 특성을 확인한 결과, 각 그룹의 양막 유래 중간엽 줄기세포들은 모두 CD29, CD44, CD73, CD90, CD105 및 HLA-ABC에 대하여 양성인 면역학적 특성을 나타내고, CD31, CD34, CD45 및 HLA-DR에 대하여 음성의 면역학적 특성을 나타내었다.
실시예 6: 혼합배지에서 배양된 양막유래 중간엽 줄기세포의 골분화 정량
실시예 1에서 수득한 DMEM-P 단독배지 및 DMEM-P/KSFM-P 혼합배지에서 배양된 양막 유래 중간엽 줄기세포를 골형성 유도 배지(Nonhematopoietic OsteoDiff Medium, Miltenyi Biotec)에서 18일 동안 배양(37℃, 5% CO2,배지교환주기: 3~4일)하여 중간엽 줄기세포를 골세포로 분화유도시켰으며, 2일 마다 분화배지를 새로이 교환하였다. 골세포로의 분화는 정상산소상태 및 저산소상태(1 - 5%)로 나누어 실시하였으며, 각 분화조건을 표 6에 나타내었다.
배양 시작 후 18일째에, Alizalin red S 염색법을 이용하여 양막유래 중간엽 줄기세포가 골형성 세포로 분화되었음을 확인하였으며, DMEM-P 단독배지에서 배양된 세포보다, 혼합배지 (그룹 2) 에서 배양된 세포가 높은 골세포 분화율을 나타내었으며, 배양시에 과산소상태에서 배양된 세포(M-H-N))가 더 높은 분화능을 나타내었다 (도 11 및 도 12).
표 6
Figure PCTKR2011005258-appb-T000006
이상으로 본 발명 내용의 특정한 부분을 상세히 기술하였는바, 당 업계의 통상의 지식을 가진 자에게 있어서, 이러한 구체적 기술은 단지 바람직한 실시양태일 뿐이며, 이에 의해 본 발명의 범위가 제한되는 것이 아닌 점은 명백할 것이다. 따라서 본 발명의 실질적인 범위는 첨부된 청구항들과 그것들의 등가물에 의하여 정의된다고 할 것이다.
본 발명에 따르면, 줄기세포 치료에 필요한 중간엽 줄기세포의 개체수를 빠른 시간에 획득할 수 있으며, 중간엽 줄기세포의 분화능을 향상시켜, 줄기세포를 이용한 세포치료에 유용하다.

Claims (8)

  1. 기본 배지, L-아스코르브산 2-인산, 우태아혈청, 염기성 섬유아세포 성장인자(b-FGF), 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid), 인슐린, N-아세틸-L-시스테인(N-acetyl-L-cysteine), 칼슘클로라이드 및 하이드로코티손을 함유하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물.
  2. 제1항에 있어서, 기본 배지는 DMEM-HG, Defined Keratinocyte-SFM 및 이들의 혼합물로 구성된 군에서 선택되는 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물.
  3. 제1항에 있어서, 0.05~1 mM의 아스코르브산 2-인산, 2~20% 우태아혈청, 1~100ng/ml의 염기성 섬유아세포 성장인자(b-FGF), 1~100μL/ml 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid), 0.1~100μg/ml의 인슐린, 0.2~20mM의 N-아세틸-L-시스테인(N-acetyl-L-cysteine), 0.01~1mM의 칼슘클로라이드 및 5ng/ml~1μg/ml의 하이드로코티손을 함유하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물.
  4. 제1항 또는 제3항에 있어서, 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid)은 글리신, 알라닌, 아스파라긴, 아스파르트산, 글루타민산, 프롤린 및 세린으로 구성되는 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물.
  5. 제4항에 있어서, 비필수 아미노산(NEAA; non essential amino acid)은 750mg/L의 글리신, 890mg/L의 알라닌, 1,320 mg/L의 1,320 mg/L 의 아스파라긴, 1,330 mg/L의 아스파르트산, 1,470 mg/L의 글루타민산, 1, 150mg/L의 프롤린 및 1,050mg/L의 세린으로 구성되는 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물.
  6. 제1항에 있어서, 중간엽 줄기세포는 양막유래인 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포 배양을 위한 배지조성물.
  7. 제1항 내지 제3항의 배지에서 중간엽 줄기세포를 배양하는 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포의 배양방법.
  8. 제5항에 있어서, 중간엽 줄기세포는 양막유래인 것을 특징으로 하는 중간엽 줄기세포의 배양방법.
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