WO2009121725A1

WO2009121725A1 - Wasch- und reinigungsmittel enthaltend proteasen aus xanthomonas

Info

Publication number: WO2009121725A1
Application number: PCT/EP2009/053283
Authority: WO
Inventors: Petra Siegert; Marion Merkel; Cornelia Kluin; Timothy O'connell; Karl-Heinz Maurer
Original assignee: Henkel Ag & Co. Kgaa
Priority date: 2008-04-02
Filing date: 2009-03-20
Publication date: 2009-10-08
Also published as: DE102008017103A1

Abstract

Die Reinigungsleistung von Wasch-und Reinigungsmitteln wird durch den Zusatz einer Protease aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas verbessert.

Description

Wasch- und Reinigungsmittel enthaltend Proteasen aus Xanthomonas

Die Erfindung richtet sich auf Wasch- und Reinigungsmittel, die eine Protease aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas enthalten, auf diese Proteasen selbst sowie auf die Herstellung und Verwendung dieser Proteasen. Weiterhin richtet sich die Erfindung auf Reinigungsverfahren, in denen diese Mittel eingesetzt werden sowie auf Verwendungen dieser Mittel.

Für Wasch- und Reinigungsmittel werden bislang bevorzugt Proteasen vom Subtilisin-Typ eingesetzt. Die in den aus dem Stand der Technik bekannten Wasch- oder Reinigungsmitteln eingesetzten Proteasen stammen entweder ursprünglich aus Mikroorganismen, beispielsweise der Gattungen Bacillus, Streptomyces, Humicola, oder Pseudomonas, und/oder werden nach an sich bekannten biotechnologischen Verfahren durch geeignete Mikroorganismen produziert, beispielsweise durch transgene Expressionswirte der Gattungen Bacillus oder durch filamentöse Pilze. Beispiele hierfür sind die Subtilisine BPN' und Carlsberg, die Protease PB92, die Subtilisine 147 und 309, die Protease aus Bacillus lentus, insbesondere aus Bacillus lentus DSM 5483, Subtilisin DY und die den Subtilasen, nicht mehr jedoch den Subtilisinen im engeren Sinne zuzuordnenden Enzyme Thermitase, Proteinase K und die Proteasen TW3 und TW7. Weitere verwendbare Proteasen sind beispielsweise die unter den Handelsnamen Durazym®, Relase®, Everlase®, Nafizym, Natalase®, Kannase® und Ovozyme® von der Firma Novozymes, die unter den Handelsnamen, Purafect®, Purafect® OxP, Purafect® Prime und Properase® von der Firma Genencor, das unter dem Handelsnamen Protosol® von der Firma Advanced Biochemicals Ltd., Thane, Indien, das unter dem Handelsnamen Wuxi® von der Firma Wuxi Snyder Bioproducts Ltd., China, die unter den Handelsnamen Proleather® und Protease P® von der Firma Amano Pharmaceuticals Ltd., Nagoya, Japan, und das unter der Bezeichnung Proteinase K-16 von der Firma Kao Corp., Tokyo, Japan, erhältlichen Enzyme.

Aus dem Stand der Technik ist ferner bekannt, dass Bakterien der Gattung Xanthomonas Enzyme produzieren, die eine proteolytische Aktivität besitzen. Diese Enzyme werden oftmals mit Erkrankungen von Pflanzen in Verbindung gebracht, die Bakterien der Gattung Xanthomonas als Pflanzen pathogene verursachen. So beschreiben Dow et al. in zwei Veröffentlichungen (Applied and Environmental Microbiology 1990, 2994-2998 sowie Applied and Environmental Microbiology 1993, 3996-4003) die Proteasen PRT1 und PRT2 aus Xanthomonas campestris vor dem Hintergrund der Pflanzen- pathogenese. In Chang-Ho Lee et al. (Jour. Microbiol. 1995, 115-119) ist eine alkalische Protease offenbart, die von Xanthomonas sp. YL-37 gebildet wird. Neben der allgemeingültigen Aussage, dass proteolytische Enzyme per se in Waschprodukten eingesetzt werden, sind keine Wasch- oder Reinigungsmittel offenbart, die eine Protease aus Xanthomonas enthalten. Aus dem Stand der Technik sind damit keine Wasch- und Reinigungsmittel bekannt, in denen eine Protease aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas eingesetzt ist. Ein Nachteil der bislang in Wasch- und Reinigungsmitteln eingesetzten Proteasen ist, dass sie oftmals keine zufrieden stellende proteolytische Aktivität aufweisen und die sie enthaltenden Mitttel daher bezogen auf proteinhaltige Anschmutzungen keine zufrieden stellende Reinigungsleistung aufweisen. Insbesondere ist das der Fall bei niedrigen Temperaturen, beispielsweise zwischen 2O⁰C und 6O⁰C, so dass die sie enthaltenden Wasch- oder Reinigungsmittel in diesem Temperaturbereich keine optimale Reinigungsleistung zeigen. Somit besteht der Bedarf, neue Proteasen, insbesondere neue mikrobielle Proteasen, für den Einsatz in Wasch- und Reinigungsmitteln aufzufinden und entsprechend neue Wasch- und Reinigungsmittel bereitzustellen, die solche Proteasen enthalten.

Der vorliegenden Erfindung liegt daher die Aufgabe zugrunde, Wasch- oder Reinigungsmittel bereitzustellen, die eine verbesserte Entfernung proteinhaltiger Rückstände in Bezug auf zumindest eine Anschmutzung, vorzugsweise in Bezug auf mehrere Anschmutzungen, zeigen. Insbesondere sollten die Wasch- oder Reinigungsmittel eine verbesserte Entfernung proteinhaltiger Rückstände in Bezug auf zumindest eine Anschmutzung, vorzugsweise in Bezug auf mehrere Anschmutzungen, bei niedrigen Temperaturen, insbesondere in einem Temperaturbereich zwischen 20 und 6O⁰C, zeigen. Eine weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es, eben solche Protease-Enzyme bereitzustellen, die für den Einsatz in erfindungsgemäßen Wasch- und Reinigungsmitteln geeignet sind und sich durch eine gute, bevorzugt durch eine verbesserte proteolytische Aktivität in Bezug auf zumindest eine Anschmutzung, vorzugsweise in Bezug auf mehrere Anschmutzungen, auszeichnen, wenn sie in Wasch- oder Reinigungsmitteln eingesetzt sind, insbesondere in dem vorstehend genannten Temperaturbereich.

Gegenstand der Erfindung ist somit ein Wasch- oder Reinigungsmittel umfassend eine Protease, die in einem Bakterium der Gattung Xanthomonas natürlicherweise vorhanden ist sowie mindestens einen weiteren Waschmittelinhaltsstoff. Überraschenderweise wurde festgestellt, dass Proteasen, die aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas stammen, vorteilhaft in Wasch- oder Reinigungsmitteln einsetzbar sind und in erfindungsgemäßen Wasch- oder Reinigungsmitteln insbesondere auch bei niedrigen Temperaturen, insbesondere in einem Temperaturbereich zwischen 20 und 6O⁰C, eine verbesserte Entfernung protease-sensitiver Rückstände, beispielsweise Anschmutzungen auf Textilien oder Geschirr, ermöglichen.

In einer bevorzugten Ausführungsform ist das Bakterium der Gattung Xanthomonas ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Xanthomonas albilineans, Xanthomonas alfalfae, Xanthomonas alfalfae subsp. alfalfae, Xanthomonas alfalfae subsp. citrumelonis, Xanthomonas ampelina (Xylophilus ampelinus), Xanthomonas arboricola, Xanthomonas axonopodis, Xanthomonas bromi, Xanthomonas campestris, Xanthomonas cassavae, Xanthomonas citri, Xanthomonas citri subsp. citri, Xanthomonas citri subsp. malvacearum, Xanthomonas codiaei, Xanthomonas Cucurbitae, Xanthomonas Cynarae, Xanthomonas euvesicatoria, Xanthomonas fragariae, Xanthomonas fuscans, Xanthomonas fuscans subsp. aurantifolii, Xanthomonas fuscans subsp. fuscans, Xanthomonas gardneri, Xanthomonas hortorum, Xanthomonas hyacinthi, Xanthomonas melonis, Xanthomonas oryzae, Xanthomonas perforans, Xanthomonas phaseoli, Xanthomonas pisi, Xanthomonas populi, Xanthomonas sacchari, Xanthomonas theicola, Xanthomonas translucens, Xanthomonas vasicola, Xanthomonas vesicatoria. Es hat sich herausgestellt, dass insbesondere diese Xanthomonas-Arten Proteasen exprimieren, die in erfindungsgemäßen Wasch- oder Reinigungsmitteln entsprechende Vorteile zeigen.

Natürlicherweise vorhanden bedeutet in diesem Zusammenhang, dass die Protease eine bakterieneigene Protease ist, die aus dem Bakterium isoliert werden kann. Es werden daher insbesondere solche Proteasen nicht mit eingeschlossen, die mit Hilfe gentechnologischer Verfahren in einen erfindungsgemäßen Bakterienstamm eingebracht wurden und von diesem rekombinant exprimiert werden. Aus dem Stand der Technik bekannte Proteasen, die mit Hilfe eines erfindungsgemäßen Bakterienstammes produziert werden - d.h. für die Bakterien der Gattung Xanthomonas der Produktionsorganismus auf der Basis der Einbringung des für die Protease kodierenden Gens in diesen Organismus mittels gentechnologischer Verfahren ist -, sind daher nicht Gegenstand der Erfindung.

Das klassische Vorgehen zur Gewinnung der Enzyme ist dem Fachmann auf dem Gebiet der Enzymtechnologie bekannt und besteht darin, Mikroorganismen-haltige Proben unter den als geeignet angesehenen Bedingungen - zum Beispiel in alkalischem Milieu - zu kultivieren. Auf diese Weise werden Anreicherungskulturen der Mikroorganismen erhalten, die die gewünschten Enzyme, im vorliegenden Fall also Proteasen, enthalten, welche unter den betreffenden Bedingungen aktiv sind. Hieraus werden dann beispielsweise über Ausplattieren auf proteinhaltigen Agarplatten und Ausmessen der gebildeten Lysehöfe die Mikroorganismen mit den leistungsfähigsten Enzyme ausgewählt und aufgereinigt beziehungsweise die sie codierenden Gene identifiziert und kloniert. Solch ein Vorgehen wird beispielsweise in dem Lehrbuch „Alkalophilic Mikroorganisms. A new microbial world" von K.Horikoshi und T.Akiba (1982), Japan Scientific Societies Press, Springer-Verlag, New York, Heidelberg, Berlin, ISBN 0-387-10924-2, Kapitel 2, Seiten 9-26 beschrieben. Dieses beschriebene Vorgehen ist auch anwendbar, um die Proteasen bzw. die sie codierenden Gene aus den Bakterien der Xanthomonas, insbesondere den in dieser Anmeldung genannten Xanthomonas-Arten, zu erhalten.

Jedoch ist es längst nicht so, dass jede bzw. irgendeine Protease, die natürlicherweise in einem Mikrorganismus, insbesondere einem Bakterium, vorhanden ist, in einem Wasch- oder Reinigungsmittel auch vorteilhaft einsetzbar ist, d.h. in diesen Mitteln eine zufrieden stellende proteolytische Aktivität aufweist, die bei Anwendung des Mittels in einer zufriedenstellenden Entfernung proteinhaltiger Anschmutzungen resultiert. Daher ist es umso überraschender, dass in Bakterien der Gattung Xanthomonas, insbesondere in den vorstehend beschriebenen Xanthomonas-Arten, Proteasen vorhanden sind, die sich für den Einsatz in Wasch- und Reinigungsmitteln eignen und insbesondere bei Anwendung eines sie enthaltenden Wasch- und Reinigungsmittels eine zufriedenstellende Entfernung proteinhaltiger Anschmutzungen bewirken. Bakterien dieser Bakteriengattung - und insbesondere die vorstehend genannten Arten - besitzen natürlicherweise, also ohne genetische oder molekularbiologische Modifikation, proteolytische Enzyme, die unter den anspruchsvollen Anwendungs- bedingungen von Wasch- und Reinigungsmitteln eine ausreichend hohe proteolytische Aktivität besitzen, um proteinhaltige Anschmutzungen unter den Einsatzbedingungen des Wasch- oder Reinigungsmittels abzubauen. Anspruchsvolle Anwendungsbedingungen bei Wasch- und Reinigungsmitteln ergeben sich insbesondere auf Grund der Anwesenheit von einem oder mehreren weiteren Inhaltsstoffen in solchen Mitteln und in der durch sie gebildeten Waschflotte während des Waschvorgangs wie Bleichmittel, Bleichaktivatoren, Tenside, Gerüst (Builder)-Substanzen und/oder auf Grund des pH-Wertes solcher Mittel und der durch sie gebildeten Waschflotte während des Waschvorgangs und/oder auf Grund der lonenstärke und/oder der Temperatur der Waschflotte während des Waschvorgangs. Es wurde festgestellt, dass ein Wasch- und Reinigungsmittel mit einer Protease aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas eine gesteigerte Leistung gegenüber einem proteasefreien Mittel aufweist und eine sehr gute Reinigungsleistung im Hinblick auf Protease-sensitive Anschmutzungen erreicht.

Innerhalb der Gattung Xanthomonas haben sich einige Stämme als besonders vorteilhaft herausgestellt. Diese enthalten natürlicherweise Proteasen, die besonders geeignet für den Einsatz in erfindungsgemäßen Wasch- und Reinigungsmitteln sind. In einer bevorzugten Ausführungsform der Erfindung ist das Mittel dadurch gekennzeichnet, dass das Bakterium ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Xanthomonas axonopodis DSM 3585, Xanthomonas axonopodis pvar. begoniae DSM 50850, Xanthomonas axonopodis pvar. malvacearum DSM 1220, Xanthomonas campestris DSM 1050 (NCPPB 1929), Xanthomonas campestris DSM 19000, Xanthomonas campestris pvar. campestris DSM 3586, Xanthomonas campestris pvar. pelargonii DSM 50857. Diese Stämme sind hinterlegt und öffentlich zugänglich bei der Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ), Inhoffenstraße 7b, 38124 Braunschweig, Deutschland (www.dsmz.de).

Als Waschmittel können hierbei alle festen, flüssigen bzw. fließfähigen, gelförmigen, portionsverpackten oder individuell portionierbaren, pulverförmigen, granulierten, zu Tabletten verpreßten, pastenförmigen, versprühbaren oder in sonstigen üblichen Darreichungsformen konfektionierten Mittel zur maschinellen oder manuellen Textilwäsche dienen. Zu den Waschmitteln zählen ferner Waschhilfsmittel, die bei der manuellen oder maschinellen Textilwäsche zum eigentlichen Waschmittel hinzudosiert werden, um eine weitere Wirkung zu erzielen. Zu den Reinigungsmitteln werden alle, ebenfalls in sämtlichen genannten Darreichungsformen vorkommenden Mittel zur Reinigung harter Oberflächen, manuelle und maschinelle Geschirrspülmittel, Teppichreiniger, Scheuermittel, Glasreiniger, WC-Duftspüler, usw. gezählt. Textilvor- und Nachbehandlungsmittel sind schließlich auf der einen Seite solche Mittel, mit denen das Wäschestück vor der eigentlichen Wäsche in Kontakt gebracht wird, beispielsweise zum Anlösen hartnäckiger Verschmutzungen, auf der anderen Seite solche, die in einem der eigentlichen Textilwäsche nachgeschalteten Schritt dem Waschgut weitere wünschenswerte Eigenschaften wie angenehmen Griff, Knitterfreiheit oder geringe statische Aufladung verleihen. Zu letztgenannten Mittel werden u.a. die Weichspüler gerechnet. „Fließfähig" im Sinne der vorliegenden Anmeldung sind dabei Mittel, welche gießbar sind und Viskositäten bis hin zu mehreren 10.000 mPas aufweisen können. Die Viskosität kann mit üblichen Standardmethoden (beispielsweise Brookfield-Viskosimeter LVT-II bei 20 U/min und 2O⁰C, Spindel 3) gemessen werden und liegt vorzugsweise im Bereich von 5 bis 10000 mPas. Bevorzugte Mittel haben Viskositäten von 10 bis 8000 mPas, wobei Werte zwischen 120 bis 3000 mPas besonders bevorzugt sind. In der vorliegenden Anmeldung werden sämtliche Wasch- und Reinigungsmittel auch als Mittel zusammengefasst.

Bevorzugt enthält ein erfindungsgemäßes Mittel die Protease in einer Menge von 2 μg bis 20 mg, vorzugsweise von 5 μg bis 17,5 mg, besonders bevorzugt von 20 μg bis 15 mg und ganz besonders bevorzugt von 50 μg bis 10 mg pro g des Mittels.

Die erfindungsgemäßen Wasch- oder Reinigungsmittel enthalten neben einer Protease aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas mindestens einen weiteren Waschmittelinhaltsstoff. Bevorzugt ist der Waschmittelinhaltsstoff ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Buildersubstanz, oberflächenaktives Tensid, Bleichmittel auf Basis organischer und/oder anorganischer Persauerstoffverbindungen, Bleichaktivator, organisches Lösungsmittel, Säure, Vergrauungsinhibitor, optischer Aufheller, polymeres Verdickungsmittel sowie Kombinationen hiervon.

Insbesondere eine Kombination einer Protease, die in einem Bakterium der Gattung Xanthomonas natürlicherweise vorhanden ist, mit einem oder mehreren weiteren lnhaltsstoff(en) der Mittel erweist sich als vorteilhaft, da ein solches Mittel eine verbesserte Reinigungsleistung durch sich ergebende Synergismen, insbesondere zwischen der Protease und dem weiteren Inhaltsstoff, aufweist. Dies bedeutet, dass das Mittel eine verbesserte Entfernung von Anschmutzungen, beispielsweise protein- haltigen Anschmutzungen, bewirkt im Vergleich mit einem Mittel, welches entweder nur eine der beiden Komponenten beinhaltet, oder auch im Vergleich zur erwarteten Reinigungsleistung eines Mittels mit beiden Komponenten auf Grund der bloßen Addition der jeweiligen Einzelbeiträge dieser beiden Komponenten zur Reinigungsleistung des Mittels. Insbesondere durch die Kombination einer Protease, die in einem Bakterium der Gattung Xanthomonas natürlicherweise vorhanden ist, mit einem der nachfolgend beschriebenen Tenside und/oder Buildersubstanzen und/oder Bleichmittel wird ein solcher Synergismus erreicht.

Als Tenside kommen insbesondere anionische Tenside, nichtionische Tenside und deren Gemische, aber auch kationische, zwitterionische und amphotere Tenside in Frage.

Geeignete nichtionische Tenside sind insbesondere Alkylglykoside und Ethoxylierungs- und/oder Propoxylierungsprodukte von Alkylglykosiden oder linearen oder verzweigten Alkoholen mit jeweils 12 bis 18 C-Atomen im Alkylteil und 3 bis 20, vorzugsweise 4 bis 10 Alkylethergruppen. Weiterhin sind entsprechende Ethoxylierungs- und/oder Propoxylierungsprodukte von N-Alkyl-aminen, vicinalen Diolen, Fettsäureestern und Fettsäureamiden, die hinsichtlich des Alkylteils den genannten langkettigen Alkoholderivaten entsprechen, sowie von Alkylphenolen mit 5 bis 12 C-Atomen im Alkylrest brauchbar. Als nichtionische Tenside werden vorzugsweise alkoxylierte, vorteilhafterweise ethoxylierte, insbesondere primäre Alkohole mit vorzugsweise 8 bis 18 C-Atomen und durchschnittlich 1 bis 12 Mol Ethylenoxid (EO) pro Mol Alkohol eingesetzt, in denen der Alkoholrest linear oder bevorzugt in 2-Stellung methylverzweigt sein kann beziehungsweise lineare und methylverzweigte Reste im Gemisch enthalten kann, so wie sie üblicherweise in Oxoalkoholresten vorliegen. Insbesondere sind jedoch Alkoholethoxylate mit linearen Resten aus Alkoholen nativen Ursprungs mit 12 bis 18 C-Atomen, z.B. aus Kokos-, Palm-, Taigfett- oder Oleylalkohol, und durchschnittlich 2 bis 8 EO pro Mol Alkohol bevorzugt. Zu den bevorzugten ethoxylierten Alkoholen gehören beispielsweise C₁₂-C₁₄-AIkOhOIe mit 3 EO oder 4 EO, C₉-C₁₁-AIkOhOIe mit 7 EO sowie 2-Propylheptanol mit 7 EO, C₁₃-C₁₅-Alkohole mit 3 EO, 5 EO, 7 EO oder 8 EO, C₁₂-C₁₈- Alkohole mit 3 EO, 5 EO oder 7 EO und Mischungen aus diesen, wie Mischungen aus C₁₂-C₁₄-Alkohol mit 3 EO und C₁₂-C₁₈-Alkohol mit 7 EO. Ein weiteres bevorzugtes nicht ionisches Tensid ist eine Mischung aus C16-C18-Fettalkohol mit 7 EO und 2-Propylheptanol mit 7 EO (Verhältnis etwa 1 :2). Die angegebenen Ethoxylierungsgrade stellen statistische Mittelwerte dar, die für ein spezielles Produkt eine ganze oder eine gebrochene Zahl sein können. Bevorzugte Alkoholethoxylate weisen eine eingeengte Homologenverteilung auf (narrow ränge ethoxylates, NRE). Zusätzlich zu diesen nichtionischen Tensiden können auch Fettalkohole mit mehr als 12 EO eingesetzt werden. Beispiele hierfür sind (TaIg-) Fettalkohole mit 14 EO, 16 EO, 20 EO, 25 EO, 30 EO oder 40 EO. Insbesondere in Mitteln für den Einsatz in maschinellen Verfahren werden üblicherweise extrem schaumarme Verbindungen eingesetzt. Hierzu zählen vorzugsweise C₁₂-C₁₈-Alkylpolyethylenglykol-polypropylenglykolether mit jeweils bei zu 8 Mol Ethylenoxid- und Propylenoxideinheiten im Molekül. Man kann aber auch andere bekannt schaumarme nichtionische Tenside verwenden, wie zum Beispiel C₁₂-C₁₈-Alkylpolyethylenglykol-po- lybutylenglykolether mit jeweils bis zu 8 Mol Ethylenoxid- und Butylenoxideinheiten im Molekül sowie endgruppenverschlossene Alkylpolyalkylenglykolmischether. Besonders bevorzugt sind auch die hydroxylgruppenhaltigen alkoxylierten Alkohole, wie sie in der europäischen Patentanmeldung EP O 300 305 beschrieben sind, sogenannte Hydroxymischether. Zu den nichtionischen Tensiden zählen auch Alkylglykoside der allgemeinen Formel RO(G)_x eingesetzt werden, in der R einen primären geradkettigen oder methylverzweigten, insbesondere in 2-Stellung methylverzweigten aliphatischen Rest mit 8 bis 22, vorzugsweise 12 bis 18 C-Atomen bedeutet und G für eine Glykoseeinheit mit 5 oder 6 C- Atomen, vorzugsweise für Glucose, steht. Der Oligomerisierungsgrad x, der die Verteilung von Monoglykosiden und Oligoglykosiden angibt, ist eine beliebige Zahl - die als analytisch zu bestimmende Größe auch gebrochene Werte annehmen kann - zwischen 1 und 10; vorzugsweise liegt x bei 1 ,2 bis 1 ,4. Ebenfalls geeignet sind Polyhydroxyfettsäureamide der Formel (IM), in der R¹CO für einen aliphatischen Acylrest mit 6 bis 22 Kohlenstoffatomen, R² für Wasserstoff, einen Alkyl- oder Hydroxyalkylrest mit 1 bis 4 Kohlenstoffatomen und [Z] für einen linearen oder verzweigten Polyhydroxyalkylrest mit 3 bis 10 Kohlenstoffatomen und 3 bis 10 Hydroxylgruppen steht:

R²

R¹-C0-N-[Z] (III) Vorzugsweise leiten sich die Polyhydroxyfettsäureamide von reduzierenden Zuckern mit 5 oder 6 Kohlenstoffatomen, insbesondere von der Glucose ab. Zur Gruppe der Polyhydroxyfettsäureamide gehören auch Verbindungen der Formel (IV),

R⁴-O-R⁵

(IV)

R³-CO-N-[Z]

in der R³ für einen linearen oder verzweigten Alkyl- oder Alkenylrest mit 7 bis 12 Kohlenstoffatomen, R⁴ für einen linearen, verzweigten oder cyclischen Alkylenrest oder einen Arylenrest mit 2 bis 8 Kohlenstoffatomen und R⁵ für einen linearen, verzweigten oder cyclischen Alkylrest oder einen Arylrest oder einen Oxy-Alkylrest mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen steht, wobei C-ι-C₄-Alkyl- oder Phenylreste bevorzugt sind, und [Z] für einen linearen Polyhydroxyalkylrest, dessen Alkylkette mit mindestens zwei Hydroxylgruppen substituiert ist, oder alkoxylierte, vorzugsweise ethoxylierte oder propoxylierte Derivate dieses Restes steht. [Z] wird auch hier vorzugsweise durch reduktive Aminierung eines Zuckers wie Glucose, Fructose, Maltose, Lactose, Galactose, Mannose oder Xylose erhalten. Die N-Alkoxy- oder N- Aryloxy-substituierten Verbindungen können dann beispielsweise durch Umsetzung mit Fettsäuremethylestern in Gegenwart eines Alkoxids als Katalysator in die gewünschten Polyhydroxyfettsäureamide überführt werden. Eine weitere Klasse bevorzugt eingesetzter nichtionischer Tenside, die entweder als alleiniges nichtionisches Tensid oder in Kombination mit anderen nichtionischen Tensiden, insbesondere zusammen mit alkoxylierten Fettalkoholen und/oder Alkylglykosiden, eingesetzt werden, sind alkoxylierte, vorzugsweise ethoxylierte oder ethoxylierte und propoxylierte Fettsäurealkylester, vorzugsweise mit 1 bis 4 Kohlenstoffatomen in der Alkylkette, insbesondere Fettsäuremethylester. Auch nichtionische Tenside vom Typ der Aminoxide, beispielsweise N- Kokosalkyl-N,N-dimethylaminoxid und N-Talgalkyl-N,N-dihydroxyethylaminoxid, und der Fettsäure- alkanolamide können geeignet sein. Die Menge dieser nichtionischen Tenside beträgt vorzugsweise nicht mehr als die der ethoxylierten Fettalkohole, insbesondere nicht mehr als die Hälfte davon. Als weitere Tenside kommen sogenannte Gemini-Tenside in Betracht. Hierunter werden im Allgemeinen solche Verbindungen verstanden, die zwei hydrophile Gruppen pro Molekül besitzen. Diese Gruppen sind in der Regel durch einen sogenannten "Spacer" voneinander getrennt. Dieser Spacer ist in der Regel eine Kohlenstoffkette, die lang genug sein sollte, dass die hydrophilen Gruppen einen ausreichenden Abstand haben, damit sie unabhängig voneinander agieren können. Derartige Tenside zeichnen sich im Allgemeinen durch eine ungewöhnlich geringe kritische Micellkonzentration und die Fähigkeit, die Oberflächenspannung des Wassers stark zu reduzieren, aus. In Ausnahmefällen werden unter dem Ausdruck Gemini-Tenside nicht nur derartig "dimere", sondern auch entsprechend "trimere" Tenside verstanden. Geeignete Gemini-Tenside sind beispielsweise sulfatierte Hydroxymischether oder Dimeralkohol-bis- und Trimeralkohol-tris-sulfate und -ethersulfate. Endgruppenverschlossene dimere und trimere Mischether zeichnen sich insbesondere durch ihre Bi- und Multifunktionalität aus. So besitzen die genannten endgruppenverschlossenen Tenside gute Netzeigenschaften und sind dabei schaumarm, so dass sie sich insbesondere für den Einsatz in maschinellen Wasch- oder Reinigungsverfahren eignen. Eingesetzt werden können aber auch Gemini-Polyhydroxyfettsäureamide oder Poly-Polyhydroxyfett- säureamide. Geeignet sind auch die Schwefelsäuremonoester der mit 1 bis 6 Mol Ethylenoxid ethoxy- lierten geradkettigen oder verzweigten C₇-C₂i-Alkohole, wie 2-Methylverzweigte C₉-Ci i-Alkohole mit im Durchschnitt 3,5 Mol Ethylenoxid (EO) oder C₁₂-C₁₈-FeHaIkOhOIe mit 1 bis 4 EO. Zu den bevorzugten Aniontensiden gehören auch die Salze der Alkylsulfobernsteinsäure, die auch als Sulfosuccinate oder als Sulfobernsteinsäureester bezeichnet werden, und die Monoester und/oder Diester der Sulfobernstein- säure mit Alkoholen, vorzugsweise Fettalkoholen und insbesondere ethoxylierten Fettalkoholen darstellen. Bevorzugte Sulfosuccinate enthalten C₈- bis C₁₈-Fettalkoholreste oder Mischungen aus diesen. Insbesondere bevorzugte Sulfosuccinate enthalten einen Fettalkoholrest, der sich von ethoxylierten Fettalkoholen ableitet, die für sich betrachtet nichtionische Tenside darstellen. Dabei sind wiederum Sulfosuccinate, deren Fettalkohol-Reste sich von ethoxylierten Fettalkoholen mit eingeengter Homologenverteilung ableiten, besonders bevorzugt. Ebenso ist es auch möglich, Alk(en)ylbernstein- säure mit vorzugsweise 8 bis 18 Kohlenstoffatomen in der Alk(en)ylkette oder deren Salze einzusetzen. Als weitere anionische Tenside kommen Fettsäure-Derivate von Aminosäuren, beispielsweise von N- Methyltaurin (Tauride) und/oder von N-Methylglycin (Sarkoside) in Betracht. Insbesondere bevorzugt sind dabei die Sarkoside beziehungsweise die Sarkosinate und hier vor allem Sarkosinate von höheren und gegebenenfalls einfach oder mehrfach ungesättigten Fettsäuren wie Oleylsarkosinat. Als weitere anionische Tenside kommen insbesondere Seifen in Betracht. Geeignet sind insbesondere gesättigte Fettsäureseifen, wie die Salze der Laurinsäure, Myristinsäure, Palmitinsäure, Stearinsäure, hydrierten Erucasäure und Behensäure sowie insbesondere aus natürlichen Fettsäuren, zum Beispiel Kokos-, Palmkern- oder Taigfettsäuren, abgeleitete Seifengemische. Zusammen mit diesen Seifen oder als Ersatzmittel für Seifen können auch die bekannten Alkenylbernsteinsäuresalze eingesetzt werden.

Die anionischen Tenside, einschließlich der Seifen, können in Form ihrer Natrium-, Kalium- oder Ammoniumsalze sowie als lösliche Salze organischer Basen, wie Mono-, Di- oder Triethanolamin, vorliegen. Vorzugsweise liegen die anionischen Tenside in Form ihrer Natrium- oder Kaliumsalze, insbesondere in Form der Natriumsalze vor.

Tenside sind in den Mitteln vorzugsweise in Mengenanteilen von 5 Gew.-% bis 50 Gew.-%, insbesondere von 8 Gew.-% bis 30 Gew.-%, enthalten.

Ein erfindungsgemäßes Mittel enthält vorzugsweise mindestens einen wasserlöslichen und/oder wasserunlöslichen, organischen und/oder anorganischen Builder. Zu den wasserlöslichen organischen Buildersubstanzen gehören Polycarbonsäuren, insbesondere Citronensäure und Zuckersäuren, monomere und polymere Aminopolycarbonsäuren, insbesondere Methylglycindiessigsäure, Nitrilotriessig- säure und Ethylendiamintetraessigsäure sowie Polyasparaginsäure, Polyphosphonsäuren, insbesondere Aminotris(methylenphosphonsäure), Ethylendiamintetrakis(methylenphosphonsäure) und 1-Hydroxye- than-1 ,1-diphosphonsäure, polymere Hydroxyverbindungen wie Dextrin sowie polymere (Poly-)carbon- säuren, insbesondere die durch Oxidation von Polysacchariden beziehungsweise Dextrinen zugänglichen Polycarboxylate, polymere Acrylsäuren, Methacrylsäuren, Maleinsäuren und Mischpolymere aus diesen, die auch geringe Anteile polymerisierbarer Substanzen ohne Carbonsäurefunktionalität einpolymerisiert enthalten können. Die relative Molekülmasse der Homopolymeren ungesättiger Carbonsäuren liegt im allgemeinen zwischen 3 000 und 200 000, die der Copolymeren zwischen 2 000 und 200 000, vorzugsweise 30 000 bis 120 000, jeweils bezogen auf freie Säure. Ein besonders bevorzugtes Acrylsäure- Maleinsäure-Copolymer weist eine relative Molekülmasse von 30 000 bis 100 000 auf. Handelsübliche Produkte sind zum Beispiel Sokalan® CP 5, CP 10 und PA 30 der Firma BASF. Geeignete, wenn auch weniger bevorzugte Verbindungen dieser Klasse sind Copolymere der Acrylsäure oder Methacrylsäure mit Vinylethern, wie Vinylmethylethern, Vinylester, Ethylen, Propylen und Styrol, in denen der Anteil der Säure mindestens 50 Gew.-% beträgt. Als wasserlösliche organische Buildersubstanzen können auch Terpolymere eingesetzt werden, die als Monomere zwei ungesättigte Säuren und/oder deren Salze sowie als drittes Monomer Vinylalkohol und/oder einem veresterten Vinylalkohol oder ein Kohlenhydrat enthalten. Das erste saure Monomer beziehungsweise dessen Salz leitet sich von einer monoethylenisch ungesättigten C₃-C₈-Carbonsäure und vorzugsweise von einer C₃-C₄-Monocarbonsäure, insbesondere von (Meth)-acrylsäure ab. Das zweite saure Monomer beziehungsweise dessen Salz kann ein Derivat einer C₄-C₈-Dicarbonsäure, wobei Maleinsäure besonders bevorzugt ist, und/oder ein Derivat einer Al- lylsulfonsäure, die in 2-Stellung mit einem Alkyl- oder Arylrest substituiert ist, sein. Derartige Polymere weisen im Allgemeinen eine relative Molekülmasse zwischen 1 000 und 200 000 auf. Weitere bevorzugte Copolymere sind solche, die als Monomere vorzugsweise Acrolein und Acrylsäure/Acrylsäuresalze beziehungsweise Vinylacetat aufweisen. Die organischen Buildersubstanzen können, insbesondere zur Herstellung flüssiger Mittel, in Form wäßriger Lösungen, vorzugsweise in Form 30- bis 50-gewichtspro- zentiger wäßriger Lösungen eingesetzt werden. Alle genannten Säuren werden in der Regel in Form ihrer wasserlöslichen Salze, insbesondere ihre Alkalisalze, eingesetzt.

Derartige organische Buildersubstanzen können gewünschtenfalls in Mengen bis zu 40 Gew.-%, insbesondere bis zu 25 Gew.-% und vorzugsweise von 1 Gew.-% bis 8 Gew.-% enthalten sein. Mengen nahe der genannten Obergrenze werden vorzugsweise in pastenförmigen oder flüssigen, insbesondere wasserhaltigen, Mitteln eingesetzt.

Als wasserlösliche anorganische Buildermaterialien kommen insbesondere Alkalisilikate, Alkalicarbonate und Alkaliphosphate, die in Form ihrer alkalischen, neutralen oder sauren Natrium- oder Kaliumsalze vorliegen können, in Betracht. Beispiele hierfür sind Trinatriumphosphat, Tetranatriumdiphosphat, Dinatriumdihydrogendiphosphat, Pentanatriumtriphosphat, sogenanntes Natrium hexametaphosphat, oligomeres Trinatriumphosphat mit Oligomerisierungsgraden von 5 bis 1000, insbesondere 5 bis 50, sowie die entsprechenden Kaliumsalze beziehungsweise Gemische aus Natrium- und Kaliumsalzen. Als wasserunlösliche, wasserdispergierbare anorganische Buildermaterialien werden insbesondere kristalline oder amorphe Alkalialumosilikate, in Mengen von bis zu 50 Gew.-%, vorzugsweise nicht über 40 Gew.-% und in flüssigen Mitteln insbesondere von 1 Gew.-% bis 5 Gew.-%, eingesetzt. Unter diesen sind die kristallinen Natriumalumosilikate in Waschmittelqualität, insbesondere Zeolith A, P und gegebenenfalls X, allein oder in Mischungen, beispielsweise in Form eines Co-Kristallisats aus den Zeolithen A und X (Vegobond® AX, ein Handelsprodukt der Condea Augusta S.p.A.), bevorzugt. Mengen nahe der genannten Obergrenze werden vorzugsweise in festen, teilchenförmigen Mitteln eingesetzt. Geeignete Alumosilikate weisen insbesondere keine Teilchen mit einer Korngröße über 30 μm auf und bestehen vorzugsweise zu wenigstens 80 Gew.-% aus Teilchen mit einer Größe unter 10 μm. Ihr Calciumbindever- mögen, das nach den Angaben der deutschen Patentschrift DE 24 12 837 bestimmt werden kann, liegt in der Regel im Bereich von 100 bis 200 mg CaO pro Gramm.

Geeignete Substitute beziehungsweise Teilsubstitute für das genannte Alumosilikat sind kristalline Alkalisilikate, die allein oder im Gemisch mit amorphen Silikaten vorliegen können. Die in den Mitteln als Gerüststoffe brauchbaren Alkalisilikate weisen vorzugsweise ein molares Verhältnis von Alkalioxid zu SiO₂ unter 0,95, insbesondere von 1 :1 ,1 bis 1 :12 auf und können amorph oder kristallin vorliegen. Bevorzugte Alkalisilikate sind die Natriumsilikate, insbesondere die amorphen Natriumsilikate, mit einem molaren Verhältnis Na₂O:SiO₂ von 1 :2 bis 1 :2,8. Als kristalline Silikate, die allein oder im Gemisch mit amorphen Silikaten vorliegen können, werden vorzugsweise kristalline Schichtsilikate der allgemeinen Formel Na₂Si_xO_2x+1 y H₂O eingesetzt, in der x, das sogenannte Modul, eine Zahl von 1 ,9 bis 22, insbesondere 1 ,9 bis 4 und y eine Zahl von 0 bis 33 ist und bevorzugte Werte für x 2, 3 oder 4 sind. Bevorzugte kristalline Schichtsilikate sind solche, bei denen x in der genannten allgemeinen Formel die Werte 2 oder 3 annimmt. Insbesondere sind sowohl ß- als auch δ-Natriumdisilikate (Na₂Si₂O₅ y H₂O) bevorzugt. Auch aus amorphen Alkalisilikaten hergestellte, praktisch wasserfreie kristalline Alkalisilikate der obengenannten allgemeinen Formel, in der x eine Zahl von 1 ,9 bis 2,1 bedeutet, können in Mitteln im Sinne der Erfindung eingesetzt werden. In einer weiteren bevorzugten Ausgestaltung des Mittels wird ein kristallines Natriumschichtsilikat mit einem Modul von 2 bis 3 eingesetzt, wie es aus Sand und Soda hergestellt werden kann. Kristalline Natriumsilikate mit einem Modul im Bereich von 1 ,9 bis 3,5 werden in einer weiteren bevorzugten Ausgestaltung des Mittels eingesetzt. Kristalline schichtförmige Silikate der oben angegebenen Formel (I) werden von der Fa. Clariant GmbH unter dem Handelsnamen Na-SKS vertrieben, z.B. Na-SKS-1 (Na₂Si₂₂O₄₅XH₂O, Kenyait), Na-SKS-2 (Na₂Sh₄O₂₉XH₂O, Magadiit), Na-SKS-3 (Na₂Si₈Oi₇XH₂O) oder Na-SKS-4 (Na₂Si₄O₉XH₂O, Makatit). Von diesen eignen sich vor allem Na-SKS-5 (OC-Na₂Si₂O₅), Na-SKS-7 (ß-Na₂Si₂0₅, Natrosilit), Na-SKS-9 (NaHSi₂O₅3H₂O), Na-SKS-10 (NaHSi₂O₅3H₂O, Kanemit), Na-SKS-11 (t-Na₂Si₂0₅) und Na-SKS-13 (NaHSi₂O₅), insbesondere aber Na- SKS-6 (5-Na₂Si₂O₅). In einer bevorzugten Ausgestaltung eines Mittels im Sinne der Erfindung setzt man ein granuläres Compound aus kristallinem Schichtsilikat und Citrat, aus kristallinem Schichtsilikat und oben genannter (co-)polymerer Polycarbonsäure, oder aus Alkalisilikat und Alkalicarbonat ein, wie es beispielsweise unter dem Namen Nabion® 15 im Handel erhältlich ist. Buildersubstanzen sind in den Mitteln vorzugsweise in Mengen bis zu 75 Gew.-%, insbesondere 5 Gew.- % bis 50 enthalten.

Als für den Einsatz in erfindungsgemäßen Mitteln geeignete Persauerstoffverbindungen kommen insbesondere organische Persäuren beziehungsweise persaure Salze organischer Säuren, wie Phthalimidopercapronsäure, Perbenzoesäure oder Salze der Diperdodecandisäure, Wasserstoffperoxid und unter den Waschbedingungen Wasserstoffperoxid abgebende anorganische Salze, zu denen Perborat, Percarbonat, Persilikat und/oder Persulfat wie Caroat gehören, in Betracht. Sofern feste Persauerstoffverbindungen eingesetzt werden sollen, können diese in Form von Pulvern oder Granulaten verwendet werden, die auch in im Prinzip bekannter Weise umhüllt sein können. Falls ein Mittel Persauerstoffverbindungen enthält, sind diese in Mengen von vorzugsweise bis zu 50 Gew.-%, insbesondere von 5 Gew.-% bis 30 Gew.-%, vorhanden. Der Zusatz geringer Mengen bekannter Bleichmittelstabilisatoren wie beispielsweise von Phosphonaten, Boraten beziehungsweise Metaboraten und Metasili- katen sowie Magnesiumsalzen wie Magnesiumsulfat kann zweckdienlich sein.

Als Bleichaktivatoren können Verbindungen, die unter Perhydrolysebedingungen aliphatische Peroxocarbonsäuren mit vorzugsweise 1 bis 10 C-Atomen, insbesondere 2 bis 4 C-Atomen, und/oder gegebenenfalls substituierte Perbenzoesäure ergeben, eingesetzt werden. Geeignet sind Substanzen, die O- und/oder N-Acylgruppen der genannten C-Atomzahl und/oder gegebenenfalls substituierte Benzoylgruppen tragen. Bevorzugt sind mehrfach acylierte Alkylendiamine, insbesondere Tetraacetylethylendiamin (TAED), acylierte Triazinderivate, insbesondere 1 ,5-Diacetyl-2,4- dioxohexahydro-1 ,3,5-triazin (DADHT), acylierte Glykolurile, insbesondere Tetraacetylglykoluril (TAGU), N-Acylimide, insbesondere N-Nonanoylsuccinimid (NOSI), acylierte Phenolsulfonate, insbesondere n- Nonanoyl- oder Isononanoyloxybenzolsulfonat (n- bzw. iso-NOBS), Carbonsäureanhydride, insbesondere Phthalsäureanhydrid, acylierte mehrwertige Alkohole, insbesondere Triacetin, Ethylenglykoldiacetat, 2,5- Diacetoxy-2,5-dihydrofuran und Enolester sowie acetyliertes Sorbitol und Mannitol beziehungsweise deren beschriebene Mischungen (SORMAN), acylierte Zuckerderivate, insbesondere Pentaacetylglukose (PAG), Pentaacetylfruktose, Tetraacetylxylose und Octaacetyllactose sowie acetyliertes, gegebenenfalls N-alkyliertes Glucamin und Gluconolacton, und/oder N-acylierte Lactame, beispielsweise N- Benzoylcaprolactam. Die hydrophil substituierten Acylacetale und die Acyllactame werden ebenfalls bevorzugt eingesetzt. Auch Kombinationen konventioneller Bleichaktivatoren können eingesetzt werden. Derartige Bleichaktivatoren können, insbesondere bei Anwesenheit obengenannter Wasserstoffperoxidliefernder Bleichmittel, im üblichen Mengenbereich, vorzugsweise in Mengen von 0,5 Gew.-% bis 10 Gew.-%, insbesondere 1 Gew.-% bis 8 Gew.-%, bezogen auf das gesamte Mittel, enthalten sein, fehlen bei Einsatz von Percarbonsäure als alleinigem Bleichmittel jedoch vorzugsweise ganz. Zusätzlich zu den konventionellen Bleichaktivatoren oder an deren Stelle können auch Sulfonimine und/oder bleichverstärkende Übergangsmetallsalze beziehungsweise Übergangsmetallkomplexe als sogenannte Bleichkatalysatoren enthalten sein. Zu den in den erfindungsgemäßen Mitteln, insbesondere wenn sie in flüssiger oder pastöser Form vorliegen, neben Wasser verwendbaren organischen Lösungsmitteln gehören Alkohole mit 1 bis 4 C- Atomen, insbesondere Methanol, Ethanol, Isopropanol und tert.-Butanol, Diole mit 2 bis 4 C-Atomen, insbesondere Ethylenglykol und Propylenglykol, sowie deren Gemische und die aus den genannten Verbindungsklassen ableitbaren Ether. Derartige wassermischbare Lösungsmittel sind in den Mitteln vorzugsweise in Mengen nicht über 30 Gew.-%, insbesondere von 6 Gew.-% bis 20 Gew.-%, vorhanden.

Zur Einstellung eines gewünschten, sich durch die Mischung der übrigen Komponenten nicht von selbst ergebenden pH-Werts können die Mittel System- und umweltverträgliche Säuren, insbesondere Citronensäure, Essigsäure, Weinsäure, Äpfelsäure, Milchsäure, Glykolsäure, Bernsteinsäure, Glutarsäure und/oder Adipinsäure, aber auch Mineralsäuren, insbesondere Schwefelsäure, oder Basen, insbesondere Ammonium- oder Alkalihydroxide, enthalten. Derartige pH-Regulatoren sind in den Mitteln in Mengen von vorzugsweise nicht über 20 Gew.-%, insbesondere von 1 ,2 Gew.-% bis 17 Gew.-%, enthalten.

Vergrauungsinhibitoren haben die Aufgabe, den von der Textilfaser abgelösten Schmutz in der Flotte suspendiert zu halten. Hierzu sind wasserlösliche Kolloide meist organischer Natur geeignet, beispielsweise Stärke, Leim, Gelatine, Salze von Ethercarbonsäuren oder Ethersulfonsäuren der Stärke oder der Cellulose oder Salze von sauren Schwefelsäureestern der Cellulose oder der Stärke. Auch wasserlösliche, saure Gruppen enthaltende Polyamide sind für diesen Zweck geeignet. Weiterhin lassen sich andere als die obengenannten Stärkederivate verwenden, zum Beispiel Aldehydstärken. Bevorzugt werden Celluloseether, wie Carboxymethylcellulose (Na-SaIz), Methylcellulose, Hydroxyalkylcellulose und Mischether, wie Methylhydroxyethylcellulose, Methylhydroxypropylcellulose, Methylcarboxymethylcellulose und deren Gemische, beispielsweise in Mengen von 0,1 bis 5 Gew.-%, bezogen auf das Mittel, eingesetzt.

Textilwaschmittel können als optische Aufheller beispielsweise Derivate der Diaminostilbendisulfonsäure beziehungsweise deren Alkalimetallsalze enthalten, obgleich sie für den Einsatz als Colorwaschmittel vorzugsweise frei von optischen Aufhellern sind. Geeignet sind zum Beispiel Salze der 4,4'-Bis(2-anilino- 4-morpholino-1 ,3,5-triazinyl-6-amino)stilben-2,2'-disulfonsäure oder gleichartig aufgebaute Verbindungen, die anstelle der Morpholino-Gruppe eine Diethanolaminogruppe, eine Methylaminogruppe, eine Anilinogruppe oder eine 2-Methoxyethylaminogruppe tragen. Weiterhin können Aufheller vom Typ der substituierten Diphenylstyryle anwesend sein, zum Beispiel die Alkalisalze des 4,4'-Bis(2-sulfostyryl)- diphenyls, 4,4'-Bis(4-chlor-3-sulfostyryl)-diphenyls, oder 4-(4-Chlorstyryl)-4'-(2-sulfostyryl)-diphenyls. Auch Gemische der vorgenannten optischen Aufheller können verwendet werden.

Zur Verdickung kann das Mittel ein oder mehrere polymere Verdickungsmittel enthalten. Polymere Verdickungsmittel sind die als Polyelektrolyte verdickend wirkenden Polycarboxylate, vorzugsweise Homo- und Copolymerisate der Acrylsäure, insbesondere Acrylsäure-Copolymere wie Acrylsäure- Methacrylsäure-Copolymere, und die Polysaccharide, insbesondere Heteropolysaccharide, sowie andere übliche verdickende Polymere. Geeignete Polysaccharide bzw. Heteropolysaccharide sind die Polysaccharidgummen, beispielsweise Gummi arabicum, Agar, Alginate, Carrageene und ihre Salze, Guar, Guaran, Tragacant, Gellan, Ramsan, Dextran oder Xanthan und ihre Derivate, z.B. propoxyliertes Guar, sowie ihre Mischungen. Andere Polysaccharidverdicker, wie Stärken oder Cellulosederivate, können alternativ, vorzugsweise aber zusätzlich zu einem Polysaccharidgummi eingesetzt werden, beispielsweise Stärken verschiedensten Ursprungs und Stärkederivate, z.B. Hydroxyethylstärke, Stärkephosphatester oder Stärkeacetate, oder Carboxymethylcellulose bzw. ihr Natriumsalz, Methyl-, Ethyl-, Hydroxyethyl-, Hydroxypropyl-, Hydroxypropyl-methyl- oder Hydroxyethyl-methyl-cellulose oder Celluloseacetat. Ein bevorzugtes polymeres Verdickungsmittel ist das mikrobielle anionische Heteropolysaccharid Xanthan Gum, das von Xanthomonas campestris und einigen anderen Species unter aeroben Bedingungen mit einem Molekulargewicht von 2-15x106 produziert wird und beispielsweise von der Fa. Kelco unter dem Handelsnamen Keltrol® erhältlich ist, z.B. als cremefarbenes Pulver Keltrol® T (Transparent) oder als weißes Granulat Keltrol® RD (Readily Dispersable). Als polymere Verdickungsmittel geeignete Acrylsäure-Polymere sind beispielsweise ferner hochmolekulare mit einem Polyalkenylpolyether, insbesondere einem Allylether von Saccharose, Pentaerythrit oder Propylen, vernetzte Homopolymere der Acrylsäure (INCI Carbomer), die auch als Carboxyvinylpolymere bezeichnet werden. Solche Polyacrylsäuren sind u.a. von der Fa. BFGoodrich unter dem Handelsnamen Carbopol® erhältlich, z.B. Carbopol® 940 (Molekulargewicht ca. 4.000.000), Carbopol® 941 (Molekulargewicht ca. 1.250.000) oder Carbopol® 934 (Molekulargewicht ca. 3.000.000). Der Gehalt an polymerem Verdickungsmittel beträgt üblicherweise nicht mehr als 8 Gew.-%, vorzugsweise zwischen 0,1 und 7 Gew.-%, besonders bevorzugt zwischen 0,5 und 6 Gew.-%, insbesondere zwischen 1 und 5 Gew.- % und äußerst bevorzugt zwischen 1 ,5 und 4 Gew.-%, beispielsweise zwischen 2 und 2,5 Gew.-%.

Die zu wählenden Inhaltsstoffe des erfindungsgemäßen Mittels wie auch die Bedingungen, unter denen es erfindungsgemäß angewendet wird, wie beispielsweise Temperatur, pH-Wert, lonenstärke, Redox- Verhältnisse oder mechanische Einflüsse, sind üblicherweise für das jeweilige Anwendungsgebiet optimiert.

Zu den festen Darreichungsformen eines erfindungsgemäßen Mittels zählen insbesondere Extrudate, Granulate, Tabletten oder Pouches, die sowohl in Großgebinden als auch portionsweise abgepackt vorliegen können. Alternativ liegt das Mittel als rieselfähiges Pulver vor, insbesondere mit einem Schüttgewicht von 300 g/l bis 1200 g/l, insbesondere 500 g/l bis 900 g/l oder 600 g/l bis 850 g/l. Ferner können erfindungsgemäße Mittel auch flüssig, gelförmig oder pastös sein, insbesondere könenn sie in Form eines nicht-wäßrigen Flüssigwaschmittels oder einer nicht-wäßrigen Paste oder in Form eines wäßrigen Flüssigwaschmittels oder einer wasserhaltigen Paste vorliegen. Ein erfindungsgemäßes Wasch- oder Reinigungsmittel kann ferner in einem Behältnis, vorzugsweise einem luftdurchlässigen Behältnis, verpackt sein, aus dem es kurz vor Gebrauch oder während des Waschvorgangs freigesetzt wird. Insbesondere kann die in dem Mittel enthaltene Protease und/oder weitere Inhaltsstoffe des Mittels mit einer bei Raumtemperatur oder bei Abwesenheit von Wasser für das Enzym undurchlässigen Substanz umhüllt sein, welche unter Anwendungsbedingungen des Mittels durchlässig für das Enzym wird. Eine solche Ausführungsform der Erfindung ist somit dadurch gekennzeichnet, dass die Protease mit einer bei Raumtemperatur oder bei Abwesenheit von Wasser für die Protease undurchlässigen Substanz umhüllt ist.

Erfindungsgemäße Mittel können ausschließlich eine Protease enthalten wie beschrieben. Alternativ können sie jedoch noch weitere Proteasen oder andere Enzyme in einer für die Wirksamkeit des Mittels zweckmäßigen Konzentration enthalten. Einen weiteren Gegenstand der Erfindung stellt somit ein Wasch- oder Reinigungsmittel dar, das dadurch gekennzeichnet ist, dass es mindestens ein weiteres Enzym umfasst, insbesondere eine Protease, Amylase, Cellulase, Glycosidase, Hemicellulase, Mannanase, Xylanase, Pectinase, ß-Glucosidase, Carrageenase, Lipase, Oxidase, Oxidoreduktase oder Kombinationen hiervon, wobei prinzipiell alle im Stand der Technik für diese Zwecke bekannten Enzyme einsetzbar sind. Die Enzyme können an Trägerstoffen adsorbiert und/oder in Hüllsubstanzen eingebettet sein, um sie gegen vorzeitige Inaktivierung zu schützen. Sie sind in den erfindungsgemäßen Wasch- oder Reinigungsmitteln vorzugsweise in Mengen von 1 x 10^~8 bis 5 Gewichts-Prozent bezogen auf aktives Protein (Trockensubstanz) enthalten. Bevorzugt sind die Enzyme von 0,001 bis 5 Gew.-%, weiter bevorzugt von 0,01 bis 5 Gew.-%, noch weiter bevorzugt von 0,05 bis 4 Gew.-% und besonders bevorzugt von 0,075 bis 3,5 Gew.-% enthalten, wobei jedes enthaltene Enzym in der genannten Menge vorliegen kann. Bei flüssigen Mitteln wird das Gewicht des flüssigen Mittels bestimmt, so dass die Angaben bezogen sind auf Gewicht Enzym und Gewicht Mittel. Falls mehrere Enzyme in dem erfindungsgemäßen Mittel eingesetzt werden, können diese separat oder gemeinsam konfektioniert in dem Mittel vorliegen, beispielsweise als einzelne Granulate oder als Granulate, die mindestens zwei verschiedene Enzyme enthalten.

Die Proteinkonzentration kann mit Hilfe bekannter Methoden, zum Beispiel dem BCA-Verfahren (Bicinchoninsäure; 2,2'-Bichinolyl-4,4'-dicarbonsäure) oder dem Biuret-Verfahren (A. G. Gornall, C. S. Bardawill und M. M. David, J. Biol. Chem., 177 (1948), S. 751-766) bestimmt werden. Die Proteaseaktivität in derartigen Mitteln kann nach der in Tenside, Band 7 (1970), S. 125-132 beschriebenen Methode ermittelt werden. Sie wird in PE (Protease-Einheiten) angegeben.

Besonders bevorzugt zeigen die Enzyme synergistische Effekte hinsichtlich ihrer Wirkung gegenüber bestimmter Anschmutzungen oder Flecken, d.h. die in der Mittelzusammensetzung enthaltenen Enzyme unterstützen sich in ihrer Reinigungsleistung gegenseitig. Ganz besonders bevorzugt liegt ein solches Synergismus vor zwischen der erfindungsgemäß enthaltenen Protease und einem weiteren Enzym eines erfindungsgemäßen Mittels, darunter insbesondere zwischen der erfindungsgemäß enthaltenen Protease und einer weiteren Protease und/oder einer Amylase und/oder einer Mannanase und/oder einer Lipase. Beispiele für Proteasen sind die Subtilisine BPN' aus Bacillus amyloliquefaciens und Carlsberg aus Bacillus licheniformis, die Protease PB92, die Subtilisine 147 und 309, die Protease aus Bacillus lentus, Subtilisin DY und die den Subtilasen, nicht mehr jedoch den Subtilisinen im engeren Sinne zuzuordnenden Enzyme Thermitase, Proteinase K und die Proteasen TW3 und TW7. Subtilisin Carlsberg ist in weiterentwickelter Form unter dem Handelsnamen Alcalase® von dem Unternehmen Novozymes A/S, Bagsvaerd, Dänemark, erhältlich. Die Subtilisine 147 und 309 werden unter den Handelsnamen Esperase®, beziehungsweise Savinase® von dem Unternehmen Novozymes vertrieben. Von der Protease aus Bacillus lentus DSM 5483 leiten sich die unter der Bezeichnung BLAP® geführten Protease-Varianten ab. Weitere brauchbare Proteasen sind beispielsweise die unter den Handelsnamen Durazym®, Relase®, Everlase®, Nafizym®, Natalase®, Kannase® und Ovozyme® von dem Unternehmen Novozymes, die unter den Handelsnamen, Purafect®, Purafect® OxP, Purafect® Prime, Excellase® und Properase® von dem Unternehmen Danisco/Genencor, das unter dem Handelsnamen Protosol® von dem Unternehmen Advanced Biochemicals Ltd., Thane, Indien, das unter dem Handelsnamen Wuxi® von dem Unternehmen Wuxi Snyder Bioproducts Ltd., China, die unter den Handelsnamen Proleather® und Protease P® von dem Unternehmen Amano Pharmaceuticals Ltd., Nagoya, Japan, und das unter der Bezeichnung Proteinase K-16 von dem Unternehmen Kao Corp., Tokyo, Japan, erhältlichen Enzyme. Besonders bevorzugt eingesetzt werden auch die Proteasen aus Bacillus gibsonii und Bacillus pumilus, die offenbart sind in den internationalen Patentanmeldungen WO 08/086916 und WO 07/131656. Weitere vorteilhaft einsetzbare Proteasen sind offenbart in den Patentanmeldungen WO 91/02792, WO 08/007319, WO 93/18140, WO 01/44452, GB 1243784, WO 96/34946, WO 02/029024 und WO 03/057246. Weitere verwendbare Proteasen sind diejenigen, die in den Mikroorganismen Stenotrophomonas maltophilia, insbesondere Stenotrophomonas maltophilia K279a, Bacillus intermedius sowie Bacillus sphaericus natürlicherweise vorhanden sind.

Beispiele für Amylasen sind die α-Amylasen aus Bacillus licheniformis, aus Bacillus amyloliquefaciens oder aus Bacillus stearothermophilus sowie insbesondere auch deren für den Einsatz in Wasch- oder Reinigungsmitteln verbesserte Weiterentwicklungen. Das Enzym aus Bacillus licheniformis ist von dem Unternehmen Novozymes unter dem Namen Termamyl® und von dem Unternehmen Danisco/Genencor unter dem Namen Purastar®ST erhältlich. Weiterentwicklungsprodukte dieser α-Amylase sind von dem Unternehmen Novozymes unter den Handelsnamen Duramyl® und Termamyl®ultra, von dem Unternehmen Danisco/Genencor unter dem Namen Purastar®OxAm und von dem Unternehmen Daiwa Seiko Inc., Tokyo, Japan, als Keistase® erhältlich. Die α-Amylase von Bacillus amyloliquefaciens wird von dem Unternehmen Novozymes unter dem Namen BAN® vertrieben, und abgeleitete Varianten von der α- Amylase aus Bacillus stearothermophilus unter den Namen BSG® und Novamyl®, ebenfalls von dem Unternehmen Novozymes. Desweiteren sind für diesen Zweck die α-Amylase aus Bacillus sp. A 7-7 (DSM 12368) und die Cyclodextrin-Glucanotransferase (CGTase) aus Bacillus agaradherens (DSM 9948) hervorzuheben. Ferner sind die amylolytischen Enzyme einsetzbar, die in den internationalen Patentanmeldungen WO 03/002711 , WO 03/054177 und WO07/079938 offenbart sind. Ebenso sind Fusionsprodukte aller genannten Moleküle einsetzbar. Darüber hinaus sind die unter den Handelsnamen Fungamyl® von dem Unternehmen Novozymes erhältlichen Weiterentwicklungen der α-Amylase aus Aspergillus niger und A. oryzae geeignet. Weitere einsetzbare Handelsprodukte sind beispielsweise die Amylase-LT® und Stainzyme® oder Stainzyme ultra® bzw. Stainzyme plus®, letztere ebenfalls von dem Unternehmen Novozymes. Auch durch Punktmutationen erhältliche Varianten dieser Enzyme können erfindungsgemäß eingesetzt werden.

Ein Beispiel für eine Cellulase (Endoglucanasen, EG) ist die pilzliche, Endoglucanase(EG)-reiche Cellulase-Präparation beziehungsweise deren Weiterentwicklungen, die von dem Unternehmen Novozymes unter dem Handelsnamen Celluzyme® angeboten wird. Die ebenfalls von dem Unternehmen Novozymes erhältlichen Produkte Endolase® und Carezyme® basieren auf der 50 kD-EG, beziehungsweise der 43 kD-EG aus Humicola insolens DSM 1800. Weitere einsetzbare Handelsprodukte dieses Unternehmens sind Cellusoft®, Renozyme® und Celluclean®. Weiterhin einsetzbar sind beispielsweise die 20 kD-EG aus Melanocarpus, die von dem Unternehmen AB Enzymes, Finnland, unter den Handelsnamen Ecostone® und Biotouch® erhältlich sind. Weitere Handelsprodukte dem Unternehmen AB Enzymes sind Econase® und Ecopulp®. Weitere geeignete Cellulasen sind aus Bacillus sp. CBS 670.93 und CBS 669.93, wobei die aus Bacillus sp. CBS 670.93 von dem Unternehmen Danisco/Genencor unter dem Handelsnamen Puradax® erhältlich ist. Weitere Handelsprodukte dem Unternehmen Danisco/Genencor sind „Genencor detergent cellulase L" und lndiAge®Neutra.

Weitere bevorzugte hydrolytische Enzyme sind solche, die unter dem Begriff Glycosidasen (E. C. 3.2.1.X) zusammengefasst sind. Hierzu zählen insbesondere Arabinasen, Fucosidasen, Galactosidasen, Galactanasen, Arabico-Galactan-Galactosidasen, Mannanasen (auch bezeichnet als Mannosidasen oder Mannasen), Glucuronosidasen, Agarase, Carrageenasen, Pullulanasen, ß-Glucosidasen, Xyloglucanasen (Xylanasen) und Pectin-abbauende Enzyme (Pectinasen). Bevorzugte Gylcosidasen werden auch unter dem Begriff Hemicellulasen zusammengefasst. Zu Hemicellulasen zählen insbesondere Mannanasen, Xyloglucanasen (Xylanasen), ß-Glucosidasen und Carrageenasen sowie ferner Pectinasen, Pullulanasen und ß-Glucanasen.

Pectinasen sind Pectin-abbauende Enzyme, wobei die hydrolytischen Pectin-abbauenden Enzyme insbesondere zugehörig sind zu den Enzymklassen EC 3.1.1.11 , EC 3.2.1.15, EC 3.2.1.67 und EC 3.2.1.82. Andere Namen hierfür sind Pectinesterase, Pectindemethoxylase, Pectinmethoxylase, Pectinmethylesterase, Pectase, Pectinmethylesterase, Pectinoesterase, Pectinpectylhydrolase, Pectindepolymerase, Endopolygalacturonase, Pectolase, Pectinhydrolase, Pectin-Polygalacturonase, Endo-Polygalacturonase, Poly-α-1 ,4-Galacturonid Glycanohydrolase, Endogalacturonase, Endo-D- galacturonase, Galacturan 1 ,4-α-Galacturonidase, Exopolygalacturonase, Poly(galacturonat) Hydrolase, Exo-D-Galacturonase, Exo-D-Galacturonanase, Exopoly-D-Galacturonase, Exo-poly-α- Galacturonosidase, Exopolygalacturonosidase oder Exopolygalacturanosidase. Diesbezüglich geeignete Enzyme sind beispielsweise unter den Namen Gamanase® und Pektinex AR® von dem Unternehmen Novozymes, unter dem Namen Rohapec® B1 L von dem Unternehmen AB Enzymes und unter dem Namen Pyrolase® von dem Unternehmen Diversa Corp., San Diego, CA, USA erhältlich. Die aus Bacillus subtilis gewonnene ß-Glucanase ist unter dem Namen Cereflo® von dem Unternehmen Novozymes erhältlich. Erfindungsgemäß besonders bevorzugte Glycosidasen beziehungsweise Hemicellulasen sind Mannanasen, welche beispielsweise unter den Handelsnamen Mannaway® von dem Unternehmen Novozymes oder Purabrite® von dem Unternehmen Danisco/Genencor vertrieben werden.

Beispiele für Lipasen oder Cutinasen sind die ursprünglich aus Humicola lanuginosa (Thermomyces lanuginosus) erhältlichen beziehungsweise daraus weiterentwickelten Lipasen, insbesondere solche mit dem Aminosäureaustausch D96L. Sie werden beispielsweise von dem Unternehmen Novozymes unter den Handelsnamen Lipolase®, Lipolase®Ultra, LipoPrime®, Lipozyme® und Lipex® vertrieben. Desweiteren sind beispielsweise die Cutinasen einsetzbar, die ursprünglich aus Fusarium solani pisi und Humicola insolens isoliert worden sind. Ebenso brauchbare Lipasen sind von dem Unternehmen Amano unter den Bezeichnungen Lipase CE®, Lipase P®, Lipase B®, beziehungsweise Lipase CES®, Lipase AKG®, Bacillis sp. Lipase®, Lipase AP®, Lipase M-AP® und Lipase AML® erhältlich. Von dem Unternehmen Danisco/Genencor sind beispielsweise die Lipasen beziehungsweise Cutinasen einsetzbar, deren Ausgangsenzyme ursprünglich aus Pseudomonas mendocina und Fusarium solanii isoliert worden sind. Als weitere wichtige Handelsprodukte sind die ursprünglich von dem Unternehmen Gist-Brocades (inzwischen Danisco/Genencor) vertriebenen Präparationen M1 Lipase® und Lipomax® und die von dem Unternehmen Meito Sangyo KK, Japan, unter den Namen Lipase MY-30®, Lipase OF® und Lipase PL® vertriebenen Enzyme zu erwähnen, ferner das Produkt Lumafast® von dem Unternehmen Danisco/Genencor.

Zur Erhöhung der bleichenden Wirkung können erfindungsgemäße Mittel auch Oxidoreduktasen, beispielsweise Oxidasen, Oxygenasen, Katalasen (die bei niedrigen H₂O₂-Konzentrationen als Peroxidase reagieren), Peroxidasen, wie HaIo-, Chloro-, Bromo-, Lignin-, Glucose- oder Manganperoxidasen, Dioxygenasen oder Laccasen (Phenoloxidasen, Polyphenoloxidasen) enthalten. Als geeignete Handelsprodukte sind Denilite® 1 und 2 der Firma Novozymes zu nennen. Als vorteilhaft einsetzbare Beispielsysteme für eine enzymatische Perhydrolyse wird auf die Anmeldungen WO 98/45398 A1 , WO 2005/056782 A2 sowie WO 2004/058961 A1 verwiesen. Ein kombiniertes enzymatisches Bleichsystem, umfassend eine Oxidase und eine Perhydrolase beschreibt die Anmeldung WO 2005/124012.

Unter all diesen Enzymen sind solche besonders bevorzugt, die an sich gegenüber einer Oxidation vergleichsweise stabil sind oder beispielsweise durch Mutationen, insbesondere durch Substitution, Deletion oder Insertion von einer oder mehreren Aminosäuren, stabilisiert worden sind. Hierfür sind insbesondere die bereits erwähnten Handelsprodukte Everlase und Purafect® OxP als Beispiele für solche Proteasen und Duramyl als Beispiel für eine solche α-Amylase anzuführen. Die erfindungsgemäß eingesetzten Enzyme stammen bevorzugt ursprünglich aus Mikroorganismen, etwa der Gattungen Bacillus, Streptomyces, Humicola, oder Pseudomonas, und/oder werden nach an sich bekannten biotechnologischen Verfahren durch geeignete Mikroorganismen produziert, etwa durch transgene Expressionswirte der Gattungen Bacillus oder durch filamentöse Pilze. Es wird betont, dass es sich insbesondere auch um technische Enzympräparationen des jeweiligen hydrolytischen Enzyms handeln kann, d.h. Begleitstoffe vorliegen können. Daher können die Enzyme zusammen mit Begleitstoffen, etwa aus der Fermentation oder mit Stabilisatoren konfektioniert und eingesetzt werden.

In der nachfolgenden Tabelle 1 sind Rezepturen für erfindungsgemäße Wasch- und Reinigungsmittel angegeben. Jede Rezeptur umfasst hierbei eine Protease aus dem genannten Bakterium sowie mindestens den jeweils angegebenen Waschmittelinhaltsstoff in dem genannten Mengenbereich.

Tabelle 1 :

Alle in Tabelle 1 dargestellten Rezepturen können einen oder mehrere weitere Waschmittelinhaltsstoffe umfassen. Beispielsweise sind in der nachfolgenden Tabelle 2 die Rezepturen der Tabelle 1 als Basisrezepturen angegeben mit einem jeweils zusätzlich in der jeweiligen Basisrezeptur vorhandenen Waschmittelinhaltsstoff in der angegebenen Menge. Hierbei stellt jede Basisrezeptur mit jedem Inhaltsstoff eine weitere, eigenständige Rezeptur dar. Beispielsweise sind die Rezeptur 1 mit einem organischen Lösungsmittel (insbesondere einem Alkohol), mit einer Säure, mit einem optischen Aufheller und mit einem Vergrauungsinhibitor als vier voneinander unabhängige Eizelrezepturen zu verstehen.

Tabelle 2:

Einen eigenen Erfindungsgegenstand stellt die Verwendung eines erfindungsgemäßen Wasch- oder Reinigungsmittels zur Entfernung von Anschmutzungen, insbesondere von protease-sensitiven Anschmutzungen, auf Textilien oder harten Oberflächen, d.h. zur Reinigung von Textilien oder von harten Oberflächen, dar. Denn erfindungsgemäße Mittel können, insbesondere auf Grund der vorstehend beschriebenen Eigenschaften der enthaltenen Protease, vorteilhaft dazu verwendet werden, um von Textilien oder von harten Oberflächen entsprechende Verunreinigungen zu beseitigen. Ausführungsformen dieses Erfindungsgegenstandes stellen beispielsweise die Handwäsche, die manuelle Entfernung von Flecken von Textilien oder von harten Oberflächen oder die Verwendung im Zusammenhang mit einem maschinellen Verfahren dar. Alle Sachverhalte, Gegenstände und Ausführungsformen, die für erfindungsgemäße Wasch- oder Reinigungsmittel beschrieben sind, sind auch auf diesen Erfindungsgegenstand anwendbar. Daher wird an dieser Stelle ausdrücklich auf die Offenbarung an entsprechender Stelle verwiesen mit dem Hinweis, dass diese Offenbarung auch für die vorstehende erfindungsgemäße Verwendung gilt. In bevorzugten Ausführungsformen dieser Verwendung werden die betreffenden erfindungsgemäßen Wasch- oder Reinigungsmittel nach einer der vorstehend beschriebenen Ausführungsformen bereitgestellt.

Einen weiteren Erfindungsgegenstand stellt ein Verfahren zur Reinigung von Textilien oder harten Oberflächen dar, das dadurch gekennzeichnet ist, dass in mindestens einem Verfahrensschritt ein erfindungsgemäßes Wasch- oder Reinigungsmittel angewendet ist. Hierunter fallen sowohl manuelle als auch maschinelle Verfahren, wobei maschinelle Verfahren aufgrund ihrer präziseren Steuerbarkeit, was beispielsweise die eingesetzten Mengen und Einwirkzeiten angeht, bevorzugt sind. Verfahren zur Reinigung von Textilien oder harten Oberflächen zeichnen sich im allgemeinen dadurch aus, dass in mehreren Verfahrensschritten verschiedene reinigungsaktive Substanzen auf das Reinigungsgut aufgebracht und nach der Einwirkzeit abgewaschen werden, oder dass das Reinigungsgut in sonstiger Weise mit einem Waschmittel oder einer Lösung bzw. Verdünnung dieses Mittels behandelt wird. Alle denkbaren Wasch- oder Reinigungsverfahren können in wenigstens einem der Verfahrensschritte um die Anwendung eines erfindungsgemäßen Wasch- oder Reinigungsmittels bereichert werden und stellen dann Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung dar. Alle Sachverhalte, Gegenstände und Ausführungsformen, die für erfindungsgemäße Wasch- oder Reinigungsmittel beschrieben sind, sind auch auf diesen Erfindungsgegenstand anwendbar. Daher wird an dieser Stelle ausdrücklich auf die Offenbarung an entsprechender Stelle verwiesen mit dem Hinweis, dass diese Offenbarung auch für die vorstehenden erfindungsgemäßen Verfahren gilt.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist eine Protease, die dadurch gekennzeichnet ist, dass sie in einem Bakterium der Gattung Xanthomonas natürlicherweise vorhanden ist und sie in einer wässrigen Lösung in Anwesenheit von mindestens einem Tensid einen Proteolyseindex von mindestens 1 ,1 aufweist. Das Tensid kann auch ein Tensidgemisch sein. Zunehmend bevorzugt weist der Proteolyseindex mindestens einen Wert von 1 ,2, 1 ,3, 1 ,4, 1 ,5, 1 ,6, 1 ,7, 1 ,8, 1 ,9, 2,0, 2,1 , 2,2, 2,3, 2,4, 2,5, 2,6, 2,7, 2,8, 2,9, 3,0, 3,25, 3,5, 3,75, 4,0, 4,25, 4,5, 4,75 und 5,0 auf. Dieser Proteolyseindex wird bestimmt anhand standardisiert verschmutzer Textilien, die von der Eidgenössischen Material-Prüfungsund -Versuchsanstalt, St. Gallen, Schweiz (EMPA), oder des Center For Testmaterials BV, Viaardingen, Niederlande, bezogen werden können. Für die Indexbestimmung ist eine der folgenden Anschmutzungen zu verwenden: A (Gras auf Baumwolle, EMPA 164), B (Ganzei/Ruß auf Baumwolle, 10N), C (Blut/Milch/Tusche auf Baumwolle, C-05). Dieses Testmaterial wird mit der tensidhaltigen Lösung, bevorzugt einem gelösten Waschmittel, d.h. einer Waschflotte, gewaschen für 60 Minuten bei einer Temperatur von 4O⁰C, und zwar in An- und Abwesenheit der jeweiligen Protease. Zur Ermittlung des Proteolyseindex können grundsätzlich verschiedene Waschmittelrezepturen eingesetzt werden, primär wichtig ist die Anwesenheit eines Tensids. Das Waschmittel bzw. die tensidhaltige Lösung kann, muss aber nicht zwingend Bleiche enthalten. Das zu verwendende Wasser ist Stadtwasser mit einer Wasserhärte von etwa 16° deutscher Härte. Eine besonders geeignete Waschmittelrezeptur ist wie folgt zusammengesetzt (alle Angaben in Gewichts-Prozent): 10 % lineares Alkylbenzolsulfonat (Natrium-Salz), 1 ,5 % C12-C18-Fettalkoholsulfat (Natrium-Salz), 2,0 % C12-C18-Fettalkohol mit 7 EO, 20 % Natriumcarbonat, 6,5 % Natriumhydrogencarbonat, 4,0 % amorphes Natriumdisilikat, 17 % Natriumcarbonat-peroxohydrat, 4,0 % TAED, 3,0 % Polyacrylat, 1 ,0 % Carboxymethylcellulose, 1 ,0 % Phosphonat, 25 % Natriumsulfat, Rest: Schauminhibitoren, optischer Aufheller, Duftstoffe, ggfs. Wasser. Deren Dosierung beträgt 5,9 g des Waschmittels pro Liter Waschflotte.

Bevorzugt ist das Tensid bzw. Tensidgemisch ausgewählt aus den vorstehend beschriebenen Tensiden. Das Tensid ist in einer Menge von mindestens 0,5 g/l und bevorzugt von mindestens 0,75 g/l in der Lösung enthalten. Die Messung des Weißheitsgrades erfolgt an einem zuvor mit einem Weißstandard kalibrierten Spektrometer in einer üblichen, dem Fachmann geläufigen Weise. Der Proteolyseindex ist dann definiert als der Quotient aus dem Messwert des Weißheitsgrades der tensidhaltigen Lösung mit einer erfindungsgemäßen Protease aus Xanthomonas und dem Messwert des Weißheitsgrades der tensidhaltigen Lösung ohne eine erfindungsgemäße Protease aus Xanthomonas über einen pH- Wertebereich von mindestens 0,5 und zunehmend bevorzugt von 0,75, von 1 , von 1 ,25, von 1 ,5, von 1 ,75 und von 2 pH-Einheiten. Bevorzugt liegt dieser pH-Wertebereich in einem neutralen oder alkalischen pH- Wertebereich, d.h. der kleinste pH-Wert in diesem pH-Wertebereich ist größer oder gleich pH 7. Der Proteolyseindex bringt daher zum Ausdruck, dass eine erfindungsgemäße Protease über einen größeren pH-Wertebereich eine entsprechende Reinigungsleistung, d.h. Katalyseleistung, erbringt, was sie für den Einsatz in Wasch- und Reinigungsmitteln besonders vorteilhaft macht.

In einer bevorzugten Ausführungsform dieses Erfindungsgegenstandes ist die Protease natürlicherweise in einem Bakterium vorhanden, welches ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Xanthomonas albilineans, Xanthomonas alfalfae, Xanthomonas alfalfae subsp. alfalfae, Xanthomonas alfalfae subsp. citrumelonis, Xanthomonas ampelina (Xylophilus ampelinus), Xanthomonas arboricola, Xanthomonas axonopodis, Xanthomonas bromi, Xanthomonas campestris, Xanthomonas cassavae, Xanthomonas citri, Xanthomonas citri subsp. citri, Xanthomonas citri subsp. malvacearum, Xanthomonas codiaei, Xanthomonas Cucurbitae, Xanthomonas Cynarae, Xanthomonas euvesicatoria, Xanthomonas fragariae, Xanthomonas fuscans, Xanthomonas fuscans subsp. aurantifolii, Xanthomonas fuscans subsp. fuscans, Xanthomonas gardneri, Xanthomonas hortorum, Xanthomonas hyacinthi, Xanthomonas melonis, Xanthomonas oryzae, Xanthomonas perforans, Xanthomonas phaseoli, Xanthomonas pisi, Xanthomonas populi, Xanthomonas sacchari, Xanthomonas theicola, Xanthomonas translucens, Xanthomonas vasicola, Xanthomonas vesicatoria. Besonders bevorzugt ist die Protease natürlicherweise in einem Bakterium vorhanden, welches ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Xanthomonas axonopodis DSM 3585, Xanthomonas axonopodis pvar. begoniae DSM 50850, Xanthomonas axonopodis pvar. malvacearum DSM 1220, Xanthomonas campestris DSM 1050 (NCPPB 1929), Xanthomonas campestris DSM 19000, Xanthomonas campestris pvar. campestris DSM 3586, Xanthomonas campestris pvar. pelargonii DSM 50857. In einer weiteren Ausgestaltung handelt es sich bei der Protease nicht um die Proteasen PRT1 und PRT2 aus Xanthomonas campestris (gemäß Dow et al., Applied and Environmental Microbiology 1990, 2994-2998 sowie Dow et al., Applied and Environmental Microbiology 1993, 3996- 4003) und nicht um die Protease aus Xanthomonas sp. YL-37 (gemäß Chang-Ho Lee et al., Jour. Microbiol. 1995, 115-119).

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist eine Nukleinsäure, die für eine erfindungsgemäße Protease kodiert sowie ein Vektor, enthaltend eine solche Nukleinsäure. Unter Nukleinsäuren sind im Sinne der vorliegenden Anmeldung die natürlicherweise aus Nukleotiden aufgebauten als Informationsträger dienenden Moleküle zu verstehen, die für die lineare Aminosäureabfolge in Proteinen oder Enzymen codieren. Es kann sich um DNA oder RNA handeln, die jeweils als Einzelstrang, als ein zu diesem Einzelstrang komplementärer Einzelstrang oder als Doppelstrang vorliegen können. Bei DNA sind insbesondere die Sequenzen beider komplementärer Stränge in jeweils allen drei möglichen Leserastern zu berücksichtigen. Ferner ist zu berücksichtigen, dass verschiedene Codon-Triplets für dieselben Aminosäuren codieren können, so dass eine bestimmte Aminosäure-Abfolge von mehreren unterschiedlichen und möglicherweise nur geringe Identität aufweisenden Nukleotidsequenzen abgeleitet werden kann, was als Degeneriertheit des genetischen Codes bezeichnet wird. Aus diesen Gründen müssen sowohl Aminosäuresequenzen als auch Nukleotidsequenzen in die Betrachtung des Schutzbereichs einbezogen werden. Daher sind sämtliche Nukleotidsequenzen in die Erfindung mit eingeschlossen, die ein vorstehend beschriebenes Enzym codieren können. Der Fachmann ist in der Lage, diese Nukleotidsequenzen zweifelsfrei zu bestimmen, da trotz der Degeneriertheit des genetischen Codes einzelnen Codons definierten Aminosäuren zuzuordnen sind. Einem Fachmann ist es über heutzutage allgemein bekannte Methoden, wie beispielsweise die chemische Synthese oder die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) in Verbindung mit molekularbiologischen und/oder proteinchemischen Standardmethoden möglich, anhand bekannter DNA- und/oder Aminosäuresequenzen die entsprechenden Nukleinsäuren herzustellen. Derartige Methoden sind beispielsweise aus Sambrook, J., Fritsch, E. F. and Maniatis, T. (2001 , Molecular cloning: a laboratory manual, 3. Edition CoId Spring Laboratory Press.) bekannt.

Unter Vektoren werden im Sinne der vorliegenden Erfindung aus Nukleinsäuren bestehende Elemente verstanden, die als kennzeichnenden Nukleinsäurebereich eine erfindungsgemäße Nukleinsäure enthalten. Sie vermögen diese in einer Spezies oder einer Zellinie über mehrere Generationen oder Zellteilungen hinweg als stabiles genetisches Element zu etablieren. Vektoren sind insbesondere bei der Verwendung in Bakterien spezielle Plasmide, also zirkuläre genetische Elemente. Im Rahmen der vorliegenden Erfindung wird die Nukleinsäure geeigneterweise in einen Vektor kloniert. Vektoren können sich von bakteriellen Plasmiden, von Viren oder von Bacteriophagen ableiten oder überwiegend synthetische Vektoren oder Plasmide mit Elementen verschiedenster Herkunft sein. Mit den weiteren jeweils vorhandenen genetischen Elementen vermögen Vektoren sich in Wirtszellen über mehrere Generationen hinweg als stabile Einheiten zu etablieren. Es ist dabei im Sinne der Erfindung unerheblich, ob sie sich extrachomosomal als eigene Einheiten etablieren oder in ein Chromosom integrieren. Die Auswahl eines Vektors erfolgt beispielsweise anhand der erreichbaren Kopienzahl, der zur Verfügung stehenden Selektionssysteme, darunter vor allem Antibiotikaresistenzen, oder anhand der Kultivierbarkeit der Wirtszellen, in die der Vektor eingebracht werden soll.

Bevorzugt ist der Vektor ein Expressionsvektor. Expressionsvektoren sind dazu befähigt, in den Wirtszellen oder Wirtsorganismen zu replizieren und dort die enthaltene Nukleinsäure, beispielsweise als Transgen, zur Expression zu bringen. Bevorzugte Ausführungsformen sind Expressionsvektoren, die selbst die zur Expression notwendigen genetischen Elemente tragen. Die Expression wird beispielsweise von Promotoren beeinflußt, welche die Transkription der Nukleinsäure regulieren. So kann die Expression durch den natürlichen, ursprünglich vor der zu exprimierenden Nukleinsäure lokalisierten Promotor erfolgen, aber auch nach gentechnischer Fusion sowohl durch einen auf dem Expressionsvektor bereitgestellten Promotor der Wirtszelle als auch durch einen modifizierten oder einen völlig anderen Promotor eines anderen Organismus oder einer anderen Wirtszelle. Insbesondere können Expressionsvektoren regulierbar sein. Beispielsweise durch kontrollierte Zugabe von chemischen Verbindungen, die als Aktivatoren dienen, durch Änderung der Kultivierungsbedingungen der sie enthaltenen Wirtszellen oder bei Erreichen einer bestimmten Zelldichte der sie enthaltenen Wirtszellen können diese zur Expression angeregt werden. Dies ermöglicht eine wirtschaftliche Produktion der erfindungsgemäßen Proteine. Ein Beispiel für eine solche chemische Verbindung ist das Galactose- Derivat Isopropyl-ß-D-thiogalactopyranosid (IPTG), welches als Aktivator des bakteriellen Lactose- Operons (lac-Operons) verwendet wird. Expressionsvektoren ermöglichen, dass das zugehörige Protein in bzw. von einer Wirtszelle produziert werden kann. Diese in-vivo-Synthese eines erfindungsgemäßen Enzyms, also durch lebende Zellen, erfordert den Transfer eines entsprechenden Vektors in eine Wirtszelle, deren sogenannte Transformation. Die Wirtszellen können dabei durchaus zu verschiedenen Organismen zugehörig sein oder von verschiedenen Organismen stammen. Auch eine homologe Proteingewinnung aus einer die Nukleinsäure natürlicherweise exprimierenden Wirtszelle über einen passenden Vektor liegt innerhalb des Schutzbereichs der vorliegenden Erfindung. Diese kann den Vorteil aufweisen, dass natürliche, mit der Translation in einem Zusammenhang stehende Modifikationsreaktionen an dem entstehenden Protein genauso durchgeführt werden, wie sie auch natürlicherweise ablaufen würden.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist somit eine nicht menschliche Wirtszelle, die eine erfindungsgemäße Protease oder ein Fragment derselben beinhaltet oder die eine erfindungsgemäße Nukleinsäure beinhaltet oder die einen erfindungsgemäßen Vektor beinhaltet, insbesondere eine, die einen Zellkern besitzt oder eine, die ein Bakterium ist. Als Wirtszellen eignen sich prinzipiell alle Zellen, das heißt prokaryotische oder eukaryotische Zellen. Bevorzugt sind solche Wirtszellen, die sich genetisch vorteilhaft handhaben lassen, was beispielsweise die Transformation mit dem Expressionsvektor und dessen stabile Etablierung angeht, beispielsweise einzellige Pilze oder Bakterien. Insbesondere solche Wirtszellen sind bevorzugt, die dadurch gekennzeichnet sind, dass sie nach Transformation mit einem der oben beschriebenen Vektoren erhalten worden sind. Bevorzugte Ausführungsformen stellen solche Wirtszellen dar, die aufgrund genetischer Regulationselemente, die beispielsweise auf dem Expressionsvektor zur Verfügung gestellt werden, aber auch von vornherein in diesen Zellen vorhanden sein können, in ihrer Aktivität regulierbar sind. Die Wirtszellen können hinsichtlich ihrer Anforderungen an die Kulturbedingungen verändert sein, andere oder zusätzliche Selektionsmarker aufweisen oder andere oder zusätzliche Proteine exprimieren. Es kann sich insbesondere um solche Wirtszellen handeln, die zusätzlich zu dem erfindungsgemäß hergestellten Protein noch weitere, insbesondere wirtschaftlich interessante Proteine exprimieren.

Bevorzugte Wirtszellen sind prokaryontische oder bakterielle Zellen. Bakterien zeichnen sich gegenüber Eukaryonten in der Regel durch kürzere Generationszeiten und geringere Ansprüche an die Kultivierungsbedingungen aus. Dadurch können kostengünstige Verfahren zur Gewinnung erfindungsgemäßer Proteine etabliert werden. Bei gram-negativen Bakterien, wie beispielsweise Escherichia coli (E. coli), werden eine Vielzahl von Proteinen in den periplasmatischen Raum sezerniert, also in das Kompartiment zwischen den beiden die Zellen einschließenden Membranen. Dies kann für spezielle Anwendungen vorteilhaft sein. Grampositive Bakterien, wie beispielsweise Bacilli oder Actinomyceten oder andere Vertreter der Actinomycetales, besitzen demgegenüber keine äußere Membran, so dass sezernierte Proteine in das die Zellen umgebende Nährmedium abgegeben werden, aus welchem sich die exprimierten erfindungsgemäßen Proteine direkt aufreinigen lassen. Bevorzugtermaßen sezerniert die Wirtszelle das erfindungsgemäße Protein in das sie umgebende Medium.

In einer bevorzugten Ausführungsform ist die erfindungsgemäße Wirtszelle dadurch gekennzeichnet, dass sie ein Bakterium ist, insbesondere eines, welches ausgewählt ist aus a) der Gruppe der Gattungen von Escherichia, Bacillus und Arthrobacter, Streptomyces, Stenotrophomonas, Xanthomonas und Pseudomonas oder b) der Gruppe von Escherichia coli, Bacillus licheniformis, Bacillus amyloliquefaciens, Bacillus subtilis, Bacillus alcalophilus und Arthrobacter oxidans, Streptomyces lividans, Streptomyces coelicolor und Stenotrophomonas maltophilia.

Insbesondere als Wirtszellen geeignet sind Bakterien der Gattung Xanthomonas und darunter ganz besonders bevorzugt eine in Tabelle 1 genannte Xanthomonas-Art bzw. ein in Tabelle 1 genannter Xanthomonas-Stamm.

Die Wirtszelle kann aber auch eine eukaryontische Zelle sein, die dadurch gekennzeichnet ist, dass sie einen Zellkern besitzt. Im Gegensatz zu prokaryontischen Zellen sind eukaryontische Zellen in der Lage, das gebildete Protein posttranslational zu modifizieren. Beispiele dafür sind Pilze wie Actinomyceten oder Hefen wie Saccharomyces oder Kluyveromyces. Dies kann beispielsweise dann besonders vorteilhaft sein, wenn die Proteine im Zusammenhang mit ihrer Synthese spezifische Modifikationen erfahren sollen, die derartige Systeme ermöglichen. Dazu gehören beispielsweise die Bindung niedermolekularer Verbindungen wie Membrananker oder Oligosaccharide.

Die erfindungsgemäßen Wirtszellen werden in an sich bekannter Weise kultiviert und fermentiert, beispielsweise in diskontinuierlichen oder kontinuierlichen Systemen. Im ersten Fall wird ein geeignetes Nährmedium mit den Wirtszellen beimpft und das Produkt nach einem experimentell zu ermittelnden Zeitraum aus dem Medium geerntet. Kontinuierliche Fermentationen zeichnen sich durch Erreichen eines Fließgleichgewichts aus, in dem über einen vergleichsweise langen Zeitraum Zellen teilweise absterben aber auch nachwachsen und gleichzeitig Produkt aus dem Medium entnommen werden kann. Hierbei werden üblicherweise die Medienbestandteile, die durch die fortlaufende Kultivierung verbraucht werden, zugefüttert, wodurch Steigerungen sowohl in der Zelldichte, als auch in der Biotrockenmasse und/oder vor allem der Aktivität des interessierenden Proteins erreicht werden. Ferner kann die Fermentation auch so gestaltet werden, dass unerwünschte Stoffwechsel produkte herausgefiltert oder durch Zugabe von Puffer oder jeweils passende Gegenionen neutralisiert werden.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist somit ein Verfahren zur Herstellung einer erfindungsgemäßen Protease. Prinzipiell zählt hierzu jedes Verfahren, das zur Herstellung einer oben beschriebenen, erfindungsgemäßen Protease geeignet ist beziehungsweise das den Erhalt einer erfindungsgemäßen Protease ermöglicht. Hierzu zählen prinzipiell auch chemische Syntheseverfahren. Bevorzugt sind jedoch fermentative Herstellverfahren, die als Verfahrensschritt die Kultivierung einer erfindungsgemäßen Wirtszelle umfassen. Ein erfindungsgemäß bevorzugtes Verfahren zur Herstellung einer Protease umfasst daher die Verfahrensschritte a) Kultivieren einer erfindungsgemäßen Wirtszelle b) Isolieren der Protease aus den kultivierten Wirtszellen und/oder aus dem die Wirtszellen umgebenden Medium c) optional Reinigen der isolierten Protease.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Reinigung von Textilien oder harten Oberflächen, das dadurch gekennzeichnet ist, dass in mindestens einem Verfahrensschritt eine erfindungsgemäße Protease katalytisch aktiv ist, insbesondere derart, dass die Protease in einer Menge von 40 μg bis 4 g, vorzugsweise von 50 μg bis 3 g, besonders bevorzugt von 100 μg bis 2 g und ganz besonders bevorzugt von 200 μg bis 1 g pro Anwendung eingesetzt ist. Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist die Verwendung einer erfindungsgemäßen Protease zur Reinigung von Textilien oder von harten Oberflächen. Bevorzugt wird die Protease in dieser Verwendung in einer Menge von 40 μg bis 4 g, vorzugsweise von 50 μg bis 3 g, besonders bevorzugt von 100 μg bis 2 g und ganz besonders bevorzugt von 200 μg bis 1 g eingesetzt.

Beispiele:

Beispiel 1 : Kultivierung der Stämme und Screening nach Proteasen

Die Anzucht der Bakterien der Gattung Xanthomonas erfolgte in Nutrient Broth-Medium (Pepton 5,0 g/ 1 und Fleischextrakt 3,0 g/ 1) über Nacht bei 3O⁰C unter Schütteln bei 180 Umdrehungen pro Minute. Die so erhaltenen Bakterien wurden auf milchpulverhaltigen Agarplatten (Peptone 5,0 g/ 1 und Fleischextrakt 3,0 g/ 1 und Agar 15,0 g/l und 2% Magermilchpulver) ausplattiert und 48 Stunden bei 3O⁰C inkubiert. Anhand eines Klärungshofes (Lysehof) um die jeweilige Bakterienkolonie zeigte sich eine proteolytische Aktivität der Bakterien. Sie wurden erneut kultiviert, so dass das Kulturmedium die von den Bakterien gebildete Protease und somit eine proteolytische Aktivität enthielt. Auf diese Art und Weise wurde die proteolytische Aktivität von Bakterien der Xanthomonas-Stämme Xanthomonas axonopodis DSM 3585, Xanthomonas axonopodis pvar. begoniae DSM 50850, Xanthomonas axonopodis pvar. malvacearum DSM 1220, Xanthomonas campestris DSM 1050 (NCPPB 1929), Xanthomonas campestris DSM 19000, Xanthomonas campestris pvar. campestris DSM 3586 und Xanthomonas campestris pvar. pelargonii DSM 50857 erhalten.

Beispiel 2: Ermittlung der Reinigungsleistung bei 3O⁰C

Es wurden standardisiert verschmutze Textilien mit einer Blut/Milch/Tusche-Anschmutzung (C-05, Center For Testmaterials BV, Viaardingen, Niederlande) eingesetzt. Mit diesem Testmaterial wurden verschiedene Waschmittelrezepturen, die sich durch die jeweils enthaltene Protease unterschieden, auf ihre Reinigungsleistung hin untersucht. Dafür wurden die Ansätze für 60 Minuten bei einer Temperatur von 3O⁰C gewaschen. Die Dosierung lag bei 5,9 g des Waschmittels pro Liter Waschflotte. Es wurde mit Stadtwasser mit einer Wasserhärte von 16° deutscher Härte (DH) gewaschen in einem pH-Wertebereich zwischen pH 8 und pH 9. Die Waschmittelrezeptur war wie folgt zusammengesetzt (alle Angaben in Gewichts-Prozent): 10 % lineares Alkylbenzolsulfonat (Natrium-Salz), 1 ,5 % C12-C18-Fettalkoholsulfat (Natrium-Salz), 2,0 % C12-C18-Fettalkohol mit 7 EO, 20 % Natriumcarbonat, 6,5 % Natriumhydrogencarbonat, 4,0 % amorphes Natriumdisilikat, 17 % Natriumcarbonat-peroxohydrat, 4,0 % TAED, 3,0 % Polyacrylat, 1 ,0 % Carboxymethylcellulose, 1 ,0 % Phosphonat, 25 % Natriumsulfat, Rest: Schauminhibitoren, optischer Aufheller, Duftstoffe, Wasser.

Die Waschmittelrezeptur wurde für die verschiedenen Versuchsreihen mit den in Tabelle 3 angegebenen proteolytischen Aktivitäten aus den Xanthomonas-Stämmen von Beispiel 1 jeweils mengengleich versetzt. Die Vergleichsrezeptur enthielt eine für Waschmittel etablierte und gemäß WO 92/21760 leistungsverbesserte Variante der alkalischen Protease aus Bacillus lentus DSM 5483 („Vergleich"), die nicht aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas stammt. Nach dem Waschen wurde die Absorption der Waschflotte (als Marker für von den Textilien gelösten Schmutz) bei einer Wellenlänge von 650 nm bestimmt. Ferner wurde die proteolytische Aktivität der jeweils eingesetzten Proteasepräparation bestimmt. Das Ergebnis zeigt eindeutig, dass die Waschmittel mit Proteasen aus Xanthomonas trotz niedrigerer eingesetzter proteolytischer Aktivität eine vergleichbare oder sogar bessere Reinigungsleistung erzielen als der Vergleich. Die Mittel mit den Xanthomonas-Proteasen sind somit die leistungsfähigeren Mittel.

Tabelle 3:

Beispiel 3: Ermittlung der Reinigungsleistung bei 4O⁰C

Es wurden standardisiert verschmutze Textilien eingesetzt, die von der Eidgenössischen Material- Prüfungs- und -Versuchsanstalt, St. Gallen, Schweiz (EMPA), oder dem Center For Testmaterials BV, Viaardingen, Niederlande, bezogen worden waren. Dabei wurden folgende Anschmutzungen und Textilien verwendet: A (Gras auf Baumwolle, EMPA 164), B (Ganzei/Ruß auf Baumwolle, 10N), C (Blut/Milch/Tusche auf Baumwolle, C-05). Mit diesem Testmaterial wurden verschiedene Waschmittelrezepturen wie in Beispiel 2 beschrieben auf ihre Reinigungsleistung hin untersucht mit der Ausnahme, dass bei 4O⁰C gewaschen wurde. Die Waschmittelrezeptur wurde für die verschiedenen Versuchsreihen aktivitätsgleich mit den verschiedenen Proteasen aus den Xanthomonas-Stämmen versetzt. Die eingesetzte Proteaseaktivität betrug entweder 5 oder 10 PE (Protease-Einheiten) pro ml Waschflotte. Mit Vergleichsrezepturen wurde entsprechend verfahren, sofern diese Proteasen enthielten. Vergleichsrezepturen enthielten entweder keine Protease oder eine Protease, die nicht aus einem Bakterium der Gattung Xanthomonas stammt. Nach dem Waschen wurde der Weißheitsgrad der gewaschenen Textilien, d.h. die Aufhellung der Anschmutzungen, gemessen. Die Messung erfolgte an einem Spektrometer Minolta CM508d (Lichtart D65, 10°). Das Gerät wurde zuvor mit einem mitgelieferten Weißstandard kalibriert.

Die Waschmittel mit Xanthomonas-Proteasen wiesen wiederum eine hohe bis sehr hohe Reinigungsleistung an den genannten Anschmutzungen auf, insbesondere auch über einen pH- Wertebereich von einer pH-Einheit. Die Proteasen aus Xanthomonas besitzen demnach einen Proteolyseindex von mindestens 1 ,1. Dieser wurde ermittelt als der Quotient der erhaltenen Messergebnisse bei einem Waschvorgang mit einem Waschmittel enthaltend eine Protease und einem parallel durchgeführten Kontrollwaschgang mit dem Waschmittel ohne Protease.

Claims

Patentansprüche

1. Wasch- oder Reinigungsmittel umfassend eine Protease, die in einem Bakterium der Gattung Xanthomonas natürlicherweise vorhanden ist sowie mindestens einen weiteren Waschmittelinhaltsstoff.

2. Wasch- oder Reinigungsmittel nach einem der Ansprüche 1 , dadurch gekennzeichnet, dass der weitere Waschmittelinhaltsstoff ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Buildersubstanz, oberflächenaktives Tensid, Bleichmittel auf Basis organischer und/oder anorganischer Persauerstoffverbindungen, Bleichaktivator, organisches Lösungsmittel, Säure, Vergrauungsinhibitor, optischer Aufheller, polymeres Verdickungsmittel sowie Kombinationen hiervon.

3. Wasch- oder Reinigungsmittel nach einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass es in fester Form vorliegt, insbesondere als rieselfähiges Pulver mit einem Schüttgewicht von 300 g/l bis 1200 g/l, insbesondere 500 g/l bis 900 g/l, vorliegt, oder dass es in flüssiger, gelförmiger oder pastöser Form vorliegt.

4. Wasch- oder Reinigungsmittel nach einem der Ansprüche 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Protease mit einer bei Raumtemperatur und/oder bei Abwesenheit von Wasser für die Protease undurchlässigen Substanz umhüllt ist.

5. Wasch- oder Reinigungsmittel nach einem der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, dass es mindestens ein weiteres Enzym umfasst, insbesondere eine Protease, Amylase, Cellulase, Glycosidase, Hemicellulase, Mannanase, Xylanase, Pectinase, ß-Glucosidase, Carrageenase, Lipase, Oxidase, Oxidoreduktase oder Kombinationen hiervon.

6. Verwendung eines Wasch- oder Reinigungsmittels nach einem der Ansprüche 1 bis 5 zur Entfernung von protease-sensitiven Anschmutzungen auf Textilien oder harten Oberflächen.

7. Verfahren zur Reinigung von Textilien oder harten Oberflächen, dadurch gekennzeichnet, dass in mindestens einem Verfahrensschritt ein Wasch- oder Reinigungsmittel nach einem der Ansprüche 1 bis 5 angewendet ist.

8. Protease, dadurch gekennzeichnet, dass sie in einem Bakterium der Gattung Xanthomonas natürlicherweise vorhanden ist und sie in einer wässrigen Lösung in Anwesenheit von mindestens einem Tensid einen Proteolyseindex von mindestens 1 ,1 aufweist.

9. Nukleinsäure kodierend für eine Protease nach Anspruch 8.

10. Vektor, enthaltend eine Nukleinsäure nach Anspruch 9.

11. Nicht menschliche Wirtszelle, die eine Protease nach Anspruch 8 oder ein Fragment derselben beinhaltet oder die eine Nukleinsäure nach Anspruch 9 beinhaltet oder die einen Vektor nach Anspruch 10 beinhaltet, insbesondere eine, die einen Zellkern besitzt oder eine, die ein Bakterium ist.

12. Wirtszelle nach Anspruch 11 , dadurch gekennzeichnet, dass sie ein Bakterium ist, das ausgewählt ist aus a) der Gruppe der Gattungen von Escherichia, Bacillus und Arthrobacter, Streptomyces, Stenotrophomonas, Xanthomonas und Pseudomonas oder b) der Gruppe von Escherichia coli, Bacillus licheniformis, Bacillus amyloliquefaciens, Bacillus subtilis, Bacillus alcalophilus und Arthrobacter oxidans, Streptomyces lividans, Streptomyces coelicolor und Stenotrophomonas maltophilia.

13. Verfahren zur Herstellung einer Protease gemäß Anspruch 8 umfassend die Verfahrensschritte a) Kultivieren einer Wirtszelle nach einem der Ansprüche 11 oder 12 b) Isolieren der Protease aus den kultivierten Wirtszellen und/oder aus dem die Wirtszellen umgebenden Medium c) optional Reinigen der isolierten Protease

14. Verfahren zur Reinigung von Textilien oder harten Oberflächen, dadurch gekennzeichnet, dass in mindestens einem Verfahrensschritt eine Protease nach Anspruch 8 proteolytisch aktiv ist.

15. Verwendung einer Protease gemäß Anspruch 8 zur Reinigung von Textilien oder von harten Oberflächen.