RU2566188C1 - Method for simulating intestinal yersiniosis in experimental animals - Google Patents
Method for simulating intestinal yersiniosis in experimental animals Download PDFInfo
- Publication number
- RU2566188C1 RU2566188C1 RU2014132726/14A RU2014132726A RU2566188C1 RU 2566188 C1 RU2566188 C1 RU 2566188C1 RU 2014132726/14 A RU2014132726/14 A RU 2014132726/14A RU 2014132726 A RU2014132726 A RU 2014132726A RU 2566188 C1 RU2566188 C1 RU 2566188C1
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- animals
- microbial cells
- guinea pigs
- enterocolitica
- agar
- Prior art date
Links
Landscapes
- Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)
- Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
Abstract
Description
Изобретение относится к экспериментальной медицине и может быть использовано для моделирования кишечного иерсиниоза у мелких животных, для изучения влияния антигенов данного возбудителя на макроорганизм.The invention relates to experimental medicine and can be used to model intestinal yersiniosis in small animals, to study the effect of antigens of this pathogen on a macroorganism.
Иерсиниоз является зооантропонозной инфекцией и самые разные виды животных являются естественными хозяевами его возбудителя, однако моделирование этой инфекции не всегда удается, так как вызвать острый инфекционный процесс у экспериментальных животных сложно несмотря на различные методы введения (пероральный, внутрибрюшинный), использование больших доз возбудителя, а также при применении препаратов, которые снижают естественную резистентность макроорганизма.Yersiniosis is a zooanthroponotic infection and various animal species are the natural hosts of its causative agent, however, modeling of this infection is not always possible, since it is difficult to cause an acute infectious process in experimental animals despite various methods of administration (oral, intraperitoneal), the use of large doses of the pathogen, and also when using drugs that reduce the natural resistance of the macroorganism.
Известен способ моделирования кишечной инфекции у мелких лабораторных животных (см. №2279721, кл. G09B 23/28, от 09.01.2004 г.), заключающийся в том, что животным в желудок через зонд вводят культуру Klebsiella pneumonia (штамм NCTC-5054) в дозе 109 микробных клеток на 1 кг массы тела через 6 суток после создания иммунодефицитного состояния подкожной инъекцией 2,5%-ной эмульсии гидрокортизона ацетата в дозе 0,125 мг/100 г массы тела трижды с интервалом в 2 дня.A known method for simulating intestinal infection in small laboratory animals (see No. 2279721, class G09B 23/28, dated 09.01.2004), which consists in the fact that the animals are injected into the stomach through a probe culture Klebsiella pneumonia (strain NCTC-5054) at a dose of 10 9 microbial cells per 1 kg of body weight 6 days after the creation of an immunodeficiency state by subcutaneous injection of a 2.5% hydrocortisone acetate emulsion at a dose of 0.125 mg / 100 g of body weight three times with an interval of 2 days.
Однако использовать этот метод не представляется возможным для кишечного иерсиниоза ввиду того, что гидрокортизон ацетат снижает иммунитет или естественную резистентность организма, поэтому не сможет смоделировать клиническую картину течения данной инфекции.However, it is not possible to use this method for intestinal yersiniosis due to the fact that hydrocortisone acetate reduces the body's immunity or natural resistance, and therefore cannot model the clinical picture of the course of this infection.
За прототип выбран способ создания биомодели кишечного иерсиниоза на морских свинках (см. Сладкова Н.В. «Морская свинка как биомодель кишечного иерсиниоза», журнал «Биотехнология, иммунология и биохимия особо опасных инфекций», Саратов, 1989 г., стр. 163-165), включающий предварительную сенсибилизацию животных, заключающуюся в подкожном введении 6×103 м.к. двухсуточных культур штаммов Yersinia enterocolitica 908(03) и 682(09), выращенных на агаре Хоттингера при 37°C и инактивированных на водяной бане в течение двух часов.For the prototype, a method was chosen for creating a biomodel of intestinal yersiniosis in guinea pigs (see Sladkova N.V. “Guinea pig as a biomodel of intestinal yersiniosis”, journal “Biotechnology, Immunology and Biochemistry of Especially Dangerous Infections”, Saratov, 1989, p. 163- 165), including preliminary sensitization of animals, consisting in subcutaneous administration of 6 × 10 3 m.k. two-day cultures of strains of Yersinia enterocolitica 908 (03) and 682 (09) grown on Hottinger agar at 37 ° C and inactivated in a water bath for two hours.
Недостатком прототипа является то, что внутрибрюшинное введение возбудителя кишечного иерсиниоза морским свинкам не дает возможности создать модель естественного заражения этой инфекцией.The disadvantage of the prototype is that the intraperitoneal administration of the causative agent of intestinal yersiniosis to guinea pigs does not make it possible to create a model of natural infection with this infection.
Кроме того, хранение в музее на питательных средах штаммов возбудителя кишечного иерсиниоза приводит к потерям факторов патогенности, что затрудняет моделирование этой инфекции на экспериментальных животных.In addition, the storage of strains of the pathogen of intestinal yersiniosis in the museum on nutrient media leads to the loss of pathogenicity factors, which complicates the modeling of this infection in experimental animals.
Техническая задача предлагаемого изобретения состояла в разработке нового способа, позволяющего моделировать кишечный иерсиниоз с полным воспроизведением патогенетических механизмов у морских свинок и белых мышей при пероральном введении живой культуры.The technical task of the invention was to develop a new method that allows you to simulate intestinal yersiniosis with the complete reproduction of pathogenetic mechanisms in guinea pigs and white mice by oral administration of a live culture.
Поставленная задача достигается тем, что способ моделирования кишечного иерсиниоза у экспериментальных животных, включает следующие стадии:The problem is achieved in that the method of modeling intestinal yersiniosis in experimental animals includes the following stages:
a) штамм Yersinia enterocolitica выращивают при температуре 24-26°C на агаре Хоттингера;a) a strain of Yersinia enterocolitica is grown at a temperature of 24-26 ° C on Hottinger agar;
b) готовят 3 млрд взвесь полученной культуры в хлориде натрия, которую соединяют в соотношении 1:1 с 0,2% раствором агара Нобля;b) prepare 3 billion suspension of the obtained culture in sodium chloride, which is combined in a ratio of 1: 1 with 0.2% solution of Noble agar;
c) вводят морским свинкам внутрибрюшинно взвесь в объеме 0,5 мл, которая содержит 3×108 микробных клеток Y. enterocolitica в агаризованном растворе хлорида натрия;c) guinea pigs are administered an intraperitoneal suspension in a volume of 0.5 ml, which contains 3 × 10 8 microbial cells of Y. enterocolitica in an agarized solution of sodium chloride;
d) животных забивают через пять дней, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжеечных лимфоузлов и выделяют из них пассированную культуру;d) animals are slaughtered after five days, opened, smears are made from spray lymph nodes and a passaged culture is isolated from them;
e) перед заражением животных пассированной культурой проводят снижение кислотности желудочного сока опытным мышам и морским свинкам путем перорального введения 7,5% раствора пищевой соды, белым мышам - 0,1 мл, морским свинкам - 0,5 мл;e) before infection of animals with a passaged culture, the acidity of the gastric juice is reduced in experimental mice and guinea pigs by oral administration of a 7.5% solution of baking soda, in white mice - 0.1 ml, in guinea pigs - 0.5 ml;
f) заражают опытных животных пассированной культурой Y. enterocolitica перорально, причем белым мышам вводят 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,2 мл физиологического раствора, а морским свинкам 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,5 мл физиологического раствора;f) test animals are infected with the passivated Y. enterocolitica culture orally, with 3 × 10 9 microbial cells diluted in 0.2 ml of physiological saline injected into white mice and 3 × 10 9 microbial cells diluted in 0.5 ml of physiological saline in guinea pigs ;
g) подтверждают кишечный иерсиниоз методом ПЦР после высева внутренних органов животных на агар Хоттингера с pH 7,2.g) confirm intestinal yersiniosis by PCR after plating the internal organs of animals on Hottinger agar with a pH of 7.2.
Для проведения способа были использованы штаммы Y. enterocolitica №5515 и №2000, хранящиеся в музее живых культур Ростовского противочумного института.For the method were used strains of Y. enterocolitica No. 5515 and No. 2000, stored in the Museum of Living Cultures of the Rostov Antiplague Institute.
Способ осуществляется в несколько стадий:The method is carried out in several stages:
Первоначально на агаре Хоттингера (pH 7,2) выращивают Y. enterocolitica при температуре 24-26°C. Затем готовят 3 млрд взвесь полученной культуры в хлориде натрия по стандарту мутности и соединяют в соотношении 1:1 с агаром Нобля («Difco», США). Агар Нобля в количестве 200 мг растворяют в 100 мл дистиллированной воды, чтобы его конечная концентрация была 0,2%. Раствор кипятят в течение 30 минут на водяной бане при постоянном помешивании, а затем охлаждают до 45°C.Initially, Y. enterocolitica is grown on Hottinger agar (pH 7.2) at a temperature of 24-26 ° C. Then, 3 billion suspensions of the resulting culture in sodium chloride are prepared according to the turbidity standard and are combined in a 1: 1 ratio with Noble agar (Difco, USA). Noble agar in an amount of 200 mg is dissolved in 100 ml of distilled water, so that its final concentration is 0.2%. The solution is boiled for 30 minutes in a water bath with constant stirring, and then cooled to 45 ° C.
Следующая стадия заключается в том, что полученную взвесь Y. enterocolitica в агаризованном растворе хлорида натрия вводят морским свинкам внутрибрюшинно в объеме 0,5 мл, где содержится 3×108 микробных клеток. Через пять суток животных забивают, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжееечных лимфоузлов для выделения пассированной культуры. Выделяют чистую культуру возбудителя, что подтверждают методом ПЦР, который осуществляют согласно инструкции к наборам для ПЦР «Амплисенс® Yersinia enterocolitica». Для учета результатов ПЦР проводят электрофорез в 1,5% агарозном геле. После окрашивания этидий бромидом, гель просматривают в трансиллюминаторе с длиной волны ультрафиолетового излучения 310 нм. Образовавшиеся в результате реакции амплифицированные фрагменты ДНК (полосы в геле, светящиеся в УФ-лучах) идентифицируют по размеру, сравнивая с маркером молекулярного веса или положительным контролем.The next stage is that the obtained suspension of Y. enterocolitica in an agarized solution of sodium chloride is administered to guinea pigs intraperitoneally in a volume of 0.5 ml, which contains 3 × 10 8 microbial cells. After five days, the animals are slaughtered, opened, smears are made from sprinkled lymph nodes to isolate a passivated culture. A pure culture of the pathogen is isolated, which is confirmed by the PCR method, which is carried out according to the instructions for Amplisens® Yersinia enterocolitica PCR kits. To account for the results of PCR, electrophoresis is carried out on a 1.5% agarose gel. After staining of ethidium with bromide, the gel is viewed in a transilluminator with a wavelength of ultraviolet radiation of 310 nm. The amplified DNA fragments resulting from the reaction (bands in the gel that glow in the UV rays) are identified by size, compared with a molecular weight marker or a positive control.
Для моделирования кишечного иерсиниоза опытным группам животных перед заражением пассированной культурой перорально с помощью зонда вводят 7,5% раствора пищевой соды: белым мышам по 0,1 мл, морским свинкам по 0.5 мл для понижения кислотности желудочного сока, так как известно, что кишечными инфекциями чаще страдают люди с пониженной кислотностью желудочного сока.To simulate intestinal yersiniosis, experimental groups of animals before oral infection with a passivated culture are given a 7.5% baking soda solution orally with a probe: white mice 0.1 ml each, guinea pigs 0.5 ml each to reduce the acidity of gastric juice, since it is known that intestinal infections more often people with low acidity of gastric juice suffer.
Заключительная стадия моделирования включает следующие операции: животных перорально заражают пассированной культурой Y. enterocolitica: белых мышей 3×109 м.к. в 0,2 мл физиологического раствора, а морских свинок 3×109 м.к. в 0,5 мл физиологического раствора.The final stage of modeling includes the following operations: animals are orally infected with a passivated culture of Y. enterocolitica: 3 × 10 9 mk white mice in 0.2 ml of physiological saline, and guinea pigs 3 × 10 9 m.k. in 0.5 ml of physiological saline.
О развитии заболевания у зараженных перорально пассированной культурой Y. enterocolitica судят по нарастанию симптомов заболевания: у заболевших животных снижается двигательная активность и масса тела, шерсть становится тусклой и взъерошенной, развивается энтерит и обезвоживание организма. Часть животных гибнет. При вскрытии обнаруживают увеличенные паховые и забрюшинные лимфоузлы, увеличены печень (в некоторых случаях с гнойными очагами), почки, вздутый кишечник, легкие (могут быть с кровоизлияниями). Для подтверждения диагноза проводят высев из внутренних органов животных на агар Хоттингера (pH 7,2) с целью выделения культуры возбудителя кишечного иерсиниоза. Чистоту выделенной культуры возбудителя контролируют методом ПЦР.The development of the disease in Y. enterocolitica infected with an orally passivated culture is judged by the increase in the symptoms of the disease: in sick animals, motor activity and body weight decrease, the hair becomes dull and disheveled, enteritis and dehydration of the body develop. Some animals die. An autopsy reveals enlarged inguinal and retroperitoneal lymph nodes, enlarged liver (in some cases with purulent foci), kidneys, swollen intestines, lungs (may be hemorrhages). To confirm the diagnosis, seeding is carried out from the internal organs of animals on Hottinger agar (pH 7.2) in order to isolate the culture of the causative agent of intestinal yersiniosis. The purity of the selected culture of the pathogen is controlled by PCR.
Эффективность предложенного способа подтверждается следующими примерами:The effectiveness of the proposed method is confirmed by the following examples:
Пример 1. Моделирование экспериментального кишечного иерсиниоза при пероральном заражении животных штаммом Y. Enterocolitica №5515, выделенным от заболевшего человека.Example 1. Simulation of experimental intestinal yersiniosis with oral infection of animals with strain Y. Enterocolitica No. 5515 isolated from a sick person.
Пероральное заражение экспериментальных животных (белых мышей и морских свинок) осуществляют согласно вышеописанной технологии, после предварительного пассирования штамма через внутрибрюшинное заражение морских свинок и после введения содового раствора для понижения кислотности их желудочного сока.Oral infection of experimental animals (white mice and guinea pigs) is carried out according to the above technology, after preliminary passage of the strain through intraperitoneal infection of guinea pigs and after the introduction of soda solution to reduce the acidity of their gastric juice.
Наблюдение за зараженными животными показали (см. таблицу 1), что уже с 3-их суток после заражения у них появляются симптомы заболевания: ухудшение внешнего вида, снижение двигательной активности, энтерит. На 5-е сутки погибло около половины животных, а у выживших нарастали расстройство стула, потеря массы тела. К 10-м суткам после заражения выживали около 25% белых мышей и 15% морских свинок. У выживших наблюдались сильный энтерит, обезвоживание и истощение организма, у павших - патогенетическая картина, свидетельствующая о развитии кишечного иерсиниоза: увеличенные паховые и забрюшинные лимфоузлы, в брюшной полости - вздутый кишечник, гнойно-кровянистый экссудат, у некоторых животных печень увеличена и покрыта сероватыми очагами, почки и легкие с патологиями.Observation of infected animals showed (see table 1) that already from the 3rd day after infection, they have symptoms of the disease: deterioration in appearance, decreased motor activity, enteritis. On the 5th day, about half of the animals died, and the survivors increased stool disorder, weight loss. By the 10th day after infection, about 25% of white mice and 15% of guinea pigs survived. The survivors had severe enteritis, dehydration and exhaustion, the fallen had a pathogenetic picture indicating the development of intestinal yersiniosis: enlarged inguinal and retroperitoneal lymph nodes, in the abdominal cavity - bloated intestines, purulent-bloody exudate, in some animals the liver was enlarged and covered with grayish foci , kidneys and lungs with pathologies.
После высева внутренних органов погибших и выживших животных во всех случаях была выделена культура возбудителя кишечного иерсиниоза, что дополнительно было подтверждено методом ПЦР.After seeding the internal organs of dead and surviving animals, in all cases, a culture of the causative agent of intestinal yersiniosis was isolated, which was additionally confirmed by PCR.
Пример 2. Моделирование экспериментального кишечного иерсиниоза при пероральном заражении животных штаммом Y. Enterocolitica №2000, выделенным от заболевшей шиншиллы.Example 2. Modeling of experimental intestinal yersiniosis with oral infection of animals with strain Y. Enterocolitica No. 2000, isolated from diseased chinchilla.
Пероральное заражение белых мышей и морских свинок осуществляли согласно предложенному пособу так же, как в примере 1. Наблюдение за опытными животными в течение 10 суток выявило схожую картину развития заболевания у них с развитием таких же симптомов инфекции (см. таблицу 2). Наличие кишечного иерсиниоза было подтверждено выделением культуры от павших и выживших в течение срока наблюдения экспериментальных животных и подтверждено методом ПЦР.Oral infection of white mice and guinea pigs was carried out according to the proposed manual in the same way as in example 1. Observation of experimental animals for 10 days revealed a similar picture of the development of the disease in them with the development of the same symptoms of infection (see table 2). The presence of intestinal yersiniosis was confirmed by isolating the culture from the dead and surviving experimental animals during the observation period and was confirmed by PCR.
Таким образом, патоморфологические изменения и выделение чистой культуры, подтвержденное методом ПЦР, свидетельствуют о развитии кишечного иерсиниоза у всех зараженных предложенным способом разными штаммами возбудителя экспериментальных животных. Предварительное пассирование возбудителя иерсиниоза через организм морских свинок и снижение кислотности желудочного сока экспериментальных животных позволяют создать модель перорального заражения иерсиниозом с полным воспроизведением патогенетических механизмов заболевания.Thus, pathomorphological changes and isolation of pure culture, confirmed by PCR, indicate the development of intestinal yersiniosis in all experimental strains of various pathogens infected with the proposed method. Preliminary passivation of the causative agent of yersiniosis through the body of guinea pigs and a decrease in the acidity of the gastric juice of experimental animals allow us to create a model of oral infection with yersiniosis with the complete reproduction of the pathogenetic mechanisms of the disease.
Claims (1)
a) штамм Yersinia enterocolitica выращивают при температуре 24-26°C на агаре Хоттингера;
b) готовят 3 млрд взвесь полученной культуры в хлориде натрия, которую соединяют в соотношении 1:1 с 0,2% раствором агара Нобля;
c) вводят морским свинкам внутрибрюшинно взвесь в объеме 0,5 мл, которая содержит 3×108 микробных клеток Y. enterocolitica в агаризованном растворе хлорида натрия;
d) животных забивают через пять дней, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжеечных лимфоузлов и выделяют из них пассированную культуру;
e) перед заражением экспериментальных животных проводят снижение кислотности их желудочного сока путем перорального введения 7,5% раствора пищевой соды, белым мышам - 0,1 мл, морским свинкам - 0,5 мл;
f) заражают опытных животных пассированной культурой Y. enterocolitica перорально, причем белым мышам вводят 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,2 мл физиологического раствора, а морским свинкам - 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,5 мл физиологического раствора;
g) подтверждают кишечный иерсиниоз методом ПЦР после высева из внутренних органов животных на агар Хоттингера с pH 7,2. A method for modeling intestinal yersiniosis in experimental animals, comprising the following stages:
a) a strain of Yersinia enterocolitica is grown at a temperature of 24-26 ° C on Hottinger agar;
b) prepare 3 billion suspension of the obtained culture in sodium chloride, which is combined in a ratio of 1: 1 with 0.2% solution of Noble agar;
c) guinea pigs are administered an intraperitoneal suspension in a volume of 0.5 ml, which contains 3 × 10 8 microbial cells of Y. enterocolitica in an agarized solution of sodium chloride;
d) animals are slaughtered after five days, opened, smears are made from spray lymph nodes and a passaged culture is isolated from them;
e) before infection, experimental animals reduce the acidity of their gastric juice by oral administration of a 7.5% solution of baking soda, white mice - 0.1 ml, guinea pigs - 0.5 ml;
f) test animals are infected with the passivated Y. enterocolitica culture orally, with 3 × 10 9 microbial cells diluted in 0.2 ml of physiological saline injected into white mice and 3 × 10 9 microbial cells diluted in 0.5 ml of physiological guinea pigs solution;
g) confirm intestinal yersiniosis by PCR after plating from the internal organs of animals on Hottinger agar with a pH of 7.2.
Priority Applications (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2014132726/14A RU2566188C1 (en) | 2014-08-07 | 2014-08-07 | Method for simulating intestinal yersiniosis in experimental animals |
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2014132726/14A RU2566188C1 (en) | 2014-08-07 | 2014-08-07 | Method for simulating intestinal yersiniosis in experimental animals |
Publications (1)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| RU2566188C1 true RU2566188C1 (en) | 2015-10-20 |
Family
ID=54327639
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| RU2014132726/14A RU2566188C1 (en) | 2014-08-07 | 2014-08-07 | Method for simulating intestinal yersiniosis in experimental animals |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| RU (1) | RU2566188C1 (en) |
Citations (4)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| SU1645294A1 (en) * | 1988-05-16 | 1991-04-30 | Научно-Исследовательский Институт Эпидемиологии И Микробиологии Им.Пастера | Nutrient medium for iersinia accumulation |
| SU1738857A1 (en) * | 1989-09-12 | 1992-06-07 | Центральный научно-исследовательский институт эпидемиологии | Method of jersinia isolation |
| RU2152037C1 (en) * | 1999-08-18 | 2000-06-27 | Всероссийский государственный научно-исследовательский институт контроля, стандартизации и сертификации ветеринарных препаратов | Method of yersiniosis diagnosis |
| US20080280968A1 (en) * | 2007-05-04 | 2008-11-13 | Nereus Pharmaceuticals, Inc. | Methods of using [3.2.0] heterocyclic compounds and analogs thereof for treating infectious diseases |
-
2014
- 2014-08-07 RU RU2014132726/14A patent/RU2566188C1/en active
Patent Citations (4)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| SU1645294A1 (en) * | 1988-05-16 | 1991-04-30 | Научно-Исследовательский Институт Эпидемиологии И Микробиологии Им.Пастера | Nutrient medium for iersinia accumulation |
| SU1738857A1 (en) * | 1989-09-12 | 1992-06-07 | Центральный научно-исследовательский институт эпидемиологии | Method of jersinia isolation |
| RU2152037C1 (en) * | 1999-08-18 | 2000-06-27 | Всероссийский государственный научно-исследовательский институт контроля, стандартизации и сертификации ветеринарных препаратов | Method of yersiniosis diagnosis |
| US20080280968A1 (en) * | 2007-05-04 | 2008-11-13 | Nereus Pharmaceuticals, Inc. | Methods of using [3.2.0] heterocyclic compounds and analogs thereof for treating infectious diseases |
Non-Patent Citations (2)
| Title |
|---|
| Компоненты питательных сред http://galachem.ru/katalog-produkt/mikrobiologiya/komponenty-pitatelnyx-sred-i-dobavki/. SING A et al. Contribution of toll-like receptors 2 and 4 in an oral Yersinia enterocolitica mouse infection model. Int J Med Microbiol. 2003 Nov;293(5):341-8, abstr. HEESEMANN J et al. Experimental Yersinia enterocolitica infection in rodents: a model for human yersiniosis. APMIS. 1993 Jun;101(6):417-29,abstr * |
| СЛАДКОВА Н.В. Морская свинка как биомодель кишечного иерсиниоза, Биотехнология, иммунология и биохимия особо опасных инфекций, Саратов, 1989, с. 163-165. * |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| Kathayat et al. | Avian pathogenic Escherichia coli (APEC): an overview of virulence and pathogenesis factors, zoonotic potential, and control strategies | |
| Løvoll et al. | Atlantic salmon bath challenged with Moritella viscosa–pathogen invasion and host response | |
| Naghizadeh et al. | Synergistic effect of phage therapy using a cocktail rather than a single phage in the control of severe colibacillosis in quails | |
| Marien et al. | Synergy between avian pneumovirus and Ornithobacterium rhinotracheale in turkeys | |
| Rønneseth et al. | Protection and antibody reactivity following vaccination of lumpfish (Cyclopterus lumpus L.) against atypical Aeromonas salmonicida | |
| DK179852B1 (en) | Fish vaccine | |
| Tandberg et al. | Comparative analysis of membrane vesicles from three Piscirickettsia salmonis isolates reveals differences in vesicle characteristics | |
| Marouf et al. | Inactivated pentavalent vaccine against mycoplasmosis and salmonellosis for chickens | |
| Jun et al. | Immunostimulation by starch hydrogel-based oral vaccine using formalin-killed cells against edwardsiellosis in Japanese eel, Anguilla japonica | |
| ITMO20130241A1 (en) | USE OF INDOLO-3-ALDEHYDE FOR THE TREATMENT OF IMMUNE DISREATIVE DISEASES | |
| Yanuhar et al. | In vivo test of Vibrio alginolyticus and Vibrio harveyi infection in the humpback grouper (Cromileptes altivelis) from East Java Indonesia | |
| Timms et al. | Laboratory and field trial assessment of protection given by a Salmonella Enteritidis PT4 inactivated, adjuvant vaccine | |
| Zaytsoff et al. | Microbiota transplantation in day-old broiler chickens ameliorates necrotic enteritis via modulation of the intestinal microbiota and host immune responses | |
| Kim et al. | Host-specific differences in the response of cultured macrophages to Campylobacter jejuni capsule and O-methyl phosphoramidate mutants | |
| RU2566188C1 (en) | Method for simulating intestinal yersiniosis in experimental animals | |
| CN107446859B (en) | Mycoplasma gallisepticum and application thereof | |
| Abd El-Tawab et al. | Effect of fosfomycin on E. Coli O78 isolated from broiler chickens in-vitro and in-vivo | |
| JP6712760B2 (en) | Salmonella vaccine | |
| Salomonsen et al. | Effect of infectious dose and season on development of hemorrhagic pneumonia in mink caused by Pseudomonas aeruginosa | |
| Keymer et al. | Isolation of Mycoplasma spp. from racing pigeons (Columba livia) | |
| Cortés et al. | In vivo efficacy of purified quillaja saponin extracts in protecting against piscirickettsia salmonis infections in Atlantic Salmon (Salmo salar) | |
| Karsner et al. | The principles of immunology | |
| Turaeva | Changes in the oral mucosa in COVID 19 | |
| Akbar et al. | Comparative efficacy of doxycycline and flumequine against experimentally induced colibacillosis in broiler chicks | |
| Lutta et al. | Inoculation of Mycoplasma mycoides mycoides by endotracheal intubation produces a milder disease than by contact transmission |