ES2264259T3 - Agentes de obtencion de imagenes por spect (tomografia por emision de foton unico) para transportador de serotonina. - Google Patents
Agentes de obtencion de imagenes por spect (tomografia por emision de foton unico) para transportador de serotonina.Info
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Abstract
Compuesto of formula I: o una sal farmacéuticamente aceptable del mismo; en la que X es hidrógeno, Cl, Br, I, NO2, NR3R4 o -L-Ch; Z es S, O, NR6, CR7R8, C(O) o -C (=CR7R8)-; A es hidrógeno, Cl, I, Br o -L-Ch; R1 es hidrógeno, alquilo C1-C5, cicloalquilo C3-C8, alquilcarbonilo C1-5, (cicloalquil C3-C8)carbonilo, fenilo, bencilo, naftilo, naftilmetilo o -L-Ch; R2 es hidrógeno o metilo; R3 y R4 son independientemente hidrógeno, hidroxilo, alquilo C1-C5, cicloalquilo C3-C8, alquilcarbonilo C1-5, (cicloalquil C3-C8) carbonilo, fenilo, bencilo, naftilo, naftilmetilo o -L-Ch; R6 es hidrógeno, alquilo C1-C5, cicloalquilo C3-C8, alquilcarbonilo C1-5, (cicloalquil C3-C8)carbonilo, fenilo, bencilo, naftilo, o naftilmetilo o -L-Ch; R1 y R8 son independientemente hidrógeno, alquilo C1-C5 o cloro; L es un enlace covalente o un grupo de unión seleccionado del grupo que consiste en -(CH2)n- y -(CH2)n-C(O)-, en el que n es 1 - 5; y Ch es un ligando tetradentado que puede quelar un metal; con la condición deque uno y sólo uno de A, X, R1, R3, R4 o R6 sea -L-Ch; o con la condición de que uno o ambos de X o A sea Br o I.
Description
Agentes de obtención de imágenes por SPECT
(tomografía por emisión de fotón único) para transportadores de
serotonina.
Parte del trabajo realizado durante el
desarrollo de esta invención utilizó fondos del gobierno de los
EE.UU. conforme a subvención del NIH número
NS-35120. El gobierno de los EE.UU. tiene ciertos
derechos en esta invención.
Esta invención se refiere a compuestos novedosos
para los sistemas de neurotransmisores del SNC, especialmente para
el neurotransmisor serotonina, que pueden utilizarse para obtener
imágenes de los sistemas de recaptación de neurotransmisores en el
cerebro.
La depresión, con sus estados relacionados, es
uno de los trastornos mentales más comunes en los Estados Unidos.
Se calcula que aproximadamente el cinco por ciento de la población
adulta experimenta un episodio depresivo durante su vida que
requiere tratamiento con fármacos antidepresivos. Un compuesto
químico en el cerebro humano, denominado serotonina, se ha asociado
con la depresión y con otros trastornos psiquiátricos tales como
trastornos alimenticios, alcoholismo, dolor, ansiedad y
comportamiento obsesivo - compulsivo.
La serotonina (5-HT) es un
neurotransmisor esencial para la función normal del sistema nervioso
central. Este sistema de neurotransmisión en el cerebro controla
diversos comportamientos importantes, incluyendo el ciclo sueño -
vigilia, el estado de ánimo, la temperatura, el apetito, etc.
Además, varios fármacos utilizados comúnmente contra la ansiedad
(Frazer, A. y J. G. Hensler, Ann. NY Acad. Sci. 600:
460-475 (1990); Gozlan, H. y M. Hamon, Anxiety:
Neurobiol., Clinic y Ther. Persp. 232: 141-150
(1993)) y antidepresivos (Frazer, A., J. Clin. Psychiatry 6:
9-25 (1997); Coryell, W., J. Clin. Psychiatry
1: 22-27 (1998); Heninger, G. R. et al.,
Pharmacopsychiatry 29 (1): 2-11 (1996);
Fuller, R. W., Prog. Drug Res. 45: 167-204
(1995)) interaccionan específicamente con la neurotransmisión de
serotonina. Las acciones farmacológicas de los antidepresivos
(inhibidores selectivos de la recaptación de la serotonina; ISRS),
tales como la fluoxetina (Wong, D. T. y F. P. Byrnaster,
Biology 363: 77-95 (1995)), la paroxetina
(Holliday, S. M. y G. L. Plosker, Drugs Aging 3 (3)
278-299 (1993)) y la sertralina (Lasne, M. C. et
al., Int. J. Rad Appl. Inst. - Part A, Applied Rad Isot. 40
(2): 147-151 (1989)), se basan en el bloqueo de los
transportadores presinápticos para la serotonina. Por tanto, los
estudios de la unión de radioligandos al transportador de la
serotonina (SERT) pueden proporcionar información valiosa de estos
sitios en el estado normal y en varios estados de enfermedad. Varios
ligandos tritiados, incluyendo imipramina (Raisman, R. et al.,
Eur. J. Pharmacol. 54: 307-308 (1979)),
citalopram (D'Amato, R. et al., Pharmacol. Exp. Ther. 242
(l): 364-371 (1987)), paroxetina (Habert, E., et
al., Eur. J. Pharmacol. 118 (1-2):
107-114 (1985)) y 6-nitroquipazina
(Hashimoto, K., y T. Goromaru, Biochem. Pharmacol. 41 (11):
1679-1682 (1991); Hashimoto.K, y T. Goromaru,
Neuropharmacology 30 (2): 113-117 (1991)) se
han utilizado para estudios in vitro e in vivo. Se ha
demostrado un nivel reducido de SERT marcado por estos ligandos
tritiados en cortes de cerebro de cadáver de pacientes con depresión
(Perry, E. K. et al., Br. J. Psychiat. 142:
188-192 (1983)), enfermedades de Alzheimer y
Parkinson (D'Amato, R. et al., Pharmacol. Exp. Ther. 242
(1): 364-371 (1987)), así como en la corteza frontal
de una víctima de suicidio (Mann, J. J., Nature Medicine 4
(1): 25-30 (1998)). Los estudios de unión in
vitro sugieren que la utilización de métodos de obtención de
imágenes in vivo para evaluar la densidad de SERT puede ser
clínicamente importante.
Los fármacos antidepresivos, tales como el
Prozac, funcionan para inhibir la recaptación de serotonina mediante
la unión con la proteína transportadora de serotonina (SERT),
bloqueando eficazmente la unión de la proteína con la serotonina.
Aunque se ha encontrado que Prozac es un tratamiento antidepresivo
eficaz, tiene efectos secundarios que pueden ser graves. Se sabe
que Prozac se une a la proteína transportadora de serotonina (SERT),
pero las respuestas de los pacientes pueden diferir ampliamente.
Algunos pacientes experimentan mayor unión que otros. Si un
paciente no responde al tratamiento con Prozac, actualmente no hay
forma de determinar por qué se da este caso. Frecuentemente, el
médico administrará simplemente dosis mayores del fármaco, una
práctica que no conducirá necesariamente a mejores resultados y que
puede potenciar los efectos secundarios no deseados.
El desarrollo de marcadores selectivos para la
tomografía por emisión de positrones (PET) y la tomografía por
emisión de fotón único (SPECT) han hecho posible estudiar in
vivo neurorreceptores o uniones específicas de sitio de modo no
invasivo en el cerebro humano. Sin embargo, el desarrollo de
marcadores para PET o SPECT específicamente para la obtención de
imágenes in vivo de SERT sólo ha encontrado un éxito
limitado. El radioligando más prometedor descrito hasta la fecha es
[^{11}C](+)McN5652 para la obtención de imágenes por PET (Szabo,
Z. et al., Synapse 20 (1): 37-43
(1995); Szabo, Z. et al., J. Nucl. Med 37 (5): 125
(1996); Szabo, Z. Behav. Brain Res. 73 (1):
221-224 (1995); Szabo, Z. et al., J.
Cerebral Blood Flow & Metabol. 15 (5):
798-805 (1995); Suehiro, M. et al., J. Nucl.
Med. 34 (1): 120-127 (1993); Suehiro, M. et
al., Nucl. Med Biol. 22 (4): 543-545 (1995)). La
unión específica de [^{11}C](+)McN5652 se correlaciona bien con
la densidad conocida de sitios de SERT en el cerebro humano (Szabo,
Z. et al., Synapse 20 (1): 37-43 (1995)). En
la búsqueda de un ligando de SPECT clínicamente útil para SERT, se
han evaluado varios compuestos radioyodados, incluyendo
4-I-tomoxetina (Kung, M. P. et
al., Life Sci. 51:95-106 (1992)). Ente estos
marcadores, sólo
[^{125}I]5-yodo-6-nitroquipazina
(Biegon, A. et al., Brain Res. 619: 236-246
(1993); Mathis. C. A. et al., Brain Res. 619:
229-235 (1993); Mathis, C. A. et al., Eur. J.
Pharmacol 210 (1): 103-104 (1992)) mostraron
propiedades prometedoras para el mapeo de los sitios de SERT en el
cerebro de monos (Jagust, W. J. et al., J. Nucl. Med. 37
(7): 1207-1214 (1996)). No se ha informado de ningún
estudio en seres humanos con
[^{123}I]5-yodo-6-nitroquipazina. La alta unión no específica y el rápido metabolismo periférico observado con [^{123}I]5-yodo-6-nitroquipazina en primates no humanos puede limitar su aplicación como un agente de obtención de imágenes por SPECT clínicamente útil en el cerebro humano. Anteriormente, se ha sugerido que [^{123}I]\beta-CIT(2\beta-carbometoxi-30-(4-yodofenil)tropano), un agente de obtención de imágenes por SPECT, que se une tanto a DAT como a SERT, podrá aclarar los cambios patológicos en los sistemas dopaminérgico y serotonérgico. Sin embargo, se observaron regiones de captación solapantes y cinéticas diferenciales de [^{123}I]\beta-CIT que se unen al DAT (transportador de dopamina) y al SERT (Fujita, M. et al., Eur. J. Nucl. Med. 23 (4): 431-436 (1996); Kuikka, J. T. et al., Eur. J. Nucl. Med 22 (4): 346-250 (1995); Tiihonen, J. et. al., Eur. J. Nucl. Med. 24 (10): 1253-1260 (1997)). No obstante, se ha medido el efecto de un ISRS selectivo en el cerebro humano in vivo directamente mediante la obtención de imágenes con [^{123}I]\beta-CIT/SPECT de los sitios de SERT en pacientes deprimidos que se someten a tratamiento con citalopram (Pirker, W. et al., J. Neural Trans. Gen. Sec. 100 (3): 247-256 (1995)). Recientemente se ha informado de una serie más selectiva de compuestos, el nor-\beta-CIT (análogo N-desmetilado de \beta-CIT) (Bergstrom, K. A. et al., Eur. J. Nucl. Med. 24 (6): 596-601 (1997)) y sus derivados relacionados, (Blough, B. E. et al., J. Med Chem. 40 (24): 3861-3864 (1997)) como agentes de obtención de imágenes por SPECT mejorados para SERT. Se sugiere que [^{123}I]nor-\beta-CIT podría ser un marcador alternativo adecuado para la visualización de los sitios de SERT en el cerebro humano con SPECT (Bergstrom, K. A. et al. Eur. J. Nucl Med 24 (6): 596-601 (1997); Hiltunen. J. et al., Eur. J. Nucl. Med 25 (1): 19-23 (1998)). Sin embargo, [^{123}I]nor-\beta-CIT todavía se une tanto a DAT como a SERT, y la selectividad no es suficiente para distinguir entre estos dos sitios del transportador de monoamina. La necesidad de un agente selectivo de obtención de imágenes por SERT/SPECT todavía no se ha cumplido. Por tanto, hay un fuerte impulso para encontrar un agente mejorado con una mejor selectividad para la obtención de imágenes de SERT en el
cerebro.
[^{123}I]5-yodo-6-nitroquipazina. La alta unión no específica y el rápido metabolismo periférico observado con [^{123}I]5-yodo-6-nitroquipazina en primates no humanos puede limitar su aplicación como un agente de obtención de imágenes por SPECT clínicamente útil en el cerebro humano. Anteriormente, se ha sugerido que [^{123}I]\beta-CIT(2\beta-carbometoxi-30-(4-yodofenil)tropano), un agente de obtención de imágenes por SPECT, que se une tanto a DAT como a SERT, podrá aclarar los cambios patológicos en los sistemas dopaminérgico y serotonérgico. Sin embargo, se observaron regiones de captación solapantes y cinéticas diferenciales de [^{123}I]\beta-CIT que se unen al DAT (transportador de dopamina) y al SERT (Fujita, M. et al., Eur. J. Nucl. Med. 23 (4): 431-436 (1996); Kuikka, J. T. et al., Eur. J. Nucl. Med 22 (4): 346-250 (1995); Tiihonen, J. et. al., Eur. J. Nucl. Med. 24 (10): 1253-1260 (1997)). No obstante, se ha medido el efecto de un ISRS selectivo en el cerebro humano in vivo directamente mediante la obtención de imágenes con [^{123}I]\beta-CIT/SPECT de los sitios de SERT en pacientes deprimidos que se someten a tratamiento con citalopram (Pirker, W. et al., J. Neural Trans. Gen. Sec. 100 (3): 247-256 (1995)). Recientemente se ha informado de una serie más selectiva de compuestos, el nor-\beta-CIT (análogo N-desmetilado de \beta-CIT) (Bergstrom, K. A. et al., Eur. J. Nucl. Med. 24 (6): 596-601 (1997)) y sus derivados relacionados, (Blough, B. E. et al., J. Med Chem. 40 (24): 3861-3864 (1997)) como agentes de obtención de imágenes por SPECT mejorados para SERT. Se sugiere que [^{123}I]nor-\beta-CIT podría ser un marcador alternativo adecuado para la visualización de los sitios de SERT en el cerebro humano con SPECT (Bergstrom, K. A. et al. Eur. J. Nucl Med 24 (6): 596-601 (1997); Hiltunen. J. et al., Eur. J. Nucl. Med 25 (1): 19-23 (1998)). Sin embargo, [^{123}I]nor-\beta-CIT todavía se une tanto a DAT como a SERT, y la selectividad no es suficiente para distinguir entre estos dos sitios del transportador de monoamina. La necesidad de un agente selectivo de obtención de imágenes por SERT/SPECT todavía no se ha cumplido. Por tanto, hay un fuerte impulso para encontrar un agente mejorado con una mejor selectividad para la obtención de imágenes de SERT en el
cerebro.
Se ha informado de un compuesto clorado, el
alcohol
5-cloro-2-((2-((dimetil-amino)metil)fenil)tio)bencílico
(403U76), como un inhibidor para la captación de serotonina y de la captación de norepinefrina en sinaptosomas de cerebro de rata (K_{i} = 2,1 y 55 nM, respectivamente) (Ferris, R. M. et al., J. Pharm. Pharmacol. 47: 775-781 (1995); Brieaddy, L. E., "Substituted diphenylsulfides as serotonine uptake inhibitors," solicitud de patente internacional publicada número WO 93/12080 (1993); Mehta, N. B. et al., "Halogen substituted diphenylsulfides," solicitud de patente europea publicada EP 402,097 Al (1990)).
(403U76), como un inhibidor para la captación de serotonina y de la captación de norepinefrina en sinaptosomas de cerebro de rata (K_{i} = 2,1 y 55 nM, respectivamente) (Ferris, R. M. et al., J. Pharm. Pharmacol. 47: 775-781 (1995); Brieaddy, L. E., "Substituted diphenylsulfides as serotonine uptake inhibitors," solicitud de patente internacional publicada número WO 93/12080 (1993); Mehta, N. B. et al., "Halogen substituted diphenylsulfides," solicitud de patente europea publicada EP 402,097 Al (1990)).
Oya S. et al J. Med. Chem. 1999, 42 (3)
333-5 describen un trabajo preliminar que incluye
datos sobre la unión de SERT y la obtención de imágenes de especies
bromadas, yodadas y radioyodadas de un tipo específico de
compuesto, el alcohol
1,5-halo-2-((2-((dimetilamino)metil)-fenil)tio)bencílico.
Los compuestos son derivados del alcohol bencílico, es decir, cada
compuesto debe contener un grupo hidroximetilo unido directamente a
un anillo. Esta referencia no enseña ni sugiere específicamente
ningún otro tipo de compuesto.
Un primer aspecto de la presente invención se
refiere a compuestos de fórmula I:
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\vskip1.000000\baselineskip
o una sal farmacéuticamente
aceptable de los mismos; en la
que
X es hidrógeno, Cl, Br, I, NO_{2},
NR^{3}R^{4} o -L-Ch;
Z es S, O, NR^{6}, CR^{7}R^{8},
C(O) o -C(=CR^{7}R^{8})-;
A es hidrógeno, Cl, I, Br o
-L-Ch;
R^{1} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, naftilmetilo o -L-Ch;
R^{2} es hidrógeno o metilo;
R^{3} y R^{4} son independientemente
hidrógeno, hidroxilo, alquilo C_{1}-C_{5},
cicloalquilo C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8}) carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, naftilmetilo o -L-Ch;
R^{6} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, o naftilmetilo o -L-Ch;
R^{7} y R^{8} son independientemente
hidrógeno, alquilo C_{1}-C_{5} o cloro;
L es un enlace covalente o un grupo de unión
seleccionado del grupo que consiste en -(CH_{2})_{n}-, o
-(CH_{2})_{n} -C(O)-, en el que n es 1 - 5; y Ch
es un ligando tetradentado que puede quelar un metal; con la
condición de que uno y sólo uno de A, X, R^{1}, R^{3}, R^{4} o
R^{6} sea -L-Ch; o con la condición de que X o A
sean Br o I.
La presente invención se refiere además a
compuestos radiomarcados de fórmula I en la que X o A es yodo
radiactivo o bromo radiactivo.
La presente invención se refiere además a
compuestos radiomarcados (o productos intermedios de los mismos) de
fórmula I en la que uno de X, R^{1}, R^{3}, R^{4}, R^{5} o
R^{6} es L-Ch.
La presente invención también se refiere a
agentes de obtención de imágenes que comprenden un compuesto según
la reivindicación 1, en el que X es un isótopo de yodo o bromo
radiactivo.
La presente invención también se refiere a
agentes de obtención de imágenes que comprenden un compuesto según
la reivindicación 1, en el que X, R^{1}, R^{3}, R^{4}, R^{5}
o R^{6} es -L-Ch, y Ch es una de las fórmulas V,
VI o VII.
La figura 1 representa un análisis de Scatchard
de [^{125}I]IDAM que se une al homogeneizado de la corteza
frontal preparado a partir de ratas control tratadas con solución
salina y ratas tratadas con PCA. Los datos son los valores promedio
de 4 ratas control y 4 tratadas con PCA (Control: K_{d} = 0,25 nM
\pm 0,05 nM, B_{max} = 272 \pm 30 fmol/mg de proteína PCA -
lesión: K_{d} = 0,050 \pm 0,15 nM, B_{max}, = 20 \pm 7
fmol/mg proteína).
La figura 2 representa las potencias de los
compuestos para inhibir la unión específica de
[^{125}I]IDAM a membranas preparadas a partir de
homogenizado de la corteza frontal de rata. En el gráfico se
muestran los valores medios de determinaciones por triplicado a
partir de tres experimentos independientes, realizado cada uno por
duplicado.
Las figuras 3A y 3B representan el efecto del
pretratamiento con diversos compuestos sobre la unión específica de
[^{125}I]IDAM en regiones de cerebro de rata. Las ratas de
pretrataron con diversos fármacos a la dosis de 2 mg/kg, i.v. 5 min
antes de la administración del marcador. Sesenta minutos tras la
inyección del marcador, se comparó la unión específica en cada
región del cerebro entre las ratas pretratadas con solución salina
(control) y las ratas pretatadas con el fármaco. Los valores se
representan como el promedio \pm DE de tres ratas en cada punto
p<0,05.
Las figuras 4A - 4F representan la localización
autorradiográfica ex vivo de los sitios de unión de
[^{125}I]IDAM en ratas 60 min tras la inyección. Se
observaron altos niveles de radiactividad en las zonas que contenían
altas densidades de sitios del transportador de serotonina. Las
secciones coronales correspondientes a un atlas estereotáxico son
las siguientes: 4A: placa 14; 4B: placa 19; 4C: placa 24; 4D: placa
31; 4E: placa 39; 4F: placa 48. CX: corteza; Cpu: putamen caudado;
LSD: septum lateral; OT: tubérculo olfatorio; GP: globo pálido;
ThN: núcleos talámicos; HN: núcleos hipotalámicos; CA1, CA2: campos
CA1, CA2 asta de Amón; IP: núcleo interpeduncular; SN: sustancia
negra; SC: colículo superior; DR: rafe dorsal; MR: rafe medio.
La figura 5 representa vistas transversal,
coronal y sagital de imágenes por SPECT (fila superior) de la cabeza
de un babuino. La imagen por SPECT representa los recuentos sumados
adquiridos 60 - 120 min tras la inyección de
[^{123}I]IDAM. Se localizó una alta concentración de
actividad en la zona del mesencéfalo (MB: núcleo del rafe,
sustancia negra e hipotálamo) en la que SERT está altamente
concentrado.
La figura 6 enumera las estructuras de diversos
compuestos que pueden sintentizarse según los métodos descritos en
la solicitud.
La figura 7 representa una comparación de
imágenes por RMN (anatomía) e imágenes por SPECT de
[^{123}I]IDAM (localización de SERT), presentadas en
vistas transaxial, sagital y coronal (entre 60 - 120 minutos tras la
inyección i.v.). [^{123}I]IDAM se localizó con alta
concentración en el mesencéfalo (MB, núcleo del rafe, sustancia
negra, hipotálamo) en el que la concentración de SERT es alta; no se
visualiza captación específica en el cerebelo (CER), una zona que
carece de SERT. La razón de captación MB/CER a los 120 minutos fue
de 2,4.
La figura 8A representa una imagen sumada en el
punto de pseudo-equilibrio (aproximadamente 90 - 120
min tras la inyección) aproximadamente en el nivel del mesencéfalo.
La figura 8B representa curvas de tiempo - actividad para el
mesencéfalo y el cerebelo tanto para [^{123}I]IDAM como
para [^{123}I]ODAM (ambos en el mismo babuino).
\newpage
Un primer aspecto de la presente invención se
refiere a compuestos de fórmula I:
o una sal farmacéuticamente
aceptable del mismo; en la
que
X es hidrógeno, Cl, Br, I, NO_{2},
NR^{3}R^{4} o -L-Ch;
Z es S, O, NR^{6}, CR^{7}R^{8},
C(O) o -C(=CR^{7}R^{8})-;
A es hidrógeno, Cl, I, Br o
-L-Ch;
R^{1} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, naftilmetilo o -L-Ch;
R^{2} es hidrógeno o metilo;
R^{3} y R^{4} son independientemente
hidrógeno, hidroxilo, alquilo C_{1}-C_{5},
cicloalquilo C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8}) carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, naftilmetilo o -L-Ch;
R^{6} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, o naftilmetilo o -L-Ch;
R^{7} y R^{8} son independientemente
hidrógeno, alquilo C_{1}-C_{5} o cloro;
L es un enlace covalente o un grupo de unión
seleccionado del grupo que consiste en -(CH_{2})_{n}-, o
-(CH_{2})_{n}-C(O)-, en el que n
es 1 - 5; y Ch es un ligando tetradentado que puede quelar un
metal;
con la condición de que uno y sólo uno de A, X,
R^{1}, R^{3}, R^{4} o R^{6} sea -L-Ch; o con
la condición de que X o A sean Br o I.
Los compuestos de la presente invención pueden
tener la fórmula I general, en la que:
X es Br o I;
Z es S, O, NR^{6}, CR^{7}R^{8},
C(O) o -C(=CR^{7}R^{8})-;
A es hidrógeno;
R^{1} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo;
R^{2} es hidrógeno o metilo;
R^{6} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo; y
R^{7} y R^{8} son independientemente
hidrógeno, alquilo C_{1}-C_{5} o cloro.
Los compuestos de la presente invención pueden
tener la fórmula I general, en la que:
X es hidrógeno; Cl, Br, I, NO_{2} o
NR^{3}R^{4};
Z es S, O, NR^{6}, CR^{7}R^{8},
C(O) o -C(=CR^{7}R^{8})-;
A es Br o I;
R^{1} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo;
R^{2} es hidrógeno o metilo;
R^{3} y R^{4} son independientemente
hidrógeno, hidroxilo, alquilo C_{1}-C_{5},
cicloalquilo C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo;
R^{6} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo; y
R^{7} y R^{8} son independientemente
hidrógeno, alquilo C_{1}-C_{5} o cloro.
La presente invención se refiere además a
compuestos radiomarcados de fórmula I en la que X o A es yodo
radiactivo o bromo radiactivo.
X puede ser un isótopo radiactivo seleccionado
del grupo que consiste en ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I,
^{77}Br y ^{76}Br.
A puede ser un isótopo radiactivo seleccionado
del grupo que consiste en ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I,
^{77}Br y ^{76}Br.
Los compuestos de la invención pueden tener la
fórmula general:
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o
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o una sal farmacéuticamente
aceptable de los mismos, en las que X, Z, R^{1} y R^{2} son tal
como se definieron anteriormente para la fórmula
I.
\newpage
Los compuestos de la invención pueden tener la
fórmula general:
o una sal farmacéuticamente
aceptable de los mismos, en la
que
A es Br, I o -L-Ch; en la que L
y Ch son tal como se definieron anteriormente para la fórmula I;
Z es O, S, N(CH_{3}), C(O),
C(=CH_{2}), o CH_{2}, preferiblemente O, S o CH_{2}; y
R^{1} es tal como se definió anteriormente
para la fórmula I.
A puede ser ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I,
^{77}Br, o ^{76}Br; o A puede ser -L-Ch, en la
que Ch es de fórmula II o de fórmula V y L es un enlace covalente o
un grupo alquileno C_{1-2}.
Los compuestos preferidos de fórmula VIII
incluyen compuestos, o sales farmacéuticamente aceptables de los
mismos, en los que
X es I o Br,
Z es S, O, N(CH_{3}), C(O),
C(=CH_{2}), o CH_{2}, más preferiblemente S; y
R^{1} es metilo.
X puede ser ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I,
^{77}Br o ^{76}Br, más preferiblemente ^{123}I.
Alternativamente, los compuestos de fórmula VIII
pueden incluir compuestos, o una sal farmacéuticamente aceptable de
los mismos, en los que:
X se selecciona del grupo que consiste en I,
^{123}I, ^{131}I, y ^{125}I;
Z es -S-; y
R^{1} es metilo.
Los compuestos preferidos de fórmula IX incluyen
compuestos, o sales farmacéuticamente aceptables de los mismos, en
los que
X es hidrógeno, I o Br,
Z es S; y
R^{1} es hidrógeno o metilo.
X puede ser ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I,
^{77}Br o ^{76}Br.
En los compuestos de la presente invención, Ch
puede seleccionarse del grupo que consiste en:
en los que R^{9} es un grupo
protector de sulfidrilo, que puede ser hidrógeno, metoximetilo,
metoxietoximetilo, p-metoxibencilo o
bencilo.
La presente invención también proporciona un
complejo radiofarmacéutico, que comprende un compuesto según la
reivindicación 14, y un metal radiactivo seleccionado del grupo que
consiste en tecnecio-99m, renio-186
y renio-188 coordinados con ellos.
La presente invención proporciona además un
quelato de tecnecio de un compuesto del primer aspecto de la
invención, en el que Ch se selecciona del grupo que consiste
en:
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En este aspecto, los compuestos que tienen
ligandos de Ch, tales como los de las fórmulas II, III y IV se
complejan con 99m-pertecnetato, tal como se describe
en el presente documento para formar quelatos de metales.
\newpage
Los compuestos de la presente invención incluyen
los compuestos (6), (7), (13)-(16) de a continuación, así como los
compuestos K109, K99026, K99028 en las tablas 1A y 1B:
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así como sales de adición de ácido
de los mismos, en las
que
R^{4} se define anteriormente; y
cada I es preferiblemente ^{123}I, ^{131}I,
o ^{125}I, y cada Br es preferiblemente ^{77}Br o ^{76}Br.
Los compuestos (1) - (5), (8) - (12) y (17) -
(20) de a continuación y los compuestos enumerados en las tablas 1A
y 1B, distintos de K109, K99026 y K99028, la figura 6 y los
compuestos objetivo de los esquemas 9 - 13 se presentan, no como
realizaciones de la invención, sino como ejemplos útiles para la
comprensión de la invención.
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así como sales de adición de ácido
de los mismos, en los
que
R^{4} se define anteriormente; y
cada I es preferiblemente ^{123}I, ^{131}I o
^{125}I, y cada Br es preferiblemente ^{77}Br o ^{76}Br.
Cuando los compuestos de esta invención tienen
que utilizarse como agentes de obtención de imágenes, deben
marcarse con isótopos de halógeno radiactivos adecuados. Aunque los
isótopos ^{125}I son útiles para las pruebas de laboratorio,
generalmente no serán útiles para fines diagnósticos reales, debido
a la semivida relativamente larga (60 días) y a la baja emisión
gamma (30 - 65 Kev) del ^{125}I. El isótopo ^{123}I tiene una
semivida de trece horas y una energía gamma de 159 KeV y, por tanto,
se espera que el marcaje de los ligandos que van a utilizarse con
fines diagnósticos pueda realizarse con este isótopo. Otros isótopos
que pueden utilizarse incluyen ^{131}I (semivida de 2 horas). Los
isótopos de bromo adecuados incluyen ^{77}Br y ^{76}Br.
Los compuestos radioalogenados de esta invención
conducen por sí mismos fácilmente a la formación de materiales que
podrían suministrarse a los usuarios en kits. Los kits para la
formación de agentes de obtención de imágenes pueden contener, por
ejemplo, un vial que contiene una solución fisiológicamente adecuada
de un producto intermedio de la fórmula I en una concentración y a
pH adecuados para las condiciones óptimas de complejación. El
usuario añadiría al vial una cantidad apropiada del radioisótopo,
por ejemplo, Na^{123}I, un oxidante, tal como peróxido de
hidrógeno. El ligando marcado resultante puede administrarse
entonces por vía intravenosa a un paciente, y pueden obtenerse
imágenes de los receptores en el cerebro mediante la medición de las
emisiones de fotones o rayos gamma de los mismos.
Las sales farmacéuticamente aceptables de los
compuestos de esta invención incluyen las sales de adición de
ácidos derivadas de ácidos inorgánicos no tóxicos, tales como ácido
clorhídrico, ácido nítrico, ácido fosfórico, ácido sulfúrico, ácido
bromhídrico, ácido yodhídrico, ácido fosforoso y similares. También
se incluyen aquellas sales derivadas de ácidos orgánicos no
tóxicos, tales como ácidos alifáticos mono y dicarboxílicos, por
ejemplo ácido acético, ácidos alcanoicos
fenil-sustituidos, ácidos hidroxialcanoicos y
alcanodioicos, ácidos aromáticos y ácidos alifáticos y aromáticos
sulfónicos.
Ejemplos de ácidos orgánicos útiles son ácidos
carboxílicos tales como el ácido maleico, ácido acético, ácido
tartárico, ácido propiónico, ácido fumárico, ácido isotionico, ácido
succínico, ácido ciclámico, ácido piválico y similares; ácidos
inorgánicos útiles son los hidroácidos halogenados tales como HCl,
HBr, HI; ácido sulfúrico; ácido fosfórico y similares. Los ácidos
preferidos para formar sales de adición de ácidos incluyen HCl y
ácido acético.
El término "alquilo", tal como se emplea en
el presente documento por sí mismo o como parte de otro grupo, se
refiere tanto a radicales de cadena lineal como ramificada, de hasta
8 carbonos, tales como metilo, etilo, propilo, isopropilo, butilo,
t-butilo, isobutilo, pentilo, hexilo, isohexilo,
heptilo y octilo.
En las realizaciones en las que uno de X,
R^{1}, R^{3}, R^{4}, R^{5} o R^{6} es
-L-Ch, los grupos R^{9} son ambos hidrógeno, o
pueden ser cualquiera de una variedad de grupos protectores
disponibles para el azufre, incluyendo metoximetilo,
metoxietoximetilo, p-metoxibencilo o bencilo. Los
grupos protectores de azufre se describen en detalle en Greene,
T.W. y Wuts, P.G.M., Protective Groups in Organic Synthesis,
2ª Edición, John Wiley and Sons, Inc., New York (1991). El grupo
protector Pª puede eliminarse mediante métodos apropiados bien
conocidos en la técnica de la síntesis orgánica, tal como con ácido
trifluoroacético, cloruro mercúrico o sodio en amoniaco líquido. En
el caso de grupos lábiles de ácido de Lewis, incluyendo
acetamidometilo y benzamidometilo, R^{9} puede permanecer
intacto. El marcaje del ligando con tecnecio en este caso, escindirá
el grupo protector, dando el diaminoditiol protegido equivalente
para la forma no protegida.
Los complejos de Tc-99m se
preparan tal como sigue. Una pequeña cantidad de compuesto no
radiomarcado (1 - 2 mg) se disuelve en 100 \muL de EtOH y se
mezcla con 200 \muL de HCl (1 N) y después se añade 1 mL de
solución de Sn-glucoheptonato (que contiene 8 - 32
\mug de SnCl_{2} y 80 - 320 \mug de
Na-glucoheptonato, pH 6,67) y 50 \muL de solución
de EDTA (0,1 N). Entonces se añade [^{99m}Tc]pertecnetato
(100 - 200 \muL; que oscila desde 2 - 20 mCi) solución salina. La
reacción se calienta durante 30 min a 100ºC, después se enfría
hasta temperatura ambiente. La mezcla de reacción se analiza con TLC
(cromatografía en capa fina) (EtOH: NH_{3} concentrado 9:1) para
la formación del producto y la comprobación de la pureza. La mezcla
puede neutralizarse con tampón fosfato hasta pH 5,0.
El agente de diagnóstico radiactivo debe tener
suficiente radiactividad y concentración de radiactividad que pueda
garantizar el diagnóstico fidedigno. Por ejemplo, en caso de que el
metal radiactivo sea el tecnecio-99m, puede
incluirse normalmente en una cantidad de 0,1 a 50 mCi en
aproximadamente de 0,5 a 5,0 ml en el momento de la administración.
La cantidad de un compuesto de fórmula I puede ser suficiente para
formar un compuesto de quelato estable con el metal radiactivo.
El compuesto de quelato así formado como agente
de diagnóstico radiactivo es suficientemente estable y, por tanto,
puede administrarse inmediatamente como tal o almacenarse hasta su
uso. Cuando se desee, el agente de diagnóstico radiactivo puede
contener cualquier aditivo tal como agentes de control del pH (por
ejemplo, ácidos, bases, tampones), estabilizantes (por ejemplo,
ácido ascórbico) o agentes isotonizantes (por ejemplo, cloruro de
sodio).
La presente invención se refiere además a un
método para preparar un complejo de tecnecio-99m
según la presente invención, haciendo reaccionar el
tecnecio-99m en la forma de un pertecnetato en
presencia de un agente reductor y opcionalmente un quelante
adecuado con un compuesto apropiado que contiene Ch.
El agente reductor sirve para reducir el
Tc-99m pertecnetato que se eluye de un generador de
molibdeno-tecnecio en una solución salina
fisiológica. Agentes reductores adecuados son, por ejemplo,
ditionita, ácido sulfínico de formamidina, disulfinato de
diaminoetano o agentes reductores metálicos adecuados, tales como
Sn(II), Fe(II), Cu(I), Ti(III) o
Sb(III). Sn(II) ha demostrado ser particularmente
adecuado.
Para la reacción de formación de complejos
mencionada anteriormente, el tecnecio-99m se hace
reaccionar con un compuesto apropiado de la invención como una sal
o en la forma de quelantes unidos a tecnecio o comparativamente
débiles. En este último caso, el complejo de
tecnecio-99m deseado se forma mediante un
intercambio de ligandos. Ejemplos de quelantes adecuados para el
radionúclido son los ácidos dicarboxílicos, tales como el ácido
oxálico, ácido malónico, ácido succínico, ácido maleico, ácido
ortoftálico, ácido málico, ácido láctico, ácido tartárico, ácido
cítrico, ácido ascórbico, ácido salicílico o derivados de estos
ácidos; compuestos de fósforo tales como los pirofosfatos; o
enolatos. El ácido cítrico, ácido tartárico, ácido ascórbico, ácido
glucoheptónico o un derivado de los mismos, son quelantes
particularmente adecuados para este fin, porque un quelato de
tecnecio-99m con uno de estos quelantes experimenta
el intercambio de ligando deseado de forma particularmente
fácil.
El procedimiento utilizado más comúnmente para
la preparación de complejos de
[Tc^{v}O]^{+3}N_{2}S_{2} se basa en la reducción con
cloruro estannoso (II) de [^{99m}Tc]pertecnetato, el
material de partida común. El procedimiento de marcaje normalmente
se basa en una reacción de intercambio de ligandos de
Tc-99m entre Tc-99m
(Sn)-glucoheptonato y el ligando de N_{2}S_{2}.
La preparación del cloruro estannoso (II) y su conservación en una
forma estannosa (II) constante es críticamente importante para el
éxito de la reacción de marcaje. Para estabilizar el ion estannoso
sensible al aire, es una práctica común en la medicina nuclear
utilizar un kit liofilizado, en el que el ion estannoso está en una
forma de polvo liofilizado mezclada con una cantidad en exceso de
glucoheptonato bajo un gas inerte como nitrógeno o argón. La
preparación de los kits liofilizados de cloruro
estannoso/glucoheptonato de sodio garantiza que la reacción de
marcaje sea reproducible y predecible. Los ligandos de
N_{2}S_{2} normalmente son sensibles al aire (los tioles se
oxidan fácilmente con el aire) y hay reacciones posteriores que
conducen a la descomposición de los ligandos. El método más
conveniente y predecible para conservar los ligandos es producir
kits liofilizados que contienen 100 - 500 \mug de ligandos bajo
argón o nitrógeno.
Dado que la composición radiofarmacéutica según
la presente invención puede prepararse de manera fácil y sencilla,
la preparación puede llevarse a cabo fácilmente por el usuario. Por
tanto, la presente invención también se refiere a un kit, que
comprende:
- (1)
- Un compuesto no radiomarcado de la invención, estando el compuesto opcionalmente en un estado seco; y teniendo también opcionalmente un vehículo y/o sustancias auxiliares farmacéuticamente aceptables añadidas al mismo; y
- (2)
- un agente reductor y opcionalmente un quelante,
en el que los componentes (1) y (2)
pueden combinarse opcionalmente;
y
en el que pueden incluirse opcionalmente las
instrucciones adicionales para su uso con una indicación para
llevar a cabo el método anteriormente descrito haciendo reaccionar
los componentes (1) y (2) con tecnecio-99m en la
forma de una solución de pertecnetato.
Los ejemplos de agentes reductores y quelantes
adecuados para el kit anterior se han enumerado anteriormente. El
usuario puede obtener la solución de pertecnetato a partir de un
generador de molibdeno-tecnecio. Tales generadores
están disponibles en varias instituciones que realizan
procedimientos de radiodiagnóstico. Tal como se observó
anteriormente, los componentes (1) y (2) pueden combinarse, siempre
y cuando sean compatibles. Tal kit de monocomponente, en el que los
componentes combinados están preferiblemente liofilizados, es
adecuado de forma excelente para que el usuario lo haga reaccionar
con la solución de pertecnetato de una manera simple.
Un aspecto adicional de la presente invención
proporciona un procedimiento de obtención de radioimagen, que
comprende:
- (i)
- administrar a un mamífero una cantidad eficaz de una composición radiofarmacéutica, en la que dicha composición comprende: un compuesto radiofarmacéutico según la reivindicación 4 y un vehículo o diluyente farmacéuticamente aceptable, y
- (ii)
- obtener una radioimagen de dicho mamífero tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
Aún un aspecto adicional de la presente
invención proporciona un procedimiento de obtención de radioimagen,
que comprende:
- (i)
- administrar a un mamífero una cantidad eficaz de una composición radiofarmacéutica, en el que dicha composición comprende: un compuesto radiofarmacéutico según la reivindicación 6 y un vehículo o diluyente farmacéuticamente aceptable, y
- (ii)
- obtener una radioimagen de dicho mamífero tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
Todavía un aspecto adicional de la presente
invención proporciona un procedimiento de obtención de radioimagen,
que comprende:
- (i)
- administrar a un mamífero una cantidad eficaz de una composición radiofarmacéutica, en el que dicha composición comprende: un compuesto de tecnecio según la reivindicación 16 y un vehículo o diluyente farmacéuticamente aceptable; y
- (ii)
- obtener una radioimagen de dicho mamífero tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
Un aspecto adicional de la presente invención
proporciona un procedimiento de obtención de radioimagen, que
comprende:
- (i)
- administrar a un mamífero una cantidad eficaz de una composición, en el que dicha composición comprende un compuesto radiofarmacéutico según la reivindicación 13 y un vehículo o diluyente farmacéuticamente aceptable, y
- (ii)
- obtener una radioimagen de dicho mamífero tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
Los compuestos de difenilsulfuro de la presente
invención pueden sintetizarse utilizando métodos análogos a los
descritos en Ferris, R. M. et al., J. Pharm. Pharmacol. 47:
775-781 (1995); Brieaddy, L. E., "Substituted
diphenylsulfides as serotonin uptake inhibitors," solicitud
de patente internacional publicada número WO 93/12080 (1993); y
Mehta, N. B. et al., "Halogen substituted
diphenylsulfides," solicitud de patente europea publicada EP
402.097 A1 (1990).
Adicionalmente, los compuestos de la invención
pueden formarse mediante los métodos siguientes, ilustrados en los
esquemas que aparecen al final de la descripción detallada. Los
esquemas 1 - 4, 7 - 13 se facilitan no como realizaciones de la
invención, sino como ejemplos útiles para la comprensión de la
invención.
El esquema 1 representa un método sintético para
formar IDAM.
El esquema 2 representa un método sintético para
formar compuestos, en los que Y es - CH_{2} OR^{5} y R^{5}
son diversos grupos alquilo inferiores.
El esquema 3 representa un método sintético para
formar compuestos, en los que R^{1} puede ser diversos grupos
alquilo inferiores.
El esquema 4 representa un método sintético para
preparar compuestos, en los que Z es oxígeno, tal como ODAM.
Los esquemas 5 y 6 representan rutas sintéticas
para preparar compuestos de la invención, en los que Y es
-NR^{3}R^{4}.
El esquema 7 representa una ruta sintética para
preparar compuestos, en los que Y es -L-Ch, en la
que L es un enlace y Ch es la fórmula II.
El esquema 8 representa etapas sintéticas para
preparar compuestos que tienen diversos grupos en la posición
R^{1}.
Los esquemas 9, 10 y 11 representan un método
sintético para formar compuestos, en los que Z es -CH_{2}-, A es
yodo e Y es hidrógeno, dimetilaminometilo o hidroximetilo, tales
como CARDAM1, CARDAM2 y CARDAM5X.
El esquema 12 representa un método sintético
para formar compuestos, en los que Z es NH, y uno de A o X es
yodo.
El esquema 13 representa un método sintético
para preparar compuestos, en los que X es - L-Ch, en
la que L es un enlace y Ch es la fórmula II o V.
Se obtuvieron espectros de RMN de protón
experimentales en espectrómetros Brukker 200. Los desplazamientos
químicos (\delta) se notificaron en ppm a campo bajo del patrón de
tetrametilsilano; se utilizó CDCl_{3} o CD_{3}OD como
disolvente. Los espectros de masas se llevaron a cabo en el
Departamento de Química, Universidad de Pennsyl-
vania.
vania.
La síntesis del alcohol
5-yodo-2-[[2-2((dimetilamino)-metil]fenil]tio]bencílico
(IDAM) y su derivado de bromo (el alcohol
5-bromo-2-[[2-2[(dimetilamino)metil]fenil]tio]bencílico)
se logró mediante una secuencia de reacciones explicada en el
esquema 1 mostrado en la página 37 de esta solicitud. El
acoplamiento directo del ácido 2,5-dibromobenzoico
(Frazer, A., J Clin. Psychiatry, 6: 9-25
(1997)) o del ácido 2,5-diyodobenzoico (Mathis, C.A.
et al., J Nucl. Med. 33: 890 (1992)) con
2-tio-N,N-dimetilbenzamida (Wong, D.T. et
al., Adv. Exp. Med. & Biol., 363: 77-95
(1995)) se llevó a cabo en N,N-dimetilacetamida (DMAC) con
metóxido de sodio dando los compuestos deseados con buen
rendimiento (59 y 44% para 23 y 28, respectivamente). Sólo cuando se
preparó 2-tio-N,N-dimetilbenzamida reciente,
se logró un buen rendimiento de acoplamiento. Esto puede deberse al
hecho de que el tiol libre de 22 no era estable dejándolo estar de
forma prolongada a temperatura ambiente. El compuesto de bromo se
convirtió en el derivado de tri-n-butilestaño
correspondiente (Maryanoff. E.M. et al., J Med Chem. 33:
2793-2797 (1990)) mediante una reacción catalizada
por un tetrakis(trifenilfosfina)paladio(0) con
buen rendimiento (66%). El derivado de estaño se convirtió
satisfactoriamente en IDAM con excelente rendimiento (97%), o
alternativamente, la
2-((4-yodo-2-carboxifenil)tio)-N,N-dimetilbenzamida
(Mathis, C.A. et al., Eur. J. Pharmacol. 210:
103-104 (1992)) se redujo hasta IDAM con un
rendimiento del 66%.
La radioyodación se llevó a cabo mediante una
reacción de yododestañación (Maryanoff, E.M. et al., J. Med.
Chem. 33: 2793-2797 (1990)). IDAM se trató con
bistributilestaño y Pd(PPh_{3})_{4} (véase el
ejemplo 4, etapa (I)). El producto intermedio estañado se hizo
reaccionar con yoduro de sodio radiactivo (I-125 o
I-123) en presencia de peróxido de hidrógeno. El
[^{125}I o ^{123}I]IDAM final se purificó utilizando el
método de HPLC (pureza >99%, Rt=11,38 min, columna eluida
PRP-1, 1 mL/min, con una mezcla 80:20 de
acetonitrilo y tampón ácido
3,3-dimetilglutárico,
pH 7,4).
pH 7,4).
El ligando radioyodado, [^{125}I] o
[^{123}I]IDAM (26, esquema 1), se preparó
satisfactoriamente a partir del derivado de tributilestaño
correspondiente mediante una reacción de yododestañación, que dio
como resultado un marcador sin vehículo añadido (su actividad
específica es comparable a la de Na^{125}I; o Na^{123}I). La
identidad radioquímica del ligando radioyodado se verificó mediante
una coinyección del compuesto no radiactivo, IDAM, que mostró un
tiempo de retención idéntico de 7 min en perfiles de HPLC. Se ha
demostrado que [^{125}I]IDAM es estable en etanol al 50%
durante hasta dos meses tras la radioyodación (> 95% de pureza
radioquímica determinada por HPLC). [^{123}I]IDAM mostró
excelente estabilidad in vitro sin observarse descomposición
al dejarlo estar de forma prolongada (>20 h) a
0-4ºC en solución salina.
Éster metílico del ácido
5-nitro-2-(2-metilfenoxi)-benzoico
(34). A una solución de ácido
2-cloro-5-nitrobenzoico
31 (4,04 g, 20 mmol) en nitrobenceno (20 mL) se añadió
K_{2}CO_{3} (4,14 g, 3 eq) seguido por Cu (0,2 g) y CuI (0,2 g)
a 70-80ºC. La mezcla se agitó a 80ºC durante 10 min.
Se añadió O-Cresol (4,32 g, 2 eq) y la mezcla se
agitó a 155ºC durante la noche. Se añadió solución de NaOH (1 M, 30
mL), después la mezcla se enfrió y se extrajo la suspensión oscura
con éter para eliminar el nitrobenceno. La fase acuosa se filtró y
se acidificó con HCl. La mezcla resultante se extrajo con disolvente
mixto (CH_{2}Cl_{2}: MeOH = 9:1). La fase orgánica se secó, se
filtró y se concentró dando una brea (4,6 g). A la solución de brea
obtenida anteriormente en MeOH (100 mL) se añadió H_{2}SO_{4}
concentrado (2 mL) gota a gota a temperatura ambiente y la mezcla
se agitó a reflujo durante la noche. Se eliminó el disolvente y se
añadió agua de hielo. La mezcla se hizo básica con solución de KOH
y se extrajo con CH_{2}Cl_{2}. La fase orgánica se secó, se
filtró y se concentró dando el producto bruto que se purificó
mediante cromatografía (Ultrarrápida 40) (EtOAc: Hex=1:10) dando
720 mg de producto y 2,5 g de mezcla (producto y subproducto).
^{1}H RMN (CDCl_{3}, \delta): 2,19 (s, 3H, Ar
CH_{2}), 3,96 (s, 3H, COOCH_{3}), 6,73 (d, 1H, J =
9,2 Hz, ArH), 7,00 (d,d, 1H, J = 7,4, 1,8 Hz, ArH),
7,15-7,34 (m, 3H, ArH), 8,23 (d,d, 1H, J =
7,5, 1,8 Hz, ArH), 8,79 (d, 1H, J = 2,8 Hz, ArH).
Éster metílico del ácido
5-nitro-2-(2-bromometilfenoxi)-benzoico
(35) A una solución del material de partida 34 (720 mg, 2,5
mmol) en CCl_{4} (20 mL) se añadió NBS (491 mg, 1 eq) y AIBN (40
mg, 0,24 mmol). La mezcla se agitó a reflujo durante la noche. La
solución fría se filtró y el disolvente se eliminó dando un aceite
que se purificó mediante cromatografía (Ultrarrápida 40) (EtOAc:
Hex=1:10) dando 130 mg de producto y 710 mg de mezcla (producto y
subproducto). ^{1}H RMN (CDCl_{3}, \delta): 3,94 (s, 3H,
COO(CH_{3}), 4,56 (s, 2H, NCH_{2}), 6,95
(d, 2H, J = 9,1 Hz, ArH), 7,24 (t, d, 1H, J = 7,4, 1,1 Hz,
ArH), 7,36 (t, d, 1H, J = 7,6, 1,7 Hz, ArH), 7,52 (d,
d, 1H, J = 7,4, 1,7 Hz, ArH), 8,25 (d,d, 1H, J = 9,2, 2,8 Hz,
ArH), 8,81 (d, 1H, J = 2,8, 1,1 Hz, ArH).
Éster metílico del ácido
5-nitro-2-(2-dimetilaminometilfenoxi)-benzoico
(36) A una solución del material de partida 35 (300 mg, 0,82
mmol) en acetonitrilo (10 mL) se añadió dimetilamina (5 mL, 2 M en
THF) y trietilamina (1 mL) gota a gota a temperatura ambiente. La
mezcla se agitó a reflujo durante la noche. El disolvente se
eliminó y el residuo se purificó mediante cromatografía en capa fina
preparativa (PTLC) (CH_{2}Cl_{2}: MeOH = 9:1) dando 148 mg de
producto. ^{1}H RMN (CDCl_{3}, \delta): 2,15 (s, 6H,
NCH_{3}), 3,39 (s, 2H, NCH_{2}), 3,92 (s, 3H,
COOCH_{3}), 6,73 (d, 1H, J = 9,2 Hz, ArH), 6,97 (d,
1H, J = 7,5 Hz, ArH), 7,24 (t, d, 1H, J = 7,0, 1,1 Hz,
ArH), 7,30 (t, d, 1H, J = 7,3, 1,7 Hz, ArH), 7,52 (d,
1H, J = 7,5 Hz, ArH), 8,16 (d,d,d, 1H, J = 9,2, 2,8, 1,1 Hz,
ArH, 8,75 (d,d, 1H, J = 2,8, 1,0 Hz, ArH), HRMS
Calculado: (C_{17}H_{18}N_{2}O_{5}): M/Z 331,1294
(M^{+}+1); Encontrado: M/Z 331,1301 (M^{+}+1).
Éster metílico del ácido
5-amino-2-(2-dimetilaminometilfenoxi)-benzoico
(37) Una mezcla de material de partida 36 (225 mg, 0,68 mmol) y
Pd/C (50 mg) en disolvente mixto (30 mL, MeOH: EtOAc=1:9) se
hidrogenó a 50 psi y temperatura ambiente durante 2 h. La mezcla se
filtró y el filtrado se concentró dando el producto bruto que se
purificó mediante PTLC (CH_{2}Cl_{2}: MeOH = 9:1) dando 220 mg
de producto. ^{1}H RMN (CDCl_{3}, \delta): 2,67 (s, 6H,
NCH_{3}), 3,70 (s, 3H, COOCH_{3}), 4,15 (s, 2H,
NCH_{2}), 6,59 (d, 1H, J = 8,1 Hz, ArH), 6,84 (d,
2H, J = 1,6 Hz, ArH), 7,04 (t, 1H, J = 7,4 Hz, ArH),
7,17 (d,d, 1H, J = 7,7, 1,6 Hz, ArH), 7,24 (t, 1H, J = 1,1
Hz, ArH), 7,64 (d,d, 1H, J = 7,4, 1,5 Hz, ArH). HRMS
Calculado (C_{17}H_{20}N_{2}O_{3}): M/Z301,1552
(M^{+}+1); Encontrado: M/Z301,1549 (M^{+}+1).
Alcohol
5-amino-2-(2-dimetilaminometilfenoxi)-bencílico
(38) A una suspensión de LAH (240 mg, 6,3 mmol) en THF (20 mL)
se añadió gota a gota una solución del material de partida 37 (410
mg, 1,4 mmol) a temperatura ambiente. La mezcla se agitó a
temperatura ambiente durante 1 h. Se añadieron gota a gota
sucesivamente 0,2 mL de agua, 0,2 mL de solución de NaOH (1 M) y
0,6 mL de agua para extinguir la reacción. La mezcla se filtró y se
lavó con disolvente mixto (CH_{2}Cl_{2}: MeOH = 9:1). El
filtrado se concentró y el residuo se purificó mediante PTLC
(CH_{2}Cl_{2}: MeOH: NH_{4}OH=9:1: 0,1) dando 280 mg de
producto. ^{1}H RMN (CD_{3}OD, \delta): 2,26 (s, 6H,
NCH_{3}), 3,58 (s, 2H, NCH_{2}), 4,33 (s, 2H,
HOCH_{2}), 6,58 (d,d, 1H, J = 8,1, 1,0 Hz, ArH),
6,67 (d,d, 1H, J = 8,5, 2,6 Hz, ArH), 6,74 (d, 1H, J = 8,4
Hz, ArH), 6,82 (d, 1H, J = 2,5 Hz, ArH), 6,96 (t, d,
1H, J = 7,4, 1,2 Hz, ArH), 7,14 (t, d, 1H, J = 8,0, 1,8 Hz,
ArH), 7,29 (d,d, 1H, J = 7,4, 1,7 Hz, ArH), HRMS
Calculado (C_{16}H_{20}N_{2}O_{2}): M/Z 273,1603
(M^{+}+1); Encontrado: M/Z 273,1603 (M^{+}+1).
Alcohol
5-yodo-2-(2-dimetilaminometilfenoxi)-bencílico
(39) A una mezcla de material de partida 38 (250 mg, 0,92
mmol), hielo (3,6 g) y HCl concentrado (2,4 mL) se añadió una
solución de NaNO_{2} 9360 mg) en agua (4,5 mL) gota a gota a 0ºC
en un baño de hielo. La mezcla se agitó a 0ºC durante 30 min. La
mezcla resultante se añadió a una solución de KI (2,1 g) en agua
(15 mL) gota a gota a 0ºC y la mezcla resultante se agitó a
temperatura ambiente durante 30 min. La mezcla se hizo básica con
solución saturada de NaHCO_{3} y se extrajo con disolvente mixto
(CH_{2}Cl_{2}: MeOH = 9:1). La fase orgánica se secó, se filtró
y se concentró dando el producto bruto que se purificó mediante
PTLC (CH_{2}Cl_{2}: MeOH = 9:1) dando 108 mg de producto.
^{1}H RMN (CDCl_{3}, \delta): 2,25 (s, 6H, NCH_{3}),
3,49 (s, 2H, NCH_{2}), 4,29 (s, 2H, HOCH_{2}),
6,67 (d, 1H, J = 8,0 Hz, ArH), 6,77 (d, 1H, J = 8,2 Hz,
ArH), 7,02 (t, 1H, J = 7,5 Hz, ArH), 7,19 (d,d, 1H, J
= 7,9, 1,2 Hz, ArH), 7,24 (d, I H, J = 7,2 Hz, ArH),
7,59 (d,d, 1H, J = 8,4, 1,7 Hz, ArH), 7,63 (s, 1H,
ArH), HRMS Calculado (C_{16}H_{18}INO_{2}): M/Z
384,0461 (M^{+}+1); Encontrado M/Z 384,0472 (M^{+}+1).
Alcohol
5-tributilestanil-2-(2-dimetilaminometilfenoxi)-bencílico
(40) Una mezcla de material de partida 39 (30 mg, 0,08 mmol),
bistributilestaño (0,2 mL) y Pd(PPh_{3})_{4} (10
mg) en disolvente mixto (2 mL, Et_{3}N: dioxano = 1:1) se agitó a
90ºC durante la noche. El disolvente se eliminó y el residuo se
purificó mediante PTLC (CH_{2}Cl_{2}: MeOH = 9:1) dando 12 mg
de producto. ^{1}H RMN (CDCl_{3}, \delta):
0,85-1,69 (m, 27H, SnBu_{3}), 2,25 (s, 6H,
NCH_{3}), 3,50 (s, 2H, NCH_{2}), 4,35 (s, 2H,
HOCH_{2}), 6,69 (d, 1H, J = 8,1 Hz, ArH), 6,96 (d,
1H, J = 7,8 Hz, ArH), 7,00 (d, 1H, J = 8,4 Hz, ArH),
7,17 (d,d, 1H, J = 7,7, 1,8 Hz, ArH), 7,22 (d,d, 1H, 3=7,2,
1,5 Hz, ArH), 7,37 (s, 1H, ArH), 7,39 (d,d, 1H, J =
7,5, 1,2 Hz, ArH), HRMS Calculado
(C_{28}H_{45}NO_{2}Sn): M/Z 548,2550 (M^{+}+1); Encontrado
M/Z 548,2548 (M^{+}+1).
Alcohol 5-[123-yodo o
125-yodo]-2-(2-dimetilaminometilfenoxi)-bencílico.
La radioyodación se llevó a cabo mediante yododestañación. ODAM se
hizo reaccionar con yoduro de sodio radiactivo
(I-125 o I-123) en presencia de
peróxido de hidrógeno, y se purificó mediante HPLC.
En este estudio se utilizaron ratas
Sprague-Dawley que pesaban 225 - 275 g.
[^{125}I]/[^{123}I] NaI (solución de NaOH 0,1 N) sin vehículo
añadido, se adquirieron de Nordion (Ottawa, Canadá) y DuPont NEN
Research Products (Boston, MA), respectivamente.
[^{125}I]IPT se preparó según el procedimiento descrito
anteriormente (Kung, M. P. et al., Synapse 20 (4):
316-324 (1995)). Di. C. Mathis, de la Universidad de
Pittsburg, facilitó generosamente la paroxetina. Research
Biochemicals Int. facilitó amablemente (+)McN5652 mediante un
programa de síntesis soportado por NIMH. La nisoxetina se preparó
en el laboratorio según un método notificado anteriormente (Srebnik,
M. et al., J. Med. Chem. 53: 2916-2920
(1988)). La serotonina, el metilfenidato y la racloprida se
adquirieron de Research Biochemicals Int. (Natick, MA). La
desipramina y la p-cloranfetamina (PCA) se
adquirieron de Sigma Chemical Co. (St. Louis, MO). El resto de los
productos químicos utilizados fueron de calidad de reactivo.
El Dr. G. Rudnick, de la Universidad de Yale,
facilitó amablemente tres transportadores de monoamina expresados
respectivamente en una línea celular parental común,
LLC-PK, (denominada LLC-DAT,
LLC-NET y LLC-SERT). Las células
se sembraron en placas y se hicieron crecer hasta la confluencia
como una monocapa, tal como se describe (Gu, H. et al., J. Biol.
Chem. 269 (10): 7124-7130 (1994)). Se prepararon
homogeneizados de membrana como para los ensayos de unión con
[^{125}I]IPT. La inhibición de los compuestos sobre la
unión de [^{125}I]IPT a LLC-DAT,
LLC-NET y LLC-SERT se llevó a cabo
en el tampón de ensayo (Tris-HCl 50 mM, pH 7,4, NaCl
120 mM y BSA al 0,1%) que contenía [^{125}I]IPT 0,2 - 0,4
nM tal como se ha descrito anteriormente (Hou, C. et al., Society
for Neuroscience Program 28th Annual Meeting, Los Angeles, CA
[resumen 241,21]: 112 (1998)). En estas condiciones, IPT mostró
valores de K de 1,2, 19,3 y 1,2 nM para DAT, NET y SERT,
respectivamente.
Se diseccionó la corteza frontal del cerebro de
rata y se homogeneizó en 30 volúmenes de tampón
(Tris-HCl 50 mM, pH 7,4 que contenía NaCl 120 mM y
KCl 5 mM). Los homogeneizados se centrifugaron a 20.000 g durante
20 min. A continuación, los sedimentos resultantes se volvieron a
suspender y centrifugar. Los sedimentos finales se suspendieron en
el mismo tampón y se utilizaron para los ensayos de unión in
vitro.
Los ensayos de unión se realizaron en tubos de
vidrio (12 x 75 mm) con un volumen final de 0,5 ml. En los
experimentos de saturación, se mezclaron alícuotas (100 \mul
correspondientes a 20 - 30 \mug de proteína) de suspensiones de
membrana con tampón (como anteriormente) que contienen
[^{125}I]IDAM 0,05 - 2,0 nM.
Se realizaron experimentos de competencia
utilizando [^{125}I]IDAM 0,2 nM y 8 - 10 concentraciones
(10^{10} - 10^{-5} M) de fármacos competitivos. Se diluyeron
seriadamente diversos inhibidores con el tampón que contenía BSA al
0,1% para superar la pegajosidad y la pérdida debido a la dilución.
La unión no específica se definió con paroxetina 1 \muM. Se llevó
a cabo la incubación durante 60 min a temperatura ambiente y
después se terminó mediante la separación de la unión del
radioligando libre mediante filtración a través de filtros de fibra
de vidrio (Schleicher & Schuell Nº 25, Keene, NH) empapados
previamente con polietilenimina al 1%. Los filtros se lavaron
entonces tres veces con 3 ml de tampón Tris 20 mM helado y se
contaron en un contador gamma (Packard 5000) con un 70% de
eficacia. Para estudiar el efecto del Na^{+}, los homogeneizados
se prepararon en un tampón Tris-HCl 50 mM/KCl 5 mM
libre de sodio. Se utilizaron las concentraciones finales de
Na^{+} de 0, 2, 5, 10, 20, 37,5, 75, 150 y 300 mM y se realizaron
los mismos ensayos, tal como se ha descrito anteriormente. Las
determinaciones de proteínas se llevaron a cabo con el método de
Lowry (Lowry, O. H, et al., J. Biol. Chem. 193:
265-275 (1951)) utilizando albúmina sérica bovina
como patrón. Los resultados de los experimentos de saturación y
competencia se sometieron a un análisis de regresión no lineal
utilizando EBDA (Munson, P. J. y D. Rodbard, Anal. Biochem.
107 (1): 220-239 (1980)) mediante el cual se
obtuvieron los valores de K_{d}, B_{max} e CI_{50}.
Se utilizó una neurotoxina, la
p-cloroanfetamina (PCA), para producir una lesión en
las terminales nerviosas serotonérgicas de las ratas, tal como se
ha descrito anteriormente (Sanders-Bush, E. y V. J.
Massari, Fed. Proc. 36: 2149-2153 (1977)).
Diez ratas se dividieron en dos grupos, y se les inyectó diariamente
PCA (8 mg/kg, i.p.) o solución salina durante 3 días consecutivos,
respectivamente. Los animales se sacrificaron 5 días después de la
última inyección y se prepararon homogenizados de la membrana
cortical frontal. Se midió la diferencia en los sitios de unión
(B_{max}) y las afinidades (K_{d}) para [^{125}I]IDAM
entre las ratas control y las lesionadas con PCA.
Se examinaron los efectos de los fármacos sobre
la radiactividad en diversas regiones del SNC utilizando
procedimientos de análisis de varianza. La unión de IDAM en ratas
tratadas con el fármaco se comparó con los animales control en
diferentes regiones del cerebro utilizando pruebas de la t
unilaterales. El nivel de significación se definió como p<0,05,
tras la corrección de Bonferroni para múltiples comparaciones.
Se utilizaron tres o cuatro ratas por grupo para
cada estudio de biodistribución. Mientras estaban bajo anestesia
con éter, se inyectaron 0,2 ml de una solución salina que contenía
10 \muCi de marcador radiactivo en la vena femoral. Las ratas se
sacrificaron en el momento indicado mediante escisión cardiaca,
mientras estaban bajo anestesia con éter. Los órganos de interés se
extrajeron y se pesaron, se realizó un conteo de la radiactividad
utilizando un contador gamma automático Packard (Modelo 5000). Se
calculó la dosis en porcentaje por órgano mediante una comparación
de los conteos del tejido con los conteos del 1% de la dosis inicial
(alícuotas diluidas 100 veces del material inyectado) medidos al
mismo tiempo.
Se midió la distribución regional del cerebro en
las ratas tras una inyección i.v. de marcador radiactivo. Se
disecaron muestras de diferentes regiones del cerebro [corteza (CX),
cuerpo estriado (ST), hipocampo (HP), cerebelo (CB) e hipotálamo
(HY)], se pesaron y se realizó el conteo. Se calculó la dosis en
porcentaje/g de cada muestra comparando los conteos de la muestra
con los conteos de la dosis inicial diluida descrita anteriormente.
Se obtuvo la razón de unión específica (SB) en cada región
dividiendo la diferencia de cada región del cerebelo (dosis en
porcentaje/g) por la del cerebelo [(región-CB)/CB].
La región del cerebelo que no contenía transportadores de
serotonina se utilizó como región de fondo.
Se investigó la unión competitiva in vivo
sobre varias captaciones de [^{125}I]IDAM pretratando los
animales respectivamente con paroxetina, (+)McN5652, desipramina,
nisoxetina, metilfenidato, racloprida e IDAM (2 mg/kg, cada uno,
i.v. 5 min antes de la inyección de [^{125}I]IDAM). Los
experimentos se realizaron utilizando grupos de 3 - 4 animales por
estudio. Se determinaron distribuciones regionales de cerebro
similares a los 60 minutos tras la inyección con
[^{125}I]IDAM, tal como se ha descrito anteriormente. La
reducción de la unión específica regional en las ratas pretratadas
con el fármaco se comparó con los animales control con
pretratamiento con solución salina.
Sesenta minutos tras una inyección i.v. de 200 -
300 \muCi de [^{125}I]IDAM en dos ratas macho, se
disecaron las zonas correspondientes a la región del hipotálamo,
individualmente. Los tejidos se homogeneizaron entonces en 1,5 ml
de tampón Tris 50 mM (pH 7,4) y los homogeneizados se extrajeron con
acetato de etilo (3 x 1,5 ml) en presencia de IDAM no radiactivo
(100 \mug). Las capas de acetato de etilo extraídas se evaporaron
hasta casi la sequedad y se analizó la pureza de
[^{125}I]IDAM en los extractos condensados mediante HPLC
(columna PRP-1; disolvente: CH_{3}CN/_DMGA:
90/10; velocidad de flujo: 1 ml/min). Se obtuvieron muestras control
añadiendo 5 - 10 \muCi de [^{125}I]IDAM a los tejidos de
hipotálamo, seguido por los mismos procedimientos utilizados para
las muestras experimentales para determinar la eficacia de la
extracción.
A ratas bajo anestesia con éter se les
inyectaron por vía intravenosa 0,4 ml de una solución salina que
contenía 500 \muCI de [^{125}I]IDAM. A los 60 min tras
la inyección i.v., se sacrificó a los animales mediante escisión
cardiaca mientras estaban bajo anestesia con éter. Los cerebros se
extrajeron rápidamente, se colocaron en un medio de inclusión
(Tissue Tek, Miles Laboratory, Elkhart, IN) y se congelaron con
hielo seco en polvo. Tras alcanzar el equilibrio a -20ºC, se
cortaron secciones coronales consecutivas de 20 \mum en un
microtomo - criostato (Hacker Instruments, Fairfield, NJ), se
montaron descongeladas en portaobjetos de microscopio y se dejaron
secar al aire a temperatura ambiente. Los portaobjetos que contenían
secciones de cerebro se expusieron a película de rayos X DuPont
junto con patrones de ^{125}I de 20 \mum de espesor (Amersham
Corp., Arlington, IL) durante 72 h en 9 chasis autorradiográficos.
Los patrones de microescala se calibraron con patrones de masa de
tejido para la conversión del valor a nCi/mg de proteína. La
película expuesta se reveló mediante un procesador de películas
automático de Kodak. Las densidades ópticas se determinaron con un
sistema de análisis de imagen desarrollado por NIH (Image 1.61). Se
llevaron a cabo estudios de bloqueo pretratando las ratas con
paroxetina o nisoxetina (2 mg/kg, i.v. 5 min antes de la inyección
con marcador). Las secciones de cerebro de las ratas pretratadas se
trataron siguiendo los mismos procedimientos descritos
anteriormente para las ratas normales no tratadas.
Se comparó la selectividad de unión para tres
transportadores de monoamina de IDAM, ODAM, otros compuestos de la
invención y los compuestos descritos anteriormente. Los resultados
se exponen en las tablas 1A y 1B, a continuación. Estos
transportadores, expresados respectivamente en una línea celular
parental común, LLC-PK1, se utilizaron para la
evaluación.
\vskip1.000000\baselineskip
| DAT | NET | SERT | |
| 403U76 | > 1000 nM* | 55 \pm 10 nM* | 2,1 \pm 0,4 nM* |
| IPT | 1,2 \pm 0,1 nM | 19,3 \pm 6,3 nM | 1,2 \pm 0,1 nM |
| R(+)McN5652 | 112 \pm 23 nM | 11,3 \pm 3,3 nM | < 0,01 nM |
| IDAM | > 10 \muM | 234 \pm 26 nM | 0,097 \pm 0,013 nM |
| ODAM (K99006) | 3,9 \pm 0,7 nM | 20,0 \pm 1,9 \muM | 0,12 + 0,02 nM |
| K68 | 20,45 \pm 1,55 nM | 419,5 \pm 62,5 nM | 2,42 + 0,06 nM |
| K102 | - - | - - | > 1 \muM |
| K104 | 11,0 \pm 0,2 \muM | 155,2 \pm 18,7 \muM | 0,02 + 0,00 nM |
| K109 | 1,7 \pm 0,6 \muM | 46,2 \pm 0,7 \muM | 0,038 + 0,010 nM |
| K110 | 14,7 \pm 2,2 \muM | 6,3 \pm 0,7 \muM | 1,9 nM (n = 1) |
| K119 | 11,1 \pm 1,1 \muM | 201 \pm 23 \muM | 0,234 + 0,115 nM |
| K120 | 9,3 \pm 0,2 \muM | 382 \pm 46 nM | 0,33 + 0,06 nM |
Los compuestos 403U76, IDAM, ODAM, R(+)McN5652,
K68, K102, K104, IPT, K110, K119 y K120 se presentan no como
realizaciones de la invención, sino como ejemplos útiles para la
comprensión de la invención.
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
(Tabla pasa a página
siguiente)
\newpage
Selectividad de los derivados de IDAM para los
transportadores de monoamina: DAT, NET y SERT expresados en células
LLC-PK_{1}.
| DAT | NET | SERT | |
| K99025 | 165 \pm 9 Nm | \sim 0,075 nM | |
| K99026 | 214 \pm 68 nM | \sim 0,022 nM | |
| K99028 | 699 \pm 80 nM | \sim 0,013 nM | |
| K99032 | < 0,01 nM | ||
| K99033 | < 0,01 nM | ||
| K99034 | 35,0 \pm 2,5 nM | ||
| K99035 | 2,8 \pm 0,1 nM | ||
| K99036 | 139 \pm 15 nM | ||
| K99037 | 27,3 \pm 6,9 nM | ||
| K99038 | - - | ||
| K99039 | < 0,01 nM |
Los compuestos K99025, K99032, K99033, K99034,
K99035, K99036, K99037, K99038 y K99039 se presentan no como
realizaciones de la invención, sino como ejemplos útiles para la
comprensión de la invención.
Los ensayos de unión in vitro se llevaron
a cabo con tampón (Tris-HCl 50 mM, pH 7,4, NaCl 120
mM, BSA al 0,1%) y [^{125}I]IPT como el ligando. Se
utilizaron preparaciones de membrana del transportador específico:
transportador de dopamina (DAT), transportador de norepinefrina
(NET) y el transportador de serotonina (SERT), expresados en
células LLC-PK_{1}, respectivamente.
\text{*} Los valores se expresaron como
CI_{50} para la inhibición sobre captaciones de sustrato tomadas
de Ferris, R. M. et al. "Pharmacological properties of
403U76, a new chemical class of 5-hydroxytryptamine
- and noradrenaline - reuptake inhibitor." J. Pharm.
Pharmacol. 47:775-781 (1995).
En un ensayo de unión competitiva utilizando
[^{125}I]IPT como radioligando para los tres
transportadores de monoamina (Kung, M. P. et al.,
Synapse 20 (4): 316-324 (1995); Hou, C. et
al., Society for Neuroscience Program 28th Annual
Meeting, Los Angeles, CA [resumen 241,21]: 112 (1998)), IDAM,
así como los derivados bromados, mostraron altas afinidades (los
valores de K_{i} fueron inferiores a 0,1 nM) para SERT. Valores
altos de K_{i} (> 10 \muM) indican la falta de unión de
estos compuestos para DAT. La sustitución de Br con I pareció
reducir la afinidad de unión para NET (K_{i} = 35,4 nM para el
derivado bromado y 234 nM para IDAM). Estos resultados sugerían que
IDAM es superior al derivado clorado notificado anteriormente
(403U76) (Ferris, R. M. et al., J. Pharm. Pharmacol. 47:
775-781 (1995)) (la selectividad mostrada en la
tabla 1 se expresó como la inhibición sobre las captaciones de
sustrato). (+)McN5652, el marcador selectivo de PET para SERT, se
evaluó en condiciones de ensayo similares. Se observó una unión
selectiva para este compuesto con valores de K_{i} <0,01, 11,3
y 112 nM para SERT, NET y DAT, respectivamente. En comparación con
(+)McN5652, IDAM mostró un perfil de selectividad comparable e
incluso mejor (unión de NET menos destacada) para SERT.
De manera similar a otros ligandos de SERT, la
unión de [^{125}I]IDAM a homogeneizados de membrana
cortical frontal de rata requiere la presencia del ion sodio
(Na^{+}). Hubo un rápido aumento en la unión específica con
concentraciones crecientes de sodio de hasta 100 mM; por encima de
ese nivel, hubo un mayor aumento gradual (de aproximadamente el
10%) hasta la concentración de 200 mM. Por tanto, los ensayos
posteriores se realizaron utilizando el tampón
Tris-HCl 50 mM que contenía KCl 5 mM y NaCl 120
mM.
La unión específica de [^{125}I]IDAM a
SERT se examinó utilizando homogeneizados de membrana cortical
frontal de rata. La unión no específica se definió utilizando
paroxetina 1 \muM. En estas condiciones, la unión específica era
saturable y de alta afinidad. La transformación de Scatchard de los
datos de unión dio una representación lineal, lo que indica la
unión en un sitio (figura 1). Los valores medios de 3 experimentos
dieron un valor de K_{d} de 0,25 - 0,05 nM y un valor de B_{max}
de 272 - 30 fmol/mg de proteína. El número de sitios de unión
obtenidos con [^{121}I]IDAM es comparable a los valores
notificados con otros ligandos similares de SERT (Kung, M. P. et
al., Life Sci. 51: 95-106 (1992); Mathis, C. A.
et al., Eur. J. Pharmacol. 210 (1): 103-104
(1992)).
Se sabe que el tratamiento sistemático de ratas
con p-cloroanfetamina (PCA) reduce el nivel de
serotonina endógena en un 90% y produce una reducción concomitante
de neuronas de serotonina en el cerebro (Kohler, C. et al., Ann.
NY Acad. Sci. 305: 645-663 (1978)). Se utilizó
la preparación de tejido frontal de la corteza de ratas tratadas
con PCA para los estudios de unión de [^{125}I] IDAM. Se indujeron
lesiones de las neuronas serotonérgicas mediante inyección
sistémica de PCA, que produjo un efecto profundo en la unión a los
homogeneizados de membrana cortical preparados a partir de animales
lesionados (figura 1). Tal como se esperaba, hubo una reducción
espectacular de la unión específica: la B_{max} observada
disminuyó desde 272 \pm 30 fmol/mg de proteína hasta 20 \pm 7
fmol/mg de proteína sin cambio significativo en la afinidad de unión
(K_{d}).
Se utilizaron varios fármacos en los ensayos de
competencia de unión con [^{125}I]IDAM para caracterizar
los perfiles farmacológicos de [^{125}I]IDAM en el
homogeneizado de la corteza frontal de rata. La paroxetina y
(+)McN5652, dos ligandos selectivos conocidos para SERT, compiten
eficazmente con la unión de [^{125}I]IDAM, mostrando
valores de K_{i} inferiores a 0,1 nM (figura 2). IDAM no
radiactivo también mostró una elevada potencia en la inhibición con
un valor de K_{i} bajo (K_{i} = 0,08 nM). Los fármacos tales
como nisoxetina y desipramina, inhibidores selectivos de MET
conocidos, mostraron una moderada afinidad para competir por la
unión a [^{125}I]IDAM (K_{i} = 20,2 y 54,9 nM para
nisoxetina y desipramina, respectivamente). Mientras que
5-HT, el neurotransmisor endógeno, daba un valor de
K_{i} de 437 nM. Racloprida (un ligando D2/D3 selectivo de la
dopamina) y metilfenidato (un ligando selectivo de DAT) fueron mucho
menos activos en la inhibición de la unión de
[^{125}I]IDAM (K_{i}, = 669 y >1000 nM,
respectivamente).
La biodistribución de [^{125}I]IDAM en
diferentes órganos y regiones del cerebro tras la inyección i.v. se
muestra en la tabla 2 más adelante. La captación inicial del cerebro
a los 2 minutos tras la inyección fue alta (2,44% de la dosis), lo
que indica un paso eficaz del marcador a través de la barrera
hematoencefálica intacta. La lipofilicidad óptima de este ligando
se reflejó mediante su coeficiente de partición (PC = 473) entre el
n-octanol y el tampón fosfato, pH 7,4. La
radiactividad total recuperada a los 2 minutos tras la inyección de
los órganos principales fue relativamente baja (menos del 60% de la
dosis total inyectada). El rápido aclaramiento de
[^{125}I]IDAM de las ratas sugiere que el compuesto puede
metabolizarse rápidamente y excretarse en la orina. En los últimos
puntos, la radiactividad se lavó del cerebro con un 0,50 y un 0,17%
de la dosis a los 60 y 120 min, respectivamente. La mayor parte de
la radiactividad se lavó del cerebro 4 horas tras la inyección.
Los niveles de radiactividad en todas las
regiones del cerebro fueron las más altas a los 2 min y después
disminuyeron durante el periodo de 4 horas. La tasa de lavado fue
más rápida en CB, donde no se localizan sitios de unión a SERT, en
comparación con otras regiones del cerebro (es decir, ST, HP, CX y
HY, donde se concentran diferentes niveles de SERT). A los 30
minutos tras la inyección, regiones que contienen inervación
serotonérgica, es decir ST, HP, CX y HY, mostraron mayores
concentraciones de radiactividad que CB. La razón de la captación
específica en la región del hipotálamo ([HY-CB/CB)
aumentó de manera constante hasta las 2 horas tras la inyección
(tabla 2). Sin embargo, las actividades regionales parecieron
disminuir rápidamente entre los 60 min y los 120 min tras la
inyección. Basándose en esta observación, se realizaron experimentos
de exposición a fármacos a los 60 min tras la inyección i.v.
Para investigar la estabilidad de
[^{125}I]IDAM en cerebro de rata tras una inyección i.v.,
se examinó la radiactividad asociada con la región del hipotálamo a
los 60 min tras la inyección. Se encontró que sólo se recuperaba
[^{125}I]IDAM no metabolizado (> 95%). Ningún metabolito
detectable significativo en el cerebro refuerza las características
favorables del marcador.
Se examinaron los efectos del pretratamiento de
ratas con diversos compuestos en la distribución regional en el
cerebro de [^{125}I]IDAM para evaluar la especificidad
farmacológica in vivo. La unión específica de
[^{125}I]IDAM en todas las regiones del cerebro, excepto en
HP, se redujo espectacularmente por el pretratamiento con
paroxetina, (+)McN5652 e IDAM (p<0,05). Estos resultados sugieren
una potente competencia de la unión in vivo de estos
compuestos con [^{121}I]IDAM para SERT. La magnitud del
bloqueo en diferentes regiones fue: HY > CX > ST > HP
(figura 3). Hubo un alto nivel de unión no específica, que no podía
bloquearse mediante ligandos específicos de SERT, en la región HP.
Compuestos tales como metilfenidato (selectivo para DAT) y
racloprida (selectivo para los receptores D2/D3 de dopamina) no
mostraron efectos sobre la captación específica. Nisoxetina y
desipramina, dos ligandos selectivos para NET, no mostraron
inhibición significativa en la unión de [^{125}I]IDAM a la
región del cerebro, lo que indica la falta de unión a este marcador
en los sitios NET. La unión altamente selectiva in vivo de
SERT observada con [^{125}I]IDAM es una propiedad muy
deseable para un posible agente de obtención de imágenes de
SERT.
SERT.
\vskip1.000000\baselineskip
A los 60 min tras la inyección de
[^{125}I]IDAM, autorradiogramas de secciones de cerebro de
rata mostraron un marcaje intenso en diversas regiones (Paxiriog,
G. y C. Watson "The Rat Brain In Stereotaxic
Coordinates," New York Academic Press, (1986)), es decir, en
el tubérculo olfatorio, núcleo septal lateral, núcleos hipotalámico
y talámico, globo pálido, sustancia gris central, colículo superior,
sustancia negra, núcleo interpeduncular, rafes dorsal y medio y
locus coerulus (figura 4), zonas conocidas por tener altas
densidades de sitios de SERT (Cortes, R. et al.,
Neuroscience 27: 473-496 (1988)). También se
encontró un marcaje inferior pero detectable en la corteza frontal,
putamen caudado, pálido ventral e hipocampo, zonas que
contienen una cantidad significativamente inferior de sitios de
SERT. La distribución regional observada con [^{125}I]IDAM
concuerda con la notificada para otro ligando de SERT (Biegon, A.
et al., Brain Res. 619: 236-246
(1993); Kovachich, G. B. et al., Brain Res. 454:
78-88 (1988); De Souza, E. B. y B. L. Kuyatt,
Synapse 1: 488-496 (1987)) lo que indica que
la unión no específica in vivo de [^{125}I]IDAM es
insignificante. En ratas pretratadas con una alta dosis de
paroxetina (2 mg/kg, i.v.), un ligando selectivo para SERT, los
autorradiogramas fueron significativamente reducidos, en
comparación con las secciones correspondientes en las ratas control.
El porcentaje de unión específica varió desde más del 95% en el
núcleo interperduncular, el rafe medio y el hipotálamo dorsomedial
hasta menos del 30% en las regiones del hipocampo y en varias
regiones corticales. La alta unión no específica (bloqueo sin
paroxetina) observada en HP (más del 70%) observada por el
autorradiograma ex vivo, se correlaciona bien con los
resultados obtenidos utilizando las regiones disecadas del cerebro
(figura 3). Los autorradiogramas de secciones del cerebro de ratas
pretratadas con nisoxetina indicaron que no hay diferencia
estadísticamente significativa para el marcaje de
[^{125}I]IDAM entre las ratas control y las pretratadas con
nisoxetina. Los resultados
confirman además la unión selectiva de [^{125}I]IDAM a los sitios SERT sin marcaje concomitante para los sitios NET.
confirman además la unión selectiva de [^{125}I]IDAM a los sitios SERT sin marcaje concomitante para los sitios NET.
\vskip1.000000\baselineskip
El estudio de biodistribución inicial en ratas
(inyección i. v.) tal como se llevó a cabo en el ejemplo 4 mostró
una rápida captación y lavado en el cerebro (2,03, 1,49, 0,79, 0,27
y 0,07% de la dosis/órgano a los 2, 30, 60, 120 y 240 min,
respectivamente). Y lo que es más importante, la región del
hipotálamo, en la que se ubican las neuronas de serotonina, mostró
una alta captación específica (tabla 3). Las razones
hipotálamo/cerebelo, basadas en el porcentaje de la dosis por gramo
(% dosis/g) de estas dos regiones, mostraron valores de 1,22, 1,86,
1,86, 1,63 y 1,34 a los 2, 30, 60, 120 y 240 min, tras la inyección
i.v., respectivamente. Sin embargo, la ubicación regional en el
cerebro no es un corte claro tal como el de IDAM.
\vskip1.000000\baselineskip
| Órgano | 2 min | 30 min | 60 min | 120 min | 240 min |
| Sangre | 3,009 \pm 0,212 | 3,517 \pm 0,504 | 3,296 \pm 0,373 | 1,868 \pm 0,186 | 0,976 \pm 0,073 |
| Cerebro | 2,033 \pm 0,087 | 1,489 \pm 0,146 | 0,785 \pm 0,23 | 0,267 \pm 0,066 | 0,065 \pm 0,017 |
| Glándula tiroidea | 0,080 \pm 0,019 | 0,039 \pm 0,006 | 0,028 \pm 0,005 | 0,034 \pm 0,006 | 0,041 \pm 0,038 |
| Órgano | 2 min | 30 min | 60 min | 120 min | 240 min |
| Distribución regional en el cerebro (razón/CB) | |||||
| Región | 2 min | 30 min | 60 min | 120 min | 240 min |
| Cerebelo | 1,000 | 1,000 | 1,000 | 1,000 | 1,000 |
| Cuerpo estriado | 0,906 | 1,590 | 1,605 | 1,617 | 1,539 |
| Hipocampo | 0,983 | 1,563 | 1,791 | 1,846 | 1,648 |
| Corteza | 1,436 | 1,771 | 1,690 | 1,672 | 1,322 |
| Hipotálamo | 1,221 | 1,860 | 1,858 | 1,630 | 1,343 |
| PC: 305; 1-octanol/tampón KH_{2}-PO_{4} 0,1 M, pH 7,4 |
El estudio de unión inicial que utilizó
homogeneizados de membrana de corteza frontal de cerebro de rata
(véase el ejemplo 4) e [^{125}I]IDAM como el ligando
demostró que ODAM mostraba una afinidad de unión muy buena por SERT
(K_{i} = 2,88 \pm 0,88 nM).
Utilizando preparaciones de membrana que
contienen un transportador de monoamina específico: DAT, NET y SERT
expresados en células LLC-PK, respectivamente, se
determinó la constante de inhibición de IDAM y ODAM y se enumeran
en la tabla 4. Parece que IDAM es más potente y selectivo para SERT.
Sin embargo, los datos de biodistribución in vivo en ratas y
el estudio de obtención de imágenes por SPECT sugieren que ODAM
mostró una mayor captación en el cerebro y un menor aclaramiento de
la zona objetivo.
La tabla 4 es una comparación de las constantes
de inhibición (K_{i}) de IDAM y ODAM utilizando ensayos de unión
in vitro y preparaciones de membrana que contienen
transportadores de monoamina específicos: DAT, NET y SERT
expresados en células LLC-PK, respectivamente.
| DAT | NET | SERT | |
| IDAM | > 10 mm | 234 \pm 26 nM | 0,097 \pm 0,013 nM |
| ODAM | 3,9 \pm 0,7 \mum | 20,0 \pm 1,9 nM | 0,12 \pm 0,02 nM |
La adquisición de imágenes por SPECT se obtuvo
mediante una cámara gamma de triple cabezal equipada con colimadores
de haz en abanico de resolución óptima (Picker Prism 3000). Los
parámetros de adquisición se componían de un radio rotacional de 14
cm, una ventana con una energía del 15% centrada en 159 KeV, 120
ángulos de protección sobre 360 grados, y una matriz 128 x 128 con
una anchura de píxel de 2,11 mm en el dominio de proyección. La
recogida de datos comenzó inmediatamente tras la inyección i.v. de
555 MBq (15 mCi) de [^{123}I]IDAM. Se llevaron a cabo
exploraciones de cuarenta y ocho minutos durante un periodo de
tiempo total de 240 min. Las imágenes de proyección se
reconstruyeron mediante proyección de retrofiltración. A
continuación, se aplicó un filtro Butterworth 3D, de paso bajo.
Para una corrección de atenuación uniforme, se utilizó el método de
primer orden de Chang. Se utilizaron los datos sumados entre los 60
- 120 minutos tras la inyección de [^{123}I] IDAM para
proporcionar vistas transversal, coronal y sagital de las imágenes
por SPECT de la cabeza del babuino.
El estudio de obtención de imágenes por SPECT de
[^{125}I]IDAM en el cerebro de un babuino por SPECT, a los
60 - 120 min tras la inyección, mostró un excelente contraste en la
zona del mesencéfalo (núcleo del rafe, sustancia negra,
hipotálamo), en el que se concentra una alta densidad de SERT
(figura 5). Se utilizó el corresgistro con RMN para la
identificación de la estructura anatómica y dio como resultado la
ubicación esperada de este marcador. La imagen observada con
[^{125}I]IDAM mostró una correlación muy buena con la
imagen obtenida mediante el agente de obtención de imágenes de PET,
[^{11}C](+)McN5652.
De una manera similar, se obtuvieron las
imágenes por SPECT de la unión de [^{123}I]ODAM a los
transportadores de serotonina en el cerebro de un babuino y las
curvas de tiempo - actividad (figura 8A). Las imágenes por SPECT
obtenidas aproximadamente en el nivel del mesencéfalo a los 90 - 120
min tras la inyección fueron muy similares a las obtenidas con
[^{123}I]IDAM.
Se compararon las curvas de tiempo - actividad
para el mesencéfalo y el cerebelo, tanto para [^{123}I]IDAM
como para [^{123}I]ODAM (ambos en el mismo babuino)
(figura 8B). Los conteos se han corregido para la dosis inyectada,
por lo que deben representar aproximadamente la cantidad de
captación de cerebro relativa entre los dos marcadores.
[^{123}I]ODAM parece tener una mayor captación en el
cerebro y cinéticas más lentas que [^{123}I]IDAM, lo que
posiblemente refleja el metabolismo más lento esperado para el
marcador más nuevo. En comparación con [^{123}I]IDAM, la
captación del cerebro total integrada (área bajo las curvas de
tiempo - actividad extrapoladas a t = \infty) es un 46% mayor en
el cerebelo y un 58% mayor en el mesencéfalo para
[^{I23}I]ODAM. La cinética para la captación y la retención
de ODAM en el cerebro muestra las diferentes relaciones en
comparación con las de [^{123}I]IDAM.
La figura 8A representa una imagen transversal
sumada en un punto de pseudo-equilibrio
(aproximadamente 90 - 120 min tras la inyección) aproximadamente en
el nivel del mesencéfalo.
La figura 8B representa curvas de tiempo -
actividad para el mesencéfalo y el cerebelo tanto para
[^{123}I]IDAM como para [^{123}I]ODAM (ambos en
el mismo babuino).
Se evaluó satisfactoriamente un compuesto
radioyodado novedoso, [^{125}I]IDAM, para el mapeo de SERT
en el cerebro. Los estudios iniciales de la selectividad de unión
de IDAM para los tres transportadores de monoamina (SERT, DAT y
NET) se realizaron en células LLC-PK_{1} (que
expresan uno de los tres transportadores de monoamina,
respectivamente) (Gu, H. et al., J. Biol. Chem. 269 (10):
7124-7130 (1994)). IDAM mostró una excelente unión
a los sitios de SERT (K_{i} = 0,097 nM) y mostró una mejor
selectividad para SERT (más de 1.000 veces), en comparación con los
derivados clorados y bromados correspondientes (tabla 1). La
afinidad inferior de IDAM para NET (K_{i} = 234 nM) lo hace
altamente deseable como agente de obtención de imágenes por SPECT
selectivo para SERT. La selectividad por SERT demostrada por IDAM
es similar o incluso mejor que la de (+)McN5652. Esta
característica única, más una lipofilicidad óptima mostrada por este
marcador (coeficiente de partición = 473; tampón
1-octanol/pH 7) hace que este marcador sea un
candidato adecuado para un marcador de SERT para la obtención de
imágenes por SPECT.
La afinidad de unión de este ligando se midió en
un sistema de homogeneizado de tejido nativo, utilizando membranas
corticales frontales de rata, en las que se observó una alta
afinidad de unión de [^{125}I]IDAM (K_{d} = 0,2 nM).
Además, [^{125}I]IDAM mostró una unión no específica
inferior (<5% en el valor de K_{d}) en comparación con otro
ligando radioyodado, la
4-I-tomoxetina, (>25% en el
valor: K_{d} = 0,04 nM) (Kung, M. P. et al., Life Sci.
51:95-106 (1992)). Varias líneas de evidencia
sugieren que la unión específica de [^{125}I]IDAM a las
membranas corticales de rata se asocian de hecho con SERT. En primer
lugar, la unión de [^{125}I]IDAM a las membranas
corticales de rata se inhibió eficaz y completamente por los
ligandos conocidos de SERT, tales como paroxetina y (+) McN5652 con
valores de K_{t} en un intervalo nanomolar bajo. Los fármacos
marcadores de los otros dos transportadores de monoamina, tales como
nisoxetina o desipramina (selectivos para NET) y metilfenidato
(selectivo para DAT) fueron mucho menos potentes en la inhibición de
la unión de [^{125}I]IDAM a la preparación de membrana
cortical (figura 2). En segundo lugar, la destrucción de las
neuronas serotonérgicas mediante PCA dio como resultado una pérdida
del 90% de la unión de [^{125}I]IDAM a las membranas
corticales de rata (figura 1), lo que muestra que el ligando se une
específicamente a la neurona serotonérgica, en la que se ubican los
sitios de unión de SERT.
En los estudios de biodistribución in
vivo, se observó una alta acumulación de radiactividad en el
cerebro de la rata tras una administración i.v. de
[^{121}I]IDAM (el 2,44% de la dosis inyectada a los 2 min
tras la inyección), lo que indica su excelente capacidad para
penetrar en la barrera hematoencefálica. Con mayor probabilidad,
esto se debe a la lipofilicidad óptima mostrada por este marcador
(coeficiente de partición = 473). Una cantidad significativa de
[^{125}I]IDAM inyectado puede administrarse a los sitios
objetivo en el cerebro, lo que cumple con el primer requisito como
un agente útil de obtención de imágenes. A los 60 min tras la
inyección de [^{125}I]IDAM, la distribución regional de
radiactividad en el cerebro se correlacionó bien con la inervación
serotonérgica por todo el cerebro de la rata. Dado que la región del
cerebelo recibe una innervación de serotonina mínima (Hrdina, P. D.
et al., J Pharmacol. Exp. Ther. 252 (1):
410-418 (1990)), la baja radiactividad asociada con
el cerebelo refleja la baja unión no específica in vivo de
[^{125}I]IDAM. Los valores de la unión regional específica
(SB) expresados como razones [(región CB)/CB] fueron excelentes
(véase la tabla 2). Estas razones obtenidas con
[^{125}I]IDAM en la región del hipotálamo parecen ser
ligeramente inferiores que las notificadas para
[^{11}C](+)McN5652 (3,6 a los 90 min) o
[^{123}I)5-I-6-
NO_{2}-quipazina (4,0 a de 2 a 6 hr) (Biegon, A.
et al., Brain Res. 619: 236-246 (1993)). La
razón inferior (1,75 a los 60 min) pudo deberse a la limitación en
la precisión de disecar zonas pequeñas y diferenciadas que contenían
SERT enriquecido en el cerebro de rata. Las razones notificadas de
diferentes laboratorios son sumamente dependientes del operario. No
obstante, se demuestra que la ubicación específica de
[^{125}I]IDAM en las regiones del cerebro se correlacionan
bien con la distribución terminal serotonérgica. La naturaleza de la
unión regional específica de [^{125}I]IDAM,
predominantemente en la región del hipotálamo, se valida
adicionalmente mediante estudios de competencia. Prácticamente toda
la unión selectiva (SB), tal como se indica por la razón
(HY-CB)/CB, está bloqueada por un pretratamiento
con ligandos de SERT específicos, es decir, paroxetina o (+)McN5652,
(figura 3) lo que sugiere que [^{I25}I]IDAM está
compitiendo con estos bloqueantes por los mismos sitios de SERT.
Tal como se esperaba, el tratamiento previo con agentes que no
muestran afinidad por SERT no afectó a la distribución regional de
[^{125}I]IDAM en el cerebro de rata. La especificidad
farmacológica in vivo de [^{125}I]IDAM por SERT en
el cerebro de rata está bien representada en el presente
estudio.
Se encontró que la cinética de la unión in
vivo de [^{125}I]IDAM a los sitios de SERT en el
cerebro de rata era relativamente rápida, acercándose a la razón
óptima (objetivo frente a no objetivo) tan sólo a los 30 min tras
la inyección. Se observó un rápido aclaramiento de las regiones del
cerebro con una semivida inferior a 60 min. En el presente estudio
con ratas, se observó una razón pico moderada [SB = 1,75 de
(HY-CB)/CB]. Pese al rápido metabolismo periférico,
el aclaramiento y la moderada razón de objetivo frente a no objetivo
observadas con [^{123}I]IDAM en ratas, los estudios de
obtención de imágenes preliminares con [^{123}I]IDAM/SPECT
en babuinos dieron como resultado un excelente contraste y
reflejaron claramente el patrón de distribución conocido de SERT en
el cerebro de los babuinos (figura 5).
En conclusión, IDAM radioyodado es un ligando
selectivo in vivo e in vitro para SERT. Este marcador
novedoso, que demuestra una alta afinidad, excelente selectividad y
buena penetración en el cerebro, tienen excelentes características
para la obtención de imágenes por SPECT de SERT en el cerebro.
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4
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12
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13
Claims (21)
1. Compuesto de formula I:
o una sal farmacéuticamente
aceptable del mismo; en la
que
X es hidrógeno, Cl, Br, I, NO_{2},
NR^{3}R^{4} o -L-Ch;
Z es S, O, NR^{6}, CR^{7}R^{8},
C(O) o -C (=CR^{7}R^{8})-;
A es hidrógeno, Cl, I, Br o
-L-Ch;
R^{1} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, naftilmetilo o -L-Ch;
R^{2} es hidrógeno o metilo;
R^{3} y R^{4} son independientemente
hidrógeno, hidroxilo, alquilo C_{1}-C_{5},
cicloalquilo C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8}) carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, naftilmetilo o -L-Ch;
R^{6} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo, o naftilmetilo o -L-Ch;
R^{1} y R^{8} son independientemente
hidrógeno, alquilo C_{1}-C_{5} o cloro;
L es un enlace covalente o un grupo de unión
seleccionado del grupo que consiste en -(CH_{2})_{n}- y
-(CH_{2})_{n}-C(O)-, en el que n
es 1 - 5; y
Ch es un ligando tetradentado que puede quelar
un metal;
con la condición de que uno y sólo uno de A, X,
R^{1}, R^{3}, R^{4} o R^{6} sea -L-Ch; o con
la condición de que uno o ambos de X o A sea Br o I.
2. Compuesto según la reivindicación 1, en el
que
X es Br o I;
Z es S, O, NR^{6}, CR^{7}R^{8},
C(O) o -C(=C^{7}R^{8})-;
A es hidrógeno;
R^{1} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo;
R^{2} es hidrógeno o metilo;
R^{6} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo; y
R^{7} y R^{8} son independientemente
hidrógeno, alquilo C_{1}-C_{5} o cloro.
3. Compuesto según la reivindicación 1, en el
que
X es hidrógeno, Cl, Br, I, NO_{2} o
NR^{3}R^{4};
Z es S, O NR^{6}, CR^{7}R^{8}, C(O)
o -C (=CR^{7}R^{8})-;
A es Br o I;
R^{1} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo;
R^{2} es hidrógeno o metilo;
R^{3} y R^{4} son independientemente
hidrógeno, hidroxilo, alquilo C_{1}-C_{5},
cicloalquilo C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8}) carbonilo, fenilo, bencilo, naftilo
o naftilmetilo;
R^{6} es hidrógeno, alquilo
C_{1}-C_{5}, cicloalquilo
C_{3}-C_{8}, alquilcarbonilo
C_{1-5}, (cicloalquil
C_{3}-C_{8})carbonilo, fenilo, bencilo,
naftilo o naftilmetilo; y
R^{7} y R^{8} son independientemente
hidrógeno, alquilo C_{1}-C_{5} o cloro.
4. Compuesto según la reivindicación 2, en el
que X es un isótopo radioactivo seleccionado del grupo que consiste
en ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I, ^{77}Br y ^{76}Br.
5. Compuesto según la reivindicación 4, en el
que X es ^{123}I.
6. Compuesto según la reivindicación 3, en el
que A es un isótopo radiactivo seleccionado del grupo que consiste
en ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I, ^{77}Br y ^{76}Br.
7. Compuesto según la reivindicación 6, en el
que X es ^{123}I.
8. Compuesto según la reivindicación 1, que
tiene la fórmula general:
o una sal farmacéuticamente
aceptable del mismo, en la que X, Z y R^{1} y R^{2} son tal como
se define en la reivindicación
1.
9. Compuesto según la reivindicación 8, en el
que:
X es I o Br;
Z es S, O, N(CH_{3}), C(O),
C(=CH_{2}), o CH_{2}, más preferiblemente S; y
R^{1} es metilo.
10. Compuesto según la reivindicación 9, en el
que X es ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I, ^{77}Br o
^{76}Br.
11. Compuesto según la reivindicación 8, en el
que:
X es hidrógeno, I o Br;
Z es S; y
R^{1} es hidrógeno o metilo.
12. Compuesto según la reivindicación 8, en el
que X es ^{123}I, ^{131}I, ^{125}I, ^{77}Br o
^{76}Br.
13. Compuesto según la reivindicación 8, que
tiene la fórmula VIII, en la que:
X se selecciona del grupo que consiste en I,
^{123}I, ^{131}I, y ^{125}I;
Z es -S-; y
R^{1} es metilo.
14. Compuesto según la reivindicación 1, en el
que Ch se selecciona del grupo que consiste en:
\vskip1.000000\baselineskip
en los que R^{9} es hidrógeno o
un grupo protector de
sulfidrilo.
15. Compuesto según la reivindicación 14, en el
que R^{9} es hidrógeno, metoximetilo, metoxietoximetilo,
p-metoxibencilo o bencilo.
16. Quelato de tecnecio de un compuesto según la
reivindicación 1, en el que Ch se selecciona del grupo que consiste
en
17. Complejo radiofarmacéutico, que comprende un
compuesto según la reivindicación 14, y un metal radiactivo
seleccionado del grupo que consiste en tecnecio-99m,
renio-186 y renio-188 coordinado con
el mismo.
18. Procedimiento de obtención de radioimagen,
que comprende:
(i) administrar a un mamífero una cantidad
eficaz de una composición radiofarmacéutica, en el que dicha
composición comprende: un compuesto radiofarmacéutico según la
reivindicación 4 y un vehículo o diluyente farmacéuticamente
aceptable, y
(ii) obtener una radioimagen de dicho mamífero
tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha
composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
19. Procedimiento de obtención de radioimagen,
que comprende:
(i) administrar a un mamífero una cantidad
eficaz de una composición radiofarmacéutica, en el que dicha
composición comprende: un compuesto radiofarmacéutico según la
reivindicación 6 y un vehículo o diluyente farmacéuticamente
aceptable, y
(ii) obtener una radioimagen de dicho mamífero
tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha
composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
20. Procedimiento de obtención de radioimagen,
que comprende:
(i) administrar a un mamífero una cantidad
eficaz de una composición radiofarmacéutica, en el que dicha
composición comprende: un compuesto de tecnecio según la
reivindicación 16 y un vehículo o diluyente farmacéuticamente
aceptable, y
(ii) obtener una radioimagen de dicho mamífero
tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha
composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
21. Procedimiento de obtención de radioimagen,
que comprende:
(i) administrar a un mamífero una cantidad
eficaz de una composición, en el que dicha composición comprende un
compuesto radiofarmacéutico según la reivindicación 13 y un vehículo
o diluyente farmacéuticamente aceptable, y
(ii) obtener una radioimagen de dicho mamífero
tras permitir que transcurra tiempo suficiente para que dicha
composición se ubique en un tejido de dicho mamífero.
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