DE4329756A1 - Verfahren zur Herstellung und Reinigung von alpha-Interferon - Google Patents
Verfahren zur Herstellung und Reinigung von alpha-InterferonInfo
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Description
Die Erfindung betrifft ein Herstellungsverfahren für Interferon-α (IFNα) durch bakterielle
Expression und anschließende Isolierung, einen Expressionsvektor dafür sowie ein Verfah
ren zur Reinigung von IFNα.
Verfahren zur Herstellung von IFNα durch bakterielle Expression sind bekannt. Das übliche
Verfahren beruht auf der cytoplasmatischen Expression des Proteins in Escherichia coli, bei
dem das exprimierte IFNα entweder in unlöslicher Form in sogenannten Einschlußkörpern
in der Zelle vorliegt oder in der löslichen Fraktion nach dem Aufschließen der Zellwand ge
funden wird (Thatcher et Panayotatos, 1986; Goeddel et al., 1980; Dworkin-Rastl et al.,
1983). Die cytoplasmatische Expression weist allerdings Nachteile auf. Das synthetisierte
Protein ist nicht korrekt gefaltet, und weil im Zytoplasma reduzierende Bedingungen herr
schen, enthält es nicht die erforderlichen Disulfidbrücken. Das gebildete IFNα muß daher
bei der Präparation oxidiert und umgefaltet werden. Dieser Prozeß ist ineffizient und führt
zu unerwünschten Nebenprodukten (ganz- oder teilreduzierte Formen, Oligomere durch in
termolekulare Disulfidbrückenbildung, fehlgefaltete Formen durch Ausbildung falscher
Disulfidbrücken), die schwierig abzutrennen sind. Ein weiteres Problem ist, daß das N-ter
minale Methionin, mit dem die Translation beginnt, vom intrazellulär synthetisierten IFNα
nur unvollständig abgespalten wird. Das daraus resultierende N-Met-IFNα kann vom nati
ven IFNα praktisch nicht abgetrennt werden.
Ein weiterer Nachteil gegenwärtig benutzter Verfahren ist die Verwendung von Promoto
ren, die in nicht-induziertem Zustand nicht vollständig abgeschaltet sind, die durch Zugabe
von Chemikalien induziert werden müssen, und deren Expressionsrate im induzierten Zu
stand nicht befriedigend ist, wie z. B. der trp-Promotor aus Serratia marcescens.
Um einige der genannten Nachteile zu überwinden und trotzdem das ökonomische E. -coli-
System zu nutzen, versuchten Breitling et al. (Breitling et al., 1989) IFNα1 und ein IFNα
1/2-Hybrid mit einem Vektor zu exprimieren, der die Sekretion des Interferons durch die
Zellmembran in den periplasmatischen Raum ermöglichte. Sie verwendeten dabei Promotor,
Ribosomenbindungsstelle (RBS) und Signalsequenz eines bakteriellen Staphylokinasegens
(sak42D). 60-80% des so hergestellten IFNα wurden in den periplasmatischen Raum
sezerniert. Das Protein enthielt allerdings, bedingt durch das Vektorkonstrukt, zusätzliche
N-terminale Aminosäuren, die im entsprechenden nativen IFNα nicht vorkommen. Als gra
vierender Nachteil dieses Expressionssystems erwies sich indes die Tatsache, daß die mit
diesem Konstrukt transformierten Stämme genetisch nicht stabil blieben; die Expressions
kassette wurde durch die spontane Insertion eines IS1-Elements desaktiviert. Die Aufgabe,
ein Expressions/Sekretionssystem in E. coli für die Herstellung von humanem IFNα bereit
zustellen, war im Stand der Technik also ungelöst.
Als eine Expressions/Sekretions-Kassette, die im Falle der Expression des menschlichen
Wachstumsfaktor-Rezeptors in E. coli zum Erfolg geführt hatte, war ein Konstrukt aus dem
Promotor der alkalischen Phosphatase (phoA) und der Signalsequenz des hitzestabilen
Entertoxins II (STII) bekannt (Fuh et al., 1990).
Ein weiteres Problem bei der Herstellung von rekombinantem IFNα in E. coli ist die Reini
gung des Proteins aus dem Bakterienlysat. Hier sind eine Reihe von Verfahren bekannt
(Thatcher et Panayotatos, 1986; EP-A 203 382). Um die native Faltung des Proteins zu er
halten, sind dabei Verfahren vorzuziehen, die ohne Denaturierungs- und Fällungsschritte
auskommen. Ein solches Verfahren wird in der EP-S 396 555 beschrieben. Es besteht aus
den Schritten Immunoaffinitätschromatographie, Reversed-Phase-Chromatographie (RPC),
Kationenaustauschchromatographie, Konzentrierung durch Ultrafiltration und Gelfiltra
tionschromatographie. Dieses Verfahren beruht wie andere bekannte Verfahren auf der ho
hen Selektivität der Immunoaffinitätschromatographie im ersten Schritt. Es ist kein Verfah
ren zur Herstellung von hochgereinigtem IFNα insbesondere IFNα2, bekannt, das ohne
Denaturierungs-/Fällungsschritte und ohne Immunoaffinitätschromatographie auskommt.
Gleichzeitig ist ein solches Verfahren aus ökonomischen und technischen Gründen wün
schenswert. Wegen der für die Immunoaffinitätschromatographie notwendigen monoklo
nalen Antikörper sind ihre Kosten hoch, gleichzeitig ist, da die Lebensdauer der antikör
pergekoppelten Matrices endlich ist, eine kontinuierliche Versorgung mit diesen Antikör
pern notwendig.
Aufgabe der Erfindung ist die Bereitstellung eines wirtschaftlicheren und leistungsfähigeren
Verfahrens zur Herstellung von Interferon-α, insbesondere Interferon-α2, durch rekombin
ante Expression in E. coli. Dabei mußte das Problem gelöst werden, ein effizientes und
stabiles System zur Expression/Sekretion des Proteins in den periplasmatischen Raum oder
das Kulturmedium zu etablieren. Ferner war ein Verfahren zu entwickeln, das exprimiertes
Protein schonend ohne Denaturierungs-/Fällungsschritte und ohne die Notwendigkeit der
Immunoaffinitätschromatographie hochreinigen kann.
Diese Aufgabe konnte mit der vorliegenden Erfindung gelöst werden. Die Etablierung eines
stabilen Expressions/Sekretionssystems für IFNα in E. coli gelang durch die Konstruktion
eines Vektors, der die Signalsequenz (Leadersequenz) des hitzestabilen Enterotoxins II
(STII) aus E. coli verknüpft mit der kodierenden Sequenz für ein reifes menschliches Inter
feron-α, vorzugsweise Interferon-α2, enthält. Bevorzugt erfolgt die Expressionskontrolle
mittels des Promotors der alkalischen Phosphatase aus E. coli (phoA). Als vorteilhaft erwies
sich ferner die Integration der Ribosomenbindungsstelle des STII Gens. Ein weiterer
überraschender Fortschritt konnte durch die Bereitstellung eines Reinigungsverfahrens für
Interferon-α, das aus den Schritten Adsorptionschromatographie auf Silicagel, hydrophobe
Interaktionschromatographie (HIC), Kationenaustauschchromatographie und Anionenaus
tauschchromatographie besteht, erreicht werden.
Ein Aspekt der Erfindung betrifft somit ein Verfahren der Herstellung von IFNα durch bak
terielle Expression, bei dem transformierte Bakterienzellen verwendet werden, die einen
Expressionsvektor enthalten, in dem die STII-Signalsequenz mit einem IFNα-Gen verknüpft
ist, und durch Isolierung des exprimierten IFNα. Ein weiterer Aspekt betrifft einen bakter
iellen Expressionsvektor für die Herstellung von IFNα, der ein Konstrukt aus der Signalse
quenz des STII-Gens und einem IFNα-Gen enthält, sowie die Verwendung eines solchen
Vektors zur Herstellung von IFNα. Ein dritter Aspekt betrifft ein Verfahren zur Reinigung
von IFNα durch die chromatographischen Schritte Adsorptionschromatographie auf Silica
gel, hydrophobe Interaktionschromatographie, Kationen- sowie Anionenaustauschchro
matographie.
Als Ausgangspunkt für die Konstruktion des Vektors kann ein in E. coli replikationsfähiges
Plasmid dienen, beispielsweise eignet sich das Plasmid pAT153 (Twigg et al, 1980) sehr
gut für diesen Zweck. Eine Nukleotidsequenz, die für das Signalpeptid des STII-Gens ko
diert, ist Stand der Technik (Picken et al., 1983; Lee et al., 1983). Der Fachmann ist in der
Lage, durch Mutationen (Substitution, Deletion, Insertion, Addition) Varianten dieser Se
quenz herzustellen, ohne ihre Grundeigenschaften zu verändern, und insbesondere solche
Nukleotidsequenzen herzustellen, die wegen der Degeneration des genetischen Codes für
die gleiche Aminosäuresequenz des Signalpeptids kodieren (Sambrook et al., 1989, bes.
Kapitel 15). Eine ganze Reihe von Sequenzen, die für Mitglieder der IFNα-Familie kodie
ren, ist bekannt (Mantei et al., 1980; Streuli et al., 1980; Goeddel et al., 1981); die Homo
logie der sie kodierenden Gene beträgt mehr als 70%. Weitere Varianten dieser Sequenzen
können in der Natur gefunden werden oder mit Methoden aus dem Stand der Technik, z. B.
durch Mutagenese, aus den bekannten Sequenzen hergestellt werden (Sambrook et al.,
1989, bes. Kapitel 15). Der Begriff "IFNα" im Sinne der Erfindung schließt demzufolge ne
ben den bekannten Sequenzen auch solche Varianten ein, deren Gene durch hohe Homolo
gie zu den bekannten Sequenzen gekennzeichnet sind und die für biologisch aktives IFNα
kodieren. Besonders bevorzugt ist dabei die Sequenz, die für IFNα2c kodiert (Dworkin-
Rastl et al., 1983; Bodo et Fogy, 1985). Besonders bevorzugt ist ferner die Verwendung
des phoA-Promotors zur Kontrolle der Expression und darüber hinaus vorteilhaft die Inte
gration der Ribosomenbindungsstelle des STII-Gens. Die Sequenz des phoA-Promotors
(Chang et al., 1986; Shuttleworth et al., 1981) sowie der STII-Ribosomenbindungsstelle
(Picken et al., 1983; Lee et al., 1983) sind bekannt; auch aus diesen Sequenzen kann der
Fachmann ohne weiteres äquivalente Varianten herstellen. Konstruktion des Vektors,
Transformation geeigneter E. coli-Stämme, Fermentation sowie Extraktion können nach an
sich bekannten Methoden erfolgen (Sambrook et al., 1989). Für die Expression ist bei
spielsweise der E. coli-Stamm W3110 (E. coli K12 Wildtyp f⁻, λ⁻, IN (rrnD-rrnE)1) gut
geeignet. Die Vorkultur kann gut in LB-Medium, die Hauptkultur unter Kontrolle von Sau
erstoff- und Nährstoffzufuhr bis zu einer OD₅₄₆ von 250 bis 280 erfolgen. Als gut geeignet
erwies sich ein Extraktionsverfahren, bei dem säureinaktivierte Biomasse in verdünnter
Essigsäure mit Hilfe eines Homogenisators suspendiert, mit Polyethylenimin, bevorzugt in
einer Konzentration von 0.25% (w/v) versetzt, auf alkalischen pH, vorzugsweise pH 10,
eingestellt, gerührt und anschließend durch Zentrifugation die Bakterien abgetrennt wurden.
Die Reinigung kann nach an sich bekannten Verfahren erfolgen (Thatcher et Panayotatos,
1986; EP-A 203 382). Besonders vorteilhaft ist jedoch ein Reinigungsverfahren mit vier
chromatographischen Schritten, und zwar Adsorptionschromatographie auf Silicagel,
hydrophobe Interaktionschromatographie, Kationen- und Anionenaustauschchromato
graphie. Als Gelbett der Silicachromatographie erwies sich das vom Typ 953W der Firma
Grace gut geeignet, als Elutionsmittel war ein Puffer, der 500-1500 mM Tetramethylam
moniumchlorid (TMAC), bevorzugt 800 mM TMAC, vorteilhaft verwendbar. Für die hy
drophobe Interaktionschromatographie erwies sich eine Phenylsepharose als gut zu ver
wendendes Gelbett. Der Probenauftrag erfolgte vorzugsweise in Anwesenheit von 20%
Ammoniumsulfat, die Säule war mit einem Puffer, der 30% Ammoniumsulfat enthielt, equi
libriert worden. Das IFNα wurde mit einem linearen Gradienten mit einer Endkonzentration
von 30% Ethylenglykol eluiert. Die Kationenaustauschchromatographie konnte sehr gut mit
einem Sulfopropyl-Ionenaustauscherharz ausgeführt werden. Der Probenauftrag erfolgte bei
einem pH-Wert von 3-5, vorzugsweise pH 3, die Säule war auf pH 5 equilibriert. IFNα
konnte erfolgreich mit einem linearen Kochsalzgradienten mit einem Zusatz von 10%
Ethylenglykol eluiert werden. Als Gelbett für die Anionenaustauschchromatographie war
DEAE-Sepharose sehr vorteilhaft zu verwenden, Auftrag und Elution erfolgten bei pH 5.5-
6.0, vorzugsweise bei pH 5.8. Zur Elution war ein linearer Kochsalzgradient mit einem
Zusatz von 0.1% Tween 20 gut geeignet. Es gehört zu den technischen Möglichkeiten des
Fachmanns, ohne erfinderische Tätigkeit jeweils eines oder mehrere Gelmaterialien durch
gleichwertige zu ersetzen, die auf den gleichen Trennprinzipien basieren, und auf diese
Weise das erfindungsgemäße Verfahren äquivalent auszuführen.
Überraschenderweise konnte mit der Verknüpfung der STII-Signalsequenz mit dem IFNα-
Gen ein stabiles Expressions/Sekretionssystem etabliert werden, was mit der vorbeschriebe
nen sak42D-Leader/IFNα-Kombination nicht gelungen war. Als besonders erfolgreich er
wies sich die Expression dieser Sequenz unter der Kontrolle des phoA-Promotors. Die Inte
gration der Ribosomenbindungsstelle des STII-Gens erwies sich in diesem Zusammenhang
als zusätzlich vorteilhaft. Die Expression kann über die Kontrolle der Phosphatkonzentra
tion im Medium (Phosphatmangel aktiviert den phoA-Promotor) zuverlässig gesteuert wer
den; im inaktivierten Zustand gibt es keine nachweisbare Basalexpression. Zusätzliche
Chemikalien brauchen zur Aktivierung nicht zugegeben zu werden, die Expressionsrate im
aktivierten Zustand ist hoch. Das synthetisierte Protein wird in hohen Anteilen in den peri
plasmatischen Raum sezerniert. Das sezernierte Protein ist korrekt gefaltet, enthält den
authentischen N-Terminus und die richtigen Disulfidbrücken. Die SDS-Gelanalyse der Ex
pression in E. coli W3110 zeigte, daß 30-50% des synthetisierten IFNα korrekt prozessiert
waren, dies entspricht praktisch dem kompletten Anteil des sezernierten Proteins.
Mit dem in Beispiel 3 beschriebenen Extraktionsverfahren konnten 29.3 ± 5.9% des insge
samt in der Biomasse nachweisbaren IFNα2c extrahiert werden. Dies entsprach dem beob
achteten Prozessierungsgrad von 30-50%. Der Extrakt aus der Biomasse enthielt 4.5 ±
1.8% IFNα2c, bezogen auf Gesamtprotein. Die Silica-Adsorptionschromatographie führte
zu einem IFNα2c-Pool mit einer durchschnittlichen Reinheit von 16.7 ± 4.4%. Die Phenyl-
Sepharose-Chromatographie mit einer Ausbeute von 93.2 ± 7.3% ergab ein IFNα2c mit
einer Reinheit von 71.2 ± 15.5%. Die Sulfopropyl-Ionenaustauschchromatographie er
brachte eine Ausbeute von 70.9 ± 14.8% und eine Reinheit von 97.6 ± 4.6%. Der letzte
Schritt, die DEAE-Ionenaustauschchromatographie, führte bei einer Ausbeute von 86.9 ±
9.2% zu 100% reinem IFNα2c, wie unten charakterisiert. Die Daten aus 6 verschiedenen
Reinigungen sind in den Tabellen 1 (Ausbeuten) und 2 (IFNα2c-Gehalt) zusammengefaßt.
Fig. 3 zeigt charakteristische Chromatogramme von jedem Reinigungsschritt.
Aus 1 kg Biomasse wurden 340 ± 100 mg gereinigtes IFNα1c erhalten. Die Ausbeute des
Reinigungsprozesses ist 56.1 ± 22.2%. Die Gesamtausbeute, bezogen auf den IFNα2c-Ge
halt der Biomasse ist 14.4%. Diese Daten sind in Tabelle 3 zusammengefaßt. Fig. 4 zeigt ei
ne typische SDS-PAGE von gereinigtem IFNα2c, eluiert beim letzten chromatographischen
Schritt. Die 18-kDa-Bande von IFNα2c ist die einzige sichtbare Bande. Kontaminierende
Banden werden nicht beobachtet. Fig. 5A zeigt ein typisches Reversed-Phase-HPLC-
Chromatogramm. Das gereinigte IFNα2c eluiert als homogener Peak bei 24.8 Minuten.
Wurde dieses Material mit einem flachen Acetonitrilgradienten eluiert (Fig. 5B), wurden 2
Kontaminationspeaks an beiden Seiten des Hauptpeaks beobachtet. Diese Schultern, die et
wa 1.8% des Gesamt-IFNα2c-Gehaltes enthalten, repräsentieren Formen, die am Methionin
111 oxidiert (erste Schulter) oder am N-Terminus acetyliert (zweite Schulter) sind.
Fig. 1A) Genkarte von pCF2. Das EcoRI-BamHI-Fragment von pAT153 wurde durch
die Expressionskassette für IFN-ω1 ersetzt.
B) Sequenz des EcoRI(zerstört)-BamHI-Teils, der den phoA-Promotor, STII-Lea der + IFNω1-Gen enthält.
B) Sequenz des EcoRI(zerstört)-BamHI-Teils, der den phoA-Promotor, STII-Lea der + IFNω1-Gen enthält.
Fig. 2A) Genkarte des Plasmids pDH13. Das SspI-PstI-Fragment von pAT153 wurde
durch die IFNα2c-Expressionskassette (EcoRI-PstI-Fragment von 2B)) ersetzt.
Das β-Lactamase-Gen ist zerstört.
B) Nukleotidsequenz des EcoRI-HindIII-Inserts von pDH13.
B) Nukleotidsequenz des EcoRI-HindIII-Inserts von pDH13.
Fig. 3 Chromatographische Reinigung von IFN-α2c, extrahiert aus Biomasse.
A) Adsorptionschromatographie auf Silicagel. Der Pfeil zeigt die Elution mit 800 mM Tetramethylammoniumchlorid an.
B) Hydrophobe Interaktionschromatographie auf Phenylsepharose. Die Elution wurde mit einem linearen Gradienten von 0 bis 100% Lösungsmittel B wie ange zeigt (----) durchgeführt.
C) Sulfopropyl-Kationenaustauschchromatographie. Die Elution wurde mit einem Gradienten von 0 bis 100% Lösungsmittel B wie angezeigt (----) ausgeführt.
D) Anionenaustauschchromatographie auf DEAE-Sepharose. Die Elution wurde mit einem Gradienten von 0 bis 100% Lösungsmittel B wie angezeigt (----) durch geführt.
Die Balken unter den Hauptpeaks in jedem Chromatogramm zeigen die IFNα2- haltigen Pools an, die gesammelt und für die folgenden Schritte verwendet wurden.
A) Adsorptionschromatographie auf Silicagel. Der Pfeil zeigt die Elution mit 800 mM Tetramethylammoniumchlorid an.
B) Hydrophobe Interaktionschromatographie auf Phenylsepharose. Die Elution wurde mit einem linearen Gradienten von 0 bis 100% Lösungsmittel B wie ange zeigt (----) durchgeführt.
C) Sulfopropyl-Kationenaustauschchromatographie. Die Elution wurde mit einem Gradienten von 0 bis 100% Lösungsmittel B wie angezeigt (----) ausgeführt.
D) Anionenaustauschchromatographie auf DEAE-Sepharose. Die Elution wurde mit einem Gradienten von 0 bis 100% Lösungsmittel B wie angezeigt (----) durch geführt.
Die Balken unter den Hauptpeaks in jedem Chromatogramm zeigen die IFNα2- haltigen Pools an, die gesammelt und für die folgenden Schritte verwendet wurden.
Fig. 4 SDS-PAGE von gereinigtem IFNα2c, gefärbt mit Coomassie Blue. Die Zahlen am
linken Rand zeigen die Molekulargewichte der Standardproteine an.
Spur 1: IFNα2c-Standard
Spur 2 : 3 µg IFNα2c
Spur 3 : 6 µg IFNα2c
Spur M: Molekulargewichtsstandard.
Spur 1: IFNα2c-Standard
Spur 2 : 3 µg IFNα2c
Spur 3 : 6 µg IFNα2c
Spur M: Molekulargewichtsstandard.
Fig. 5 Charakterisierung von gereingtem IFNα2c durch Reversed Phase HPLC.
A) Elution von IFNα2c mit einem linearen Gradienten von 20-68% Lösungsmittel B in 24 Minuten.
B) Elution von IFNα2c mit einem linearen Gradienten von 45-53% Lösungsmittel B in 30 Minuten.
A) Elution von IFNα2c mit einem linearen Gradienten von 20-68% Lösungsmittel B in 24 Minuten.
B) Elution von IFNα2c mit einem linearen Gradienten von 45-53% Lösungsmittel B in 30 Minuten.
Restriktionsverdau von DNA mit Restriktionsendonukleasen, Auffüllreaktionen, Phenolex
traktion und Fällung von DNA, Agarose-Gelelektrophorese und Elution von DNA aus
Agarosegelen, Ligation von DNA-Molekülen, Transformation von Bakterien und Plasmi
disolierung aus Bakterien sind Standardverfahren und wurden durchgeführt wie von Sam
brook et al. (1989) beschrieben.
pCF2 pCF2 wurde aus dem Plasmid pAT153 (Twigg et al, 1980) hergestellt.
Es enthält den Promotor der alkalischen Phosphatase aus E. coli (phoA,
Chang et al. , 1986; Schuttleworth et al., 1986), die kodierende Region
des STII-Leaderpeptids (Picken et al., 1983; Lee et al., 1983) sowie das
Gen für menschliches IFNα1 (Hauptmann et al., 1985). Fig. 1 zeigt die
Genkarte von pCF2 sowie die Sequenz des relevanten Abschnitts.
pER21/1 pER 21/1 ist ein bakterieller Expressionsvektor für IFNα2c (Dworkin-
Rastl et al., 1983)
Oligonukleotide (5′ → 3′):
Oligonukleotide (5′ → 3′):
pER21/1-DNA wurde mit HindIII linearisiert, pCF2-DNA mit PvuI. Die im folgenden ver
wendete Methode ist als SOE-PCR beschrieben ("splicing by overlap extension", Ho et al.,
1989).
PCR 1a (Amplifikation des IFN-α2c-Gens): 100 ng linearisierter pER21/1-DNA, 25 pmol
EBI-2797 und 25 pmol EBI-2798 wurden in 50 µl Puffer, der 50 mM KCl, 10 mM Tris-
HCl, pH 8.3, 1.5 mM MgCl₂, 0.01% Gelatine, 0.2 mM ATP, 0.2 mM dGTP, 0.2 mM
dCTP, 0.2 mM dTTP und 1.25 Einheiten Taq-Polyinerase enthielt, in einem Perkin Elmer
Cetus Thermocycler TC-1 Thermozyklen unterworfen. Nach 3 min Inkubation bei 94°C
wurden 10 Stufenzyklen (Stufe 1 : 40 sec bei 94°C, Stufe 2 : 30 sec bei 55°C, Stufe 3 : 90 sec
bei 72°C) ausgerührt.
PCR 1b (Amplifikation von phoA-Promotor plus STII-Leadersequenz): 100 ng linearisierter
pCF2-DNA, 25 pmol EBI-2787 und 25 pmol EBI 2799 wurden im gleichen Puffer und un
ter gleichen Bedingungen wie unter PCR 1a beschrieben Thermozyklen unterworfen.
Die resultierenden DNA-Fragmente von PCR 1a (540bp) und PCR 1b (374 bp) wurden gel
gereinigt (1.2% low gelling type Agarose in TBE-Puffer, 1×TBE: 10.8 g Tris/l, 5.5 g Bor
säure/l, 0.93 g EDTA/l). Das Agarosestückchen, das das jeweilige DNA-Fragment enthielt,
wurde ausgeschnitten und die Agarose geschmolzen, indem 100 µl H₂O zugegeben und auf
70°C erhitzt wurde.
PCR 2: 5 µl von jeder Agarose/DNA-Lösung wurden vereinigt und in 100 µl Lösung, die
jeweils 50 pmol von EBI-2787 und EBI-2797 enthielt, Thermozyklen unterworfen. Der
Puffer war der gleiche wie unter PCR 1a beschrieben. Das Thermozyklusgerät wurde so
programmiert, daß an eine Verzögerungszeit von 5 min bei 94°C 20 Stufenzyklen (Stufe 1:
40 sec bei 94°C, Stufe 2 : 30 sec bei 55°C, Stufe 3: 5 min bei 72°C; Stufe 3 wurde bei jedem
neuen Zyklus um 5 Sekunden verlängert) angeschlossen wurden. Nach der Amplifikation
wurde die DNA durch Phenol/Chloroform-Extraktion und Ethanol-Präzipitation gereinigt.
Das PCR-Produkt wurde aufgelöst und mit HindIII und EcoRI in den entsprechenden Puf
fern geschnitten.
Bluescribe M13⁺ (Stratagene, San Diego, CA, USA) wurde mit HindIII und EcoRI doppelt
geschnitten und das große Fragment wurde mit einem 1.2%igen Agarosegel gelgereinigt. 10
ng Bluescribe M13⁺ DNA und 50 ng mit EcoRI/HindIII geschnittenes PCR-Produkt
wurden in 10 µl Lösung, die 50 mM Tris-HCl, pH 7.6, 10 mM MgCl₂, 20 mM Dithio
threitol, 1 mM ATP, 50 µg/ml Rinderserumalbumin (BSA) und 2 Einheiten T4-DNA-Ligase
(NEN) enthielt, 1 Stunde bei 0°C und 3 Stunden bei Raumtemperatur ligiert. 8 µl dieser
Lösung wurden für die Transformation kompetenter E. coli-Zellen vom Stamm JM 101 (E.
coli K12, SupE, thi, Δ(lac·proAB), [F′,traD36, proAB, lacIZΔM15]) verwendet.
Ein Klon wurde ausgewählt, die DNA isoliert und die Expressionskassette sequenziert. Die
Sequenz entsprach genau der theoretisch erwarteten Sequenz (Fig. 2). Das Plasmid wurde
als pDH9 bezeichnet.
pAT153 wurde mit SspI und PstI doppelt geschnitten und das große Fragment wurde iso
liert. pDH9 wurde mit Eco RI geschnitten und die Enden aufgefüllt unter Verwendung des
Klenowfragments der DNA-Polymerase I und der 4 dNTPs. Nach Phenolextraktion und
Fällung der linearen pDH9-DNA wurde diese DNA mit Pst I geschnitten und das Fragment,
das den phoA-Promotor, die STII- Leadersequenz und das IFNα2c-Gen enthielt, aus einem
1%igen Agarosegel isoliert.
10 ng pAT153×SsoI×PstI und 30 ng des Fragments, das die Expressionskassette enthielt,
wurden in 10 µl Lösung für 5 Stunden bei Raumtemperatur ligiert. 5 µl von diesem Ansatz
wurden verwendet, um kompetente E. coli-Bakterien des Stammes HB101 zu trans
formieren. Die Selektion der transformierten Bakterien wurde auf LB-Agarplatten (10 g
Trypton/l, 5 g Hefeextrakt/l, 5 g NaCl/l, 15 g Bacto-Agar/l) durchgeführt:, die 10 µg/ml Tet
racyclin enthielten. Eine Genkarte von pDH13 und die Sequenz der relevanten Region ist in
Fig. 2 dargestellt.
Plasmid-DNA verschiedener so erhaltener Kolonien wurde isoliert und durch Restriktions
analyse auf korrekte Zusammensetzung überprüft. Ein Plasmid wurde ausgewählt und als
pDH13 bezeichnet. Das Plasmid pDH13 wurde zur Transformation von E. coli W3110 (E.
coli K12 Wildtyp, f⁻, λ⁻, IN (rrnD-rnnE)1) verwendet.
700 ml autoklaviertes LB-Medium (10 g Bacto-Trypton/l, 5 g Bacto-Hefeextrakt/l, 10 g
NaCl/l, pH 7.0), das 5 mg/l Tetracyclin enthielt, wurden in einem 2l-Glasgefäß aus einer
Stockkultur so beimpft, daß eine OD₅₄₆ von 0.01 erhalten wurde. Die Kultur wurde 10
Stunden bei 37°C unter starkem Rühren (800 U/min) und Belüftung (5 Fermentervolumina
pro Minute [vvm]) inkubiert.
im Fermenter:
1.21 g/l (NH₄)₂HPO₄
3.96 g/l (NH₄)₂SO₄
6.53 g/l K₂HPO₄
1.23 g/l MgSO₄×7H₂O
0.32 g/l NaCl
0.25 g/l NH₄Cl
1.0 g/l Na₃-Citrat×2H₂O
1.0 ml/l Spurenelementekonzentrat
12.5 g/l Glucose
20 mg/l Thiamin-HCl
50 mg/l L-Tryptophan
100 mg/l L-Leucin
50 mg/l L-Methionin
5 mg/l Tetracyclin
3.96 g/l (NH₄)₂SO₄
6.53 g/l K₂HPO₄
1.23 g/l MgSO₄×7H₂O
0.32 g/l NaCl
0.25 g/l NH₄Cl
1.0 g/l Na₃-Citrat×2H₂O
1.0 ml/l Spurenelementekonzentrat
12.5 g/l Glucose
20 mg/l Thiamin-HCl
50 mg/l L-Tryptophan
100 mg/l L-Leucin
50 mg/l L-Methionin
5 mg/l Tetracyclin
Spurenelementekonzentrat:
(Mengenangaben pro 100 ml)
(Mengenangaben pro 100 ml)
3.35 g FeCl₃×6H₂O
1.09 g ZnSO₄×7H₂O
0.267 g CoCl₂×6H₂O
0.267 g Na₂MoO₄×2H₂O
0.221 g CuSO₄×5H₂O
0.333 g H₃BO₃
1.37 g MnSO₄×H₂O
10 ml HCl conc.
H₂O ad 100 ml
1.09 g ZnSO₄×7H₂O
0.267 g CoCl₂×6H₂O
0.267 g Na₂MoO₄×2H₂O
0.221 g CuSO₄×5H₂O
0.333 g H₃BO₃
1.37 g MnSO₄×H₂O
10 ml HCl conc.
H₂O ad 100 ml
Fütterung während der Fermentation:
(Mengen bezogen auf Fermentervolumen)
(Mengen bezogen auf Fermentervolumen)
350 g/l Glucose
3.70 g/l MgSO₄×7H₂O
175 mg/l Thiamin-HCl
0.50 g/l L-Tryptophan
4.0 g/l L-Leucin
2.0 g/l L-Methionin
Zudosierung von Antischaummittel während der Fermentation:
(bezogen auf Fermentervolumen)
3.70 g/l MgSO₄×7H₂O
175 mg/l Thiamin-HCl
0.50 g/l L-Tryptophan
4.0 g/l L-Leucin
2.0 g/l L-Methionin
Zudosierung von Antischaummittel während der Fermentation:
(bezogen auf Fermentervolumen)
1.0 ml/l UCON LB625
Salze ((NH₄)₂PO₄, (NH₄)₂SO₄, K₂HPO₄, NaCl, NH₄Cl und Na-Citrat) wurden in einem
Fermenter sterilisiert. Spurenelemente, MgSO₄, Glucose, Thiamin, L-Tretophan, L-Leucin,
L-Methionin und Tetracyclin wurden nach Abkühlung aseptisch so zugegeben, daß ein
Startvolumen von 7 Litern erhalten wurde. 600 ml der Vorkultur wurden automatisch in
den Fermenter überimpft. Die Fermentationsbedingungen waren: Rühren bei 1000 U/min,
Belüftung von 1 vvm, 0.3 bar Überdruck, eine Temperatur von 37.0 ± 0.1°C, der pH wurde
auf 6.7 ± 0.1 mit NH₃ und H₂SO₄ gehalten. Die Konzentration an gelöstem Sauerstoff
wurde durch Belüftung mit sauerstoffangereicherter Luft nach Bedarf oberhalb von 15%
Luftsättigung (bei 0.3 bar Gegendruck Überdruck gehalten. Nach Verbrauch der anfanglich
vorhandenen Glucose wurde eine Fütterungsprozedur gestartet, die durch die Sau
erstoffkonzentration automatisch ausgelöst wurde und Glucose, Thiamin, MgSO₄, L-
Tryptophan, L-Leucin und L-Methionin enthielt. Die Fütterungsgeschwindigkeit begann mit
2.5 g/l*h Glucose und wurde innerhalb von 24 Stunden kontinuierlich auf 5.0 g/l*h gestei
gert und anschließend bis zum Ende des Fermentationsprozesses konstant gehalten.
Die Fermentation wurde beendet, nachdem eine Gesamtmenge von 350 g/l Glucose zuge
geben worden war. Zu diesem Zeitpunkt war eine typische optische Dichte von 250 bis 280
bei 546 nm erreicht.
Zur Inaktivierung der Biomasse wurde der Ansatz auf etwa 10°C gekühlt und gleichzeitig
der pH-Wert mit H₂SO₄ auf 2.0 eingestellt. Die Biomasse wurde durch Zentrifugation ab
getrennt und bei -70°C gefroren aufbewahrt.
Säureinaktivierte Biomasse (etwa 0.5 kg) wurde in 500 ml 1%iger Essigsäure mit Hilfe ei
nes Polytron-Homogenisators suspendiert und 1 Stunde bei 0°C gerührt. Polyethylenimin
(50%ige Stammlösung, Serva, Heidelberg) wurde bis zu einer Endkonzentration von 0.25%
(w/v) zugegeben. Die Suspension wurde mit 5 N NaOH auf einen pH von 10.0 eingestellt
und weitere 2 Stunden bei 0°C gerührt. Nach Einstellung des pH-Wertes auf 7.5 mit 5 N
HCl wurden die Bakterien durch Zentrifugation bei 17000×g (Beckmann J2-21 Zentrifuge)
abgetrennt. Die durchschnittliche Extraktionsausbeute betrug 29.3 ± 5.9% des Gesamtge
haltes an IFNα2c.
Der IFNα-haltige Überstand nach der Abtrennung des Bakterienpellets in Beispiel 3 wurde
auf eine Silicagel-Säule geladen (Grace, Silica Typ 953W; 35 mg Protein/ml Säulenmaterial,
Flußgeschwindigkeit 25 ml/mm), die mit 20 mM Tris-HCl, pH 7.5, equilibriert worden war.
Die Säule wurde mit 30 Säulenvolumina Startpuffer gewaschen, dann folgte ein
Waschschritt mit 20 mM Tris-HCl, 100 mM Tetramethylammoniumchlorid (TMAC), pH
7.5. IFNα2c konnte durch Steigerung der TMAC-Konzentration auf 800 mM TMAC
eluiert werden (Fig. 3A).
Das Material, das von der Silicalgelsäule eluiert wurde, wurde durch Zugabe von festem
(NH₄)₂SO₄ auf eine Ammoniumsulfatkonzentration von 20% (w/u) eingestellt und auf eine
Phenylsepharosesäule (Phenyl Toyopearl, 650S, Tosohaas) geladen, die mit 20 mM Tris-
HCl, 30% Ammoniumsulfat equilibriert worden war. IFNα2c wurde mit einem linearen
Gradienten von 100% Ladebedingungen bis 100% 20mM Tris-HCl, 30% Ethylenglykol, pH
7.5, bei einer Flußgeschindigkeit von 15 ml/min eluiert. Die Reinheit des IFNα-Pools betrug
71 ± 15%.
Das Eluat der hydrophoben Interaktionschromatographie wurde durch extensive Dialyse auf
20 mM Na-Succinat, pH 5.0, eingestellt. Der endgültige pH wurde mit HCl auf 3.0 einge
stellt, bevor die Probe auf ein Sulfopropyl-Ionenaustauscherharz (Toyopearl TSK SP 5PW,
Tosohaas), equilibriert mit 20 mM Na-Succinat, pH 5.0, geladen wurde. IFNα2c wurde mit
einem linearen Gradienten von 100% Ladebedingungen bis 100% 20 mM Na-Succinat, 500
mM NaCl, 10% Ethylenglykol, pH 5.5 (Lösungsmittel B) mit einer Flußgeschindigkeit von
6 ml/min von der Säule eluiert. Das von dieser Säule eluierte IFNα2c hatte routinemäßig
eine größere Reinheit als 95%.
Der IFNα-Pool wurde gegen 10 mM bisTris, pH 5.8, dialysiert und auf eine DEAE-Se
pharose (DEAE-Sepharose FastFlow, Pharmacia) geladen, die mit dem gleichen Puffer
equilibriert war. Die Elution von IFNα2c erfolgte mit einem linearen Gradienten auf 10 mM
bisTris, 500 mM NaCl, 0.1% Tween 20, pH 5.8 (Lösungsmittel B), Fließgeschindigkeit 5
ml/min.
Intaktes IFNα2c wurde mit einer BakerBond -WP- C18-Säule [250×4.5 mm, Partikel
größe 5 µm] bei 30°C analysiert. Für die Trennung von tryptischen Peptiden wurde eine
Merck Supersphere 120-4 C-18-Säule [125×4.5 mm, Partikelgröße 4 µm] bei 37°C ver
wendet. Die Proben wurden unter Verwendung der Lösungsmittel A, 0.1% Trifluores
sigsäure in Wasser, und B, 0.1% Trifluoressigsäure in Acetonitril und mit den Gradienten
wie in der jeweiligen Abbildungslegende beschrieben chromatographiert.
IFNα2c-Proben wurden auf 16%-SDS-Polyacrylamid-Gelen unter Standardbedingungen
analysiert. Proben wurden vor der Elektrophorese mit Dithiotreitol reduziert. Proteinbanden
wurden mit Coomassie-Blue-Färbung visualisiert.
Der IFNα2c-Gehalt verschiedener Proben, die während der Reinigung anfielen, wurde mit
einem Sandwich-ELISA mit den monoklonalen Antikörpern OMG-2 und MG-7 (Adolf et
al, 1990) bestimmt.
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Twigg A.J. and D. Sherratt, Nature 283, 216-218 (1980).
Claims (25)
1. Verfahren zur Herstellung von Interferon-α durch Expression in E. coli, dadurch ge
kennzeichnet, daß
- a) Interferon-α exprimiert wird in Zellen, die einen Vektor enthalten, in dem die Signalsequenz des Gens für das hitzestabile Enterotoxin II (STII) aus E. coli verknüpft ist mit einer Sequenz, die für reifes menschliches Interferon-α kodiert
- b) das exprimierte Interferon-α isoliert wird.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß der Vektor zusätzlich einen
Promotor für die alkalische Phosphatase (phoA) aus E. coli enthält.
3. Verfahren nach den Ansprüchen 1 bis 2, dadurch gekennzeichnet, daß der Vektor zu
sätzlich die Sequenz für die Ribosomenbindungsstelle des STII-Gens enthält.
4. Verfahren nach Anspruch 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, daß die Isolierung des In
terferons die Schritte
- a) Adsorptionschromatographie auf Silicagel
- b) Hydrophobe Interaktions-Chromatographie
- c) Kationenaustauschchromatographie
- d) Anionenaustauschchromatographie
enthält.
5. Verfahren nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, daß die hydrophobe Interak
tionschromatographie auf einer Phenylsepharose-Säule durchgeführt wird.
6. Verfahren nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, daß die Kationenaustausch
chromatographie auf einem Sulfopropyl-Ionenaustauscher durchgeführt wird.
7. Verfahren nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, daß die Anionenaustausch
chromatographie auf einer DEAE-Sepharose durchgeführt wird.
8. Verfahren nach den Ansprüchen 1 bis 7, dadurch gekennzeichnet, daß das Interferon-
α Interferon-α2 ist.
9. Verfahren nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, daß das Interferon-α2 die Ami
nosauresequenz
enthält.
10. Verfahren zur Reinigung von Interferon-α, dadurch gekennzeichnet, daß es die
Schritte
- a) Adsorptionschromatographie auf Silicagel
- b) Hydrophobe Interaktions-Chromatographie
- c) Kationenaustauschchromatographie
- d) Anionenaustauschchromatographie
enthält.
11. Verfahren nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, daß die hydrophobe Interak
tionschromatographie auf einer Phenylsepharose-Säule durchgeführt wird.
12. Verfahren nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, daß die Kationenaustausch
chromatographie auf einem Sulfopropyl-Ionenaustauscher durchgeführt wird.
13. Verfahren nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, daß die Anionenaustausch
chromatographie auf einer DEAE-Sepharose durchgeführt wird.
14. Verfahren nach Ansprüchen 10 bis 13, dadurch gekennzeichnet, daß das Interferon-α
bakteriell exprimiert wurde.
15. Verfahren nach den Ansprüchen 10 bis 14, dadurch gekennzeichnet, daß das Inter
feron-α Interferon-α2 ist.
16. Verfahren nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, daß das Interferon-α2 die
Aminosäuresequenz
enthält.
17. Vektor zur Expression von Interferon-α in E. coli, dadurch gekennzeichnet, daß er
die Signalsequenz des STII-Gens in Verknüpfung mit einer Sequenz enthält, die für
reifes menschliches Interferon-α kodiert.
18. Vektor nach Anspruch 17, dadurch gekennzeichnet, daß er zusätzlich einen phoA-
Promotor enthält.
19. Vektor nach den Ansprüchen 17 bis 18, dadurch gekennzeichnet, daß er zusätzlich die
Ribosomenbindungsstelle des STII-Gens enthält.
20. Vektor nach den Ansprüchen 17 bis 19, dadurch gekennzeichnet, daß das Interferon-
α Interferon-α2 ist.
21. Vektor nach den Ansprüchen 17 bis 19, dadurch gekennzeichnet, daß er die Nukleo
tidsequenz
oder eine Sequenz, die zu dieser Sequenz zu mehr als 70% homolog ist und für Inter
feron-α kodiert, enthält.
22. Vektor nach Anspruch 21, dadurch gekennzeichnet, daß er die Nukleotidsequenz
enthält.
23. Verwendung des Vektors gemäß einem der Ansprüche 17 bis 22 zur Herstellung von
Interferon-α.
Priority Applications (9)
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EP94107804A EP0626448A3 (de) | 1993-05-26 | 1994-05-19 | Verfahren zur Herstellung und Reinigung von alpha-Interferon |
HU9401580A HUT70311A (en) | 1993-05-26 | 1994-05-25 | Method for the preparation and purification of alpha - interferon |
JP6111150A JPH07135992A (ja) | 1993-05-26 | 1994-05-25 | α−インターフェロンの調製方法 |
CA002124271A CA2124271A1 (en) | 1993-05-26 | 1994-05-25 | Process for preparing and purifying alpha-interferon |
IL10977394A IL109773A0 (en) | 1993-05-26 | 1994-05-25 | Process for preparing and purifying alpha-interferon, a vector for its expression and transformed host organism containing the vector |
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Country | Link |
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-
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- 1993-09-03 DE DE19934329756 patent/DE4329756A1/de not_active Withdrawn
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US8425896B2 (en) | 2001-02-28 | 2013-04-23 | Sichuan Biotechnology Research Center | Treatment of tumors with recombinant interferon alpha |
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US9481706B2 (en) | 2008-01-18 | 2016-11-01 | Hoffmann-La Roche Inc. | Purification of non-glycosylated polypeptides |
CN107033233A (zh) * | 2008-01-18 | 2017-08-11 | 弗·哈夫曼-拉罗切有限公司 | 非糖基化蛋白质的纯化 |
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8139 | Disposal/non-payment of the annual fee |