HU224706B1 - Novel uses of male sterility in plants - Google Patents

Novel uses of male sterility in plants Download PDF

Info

Publication number
HU224706B1
HU224706B1 HU0001856A HUP0001856A HU224706B1 HU 224706 B1 HU224706 B1 HU 224706B1 HU 0001856 A HU0001856 A HU 0001856A HU P0001856 A HUP0001856 A HU P0001856A HU 224706 B1 HU224706 B1 HU 224706B1
Authority
HU
Hungary
Prior art keywords
gene
transgene
plant
expression
plants
Prior art date
Application number
HU0001856A
Other languages
English (en)
Inventor
Pascual Perez
Pascal Flament
Original Assignee
Biogemma Fr
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Biogemma Fr filed Critical Biogemma Fr
Publication of HUP0001856A2 publication Critical patent/HUP0001856A2/hu
Publication of HUP0001856A3 publication Critical patent/HUP0001856A3/hu
Publication of HU224706B1 publication Critical patent/HU224706B1/hu

Links

Classifications

    • CCHEMISTRY; METALLURGY
    • C12BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12NMICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09Recombinant DNA-technology
    • C12N15/63Introduction of foreign genetic material using vectors; Vectors; Use of hosts therefor; Regulation of expression
    • C12N15/79Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts
    • C12N15/82Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts for plant cells, e.g. plant artificial chromosomes (PACs)
    • C12N15/8241Phenotypically and genetically modified plants via recombinant DNA technology
    • C12N15/8261Phenotypically and genetically modified plants via recombinant DNA technology with agronomic (input) traits, e.g. crop yield
    • CCHEMISTRY; METALLURGY
    • C12BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12NMICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09Recombinant DNA-technology
    • C12N15/63Introduction of foreign genetic material using vectors; Vectors; Use of hosts therefor; Regulation of expression
    • C12N15/79Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts
    • C12N15/82Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts for plant cells, e.g. plant artificial chromosomes (PACs)
    • C12N15/8201Methods for introducing genetic material into plant cells, e.g. DNA, RNA, stable or transient incorporation, tissue culture methods adapted for transformation
    • C12N15/8209Selection, visualisation of transformants, reporter constructs, e.g. antibiotic resistance markers
    • CCHEMISTRY; METALLURGY
    • C12BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12NMICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09Recombinant DNA-technology
    • C12N15/63Introduction of foreign genetic material using vectors; Vectors; Use of hosts therefor; Regulation of expression
    • C12N15/79Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts
    • C12N15/82Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts for plant cells, e.g. plant artificial chromosomes (PACs)
    • C12N15/8201Methods for introducing genetic material into plant cells, e.g. DNA, RNA, stable or transient incorporation, tissue culture methods adapted for transformation
    • C12N15/8213Targeted insertion of genes into the plant genome by homologous recombination
    • CCHEMISTRY; METALLURGY
    • C12BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12NMICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09Recombinant DNA-technology
    • C12N15/63Introduction of foreign genetic material using vectors; Vectors; Use of hosts therefor; Regulation of expression
    • C12N15/79Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts
    • C12N15/82Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts for plant cells, e.g. plant artificial chromosomes (PACs)
    • C12N15/8241Phenotypically and genetically modified plants via recombinant DNA technology
    • C12N15/8261Phenotypically and genetically modified plants via recombinant DNA technology with agronomic (input) traits, e.g. crop yield
    • C12N15/8287Phenotypically and genetically modified plants via recombinant DNA technology with agronomic (input) traits, e.g. crop yield for fertility modification, e.g. apomixis
    • C12N15/8289Male sterility
    • YGENERAL TAGGING OF NEW TECHNOLOGICAL DEVELOPMENTS; GENERAL TAGGING OF CROSS-SECTIONAL TECHNOLOGIES SPANNING OVER SEVERAL SECTIONS OF THE IPC; TECHNICAL SUBJECTS COVERED BY FORMER USPC CROSS-REFERENCE ART COLLECTIONS [XRACs] AND DIGESTS
    • Y02TECHNOLOGIES OR APPLICATIONS FOR MITIGATION OR ADAPTATION AGAINST CLIMATE CHANGE
    • Y02ATECHNOLOGIES FOR ADAPTATION TO CLIMATE CHANGE
    • Y02A40/00Adaptation technologies in agriculture, forestry, livestock or agroalimentary production
    • Y02A40/10Adaptation technologies in agriculture, forestry, livestock or agroalimentary production in agriculture
    • Y02A40/146Genetically Modified [GMO] plants, e.g. transgenic plants

Landscapes

  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Genetics & Genomics (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • Biotechnology (AREA)
  • Biomedical Technology (AREA)
  • Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
  • Organic Chemistry (AREA)
  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Zoology (AREA)
  • General Engineering & Computer Science (AREA)
  • Wood Science & Technology (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Plant Pathology (AREA)
  • Cell Biology (AREA)
  • Biophysics (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • Microbiology (AREA)
  • Physics & Mathematics (AREA)
  • Breeding Of Plants And Reproduction By Means Of Culturing (AREA)
  • Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
  • Peptides Or Proteins (AREA)
  • Medicines Containing Plant Substances (AREA)
  • Medicines Containing Material From Animals Or Micro-Organisms (AREA)

Description

A leírás terjedelme 16 oldal (ezen belül 1 lap ábra)
HU 224 706 Β1
A találmány tárgyát képezi hímsteril növény alkalmazása a növény genomjába beépült transzgén szétszóródásának megakadályozására, ahol a növény mesterséges hímsterilitást biztosító gént (AMS-gént) tartalmaz, és a transzgén expresszióját az AMS-gén jelenléte nem akadályozza. A találmány tárgyát képezik transzgenikus növények és eljárások adott transzgén expressziós termékének előállítására.
A transzgenikus növények alkalmazása nagyon ígéretes előnyökkel jár. Az emlősgének mesterséges átvitele növényi sejtekbe előnyösen új, rekombináns fehérjék nagy mennyiségben történő előállításának útját kínálja kisebb előállítási költséggel, és vírus- vagy szubvirális (prion) eredetű fertőzés veszélye nélkül.
Ezen előnyös hatások mellett azonban, a transzgenikus növények előállításával kapcsolatosan, nem szabad elfeledkezni a természet ökológiai szemléletéről sem, amely iránt a köz igen érzékeny.
Egy olyan technológiát dolgoztunk ki, amely az ökológiai és humán szempontokat figyelembe vevő „zöld biotechnológia szolgálatába állítja a hímsterilitást.
A fejlesztéssel elért egyik lehetséges eredmény a transzgén környezetben való elterjedésének ellenőrzése.
A termesztési területek térbeli izolációja csökkentheti a transzgén „kimenekülésének” veszélyét, de ez az eljárás korlátozott, és a termékek számának növekedésével problémákat okozhat.
A transzgén izolálására és a „kimenekülés” veszélyének csökkentésére szolgáló genetikai eljárások jelentőségét 1990-ben Ellstrand egy cikkben vetette fel. A transzgén „kimenekülési” problémájának megoldására javasolt nagyszámú javaslat között Ellstrand megjegyzi, hogy hímsteril genotípust lehetne bevinni, vagy egy, a pollenre letális gént közvetlenül a génmérnöki úton előállított génhez kellene kapcsolni. Technikai fejlesztés azonban ebben a tekintetben nem történt. Valójában gyakorlatilag lehetetlen volt előre látni egy ilyen, sikeres fejlesztés folyamatát, különösen a növényekben alkalmazott génsebészeti technikák során fellépő nagyszámú paraméter miatt.
Egy olyan technológiát fejlesztettünk ki, amely megakadályozza a transzgén pollen útján történő szétszóródását, és ezáltal megakadályozza a transzgén „kimenekülését” a természetbe, amely technológia szerint egy hímsteril növényt alkalmazunk a növény genomjába integrálódott, az érdeklődés tárgyát képező transzgén (adott transzgén) szétszóródásának megakadályozására.
Ismeretes, hogy a hím termékenyítőképesség ellenőrzése fontos két különböző vonal keresztezésével létrehozott hibrid növények előállításában.
Az önmegtermékenyítés megakadályozásának egyik eljárása a beporzás ellenőrzése a növény hím ivarszerveinek manuális „kasztrálásával”.
Kutatásokat végeztek a pollenfejlődés genetikai ellenőrzésének lehetőségei irányában is.
A hímsterilitás lehet „szerzett”, amely független minden genetikai manipulációtól, bármilyen rekombináns DNS út révén. A citoplazmatikus hímsterilitás megkülönböztethető a sejtmageredetű hímsterilitástól (Williams, 1995). A citoplazmatikus hímsterilitás a mitokondriális genom szerveződésében és expressziójában lévő változásokkal kapcsolatos, míg a sejtmageredetű hímsterilitás a sejtmag genomjában történt mutációkból származik.
A hímsterilitás lehet „mesterséges” is, amelyet egy hímsterilitást közvetítő gén („artificial male sterility”, AMS-gén) expressziójával váltunk ki, és amelyet vagy a mitokondriális genomba (citoplazmatikus hímsterilitás), vagy a sejtmaggenomba (sejtmageredetű hímsterilitás) inszertálunk.
A találmány szerinti megoldásban a hímsteril növény, amelyet az érdeklődés tárgyát képező, a növény genomjába integrálódott transzgén szétszóródásának megakadályozására alkalmazunk:
- vagy citoplazmatikus hímsterilitást hordoz, előnyösen a növény mitokondriális genomjába integrálódott transzgénnel kiváltott mesterséges hímsterilitást;
- vagy sejtmageredetű hímsterilitást hordoz, előnyösen a növény sejtmaggenomjának nem létfontosságú helyére inszertálódott transzgénnel kiváltott hímsterilitást.
A találmány szerinti növény előnyösen a sejtmag egy nem létfontosságú helyére történő inszercióval alakítható hímsterillé, egy olyan szekvenciával, amely tartalmaz egy AMS-gént és egy adott (az érdeklődés tárgyát képező) transzgént, és ezek a szekvenciák genetikailag kapcsolva vannak.
Az adott, érdeklődés tárgyát képező gén és az AMS-gén összekapcsolása eredményeképpen a gén pollen útján történő szétszóródása megakadályozódik, így lehetővé teszi nagyszámú, különböző termék előállítását egy és ugyanazon kísérletben.
Ezenkívül az AMS-gén átvitele magába a vad típusú növényekbe nem veszélyes, mivel az nem lesz képes megmaradni a vad típusú populációban olyan mértékben, ami már inkább „genetikai terhet” jelentene, mint bármiféle szelektív előnyt.
Az érdeklődés tárgyát képező gén és az AMS-gén közötti kapcsolat nyilvánvalóan olyan genetikai távolságot jelent, amely elegendően kicsi ahhoz, hogy a meiózis alatt bekövetkező rekombinációs gyakoriság elhanyagolható legyen.
Genetikai transzformáció útján egy növénybe bevihető két vagy akár három gén is, amelyeknek fizikai kapcsolata abszolút.
A találmány tárgya továbbá egy transzgenikus növény vagy egy transzgenikus növény egy része vagy kivonata, amelyben az adott, érdeklődés tárgyát képező transzgén genetikailag egy AMS-génhez van kapcsolva, amely olyan elemekkel van társítva, amelyek lehetővé teszik növényi sejtben való expresszióját, előnyösen egy promoterrel és egy transzkripciós terminátorral.
A találmányi gondolat alapján nyilvánvaló, hogy az AMS-gén jelenléte nem akadályozza meg az érdeklődés tárgyát képező transzgén kifejeződését.
Egy transzgenikus növény egy „része” kifejezés alatt előnyösen genetikailag transzformált növények levelei, termései és sejtjei értendők.
HU 224 706 Β1
A találmány tárgya egy vektor is, előnyösen egy plazmid, amely tartalmazza az érdeklődés tárgyát képező transzgént olyan elemekkel társítva, amelyek lehetővé teszik növényi sejtekben történő kifejeződését, előnyösen egy promoterrel és egy transzkripciós terminátorral, és amelyik genetikailag kapcsolva van egy AMS-génnel, amely növényi sejtekben való kifejeződését lehetővé tevő elemekkel van kombinálva (társítva), előnyösen egy promoterrel és egy transzkripciós terminátorral.
A találmány egy előnyös megvalósítási módja szerint mesterséges hímsterilitás elérhető egy specifikus portokpromoter ellenőrzése alatt álló, a sejtes RNS-molekulákat bontani képes fehérjéket (RNáz) kódoló szekvenciából álló génnel, mint ezt Paul W. és munkatársai (1992) közölték.
Az RNáz lehet Bacillus amyloliquefaciens barnáz. A promoter előnyösen lehet Arabidopsis thaliana A9-promoter, amely a portoktapétumra specifikus.
Az ezt a kiméra gént expresszáló növények nem képesek életképes pollent termelni a portokburkolat sejtjeinek specifikus pusztulása miatt. Ezek a növények máskülönben normálisak.
Mivel a találmány szerinti növények nem képesek életképes pollent termelni, ezért a hímsterilitás génje és az érdeklődés tárgyát képező gén pollen útján történő szétszóródásának veszélye nem áll fent.
Ezek a növények olyan növényekből származó pollen alkalmazásával szaporíthatok, amelyek nem tartalmazzák a találmány szerinti, az érdeklődés tárgyát képező gént.
Kukorica esetében a termelési szándékkal történő transzgenikus növények termesztését biztosítani lehet a mag-előállítási típus sémájának megfelelően (4 vagy 6 nőivarú vonalat 2 beporzóvonal követ). A nőivarúként alkalmazott növényeket (azokat a növényeket, amelyek tartalmazzák az érdeklődés tárgyát képező gént) kétszeres sűrűséggel vetjük. Ebben az eljárásban az érdeklődés tárgyát képező gén egy szelekciós génhez kapcsolt (például egy növényirtó szerre rezisztenciát hordozó génhez), amely következésképpen lehetővé teszi, hogy a szelektálóanyaggal (például növényirtó szerrel) történő kezeléssel a hímsteril növényeken kívül a többi növényt kiirtsuk. így azután csak a nőivarú vonalakat gyűjtjük be.
Kevert vetés is számításba jöhet a végső termelés céljából. Ebben az esetben a beporzóvonal nem tartalmazza az érdeklődés tárgyát képező gént, és 10%-os keverékben alkalmazzuk a nőivarú vonalként alkalmazott vonallal. A vetést kétszeres sűrűséggel végezzük. Ebben az esetben az egész vetésterületet begyűjtjük.
A találmány egy másik megvalósítási módja szerint citoplazmatikus hímsterilitást alkalmazunk a növény genomjába integrálódott transzgén szétszóródásának megakadályozására.
A citoplazmatikus hímsterilitást hordozó növények a mitokondriális genomjukban sérültek, amely képtelenné teszi azokat pollen termelésére, amennyiben az ezt a tulajdonságot helyreállítani képes sejtmagi gén hiányzik. Ez a hímsterilitás lehet „szerzett” vagy mesterségesen indukált egy citoplazmatikus hímsterilitást biztosító gén (CMS-gén), például az Ogura-gén mitokondriális genomba történő inszertálásával.
Ilyen növényeket általában a magelőállítással foglalkozó cégek alkalmaznak a magok előállításának elősegítésére. Például Európában a kukoricamag előállításának egy jelentős része az úgynevezett C típusú citoplazmatikus hímsterilitás alkalmazásán alapul.
A találmány egy előnyös megvalósítási módja szerint a transzgént visszakeresztezéssel visszük be egy növényvonalba, előnyösen egy citoplazmatikus hímsterilitást hordozó kukorica-növényvonalba. Ebben az esetben a hímsteril növényeket alkalmazzuk nőivarú szülőként. Két egymás után következő visszakeresztezés, az azt követő kiértékelés és az utódok kiválogatása lehetővé teszi a transzgén homozigóta állapotának elérését.
Egy sejtmagbeli helyreállító gén (Rf4-gén a C típusú citoplazma esetén) hiányában a transzgént hordozó növény hlmsteril lesz. így egyetlen, transzgént hordozó pollenszem sem fog kiszabadulni a környezetbe. Amennyiben a növény a transzgénre homozigóta, minden begyűjtött mag hordozza a gént, és így expresszálja a fenotípust.
Az ilyen növények termelési céllal való termesztése transzgenikus hímsteril növények szomszédságába telepített beporzónövényekkel hajtható végre. Ez kivitelezhető vagy a magok keverésével (10% elegendő a beporzó növénymagokból), vagy nőivarú (hímsteril) és beporzóvonalak váltakozásával. Ez utóbbi esetben csak a nőivarúakat gyűjtjük be.
A találmány tárgya továbbá egy eljárás az érdeklődésre számot tartó transzgén expressziós termékének előállítására, amely eljárás során
a) - vagy növényi sejteket transzformálunk, előnyösen egy, a fentiekben meghatározott gazdasejt alkalmazásával, amely gazda maga is transzformálva van egy olyan vektorral, amely az érdeklődés tárgyát képező transzgént tartalmazza annak növényi sejtekben való kifejeződését lehetővé tevő elemekkel kombinálva, és amely transzgén genetikailag egy olyan AMSgénnel van összekötve, amely növényi sejtekben való kifejeződését lehetővé tevő elemekkel van kombinálva, és így egy, az érdeklődés tárgyát képező transzgénnel genetikailag kapcsolt AMS-gént integrálunk ezeknek a sejteknek a genomjába;
- vagy citoplazmatikus vagy sejtmageredetű hímsterilitást hordozó növényi sejtek transzformálása, úgy, hogy integráljuk az érdeklődés tárgyát képező transzgént ezeknek a sejteknek a genomjába;
b) transzformált növények regenerálása a fent említett transzformált sejtekből;
c) az érdeklődés tárgyát képező transzgén expressziós termékének kinyerése a fent említett transzformáit sejtekből vagy növényekből, előnyösen extrakcióval szükség esetén tisztítással követve.
A transzgenikus növények előállításával kapcsolatos másik szempont az emberre és/vagy a környezetre nézve, különösen a nagyközönség szemében, nemkívánatosnak vagy éppen károsnak ítélhető gének jelenléte.
HU 224 706 Β1
Egy transzgenikus növény előállítása érdekében sejtek milliói közül ki kell választanunk azt, amelyik a bejuttatandó változást tartalmazza. Ennek érdekében úgynevezett markergéneket alkalmaznak, amelyek általában antibiotikumokra vagy növényirtó szerekre való rezisztenciát közvetítenek. Ezeket a géneket néha nemkívánatosnak tekintik, és különböző stratégiákkal (kotranszformáció, rekombinázok alkalmazása stb.) kívánják eltávolításukat elérni.
A WO 92 01370 számú szabadalmi leírás kitanítást közöl egy, az érdeklődés tárgyát képező gént tartalmazó transzgenikus növény markergénektől mentes előállítási eljárására, amely eljárás egy transzpozíciós rendszert alkalmaz.
A WO 91 09957 számú szabadalmi leírás továbbá kitanítást közöl növényi sejtek egy helyspecifikus rekombinációs eljárására, ahol egy Cre/lox rendszert alkalmaznak DNS-részek deléciójára, inszerciójára vagy reciprok kicserélésére. A leírt eljárás alkalmazható a markergén eltávolítására. A benyújtó megemlíti ennek az eljárásnak a termékenyítőképesség génmérnöki eszközökkel történő helyreállításával kapcsolatos alkalmazását is hibrid magok előállításának összefüggésében.
A technikában ezt megelőzően azonban hímsterilitást nem alkalmaztak markerként, mint olyanként szűrővizsgálati eljárásokban.
A találmány egy megvalósítási módja szerint az AMS-gén pozitív markerként szolgál az érdeklődés tárgyát képező transzgént integráltan tartalmazó növények szűrővizsgálatára olyan egyedek szelektálásával, amelyek az AMS-gént tartalmazzák.
Az AMS-gén jelenléte kimutatható előnyösen polimeráz-láncreakció (PCR) és/vagy Southern-blot-analízises molekuláris vizsgálati eljárásokkal, a szokásos technikákkal összhangban (Sambrook és munkatársai, 1989). A hímsterilitással rendelkező növények nagyon egyszerűen kiválaszthatók a pollenszemek kifejlődésének megléte vagy hiánya alapján is. A pozitív markerként használt AMS-gén azután nemkívánatosnak tekinthető és kivágható.
A találmány egy másik megvalósítási módja szerint az AMS-gén lehetővé teszi egy nemkívánatos exogén DNS-fragmens megszüntetésére szolgáló eljárás javítását a genetikailag transzformált növényekre való szűrővizsgálat eljárásaival kapcsolatosan.
A megfelelő hatékonyság elérése érdekében a markergén alkalmazásán alapuló létező szűrővizsgálati eljárásoknak, amelyeket például a fent említett szabadalmi leírásokban közöltek, nagyon nagy frekvenciával kell működniük. Azok a sejtek vagy növények, amelyek a markergént elvesztették, többé nem választhatók el azoktól, amiből származnak. A szűrővizsgálat így azután olyan molekuláris eljárásokon alapul, amelyek nehezek és vesződségesek.
Felismertük a mesterséges hímsterilitást közvetítő gén (AMS-gén) alkalmazásának értékét egy kivágódási esemény „öngyilkos markereként vagy „negatív markereként”, nevezetesen, hogy csak azok az egyedek fognak szaporodni, amelyek elvesztették a markergént. Ez lehetővé teszi olyan stratégiáknak az alkalmazását egy nemkívánatos exogén DNS-fragmens megszüntetésére, amelynek alacsony a hozama, és így lehetővé teszi ebben a tárgykörben a vizsgálatok területének kiszélesítését.
A találmány szerinti AMS-gén genetikailag kapcsolva van egy nemkívánatos DNS-fragmenshez, úgyhogy az AMS-gén és a nemkívánatos DNS-fragmens együtt kivágható.
A nemkívánatos exogén DNS-fragmens előnyösen lehet egy markergén, előnyösen egy antibiotikumrezisztenciát biztosító gén.
Általánosságban a nemkívánatos gének megszüntetésére szolgáló rendszerek két komponensből állnak: egy kivágható DNS-fragmensből, amely a nemkívánatos gént tartalmazza, és a kivágás egy indukálójából.
A találmány egy megvalósítási módja szerint a mesterséges hímsterilitást biztosító gént bevisszük a kivágható fragmensbe. Az ezzel az első komponenssel transzformált növények hímsterilek lesznek, és visszakeresztezéssel tarthatók fent. A keresztezéssel bevitt indukáló az AMS-gént tartalmazó DNS-fragmens megszűnéséhez vezet, ezáltal kiváltja az önmegtermékenyítésből származó termések fejlődését. Ezek a termések olyan egyedeket tartalmaznak, amelyekből az AMS-gén és a nemkívánatos gén hiányzik.
Gyakorlatilag elegendő csak a két komponenst tartalmazó F1 növények önmegtermékenyítéséből származó magokat begyűjteni.
A találmány egy másik megvalósítási módja szerint az AMS-gént tartalmazó, kivágható DNS-fragmenst a genomjába beépített növényt egy olyan DNS-fragmenssel transzformálunk, amely indukálja a kivágást.
A találmány szerinti kivágási rendszer a nemkívánatos DNS-fragmens megszüntetésére lehet egy transzpozíciós rendszer, mint például előnyösen a kukorica Ac/Ds rendszere, vagy egy rekombinációs rendszer, mint például előnyösen a P1-bakteriofág Cre/lox rendszere, az élesztő FLP/FRT rendszere, a Mu-fág Gin-rekombináza, az E. coli Pin-rekombináza vagy a pSR1-plazmid R/RS rendszere.
A találmány kidolgozásával célunk volt egy olyan vektor létrehozása is, előnyösen egy plazmidé, amely egy nemkívánatos génből és az AMS-génből álló kivágható DNS-fragmenst tartalmaz, a nemkívánatos DNS-fragmens előnyösen egy markergén, előnyösen egy antibiotikumrezisztenciát hordozó gén, az AMSgén és a nemkívánatos DNS-fragmens mindegyike társítva van olyan elemekkel, amelyek lehetővé teszik a növényi sejtben való kifejeződésüket, előnyösen egy promoterrel és egy transzkripciós terminátorral.
A találmány szerinti vektort alkalmazzuk a növénysejtek transzformálására.
A találmány tárgya végül egy reagenskészlet kivágható fragmensek megszüntetésére szolgáló eljárások végrehajtására, amely tartalmazza egyrészről a fentiekben meghatározott vektort, amely vektor az érdeklődés tárgyát képező transzgénből, és vele társított olyan elemekből áll, amelyek lehetővé teszik a növényi sejtekben történő expresszálódását, és genetikailag
HU 224 706 Β1 kapcsolva van egy olyan elemekkel egyesített AMSgénnel, amelyek lehetővé teszik a kivágható AMS-gént tartalmazó növényi sejtekben történő expresszióját, vagy egy növény vagy növényi rész, amelyet a vektorral transzformálunk, és másrészről egy vektort, amely transzpozáz- vagy rekombinázforrást hordoz, vagy egy növény vagy növényi rész, amelyet a vektorral transzformálunk.
A növényi sejtek transzformálhatok a fent említett vektorok protoplasztokba történő bevitelével, előnyösen a protoplasztoknak polietilénglikol (PG)-oldatban kétértékű kationok (Ca2+) jelenlétében való inkubálása után Krens és munkatársai (1982) cikkében közölt eljárás szerint.
A növényi sejtek elektroporációval is transzformálhatok, előnyösen Fromm és munkatársai (1986) cikkében közölt eljárás szerint. A növényi sejtek transzformálhatok úgynevezett génpuskával (gene gun) is, amely az érdeklődés tárgyát képező DNS-szekvenciákkal borított fémrészecskéket nagyon nagy sebességgel képes kirepíteni, ily módon a gént a sejtmag belsejébe viszi, előnyösen Sanford (1988) cikkében leírt technika szerint.
Egy másik módszer növényi sejtek transzformálására a citoplazmatikus vagy sejtmagi mikroinjekció.
A találmány egy különösen előnyös megvalósítási módja szerint a növényi sejteket a találmány szerinti vektorral transzformáljuk a növényi sejteket fertőzni képes sejtgazdával, így lehetővé téve, hogy az eredetileg a fent említett vektor genomjában lévő, az érdeklődés tárgyát képező DNS-szekvencia ezeknek a növényi sejteknek a genomjába integrálódjon.
Előnyösen a fent említett, alkalmazott sejtgazda Agrobacterium tumefaciens, előnyösen Bevan (1984) és An és munkatársai (1986) cikkében leírt eljárások szerint, vagy még Agrobacterium rhizogenes, előnyösen Jouanin és munkatársai (1987) cikkében leírt eljárás szerint.
Előnyösen a növényi sejteket Agrobacterium tumefaciens Ti-tumorkeltő extrakromoszomális cirkuláris plazmidja T-régiójának átvitelével transzformáljuk egy bináris rendszer alkalmazásával (Watson és munkatársai).
Erre a célra két vektort hozunk létre. Az egyik vektorban a T-DNS-régiót delécióval eltávolítottuk a bal és jobb oldali szélső részek kivételével, és egy markergént inszertáltunk közéjük, hogy lehetővé tegye a növényi sejtekben történő szelekciót. A bináris rendszer másik partnere egy segítő Ti-plazmid, azaz egy módosított plazmid, amelyben már nincsen T-DNS, de tartalmazza a növényi sejt transzformálásához szükséges v/r-virulenciagéneket. Ezt a plazmidot Agrobacteriumban tartjuk fent.
Az AMS-gén és az érdeklődés tárgyát képező gén egyesíthető egymással, vagy mindegyik külön-külön egy transzkripciós ellenőrző rendszerrel, előnyösen egy promoterrel és egy transzkripciós terminátorral.
Az AMS-gén előnyösen egyesíthető egy transzkripcionális ellenőrző rendszerrel, amely egy, a portokban történő specifikus expressziót lehetővé tevő promoterből, például az A3- vagy A9-promoterekből (WO
11379) vagy a TA29-, TA26- vagy TA13-promoterekből (WO 89 10396) áll.
Az alkalmazható és megemlíthető transzkripciós terminátorok: karfiol mozaíkvírusának (CaMV) polyA 35Stermínátora, amelyet Franck és munkatársai (1980) írtak le a cikkükben, vagy a polyA NOS-terminátor, amely Agrobacterium tumefaciens nopalin törzs Ti-plazmidja nopalin-szintetáz-génje 3’-nemkódoló régiójának felel meg (Depicker és munkatársai, 1982).
A különösképpen említésre méltó, az érdeklődés tárgyát képező génnel egyesítve alkalmazható transzkripciós promoterek például a következők:
- a 35S-promoter, vagy előnyösen a CaMV 35S kettős konstitutív promoter (35Sdp), amelyet Kay és munkatársai írtak le a cikkükben (1987);
- a retek kruciferingénjének PCRU-promotere, amely lehetővé teszi a találmány szerinti rekombináns polipeptidek expresszálását kizárólag a találmány szerinti eljárással transzformált sejtekből kapott növény magjaiban (vagy a szemeiben), amit Depigny-This és munkatársai írtak le (1992);
- a PGEA1- és PGEA6-promoterek, amelyek megfelelnek Arabidopsis thaliana GEA1, illetve GEA6 magi raktározó fehérjegének 5’-nemkódoló régiójának (Gaubier és munkatársai, 1993), és amelyek a magokban történő specifikus expressziót teszik lehetővé;
- az SPP-szuperpromoter kiméra promoter (Ni M. és munkatársai, 1995), amely Agrobacterium tumefaciens octopin-szintáz-gén promotere transzkripciós aktivátor eleme háromszoros ismétlésének fúziójából, mannopin-szintáz-gén promoterének transzkripciós aktivátor eleméből és Agrobacterium tumefaciens mannopin-szintáz promoteréből áll;
- rizs aktinpromoterét követő rizs aktinintron (RAP-RAI) a McElroy és munkatársai által leírt (1991) pAct1-F4-plazmidban;
- árpa HMWG- (high molecular weight glutenine, nagy molekulasúlyú glutenin) promoter (Anderson O. D. és munkatársai, 1989);
- kukorica γ-zein génjének promotere (Pyzein), amelyet a PY63-plazmid (Reina és munkatársai, 1990) tartalmaz, és amely lehetővé teszi a kukoricamagok fehérjéjében való expressziót.
Előnyösen a hímsterilitásért felelős gént és az érdeklődés tárgyát képező gént kombináljuk egy vagy több, olyan peptidet kódoló szekvenciával, amely peptid a rekombináns polipeptideknek a növényi sejt egy előre meghatározott kompartmentjébe, előnyösen az endoplazmás retikulumba vagy a vakuólumokba vagy a sejt külső részébe, a pektocellulózfalba vagy az apoplazmának is nevezett extracelluláris térbe történő irányításáért felelős.
Ezek az irányítópeptidet kódoló szekvenciák lehetnek növényi, humán vagy állati eredetűek.
A növényi eredetű irányítófehérjét kódoló szekvenciák, amelyek itt megemlíthetők, a következők:
HU 224 706 Β1
- a 69 nukleotidból álló nukleotidszekvencia (az alábbi példákban feltüntetve), amely az édesburgonyában a sporamin-A 23 aminosavból álló prepeptidjét (szignálpeptid) kódolja, amely szignálpeptiddel lehetővé válik, hogy a találmány szerinti rekombináns polipeptidek belépjenek a találmány szerint transzformált növényi sejtek kiválasztórendszerébe (nevezetesen jórészt az endoplazmás retikulumba);
- a 42 nukleotidból álló nukleotidszekvencia (az alábbi példákban feltüntetve), amely az édesburgonyában a sporamin-A vakuolairányító N-terminális propeptidjének 14 aminosavát kódolja, és amely lehetővé teszi a találmány szerinti rekombináns polipeptidek felhalmozását a találmány szerint transzformált növényi sejtekben;
- a 111 nukleotidból álló nukleotidszekvencia (az alábbi példákban feltüntetve), amely a sporamin-A 37 aminosavból álló prepropeptidjét kódolja, amely a fent említett szignálpeptid 23 aminosavát tartalmazza az N-terminális résztől a C-terminális felé, amelyet a 14 aminosavból álló fent említett propeptid követ, és ezzel a prepropeptiddel a találmány szerinti rekombináns polipeptidek képesek belépni a találmány szerint transzformált növényi sejtek kiválasztórendszerébe és felhalmozódni vakuólumokban. Az előbb említett három szekvenciát Murakami és munkatársai (1986) és Matsuoka és munkatársai (1991) közölték;
- az árpa lektinjének karboxiterminális propeptidje, amelyet elsősorban Schroeder és munkatársai (1993) és Bednarek és munkatársai (1991) közöltek;
- és a PRS (pathogenesis-related protein, patogenezissel társult fehérje, Cornelissen és munkatársai, 1986), amely a szekréciót teszi lehetővé.
Az itt szintén megemlíthető, irányítópeptidet kódoló egyik szekvencia a KDEL-, SEKDEL- és HDEL-peptidek C-terminális végét kódolja, és az endoplazmatikus retikulumba irányít.
A találmány szerint transzformálható növényi sejtek közül példaképpen kiemelhetők a repce, dohánynövény, kukorica, borsó, paradicsom, sárgarépa, búza, árpa, burgonya, szójabab, napraforgó, saláta, rizs és lucerna.
A növényi sejt genomjába integrálandó szóban forgó gének lehetnek előnyösen humán vagy állati eredetű fehérjéket kódoló gének gyógyászati vagy kórmegelőző jelentőséggel, mint például kollagén, gyomoreredetű lipáz stb.
Az alkalmazott markergének lehetnek előnyösen antibiotikumrezisztenciát hordozó gének, például higromicin, kanamicin, bleomicin vagy sztreptomicin, vagy növényirtószer-rezisztenciát hordozó gének, például glufozinát, glifozát vagy bromoxinil.
Példák
Több plazmidot hoztunk létre és ligáltunk, és előzőleg kompetenssé tett Escherichia coli DH5a baktériumokat transzformáltunk a szokásos rekombináns DNStechnikák alkalmazásával (Sambrook és munkatársai,
1989).
1. példa
Repce transzgenezisében alkalmazható bináris plazmid készítése, amely egyesíti a PR-glukanázt kódoló gén közvetítette hímsterilitást, kutya gyomoreredetű lipázának termelését, kanamicinen és bastán történő szelekciót
A pGA492 „bináris” plazmidszármazéka (An, 1986), amely a következő szekvenciákat tartalmazza az Agrobacterium tumefaciens pTiT37-plazmidból származó jobb és bal oldali határolórészek közötti szállító DNSszakaszban: a nopalin-szintázt kódoló nos-gén konstitutív promoterét (Depicker és munkatársai, 1982), a kanamicinrezisztenciát biztosító neomicin-foszfotranszferázt kódoló NPTII-gént kódoló szekvenciát (Berg és Berg, 1983), amely szekvencia első nyolc kodonja deletálva van, beleértve a metionin ATG startkodont, és fuzionáltatva van a nos-gént kódoló szekvencia első 14 kodonjának szekvenciájához (Depicker és munkatársai, 1982), a nos-gént kódoló szekvenciát, amelyben azonban hiányzik az első 14 kodon, a nos-terminátort (Depicker és munkatársai, 1982), a többszörös klónozóhelyet tartalmazó régiót (amelyet polilinkernek is hívnak) (Hindlll-Xbal-Sacl-Hpal-Kpnl-Clal-Bglll), és amelyik megelőzi a CAT-gént, amely kloramfenikol-acetiltranszferázt kódol (Close és Rodriguez, 1982) és az Agrobacterium tumefaciens pTiA6-plazmid hatos génjének terminátorszekvenciáit (Liu és munkatársai, 1993).
a) Hímsterilitást biztosító gént tartalmazó pBIOCőOO-plazmid készítése A pDW80PR-ben lévő „A9-PR-glukanáz-T35S-promoternek” megfelelő kiméra gént alkalmaztuk (Worall és munkatársai, 1992). Az ezt a kiméra gént hordozó Kpnl/EcoRV fragmenst Kpnl és EcoRV enzimekkel történt kettős enzimes emésztéssel izoláltuk, elektroelúcióval tisztítottuk az elektroforetikus migrációt követve 0,8%-os agarózgélen, alkohollal kicsapva és azután szárítva. A Stratagene pBluescript KS+ jelű plazmidjának Kphl és Smal helyeire inszertáltuk. A ligálást 14 °C-on 16 órán keresztül végeztük 100 ng defoszforilált plazmid és 50 ng Kpnl/EcoRV fragmensek alkalmazásával 10 μΙ-es reakcióelegyben 1 μΙ 10*T4-DNS-ligáz pufferben (Amersham) és 2,5 U T4-DNS-ligáz enzim (Amersham) jelenlétében. Kompetens Escherichia coli DH5a baktériumokat transzformáltunk. A képződő, milliliterenként 50 pg ampicillint tartalmazó táptalajon szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízissel extraháltuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk. A képződő plazmid Kpnl/Sstl fragmensét, amely a fent említett kiméra gént hordozza, bevittük pGA492 Kpnl és Ssíl helyei közé. A kiméra fragmenst a hagyományos eljárásokkal izoláltuk. A ligálást 14 °C-on 16 órán keresztül végeztük 100 ng defoszforilált vektor és 50 ng Kpnl/Sstl fragmenst tartalmazó fragmens alkalmazásával 10 ml reakcióelegyben 1 μΙ 10*T4-DNS-ligáz pufferben (Amersham) és 2,5 U T4-DNS-ligáz en6
HU 224 706 Β1 zim (Amersham) jelenlétében. Kompetens Escherichia coli DH5a baktériumokat transzformáltunk. A képződő, milliliterenként 12 pg tetraciklint tartalmazó táptalajon szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízissel extraháltuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk. A képződő vektort pBIOC500-nak neveztük el.
b) Bastával szemben rezisztenciát biztosító gént hordozó pBIOC501 -plazmid készítése
A plB16.1-plazmidból (Broerés munkatársai, 1988) izolált, kiméra „P35S-pat-TNOS”-gént hordozó EcoRl/Hindlll fragmenst egy, a polilinkerszekvenciában a Smal helybe bevitt Kpnl hely bevitelével módosított pBSIISK+ (eredeti formájában a Stratagene árusításában) EcoRI és Hindlll helyei közé inszertáltuk. A képződő plazmidot pBIOC501-nek neveztük. A képződő, milliliterenként 50 pg ampicillint tartalmazó táptalajon szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízissel extraháltuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk.
c) Kutya gyomoreredetű lipázát kódoló gént hordozó PBIOC502-plazmid készítése
A WO 9633277 számú szabadalmi leírásban közzétett pBIOC93-ból izolált „PCRU-PSLGL-LGCT35S”-nek megfelelő kiméra gén egy, Saci és Xhol enzimekkel történő kettős emésztéssel kapott fragmensen található, a Saci helyet T4-DNS-polimeráz enzim (New England Biolabs) működésével helyreállítva a gyártó útmutatása alapján. Ezt a fragmenst a pBIOC501-plazmid T4-DNS-polimeráz enzimmel kezelt Apai helye és Xhol helye közé inszertáltuk. A képződő plazmidot pBIOC502-nek neveztük. A képződő, milliliterenként 50 pg ampicillint tartalmazó táptalajon szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízissel extraháltuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk.
d) A pBIOC503 bináris vektor elkészítése
A „PCRU-PSLGL-LGC-T35S” és „P35S-pat-TNOS” expressziós kazettákat hordozó Kpnl-fragmenst pBIOC502-ből izoláltuk és pBIOC500 Kpnl helyére ligáltuk. A képződő plazmidot pBIOC503-nak neveztük. A képződő, milliliterenként 12 pg ampicillint tartalmazó táptalajon szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízissel extraháltuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk.
A pBIOC503-plazmid DNS-ét direkt transzformációval bevittük Agrobacterium tumefaciens LBA4404 törzsébe Holster és munkatársai (1978) eljárása szerint.
2. példa
Repce transzgenezisében alkalmazható barnázt kódoló gén közvetítette hímsterilitást kutya gyomoreredetű lipáztermelésével, kanamicinen és bastán való szelekcióval egyesítő bináris plazmid készítése
a) Hímsterilitást biztosító gént hordozó pBIOC504-plazmid készítése A pWP173-ban (Paul és munkatársai, 1992) lévő „A9-barnáz-T35S-promoternek” megfelelő kiméra gént alkalmaztuk. Az ezt a kiméra gént hordozó Kpnl/EcoRV fragmenst inszertáltuk a pBluescript KS+ jelű plazmid (Stratagene) Kpnl és Smal helyeibe. A fent említett kiméra gént hordozó Kpnl/Sstl fragmenst a képződő plazmidból nyertük, és pGA492 Kpnl és Ssíl helyeibe vittük be. A képződő vektort pBIOC504-nek neveztük. A képződő, milliliterenként 50 pg ampicillint tartalmazó táptalajon szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízissel extraháltuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk.
b) Bastára rezisztenciát biztosító gént hordozó
PBIOC501-plazmid elkészítése
A vektort az 1. példa b) részében leírtak alapján készítettük el.
c) Kutya gyomoreredetű lipázát kódoló gént hordozó pBIOC502-plazmid elkészítése
A pBIOC502-vektort az 1. példa c) részében leírtak alapján készítettük el.
d) A pBIOC505-vektor elkészítése
A „PCRU-PSLGL-LGC-T35S” és „P35S-pat-TNOS” expressziós kazettákat tartalmazó Kpnl-fragmenst a pBIOC502-ből izoláltuk és a pBIOC504 Kpnl helyére ligáltuk. A képződő plazmidot pBIOC505-nek neveztük. A képződő, milliliterenként 50 pg ampicillint tartalmazó táptalajon szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízissel extraháltuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk.
A pBIOC505-plazmid DNS-ét direkt transzformációval bevittük Agrobacterium tumefaciens LBA4404 törzsébe Holsters és munkatársai (1978) eljárását követve.
3. példa
Transzgenikus repcenövények előállítása
Tavaszi repce (Brassica napus cv WESTAR vagy Limagrain vonalak) magját 40 percen keresztül 15%-os Domestos oldatban fertőtlenítettük. Négyszeri, steril vízzel történő öblítést követően a magokat elültettük, egy-egy 7 cm átmérőjű és 10 cm magasságú virágcserépbe 20 magot ültettünk Murashige és Skoog (Sigma M 5519) ásványi tápközegbe, amely 30 g/l szacharózt tartalmaz, és amelyet 5 g/l agargéllel szilárdítunk. A virágcserepeket azután 26 °C-os tenyésztőkamrába helyezzük 16h/8h fotoperiódussal 80 pE.m_2.S_1 fényerősséggel.
Ötnapi csíráztatás után a szikleveleket sterilen összegyűjtöttük a levélnyélnek körülbelül 1 mm-rel a sziklevélcsomó feletti elvágásával.
Ezzel párhuzamosan a bináris plazmidokat tartalmazó Agrobacterium tumefaciens LBA4404 törzset előtenyésztjük 28 °C-on 36 órán keresztül 50 ml-es Erlenmeyer-lombikban az alkalmazott törzs szelektálására alkalmazható antibiotikummal kiegészített 10 ml 2YT-baktérium táptalajban (Sambrook és munkatársai, 1989).
Ezt az előtenyésztést alkalmazzuk ugyanilyen körülmények között 1%-os koncentrációnál egy új baktériumkultúra kialakítására. Tizennégy óra múltán a kultúrát lecentrifugáljuk 3000 g-vel 15 percen keresztül, és a baktériumokat azonos mennyiségű folyékony csíráztató tápközegben vesszük fel. A szuszpenziót szétosztjuk 5 cm-es Petri-csészékbe 5 ml/csésze rátával.
A nyél levágott végét néhány másodpercre az ily módon készített agrobaktériumokat tartalmazó oldatba
HU 224 706 Β1 merítjük, majd ezután a levélnyelet néhány milliméternyíre a regenerációs tápközegbe szúrjuk. Ez a tápközeg ugyanolyan alap-összetételű, mint a csíráztató tápközeg, azzal a kivétellel, hogy még 4 mg/l benzil-amino-purint (BAP) tartalmaz, amely egy, az új rügyek képzését elősegítő fitohormon. Tíz explantátumot (sziklevelet nyéllel) termesztünk egy 9 cm átmérőjű Petri-csészében (Greiner, kát. sz. 664102).
Kétnapos, a csíráztatáshoz hasonló környezeti körülmények között végzett együtt termesztés után az explantátumokat átültetjük növényültetéshez használt tálcákra (Sigma, kát. sz. P1552), amelyek az előző tápközeget tartalmazzák kiegészítve egy szelekciós anyaggal: 45 mg/l kanamicin-szulfát (Sigma, kát. sz. K4000) és egy bakteriosztatikus anyaggal: egyhatod súlyarányban clavulánsav káliumsója és öthatod súlyarányban amoxicillin nátriumsója (injekciózható Augmeritin®) 600 mg/l rátával.
Kétszer egymás után háromhetes szünettel az explantátumokat steril körülmények között új tápközegre ültetjük át ugyanolyan körülmények közé.
A második vagy harmadik átültetés végén megjelenő zöld rügyeket leválasztjuk az explantátumokról, és egyenként termesztjük 5 cm átmérőjű és 10 cm magas átlátszó virágcserepekben, az előzővel azonos, de BAP nélküli tápközegben. Háromheti tenyésztés után a transzformált rügy szárát levágjuk, és a rügyet áthelyezzük egy új virágcserépbe, friss tápközeggel. Három-négy hét elteltével a gyökerek eléggé kifejlődnek ahhoz, hogy a csíranövény fitotronban akklimatizálódni tudjon. A nem zöld vagy gyökeres rügyeket eltávolítjuk, Ezeket a csíranövényeket azután vízzel telített komposzttal (NF U44551 standard: 40% barna tőzeg, 30% szitált hangás talaj és 30% homok) töltött 7 cm oldalú virágcserépbe ültetjük át. Kéthetes fitotronban történő akklimatizálódás után (hőmérséklet: 21 °C, fotoperiódus: 16h/8h és 84% relatív páratartalom), a csíranövényeket átültetjük lassú felszabadulású trágyával (4 g Osmocote/I komposzt) kiegészített, ugyanolyan komposzttal töltött 12 cm átmérőjű virágcserepekbe, és üvegházba (S2 osztályú) vittük, a hőmérsékletet 18 °C-ra állítottuk, és a csíranövényeket naponta kétszer, minden egyes alkalommal két-két percig öntöztük.
Amint a virágok megjelentek, a keresztmegtermékenyítés megakadályozása érdekében zacskóba csomagoltuk azokat (Crispac, kát. sz. SM 570γ 300 mm-700 mm).
A becőterméseket beérésükkor begyűjtjük, szárítjuk, majd kicsépeljük. A kapott magokat használjuk a kérdéses gén biokémiai aktivitásának vizsgálatára.
A transzgenikus utódot 100-150 mg/l (a genotípustól függően) koncentrációjú kanamicin-szulfát-tartalmú táptalajon történő csíráztatással szelektáljuk. A kivitelezési körülmények azonosak a fentiekben leírtakkal azzal a kivétellel, hogy a csíráztatást üvegcsőben végezzük, csövenként egyetlen magot alkalmazva. Csak azokat a csíranövényeket akklimatizáljuk fitotronban az üvegházba történő kiültetés előtt, amelyek másodlagos gyökereket fejlesztettek az első három hét alatt.
4. példa
Transzgenikus dohánynövények előállítása
A transzformációs kísérletekhez használt dohánynövényeket (Nicotiana tabacum var. Xanthi NC és PBD6) in vitro termesztjük Murashige és Skoog (1962) alaptápközegen, amely ezenkívül még Gamborg és munkatársai (1968) vitaminokat (Sigma, kát. sz. M0404), 20 g/l szacharózt és 8 g/l agart (Merck) tartalmaz. A tápközeg pH-ját 5,8-re állítjuk kálium-hidroxidoldattal 120 °C-on 20 percig történő autoklávozás előtt. A dohánycsíranövényeket 30 naponként átültetjük szártagok közti vágásokkal erre az MS20 tenyésztő tápközegre.
Minden in vitro kultúrát légkondicionált, zárt területen tartunk a következőkben meghatározott feltételek mellett:
- 30 pE.m_2.S“1 fényerősség, 16 órás fotoperiódus;
- a hőmérsékleti periódus: nappal 26 °C, éjjel 24 °C.
Az alkalmazott transzformációs technika Horsch és munkatársaitól (1985) származik.
A bináris plazmidokat tartalmazó Agrobacterium tumefaciens LBA4404 törzset 28 °C-on 48 órán keresztül előtenyésztjük rázatással a megfelelő antibiotikumokkal (kanamicin) kiegészített LB-tápközegben (Sambrook és munkatársai, 1989). Az előtenyésztett kultúrát azután 1/50 arányban kihígítjuk ugyanavval a tápközeggel, és ugyanolyan feltételek mellett tenyésztjük. Egy éjszakán keresztül történő inkubációt követően a kultúrát lecentrifugáljuk (3000 g, 10 perc), és a baktériumokat azonos mennyiségű folyékony MS30-tápközegben (30 g/l szacharóz) vesszük fel, majd ezt a szuszpenziót 1/10 arányban hígítjuk.
Körülbelül egy cm2 nagyságú explantátumokat vágunk a fent leírt csíranövények leveleiből. Ezeket azután érintkezésbe hozzuk a baktériumos szuszpenzióval egy órán keresztül, majd ezután szűrőpapíron gyorsan leszárítjuk és a termesztő tápközegre helyezzük (szilárd MS30).
Két nap múlva az explantátumokat Petri-csészékre, MS30 regenerációs tápközegre visszük, a tápközeget egy szelekciós anyaggal kiegészítve, azaz kanamicinnel (2000 mg/l), egy bakteriosztatikus anyaggal, azaz Augmentin®-nel (400 mg/l), és a rügyek indukálásához szükséges hormonokkal (1 mg/l BAP és 0,1 mg/l ANA). Kéthetes tenyésztés után az explantátumokat ugyanerre a tápközegre ültetjük át. Újabb két hét múlva a rügyeket kanamicinnel és Augmentinnel kiegészített MS20-tápközegből álló kifejlesztő tápközegre ültetjük át Petri-csészékbe. Tizenöt nap múlva a rügyek felét átültetjük. A gyökeresedés körülbelül 20 napot vesz igénybe, amely végén a csíranövények szártag közötti vágásokkal klónozhatok, és üvegházba vihetők.
5. példa
A transzpozázforrás készítése
Egy bináris plazmidot hoztunk létre, amely hordozta rögzített transzpozáz egy forrását a 35S-promoter alatt, mivel ez utóbbiról bebizonyosodott, hogy ennek a
HU 224 706 Β1 transzpozáznak erős és korai expresszióját okozza (Finnegan és munkatársai, 1993).
Ennek érdekében a pBI35S-Ac (Finnegan készítette) BamHI/EcoRI fragmensét a pBI121 (Jefferson és munkatársai, 1987) BamHI és SnaBI helyeibe klónoztuk. A képződő, pBIOS144-nek nevezett plazmid a bal és a jobb határolószakaszai között tartalmazza a kanamicin-rezisztenciagént, azaz az NPTII-t a nos-promoter és terminátor irányítása alatt, az Ac-elemet, amelynek 5’-része deletálva lett, és amelyik a 35S-promoter ellenőrzése alatt áll, és amely így alkotja a rögzített transzpozáz forrását, és E. coli β-glükuronidázát kódoló gén (GUS-gén, a 3. ábrában dél GUS jellel jelölve) ö’-részének 1400 bázispárját, és végül a nos-terminátort.
6. példa
A Ds:KanaR-AMS-elem elkészítése
Ennek a vektornak az elkészítéséhez vezető egymás utáni lépések a következők:
a) A kanamicin-rezisztenciagént hordozó pBIOC203-plazmid elkészítése
A pCamVNEO (Fromm és munkatársai, 1986) 1 kb nagyságú BamHI-fragmensét (az NPTII-génnek felel meg) a pBIOSI (Perez és munkatársai, 1989) BamHI helyére inszertáltuk. A képződő pBIOS-1K-vektort EcoRl-gyel emésztettük. A BIOS-1K-ból származó EcoRIfragmenst Klenow-polimerázzal tompa végűvé alakítottuk, és az AF-3Ac-plazmid (Cocherel és munkatársai, 1996) EcoRI helyére klónoztuk, így alakítva ki a pBIOS203-at.
b) Az AMS-gént hordozó pBIOS208-plazmid elkészítése
A pBGS-phleo-vektor EcoRI-fragmensét, amely az Ac-elem 5'-végéből 399 bázispárt tartalmaz (Cocherel és munkatársai, 1996), pBSsk (Stratagene) EcoRI helyére klónoztuk, így alakítva ki a pBIOS204-et.
A pBIOS203-ból származó EcoRI/HindlII fragmenst (amely az AC 3’-végéből és az NPTII-kazettából áll) klónoztuk pBSsk EcoRI-H/ndlII helyeire, így alakítva ki a pBIOS205-öt.
A pBIOS204-ből származó Smal-fragmenst (az Ac 5'-vége) a pBIOS205 Smal helyére klónoztuk, így alakítva ki a pBIOS206-ot.
Az A9-promoter és a CaMV-terminátor ellenőrzése alatt álló PR-glükanázgént (PR-Glu) tartalmazó DW80bin-PRglukanázból (Worall és munkatársai, 1992) származó Sphl-fragmenst pBIOS206 EcoRI helyére klónoztuk. A képződő plazmidban, azaz a pBIOS208-ban, az A9-PR-glükanázgént ellentétes orientációban inszertáltuk az NPTII-génhez.
c) A Ds:KanaR-AMS-elem inszertálása a bináris vektorba
A pGA492DL-vektort a pGA492-n (G. An.) végrehajtott következő módosítások után kaptuk:
- a kiméra NPTII-gént expresszáló kazettának megfelelő Sacll/Clal fragmens deléciója. Ezt az új vektort neveztük pGA492D-nek;
- a pGA492D Bglll/Scal fragmensének helyettesítése (a CAT-gén egy részének elvesztése) a pBSIIsk Sacl/Kpnl polilinkerével. Ezt az új vektort jelöltük pGA492DL-nek.
A pBIOS208-ból származó HindiIl/Spel fragmenst a pGA492DL HindUUSpel helyeire klónoztuk, hogy létrehozzuk a bináris pBIOS232-plazmidot. Ennek a T-DNS-nek a szerkezetét az 1. és a 2. ábrák diagramjain mutatjuk be.
7. példa
Paradicsom transzformációja és szelekciója a) Paradicsom (UC82B változat) transzformációja az elkészített bináris vektorral
A pBIOS232 bináris vektort bevittük Agrobacterium LBA4404 törzsébe háromszülős konjugációval, Ditta és munkatársai által leírt technika szerint.
A paradicsomot J. Fillatti technikájának módosított változata szerint transzformáltuk:
Az UC82B kultúrnövény magjait 15 percig 10%-os Domestosban fertőtlenítjük, majd háromszor steril vízzel öblítjük.
Ezután a magokat MSSV/2 jelű termesztő tápközeget tartalmazó virágcserepekbe ültetjük hét vagy nyolc napra.
A szikleveleket eltávolítjuk és átlósan három részre vágjuk. Csak a központi részt tartjuk meg, ezzel a résszel kultúrát készítünk 26 °C-on, fényben, Acetosyringone-nal kiegészített KCMS-tápközegen, az alsó felülettel a tápközeg felé.
Agrobacterium LBA4404 törzset egy éjszakán keresztül tenyésztünk a megfelelő szelekciós anyaggal (tetraciklin) kiegészített LB-tápközegben. A következő napon a tenyészetet lecentrifugáljuk, és a képződő üledéket folyékony KCMS-tápközegben vesszük fel.
Az explantátumokat körülbelül 30 percig Acetosyringone-nal kiegészített KCMS-tápközeggel 1/20 arányban hígított Agrobacterium-tartalmú oldatba áztatjuk, majd szűrőpapíron gyorsan megszárítjuk.
Az explantátumokat azután:
- áthelyezzük ugyanarra a KCMS-tápközegre két napig, sötétben és 26 °C-on;
- Augmentinnel (400 mg/l) kiegészített folyékony 2Z-tápközegben mossuk és szűrőpapíron szárítjuk;
- áthelyezzük 400 mg/l Augmentint és 100 mg/l kanamicint tartalmazó szilárd 2Z-tápközegre, fényben 26 °C-on tenyésztjük; és
- átültetjük friss 2Z-tápközegre két héttel később. Az első rügyek három héttel a kiültetés után jelennek meg. Amikor elérik a körülbelül 1 cm-es nagyságot, leválasztjuk az explantátumról és átültetjük Dev-tápközegre, ahol a gyökerek egy vagy két héten belül megjelennek, amennyiben megfelelően lettek transzformálva.
Amikor megfelelően kigyökeresedtek, átültetjük Jiffy-7 földbe (AS Jiffy Products) fitotronba, ahol gyorsan akklimatizálódnak.
Amint a gyökérrendszer a „Jiffy”-ben jól kifejlődött, a növényeket 12 cm átmérőjű virágcserepekbe, majd pedig 30 cm átmérőjű tartókba ültetjük és üvegházban termesztjük egy tápoldattal (hígított 5 kg/50 I oldat, 1,6%-ban adagolva) automatikusan öntözve.
HU 224 706 Β1
b) A pBIOS144 vagy pBIOS232 T-DNS-ét tartalmazó elsődleges transzformánsok molekuláris analízise
Amikor a transzformált növények elegendően kifejlődtek az üvegházban, körülbelül 5 g levelet eltávolítunk, hogy a DNS-üket kivonjuk, amelyet azután Southern-blot-eljárással analizálunk a jelenleg alkalmazott eljárások szerint (Sambrook és munkatársai).
Minden növényből származó DNS-t H/nólll enzimmel emésztettünk. Futtatás és nitro-cellulóz-membránra való átvitel után a DNS-mintákat számos próbával hibridizáltuk, amelyek lehetővé teszik a vizsgálatát:
- az inszertálódott T-DNS-kópiák számának,
- hogy az egész T-DNS inszertálódott-e,
- a határolórészeken kívüli szekvenciák jelenlétének vagy hiányának.
Miután ezeket a molekuláris vizsgálatokat elvégeztük, csak azokat a növényeket választjuk ki, amelyek egyetlen, ép T-DNS-t tartalmaznak a határolórészeken kívüli egyéb szekvenciák nélkül.
Ugyanezt az eljárást hajtottuk végre paradicsomsejtek pBIOS144-plazmiddal való transzformálásakor és a transzformált növények kiválogatásakor.
8. példa
A rögzített transzpozáz forrásának megállapítása
Amint a rögzített transzpozáz forrását integráltuk a növényekbe, vizsgálatokat végeztünk annak ellenőrzésére, hogy képes-e aktiválni egy „Ds”-elemet. Ennek érdekében a pBIOS144-plazmidot tartalmazó kiválasztott növényeket keresztezzük olyan növénnyel, amely egy próba Ds-elemet tartalmaz, amelynek kivágódása helyreállítja a Gus-gén (β-glükuronidáz) aktivitását. Ezt a Ds-elemet két lépésben készítettük el:
- a pBIOS206-ból származó Bglll/Spel fragmenst, amely megfelel Ds::KanaR-nek, inszertáltuk pBI221 (Clontech) BamHI/Xőal helyeire, így előállítva a pBIOS226-ot.
Az egész pBIOS226-plazmidot inszertáltuk azután pGA492DL Hindlll helyére. A képződő bináris plazmid, azaz a pBIOS228 tartalmazza a bal és a jobb határolórészek között a Ds::KanaR-t a 35S-promoter és a Gus-gén kódolórésze között.
Ennek a Ds::KanaR-nek bármilyen kivágódása a Gus-reportergén expressziójában nyilvánul meg. A Gus-vizsgálati eljárást (Jefferson és munkatársai) egy ilyen típusú keresztezés F1 nemzedékén végeztük el a transzpozázt tartalmazó különböző vonalak hatékonyságának megállapítására. Kék foltokat figyeltünk meg a „transzpozáz vonal és a „Ds-próba vonal keresztezéséből származó növények sziklevelein és levelük egyes területein. A foltok és a területek száma a növényen bizonyítja a transzpozázforrás hatékonyságát ezekben a növényekben.
9. példa
Rögzített transzpozázzal rendelkező vonalak előállítása
Az egyetlen kópiával rendelkező, a határolórészeken túl más szekvenciákat nem tartalmazó transzformánsokat, amelyeket az előző példában leírt módon választottunk ki és pozitívként értékeltünk ki, két egymást követő önmegtermékenyítésnek vetettük alá. A T2 magok csoportjait egymástól függetlenül gyűjtöttük be.
A kanamicinrezisztenciára való szegregációt minden egyes T2 esetében kiértékeltük, hogy a homozigóta magok csoportjait kimutassuk. Mindegyik csoportból néhányszor harminc magot üvegházban talajba ültettünk. Tizennyolc nappal az ültetés után 400 mg/l kanamicinoldatot permetezünk a csíranövényekre három napig (Weide és munkatársai). Öt nappal később könnyen azonosíthatók a kanamicinre szenzitív növények. A transzgénre homozigóta növények csoportjai a rezisztens és szenzitív növények szegregációja alapján és egy domináns gén mendeli szegregációjával való egyezés alapján azonosíthatók. Ezek azok a csoportok, amelyeket előnyösen fenntartunk és a Ds::KanaR-AMS-elemet tartalmazó növényekkel történő keresztezésekhez alkalmazunk.
10. példa
A homozigóta „transzpozáz” vonalak keresztezése
Ds::KanaR-AMS-vonalakkal
A kiválasztott elsődleges transzformánsok (egyetlen kópia, a határolórészeken túl más szekvencia nélkül) termékenyítőképességét kiértékeljük, amint virágozni kezdenek az üvegházban, növényenként egy vagy két virág portokcsövének kármin-ecetsavval festett harántirányú metszeteinek mikroszkópos vizsgálatával. A kiértékelés eredményeképpen csak azokat a hímsteril növényeket tartottuk meg, amelyekben egyáltalán nem volt pollen.
A Ds::KanaR-AMS-t hordozó steril növényeket Ac-transzpozázt expresszáló vonalakból származó pollennel termékenyítjük meg. A termést begyűjtjük, és a magokat eltávolítjuk.
11. példa
A-A kivágódási esemény azonosítása az F1 növényekben
A transzpozázforrást hordozó növények és a DS::KanaR-AMS-t hordozó növények keresztezéséből származó magokat üvegházban komposztba ültetjük. Szikleveles állapotban csíranövényenként egy sziklevelet eltávolítunk a DNS-ük gyors kivonása érdekében (Lassnerés munkatársai, 1989), majd a DNS-sel PCRvizsgálatot végzünk A9a- és A9b-oligonukletidok alkalmazásával (1. ábra). Az alkalmazott PCR-körülmények a következők:
DNS: 40 ng (vagy 10 μΙ-es mikroextrakció) oligo A9a (10 pmol/μΙ): 3 μΙ oligo A9b (10 pmol/μΙ): 3 μΙ
10*puffer: 10 μΙ dNTP keverék (5 mM): 4 μΙ
Promega Taq: 0,4 μΙ mM MgCI2: 8 μΙ
H2O: 100 μΙ-re kiegészítve
A reakciókat Perkin 9600 készülékben végeztük.
HU 224 706 Β1
Kétperces, 95 °C-on végzett denaturációt követően a következő felállításéi ciklusból negyvenet hajtunk végre:
denaturáció 94 °C-on
30” hibridizáció 55 °C-on
T30 lánchosszabbítás 72 °C-on
A vizsgálattal az volt a célunk, hogy gyorsan azonosítsuk az AMS-gént hordozó növényeket (800 bázispár nagyságú sáv a PCR-termékben), összehasonlítva azokkal, amelyek ezt nem tartalmazzák (nincs sáv a PCR-termékben). Az AMS-gént tartalmazó növényeket újraültetjük, és virágzásuk ideje alatt a termések megjelenését, amely szomatikus kivágódás egy vagy több területét jelezheti, figyelemmel kísérjük. Az F1 növények terméseinek vizsgálata vagy a Ds reinszertálódása nélküli kivágódást mutat, vagy kivágódást követő reinszertálódást, amely az aktivitás elvesztésével jár.
Ennek kimutatása érdekében az ezekből a termésekből származó magokat eltávolítottuk és elvetettük. Ezen növények PCR-rel történt molekuláris vizsgálatát elvégeztük annak kimutatására, hogy ezek többé nem tartalmazzák a Ds::KanaR-AMS-t, de tartalmazzák a T-DNS és/vagy az érdeklődés tárgyát képező gén hegét („forradásának nyomát”; „scar”). Ennek vizsgálata érdekében minden csíranövényről egy sziklevelet eltávolítunk és gyorsan kivonjuk a DNS-t.
Ennek a DNS-nek egy részét kivesszük, hogy két PCR reakciót végezzünk vele:
- Egy reakciót EM1- és EM5-oligonukleotidok alkalmazásával (2. ábra).
Az alkalmazott PCR-körülmények a következők:
DNS: 40 ng (vagy 10 μΙ mikroextrakció) oligo EM1 (10 pmol/μΙ): 3 μΙ oligo EM5 (10 pmol/μΙ): 3 μΙ
10xpuffer: 10 μΙ dNTP keverék (5 mM): 4 μΙ
Promega Taq: 0,4 μΙ mM MgCI2: 18 μΙ
BSA: 8 μΙ
Glicerin: 2,5 μΙ
H2O 100 μΙ-re kiegészítve
A reakciókat Perkin 9600 készülékben hajtottuk végre.
Kétperces 95 °C-on történő denaturációt követően a következő felállítású ciklusból negyvenet hajtunk végre:
30” denaturáció 94 °C-on
30” hibridizáció 62 °C-on
45” lánchosszabbítás 72 °C-on
Ez a vizsgálat lehetővé teszi annak kimutatását, hogy a csíranövény tartalmazza-e a T-DNS és/vagy az érdeklődés tárgyát képező gén hegét. Amikor a Ds-elem kivágódott, amennyiben önmagában a heg van jelen, egy körülbelül 300 bázispár nagyságú fragmens várható, amelyhez hozzá kell adni az érdeklődés tárgyát képező gén méretét.
- A másik reakciót 5Ή- és Ac12-oligonukleotidok alkalmazásával (3. ábra).
Az alkalmazott PCR-körülmények a következők:
DNS: 40 ng (vagy 10 μΙ mikroextrakció) oligo 5Ή (10 pmol/μΙ): 3 μΙ oligo Ac12 (10 pmol/μΙ): 3 μΙ 10xpuffer: 10 μΙ dNTP keverék (5 mM): 4 μ|
Promega Taq: 0,4 μΙ 25 mM MgCI2: 18 μΙ 100xBSA: 8 μΙ Glicerin: 2,5 μΙ H2O 100 μΙ-re kiegészítve
A reakciókat Perkin 9600 készülékben hajtottuk végre.
Kétperces 95 °C-on történő denaturációt követően a következő felállítású ciklusból negyvenet hajtunk végre:
30” denaturáció 94 °C-on
30” hibridizáció 62 °C-on
T30” lánchosszabbítás 72 °C-on
Ez a vizsgálat lehetővé teszi a transzpozázt kódoló gén hiányának kimutatását. Ha nincsen megsokszorozódott fragmens, a transzpozáz hiányzik. A transzpozáz jelenléte esetén egy 1,6 kb nagyságú sáv mutatható ki.
Azok a kivágódási eseményekből származó növények, amelyek most már csak a kérdéses gént tartalmazzák, a kanamicin-rezisztenciagén vagy a transzpozázt kódoló gént hordozó T-DNS nélkül pozitívak lesznek az első oligonukleotidkészlettel (EM1-EM5) és negatívak a másodikkal (5’H-Ac12).
Ezeken a növényeken végzett Southern-vizsgálat lehetővé teszi az érdeklődés tárgyát képező gén jelenlétének és a kanamicin-rezisztenciagén hiányának bizonyítását.
B - A szelekciós marker nélküli transzformánsok azonosítása
1. Anyagok
NPTII-próba
A pBIOS232-vektor NPTII-génje 1 kb fragmensének megsokszorozása a következő szekvenciájú Kana7- és Kana8-oligonukleotidokkal:
Kana7: GCTCGACGTTGTCACTGAAG
Kana8: CCCGGAAAACGATTCCGAAG
Az alkalmazott NPTII-gén Escherichia coli Tn5transzpozonjából lett izolálva (Berg és Berg, 1983).
Cat-intra-LB+intra-RB próbák
A két próba keveréke:
Cat-int-LB: a pGA492DL T-DNS-e Sall-fragmense, amely a bal határolórészt és a Cat-gén részét tartalmazza.
Int-RB: a pGA492 T-DNS-e Sall-fragmense, amely a jobb határolórészt tartalmazza.
A két próba együttesen megfelel a pGA492DL teljes T-DNS-ének, amely alapvektor a pBIOS232 elkészítéséhez, amelyet viszont a Ds::KanaR-AMS-növények létrehozásához használtunk.
2. Két aktív komponenst tartalmazó növények azonosítása és termesztése
A Ds::KanaR-AMS-t hordozó növény és a rögzített transzpozázforrást tartalmazó növény keresztezéséből származó F1 magokat előállítottuk és elvetettük. PCR-vizsgálatot hajtottunk végre 173 növény szikleveléből származó DNS-sel EM1- és EM5-oligonukleotidok
HU 224 706 Β1 alkalmazásával a fentiekben leírtak szerint. A vizsgálat azonosított 18 növényt, amelyekben EM1-EM5 alkalmazásával egy 350 bp nagyságú sáv sokszorozódott, így kimutatva a szomatikus kivágódási eseményeket, amelyek bebizonyítják a rendszer két elemének jelenlétét és működési képességét.
A rendszert egy, a Ds::KanaR-AMS-t hordozó, de az érdeklődés tárgyát képező gént nem tartalmazó T-DNS alkalmazásával fejlesztettük ki. Ezért az EM1és EM5-oligonukleotidokkal végzett sokszorozás eredményeként kimutatott kivágódási sáv körülbelül 350 bp nagyságú. Amikor az érdeklődés tárgyát képező gént inszertáltuk, ennek a sávnak a hosszúsága megnőtt ennek a génnek a nagyságával. Egy másik megvalósítási mód szerint alkalmazhatók az érdeklődés tárgyát képező génre specifikus oligonukleotidok is.
Ezt a 18 növényt 4 hónapon keresztül szántóföldön termesztettük. A virágokat rendszeresen megvizsgáltuk, hogy ellenőrizzük a portokok termékenyítőképességét, valamint a termések megjelenését szintén ellenőriztük. A 18 növényen kívül háromban termések csak néhány gócban jelentek meg. Ezek a növények ezek szerint kimérák voltak a hímsteril/hímsteril fenotípusra nézve. Ezen növények terméseit begyűjtöttük gócról gócra, feljegyezve a gócok elhelyezkedését a növény egészéhez képest.
Az újra részlegesen termékennyé vált három növényből származó három gócon megjelent termésekből származó magokat elvetettük. A képződő csíranövényekből (4 csíranövény/góc) származó leveleket eltávolítottuk, hogy Southern típusú vizsgálathoz kivonjuk a DNS-üket. A DNS-t Hind\l\ enzimmel emésztettük (egyetlen hasítóhely a T-DNS-ben), mielőtt elektroforézist végeztünk volna és membránra vittük volna át. Ugyanakkor az F2 utódoknak megfelelő 36 mintát kezeltük a hibrid szülőinek DNS-eként (a Ds::KanaR-AMS-t hordozó növények és a rögzített transzpozázforrást hordozó növények), hogy legyen vonatkoztatási minta. Az NPTII- és Cat-int-LB-próbákkal végzett Southern-blot-hibridizáció során a szülői mintázattal való összehasonlítás kimutatott olyan növényeket, amelyek sem a transzpozázforrást tartalmazó T-DNS-t, sem pedig a Ds::KanaR-AMS-t már nem hordozzák, de amelyek még valóban tartalmazzák a T-DNS hegét.
Összesen 36 növényt elemeztünk, minden előzetes kanamicinre való szelekció nélkül, ezek a növények három olyan növény három gócából származtak, amelyekben termést figyeltünk meg.
3. A vizsgálat eredményei
Húsz, a „behegedt” T-DNS-t hordozó növény csak egy sávot mutat, amely hibridizál a Cat-int-LB-RB-próbával, és amelynek mérete kisebb, mint amekkora a Ds-t tartalmazó szülőben. Ez a sáv NPTII-próbával nem hibridizál.
Harmincegy, transzpozázforrást hordozó növény egy sávot mutat, amely hibridizál az NPTII-próbával, és amely azonos méretű az ugyanevvel a próbával a rögzített transzpozázforrást hordozó szülőben kimutatható sávval.
Öt növény az üres T-DNS-t tartalmazta, de a transzpozázforrást nem.
A vizsgált 36 növényen kívül ötöt találtunk alkalmas transzformánsoknak, amelyek már csak az érdeklődés tárgyát képező gént hordozó T-DNS-t tartalmazzák, de a szelekciós markergén már kivágódott.
Ily módon ezek szerint lehetséges megfelelő transzformált növényeket kiválogatni 2 generációval az elsődleges transzformánsok után.
Ennek a technikának nagyszámú előnye van. Lehetővé teszi szelekciós marker nélküli transzformánsok azonosítását korai állapotban.
Az elsődleges transzformánsok keresztezését a transzpozázforrással elősegíti, és még inkább megbízhatóvá teszi, hogy ez utóbbi hímsteril.
Végül, ez a technika lehetővé teszi kisszámú csíranövény átvizsgálását a megfelelő transzformánsok azonosítása érdekében: bármilyen előzetes előválogatás nélkül 3 növényből származó 36 utód levizsgálása után 5 növényt találtunk, amelyek tartalmazták a Ds::KanaR-AMS nélküli T-DNS-t.
Továbbá javítható a markerek nélküli transzformánsok azonosítása:
ha a Ds::KanaR-AMS-t és a transzpozázforrást hordozó növényen keletkezett termések utódját kanamicin előtt kezeljük, a növények egynegyede lesz Kanas a 15/16 helyett (amelyet általában kapunk, ha nincsen Ds-kivágódás). Ezek közül a 3/4 a „megfelelő” T-DNS hordozója, a maradék egynegyed megfelel a transzgént nem hordozó klasszikus szegregánsoknak.
Három negyedrész rezisztens növény és egy negyedrész szenzitív növény szegregációjának a megfigyelése gyorsan lehetővé teszi a kivágási rendszer hatékony működésének kimutatását.
Megfelelő utódok azonosíthatók tehát az F2 csíranövényeken kívül nagyon kevés kanamicinre szenzitív növény vizsgálatával.
4. Végkövetkeztetés
Ez a vizsgálat kimutatja, hogy egy mesterséges hímsterilitást biztosító gén hozzáadása egy markergén megszüntetésére szolgáló rendszerhez az Ac/Ds segítségével lehetővé teszi az érdeklődés tárgyát képező gén gyors azonosítását szelekciós marker nélkül, ugyanakkor elősegíti a folyamatot, és megakadályozza a nem megfelelően jellemzett transzgenikus események pollen útján történő szétszóródását.
12. példa
Az FLP-rekombinázt hordozó pBIOC4-FLP bináris plazmid elkészítése
A Saccharomyces cerevisiae FLP-rekombinázát kódoló szekvencia a Stratagene által árult pOG44-en található. A pOG44-plazmidot H/ndlII és Kpn\ enzimekkel emésztettük, és a Hindlll-Kpnl fragmenst izoláltuk. Ligálást végeztünk 14 °C-on 16 órán keresztül 100 ng defoszforilált pBIOS512-vektor és 50 ng, a rekombinázt kódoló szekvenciát hordozó Hindlll-Kpnl fragmens alkalmazásával 10 μΙ reakcióelegyben 1 μΙ 10><T4-DNS-ligáz pufferben (Amersham) és 2,5 U
HU 224 706 Β1
T4-DNS-ligáz enzimmel (Amersham). Kompetens Escherichia coli DH5a baktériumokat transzformáltunk. A képződő plazmidot pBIOS512-FLP-nek jelöltük. A képződő, 50 pg/ml ampicillintartalmú tápközegen szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízises eljárással kivontuk és restrikciós enzimes emésztéssel analizáltuk. Az FLP-rekombinázt kódoló szekvenciát hordozó fragmenst Kpnl enzimes emésztéssel izoláltuk, majd T4-DNS-polimeráz enzimet alkalmaztunk (New England Biolabs) a gyártó utasításai szerint, és végül H/ndlll-mal emésztettük. A fragmenst 0,8% agarózgélen végzett elektroforézissel tisztítottuk, majd elektroelúciót végeztünk, alkohollal kicsaptuk és szárítottuk. Ezt a DNS-t vittük be a pBIOS512-plazmid Klenow-enzimmel (New England Biolabs) a gyártó utasításai szerint kezelt BamHI helyére és Hindlll helyére. Az FLP nukleotidszekvenciáját dideoxinukleotideljárás (Sanger és munkatársai, 1997) szerinti szekvenálással vizsgáltuk, T7™-szekvenáló kit (Pharmacia) alkalmazásával. A pBIOS512-plazmid a pUC származéka, és tartalmazza a „35S kettős promoter (35SDP)-NOS-terminátor (NŐST)” expressziós kazettát (EcoRI-fragmens). A 35S kettős promoter a pJIT163-ból származik (WO 96 33277).
A „35SDP-FLP-NOST” expressziós kazettát hordozó EcoRI-fragmenst a PBIOS512-FLP-ből EcoRI enzimmel történő emésztéssel izoláltuk, majd ezután 0,8%-os agarózgélen, azután elektroelúcióval tisztítottuk, végül alkohollal kicsaptuk és szárítottuk. Borjúbél alkalikus foszfatáz enzimével (Boehringer Mannheim) a gyártó utasításai szerint defoszforilált pBIOC4 (WO 96 33277) EcoRI helyére vittük be a DNS-t. Ligálást végeztünk 14 °C-on 16 órán keresztül 100 ng defoszforilált vektor és 50 ng „35SDP-FLP-NOST” kazettát hordozó fragmensek alkalmazásával 10 pl reakcióelegyben 1 pl 10*T4-DNS-ligáz pufferben (Amersham) és 2,5 U T4-DNS-ligáz enzimmel (Amersham). Kompetens Escherichia coli DH5a baktériumokat transzformáltunk. A képződő plazmidot pBIOC4-FLP-nek jelöltük. A képződő, 12 pg/ml tetraciklintartalmú tápközegen szelektált kiónok plazmid DNS-ét alkalikus lízises eljárással kivontuk és restrikciós enzimes emésztéssel vizsgáltuk. A bináris plazmid pBIOC4-FLP-plazmid DNS-ét direkt transzformációval bevittük Agrobacterium tumefaciens LBA4404 törzsébe Holsters és munkatársai (1978) eljárása szerint. A kiválasztott klón helyességét a bevitt plazmid DNS enzimatikus emésztésével bizonyítottuk.
13. példa
Dohánynövény transzgenezisében alkalmazható bináris plazmid, a pBIOC511 elkészítése, amely hímsterilitást, valamint kanamicinre való szelekciót hordoz az FRT-specifikus rekombinációs helyek között
A következő szekvenciákat kivágtuk a pGA492 bináris plazmidból (An, 1986): a nopalin-szintázt kódoló nos-gén konstitutív promoterét (Depicker és munkatársai, 1982), a II típusú neomicin-foszfotranszferázt kódoló nptll-gént kódoló szekvenciát (Berg és Berg,
1983), amely szekvenciát az első nyolc kodon szakaszában kivágtuk, beleértve a metionin ATG startkodont, és fuzionáltattuk a nos-gént kódoló szekvencia első 14 kodonjának szekvenciájához (Depicker és munkatársai, 1982), a nos-gént kódoló szekvenciát, amelyben azonban hiányzik az első 14 kodon, és a nos-terminátort (Depicker és munkatársai, 1982). Ezt a kivágást C/al-gyel történő teljes emésztést követően Sacll-vel való részleges emésztéssel hajtottuk végre. A fragmenst tisztítottuk, majd T4-DNS-polimerázzal (New England Biolabs) kezeltük a gyártó útmutatásai szerint. A plazmid ligálását és a kompetens Escherichia coli DH5a baktériumsejtek transzformációját a szokásos eljárások szerint végeztük (Sambrook és munkatársai, 1989). A képződő plazmidot pBIOC506nak neveztük.
Az FRT-specifikus integrációs helyet a pOG45plazmidból (Stratagene) PCR-rel megsokszoroztuk. A PCR-hez láncindítóként használt két oligodeoxinukleotid a következő:
5’ CCC CTG CAG TTT TCA AAA GCG CTC TGA AGT TC 3’ és
5’ CCA AAG CTT GAA TTC GCC AGG GGG ATC TTG AAG TTC 3’.
Az FRT-helynek megfelelő és a PCR-sokszorozásból származó fragmenseket Psfl-gyel emésztettük és T4-DNS-polimeráz enzimmel (New England Biolabs) kezeltük a gyártó útmutatásai szerint, majd EcoRI-gyel emésztettük. Kétszázalékos agarózgélen tisztítottuk, majd elektroelúciót végeztünk, alkohollal kicsaptuk, szárítottuk és vízben felvettük. A fragmenst azután a pUC18-plazmid (Pharmacia) Sacl helye, amelyet ezt megelőzően T4-DNS-polimerázzal kezeltünk, és EcoRI helye közé ligáltuk. A képződő plazmidot pBIOC507-nek neveztük.
A második FRT-helyet bevittük a pBIOC507-plazmidba.
Ez a második FRT-hely a következő két oligodeoxinukleotidokkal végrehajtott PCR-sokszorozásból származik:
5' CCC CTG CAG TTT TCA AAA GCG CTC TGA AGT TC 3’ és
5’ AAA GGT ACC GCC AGG GGG ATC TTG AAG TTC 3’.
A megsokszorozott fragmenseket Psfl-gyel és Kpnl-gyel emésztettük, T4-DNS-polimerázzal kezeltük és a pBIOC507-plazmid Sphl helyére ligáltuk, amelyet T4-DNS-polimerázzal kezeltünk. A képződő plazmidot pBIOC508-nak neveztük, és tartalmazza a két FRT-helyet ugyanabban az orientációban.
A két FRT-helyet hordozó HindiIΙ/EcoRI fragmenst a pBIOC508-plazmidból izoláltuk. Ezt a fragmenst inszertáltuk a pBIOC506-plazmid Hindlll és EcoRI helyeire. A képződő plazmidot pBIOC509-nek jelöltük.
A pWP173-ban lévő „A9-barnáz-T35S-promoternek” (Paul és munkatársai, 1992) megfelelő kiméra gént hordozó Sphl-fragmenst alkalmaztuk a hímsterilitás közvetítésére. Ezt az Sphl-fragmenst T4-DNS-polimerázzal kezeltük, és pBIOC509-plazmid korábban T4-DNS-poli13
HU 224 706 Β1 meráz enzimmel kezelt Pstl helyére ligáltuk. A képződő plazmidot pBIOC510-nek jelöltük.
Végül pedig, hogy a kanamicinen történő szelekciót lehetővé tegyük (Fromm és munkatársai, 1986), a korábban T4-DNS-polimerázzal kezelt EcoRI-fragmenst, amely megfelel a pBIOSI-plazmidból izolált „NOSPnptlI-NOST” expressziós kazettának, amelybe az nptllgént kódoló BamHI-fragmenst már beleklónoztuk a Bambii helyre, ligáltuk a pBIOC511-plazmid Kpnl helyére, amelyet ezt megelőzően T4-DNS-polimeráz enzimmel kezeltünk. A képződő plazmidot pBIOC511-nek jelöltük.
Tenyésztő táptalajok
LB g/l bactotryptone g/l élesztőkivonat g/l nátrium-klorid pH 7,5 nátrium-hidroxiddal beállítva
MSSV/2
2,2 g Murashige és Skoog makro- és mikroelemek (Sigma, kát. sz. M 6899) ml/l Nitsch-vitaminok 15 g/l szacharóz 8 g/l agaragar pH 5,9 sterilezés előtt
2Z
4,4 g Murashige és Skoog makro- és mikroelemek (Sigma, kát. sz. M 6899) ml/l Nitsch-vitaminok 30 g/l szacharóz 2 mg/l zeatin 400 mg/l Augmentin 100 mg/l kanamicin 8 g/l agaragar pH 5,9 sterilezés előtt
KCMS
4,4 g Murashige és Skoog makro- és mikroelemek (Sigma, kát. sz. M 6899)
0,9 mg/l tiamin
200 mg/l kálium-dihidrogén-foszfát g/l szacharóz g/l agaragar
200 μΜ Acetosyringone
0,2 mg/l 2-4D
0,1 mg/l kinetin pH 5,9 sterilezés előtt
DEV
2,2 g Murashige és Skoog makro- és mikroelemek (Sigma, kát. sz. M 6899) ml/l Nitsch-vitaminok 15 g/l szacharóz 50 mg/l kanamicin 400 mg/l Augmentin 8 g/l agaragar pH 5,8 sterilezés előtt
MS20
4,4 g/l MO404 (Sigma) g/l szacharóz g/l agaragar (szilárd tápközeg) pH 5,7 + szükség esetén BAP növényi hormon, 1 mg/l és ANA, 0,1 mg/l
MS30
4,4 g/l MO404 (Sigma) g/l szacharóz g/l agaragar (szilárd tápközeg) pH 5,7 + szükség esetén BAP növényi hormon, 1 mg/l és ANA, 0,1 mg/l
Hivatkozások
- An G. (1986), Plánt. Physiol. 81:86-91
- Bednarek S. Y. and Ralkhel N. V., The Plánt. Cell., 3, 1195-1206(1991)
- Broer et al., Braunschweig Symposium on Applied Plánt. Molecular biology, Braunschweig November 21-23, (1988); Proceedings, Ed. Galling G„ (1989), 240
- Berg D. E., Berg C. M., (1983) Biotechnology, 1, 417-435
- Close J. J., Rodriguez R. L., (1982) Gene, 20, 305-316
- Cocherel S., Perez P., Degroote F., Genestier S., Picard G., (1996), Plánt. Molecular Biology 30:539-551
- De la Penna (1987), Natúré, 325:274-278
- Depicker et al., (1982) J. Mól. Appl. Génét., 1, 561-573
- Ditta G., Stanfield S., Corbin D., Helinski D. R., (1980) Pnas 77:7347-7351
- Ellstrand Norman C., (1990), Bioscience, vol. 40 No. 6, pp. 438-442
- Fillatti J. J., Kiser J., Rose R. and Commai L., (1987) Bio/Technology 5:726-730
- Finnegan E. J., Lawrence G. J., Dennis E. S., Ellis J. G., (1993) Plánt. Molecular Biology 22:625-633
- Franck et al., (1980) Cell., 21,285-294
- Fromm Μ. E., Taylor L. P., Walbot V., (1986) Natúré, vol. 319, 791-793
- Gaubieret al., Mól. Gén., 238, 409-418 (1993)
- Holsters et al., (1978) Mól. Gén. Génét., 163, 181-187
- Horsch et al., (1985), Science, 227, 1229 (1985)
- Jefferson R. A., (1987) Plánt. Molecular Biology, Rep. 5:387-405
- Jouanin, Plánt. Sci. 53, 53-63 (1987)
- Kay, Science, (1987) 236, 1299-1302
- Lassner M. W., Peterson P., Yoder J. I., (1989), Plánt. Molecular Biology Rep. 7:116-128
- Liu, (1951) Mól. Plánt. Microb., Interactions, 6, 144-156
- Matsuoka K., Nakamura K., (1991) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 834-838
HU 224 706 Β1
- McElroy (1991) Mól. Gén. Génét. 231:150-160
- Murakami et al., Plánt. Mól. Bioi., (1986) 7, 343-355
- Ni et al., Plnt J„ (1995) 7, 661-676
- Paul W. etal. (1992) Plánt. Mól. Bioi. 19:611-622
- Perez P., Tiraby G., Kallerhoff J., Perret J., (1989), Plánt. Molecular Biology 13:365-373
- Rogers S., Bendich A. J., (1988), Plánt. Molecular Biology, Manual A65, 69-76
- Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T., (1989) Molecular cloning, a laboratory manual, 2nd edition, Cold Spring Harbor laboratory press
- Sanford J. C., (1988) Trends in Biotechnology, 6, 299-302
- Schroeder M. R., Borksenious Ο. N., Matsuoka K„ Nakamura K. and Rakhel Ν. V., (1993) Plánt. Physiol., 101,451-458
- Watson et al., recombinant DNA, Ed. De Boeck University, pp. 273-292
- Weider R„ Koornnef M„ Zabéi P„ (1989) Theo. Appl. Gén., 78:169-172
- Worall D. Hird D. L., Hodge R., Paul W., Draper J„ and Scott R„ (1992), Plánt. Cell. 4, 759-771
- Yoder J. I. Goldsbrough A. P., (1994), Bio/Technology vol. 12, 263-267

Claims (15)

1. Mesterséges hímsteril növény alkalmazása egy adott transzgén szétszóródásának megakadályozására, ahol a növény mesterséges hímsterilitást biztosító gént (AMS-gént) tartalmazó kukorica, repce vagy paradicsom, amelynek genomjába az adott transzgén be van épülve, amelynek expresszióját az AMS-gén jelenléte nem akadályozza.
2. Az 1. igénypont szerinti alkalmazás, amelyben a növény citoplazmatikus hímsterilitást hordoz.
3. Az 1. igénypont szerinti alkalmazás, amelyben a növény sejtmageredetű hímsterilitást hordoz.
4. Az 1-3. igénypontok bármelyike szerinti alkalmazás, azzal jellemezve, hogy az adott transzgén terápiás vagy profilaktikus fehérjét kódol.
5. A 4. igénypont szerinti alkalmazás, azzal jellemezve, hogy az adott transzgén fehérjeként kollagént vagy gyomoreredetű lipázt kódol.
6. Transzgenikus növény, amely kukorica, repce vagy paradicsom vagy a transzgenikus növény része, azzal jellemezve, hogy a növény vagy része genetikailag egy AMS-génhez kapcsolt, adott transzgént tartalmaz, amely AMS-gén olyan elemekkel van kombinálva, amelyek lehetővé teszik növényi sejtekben való expresszióját, ahol a transzgén expresszióját az AMS-gén jelenléte nem akadályozza.
7. A 6. igénypont szerinti transzgenikus növény vagy annak része, azzal jellemezve, hogy a növényi sejtben való expressziót lehetővé tévő elemek egy promoter és egy transzkripciós terminátor.
8. A 6. vagy 7. igénypont szerinti transzgenikus növény vagy annak része, azzal jellemezve, hogy a mesterséges hímsterilitási gén (AMS-gén) portokban történő specifikus expressziót lehetővé tevő promoterrel kombinált.
9. A 6-8. igénypontok bármelyike szerinti transzgenikus növény vagy annak része, azzal jellemezve, hogy az adott transzgén terápiás vagy profilaktikus fehérjét kódol.
10. A 9. igénypont szerinti transzgenikus növény vagy annak része, azzal jellemezve, hogy az adott transzgén fehérjeként kollagént vagy gyomoreredetű lipázt kódol.
11. Eljárás egy adott transzgén expressziós termékének előállítására, azzal jellemezve, hogy:
a) - vagy kukorica-, repce- vagy paradicsomeredetű növényi sejteket transzformálunk olyan vektorral transzformált gazdasejt alkalmazásával, amely vektor egyidejűleg tartalmaz egy adott transzgént az expresszióját növényi sejtekben lehetővé tévő elemekkel kombináltan, valamint egy, az adott transzgénhez genetikailag kapcsolt mesterséges hímsterilitási gént (AMS-gént), ahol az AMS-gén az expresszióját növényi sejtekben lehetővé tévő elemekkel van kombinálva, és az AMS-gén jelenléte a transzgén expresszióját nem akadályozza, oly módon, hogy az adott transzgénhez genetikailag kapcsolódó AMS-gén beépül a sejtek genomjába;
- vagy citoplazmatikus vagy sejtmageredetű hímsterilitást hordozó, kukorica-, repce- vagy paradicsomeredetű növényi sejteket transzformálunk oly módon, hogy az adott transzgén beépül a sejtek genomjába,
b) a transzformált növényi sejtekből az adott transzgént expresszáló, hímsteril fenotípusú, transzformált növényeket regenerálunk;
c) az adott transzgén transzformált növényekben történő expressziójának termékét kinyerjük.
12. A 11. igénypont szerinti eljárás adott transzgén expressziós termékének előállítására, azzal jellemezve, hogy a transzgén expressziós termékének c) lépés szerinti kinyerését extrakció útján valósítjuk meg.
13. A 11. vagy 12. igénypont szerinti eljárás adott transzgén expressziós termékének előállítására, azzal jellemezve, hogy a transzgén expressziós termékének c) lépés szerinti kinyerését követően a terméket tisztítjuk.
14. A 11-13. igénypontok bármelyike szerinti eljárás adott transzgén expressziós termékének előállítására, azzal jellemezve, hogy az adott transzgén terápiás vagy profilaktikus fehérjét kódol.
15. A 14. igénypont szerinti eljárás adott transzgén expressziós termékének előállítására, azzal jellemezve, hogy az adott transzgén fehérjeként kollagént vagy gyomoreredetű lipázt kódol.
pBios232
HU 224 706 Β1 Int. Cl.: C12N 15/82
A9a A9b RB fnos NPTII pnos pAö] PR-glu t-CamV
6a-6b }lb
5'Ac cd
Az érdeklődés tárgyát képező gén klónozóhelye
A9a = TAGACATTGTAGGTTGGTTTTG A9b = TCTAGTTACTTCATAAGTTTTG Az A9a- és A9b- oligonukleotídok elhelyezkedése
1. ábra
EM1 toos NPTII
HU0001856A 1997-02-27 1998-02-26 Novel uses of male sterility in plants HU224706B1 (en)

Applications Claiming Priority (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
FR9702369A FR2759857B1 (fr) 1997-02-27 1997-02-27 Nouvelles utilisations de la sterilite male chez les plantes
PCT/FR1998/000381 WO1998038323A2 (fr) 1997-02-27 1998-02-26 Nouvelles utilisations de la sterilite male chez les plantes

Publications (3)

Publication Number Publication Date
HUP0001856A2 HUP0001856A2 (hu) 2000-09-28
HUP0001856A3 HUP0001856A3 (en) 2002-04-29
HU224706B1 true HU224706B1 (en) 2006-01-30

Family

ID=9504258

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
HU0001856A HU224706B1 (en) 1997-02-27 1998-02-26 Novel uses of male sterility in plants

Country Status (12)

Country Link
US (1) US7112719B2 (hu)
EP (1) EP0972061B1 (hu)
AT (1) ATE338824T1 (hu)
AU (1) AU6734998A (hu)
CA (1) CA2282726C (hu)
CZ (1) CZ296781B6 (hu)
DE (1) DE69835812T2 (hu)
ES (1) ES2273411T3 (hu)
FR (1) FR2759857B1 (hu)
HU (1) HU224706B1 (hu)
PL (1) PL336300A1 (hu)
WO (1) WO1998038323A2 (hu)

Families Citing this family (9)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US6632980B1 (en) 1997-10-24 2003-10-14 E. I. Du Pont De Nemours And Company Binary viral expression system in plants
JP2004512007A (ja) * 2000-02-28 2004-04-22 エール ユニヴァーシティ トランス遺伝子の伝達を削減または排除する方法および組成物
EP1174512A1 (en) * 2000-07-17 2002-01-23 Peter Stamp Seed composition and method for reducing or preventing the release of genetically manipulated pollen
GB0108048D0 (en) * 2001-03-30 2001-05-23 Isis Innovation Specification of meiocyte and tapetal cell layers in plants
FR2825579B1 (fr) * 2001-06-11 2004-07-23 Rhobio Methode d'obtention de plante monocotyledone contenant un gene d'interet sans sequence auxiliaire etrangere
AU2002315526A1 (en) * 2001-07-06 2003-01-21 Monsanto Technology Llc Methods for enhancing segregation of transgenes in plants and compositions thereof
WO2005001101A1 (en) 2003-06-03 2005-01-06 University Of Georgia Research Foundation, Inc. Conditional sterility in plants
US7491811B2 (en) * 2004-01-15 2009-02-17 University Of Georgia Research Foundation, Inc. Repressor-mediated tissue-specific gene expression in plants
CN111676229B (zh) * 2020-06-30 2021-07-13 四川农业大学 一种玉米雄性核不育基因ms40及其分子标记和应用

Family Cites Families (15)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US5180873A (en) * 1985-04-16 1993-01-19 Dna Plant Technology Corporation Transformation of plants to introduce closely linked markers
US6198023B1 (en) * 1988-02-03 2001-03-06 Pioneer Hi-Bred International, Inc. Molecular methods of hybrid seed production
GB8810120D0 (en) * 1988-04-28 1988-06-02 Plant Genetic Systems Nv Transgenic nuclear male sterile plants
US5689041A (en) * 1989-08-10 1997-11-18 Plant Gentic Systems N.V. Plants modified with barstar for fertility restoration
CA2071943C (en) * 1989-12-22 2007-04-24 Joan Tellefsen Odell Site-specific recombination of dna in plant cells
US5451513A (en) * 1990-05-01 1995-09-19 The State University of New Jersey Rutgers Method for stably transforming plastids of multicellular plants
EP0558676B1 (en) * 1990-11-23 2000-04-19 Plant Genetic Systems, N.V. Process for transforming monocotyledonous plants
GB9028060D0 (en) * 1990-12-24 1991-02-13 Nickerson Int Seed Recombinant dna
WO1993001283A1 (en) * 1991-07-08 1993-01-21 The United States Of America As Represented By The Secretary Of Agriculture Selection-gene-free transgenic plants
GB9115909D0 (en) * 1991-07-23 1991-09-04 Nickerson Int Seed Recombinant dna
EG23907A (en) * 1994-08-01 2007-12-30 Delta & Pine Land Co Control of plant gene expression
JP3256952B2 (ja) * 1994-11-09 2002-02-18 日本製紙株式会社 植物への遺伝子導入用ベクター、並びにこれを用いた遺伝子導入植物の作成方法及び植物への遣伝子多重導入方法
ATE304600T1 (de) * 1995-02-21 2005-09-15 Bayer Bioscience Nv Verfahren zur herstellung von männlich sterilen pflanzen
FR2733249B1 (fr) * 1995-04-20 1997-06-06 Biocem Lipase gastrique de chien recombinante et polypeptides derives produits par les plantes, leurs procedes d'obtention et leurs utilisations
EP0939826A2 (en) * 1996-08-15 1999-09-08 Agrivax Incorporated Delivery of tolerogenic antigens via edible plants or plant-derived products

Also Published As

Publication number Publication date
PL336300A1 (en) 2000-06-19
HUP0001856A2 (hu) 2000-09-28
ATE338824T1 (de) 2006-09-15
DE69835812D1 (de) 2006-10-19
US7112719B2 (en) 2006-09-26
AU6734998A (en) 1998-09-18
CA2282726A1 (fr) 1998-09-03
WO1998038323A2 (fr) 1998-09-03
DE69835812T2 (de) 2007-09-13
EP0972061A2 (fr) 2000-01-19
CZ296781B6 (cs) 2006-06-14
US20020157129A1 (en) 2002-10-24
FR2759857A1 (fr) 1998-08-28
WO1998038323A3 (fr) 1998-12-17
ES2273411T3 (es) 2007-05-01
CA2282726C (fr) 2008-08-19
FR2759857B1 (fr) 1999-04-30
EP0972061B1 (fr) 2006-09-06
HUP0001856A3 (en) 2002-04-29
CZ301799A3 (cs) 2000-03-15

Similar Documents

Publication Publication Date Title
EP0775212B1 (en) Control of plant gene expression
US5723765A (en) Control of plant gene expression
AU639059B2 (en) Site-specific recombination of dna in plant cells
CA2106718C (en) Methods for the production of hybrid seed
US5658772A (en) Site-specific recombination of DNA in plant cells
AU718262B2 (en) Methods and constructs for producing male sterile plants
US7115798B1 (en) Methods for regulated expression of triats in plants using multiple site-specific recombination systems
US6737560B1 (en) Molecular methods of hybrid seed production
WO1990008828A2 (en) Molecular methods of hybrid seed production
US6191343B1 (en) Molecular methods of hybrid seed production
AU739946B2 (en) Nuclear male sterile plants, method of producing same and methods to restore fertility
HU224706B1 (en) Novel uses of male sterility in plants
US20050120416A1 (en) Novel method for the production of hybrid maize seeds
AU655574C (en) Molecular methods of hybrid seed production
Abid et al. Transgenic chicory (Cichorium intybus L.)

Legal Events

Date Code Title Description
HFG4 Patent granted, date of granting

Effective date: 20051122

MM4A Lapse of definitive patent protection due to non-payment of fees