DE3525411A1 - Neuer mikroorganismus - Google Patents
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Description
1A-5153
KAO CORPORATION Tokyo , Japan
Neuer Mikroorganismus
Die Erfindung betrifft einen neuen Mikroorganismus der Gattung Torulopsis.
Sophorose stellt eine brauchbare Substanz mit der Fähigkeit dar, die Bildung von Cellulase durch Bakterien zu
fördern. Die Substanz ist ferner als Rohmaterial für Kosmetika brauchbar. Sophorose wurde erstmals als die Zuckerkomponente
des Camphelolglykosids festgestellt, das in den Schalen der Früchte von Sophora japonica L. enthalten
ist. Sophorose wird jedoch in der Natur selten in Form eines freien Disaccharids erhalten. Es ist lediglich bekannt,
daß Sophorose als ein freies Disaccharid in Gelee royale enthalten ist.
Andererseits ist bisher nicht bekannt, daß Sophorose durch Bakterien gebildet wird. Lediglich im Verlauf ihrer
Untersuchungen der Bildung von Oligo-Sacchariden durch Mikroorganismen, die zur Bakteriengattung Acetobacter
gehören, haben Khan et al. die Bildung geringer Mengen Sophorose beobachtet [A.W.Khan et al., Nature, 183» 682
(1959); T.K.Walker et al., Arch. Bio ehem. Biophys., 8J5,
161 (1959)].
Es besteht daher ein dringender Wunsch, einen Mikroorganismus mit der Fähigkeit zur Sophorose-Bildung aufzufinden.
Von den Erfindern wurden umfangreiche Untersuchungen mit dem Ziel durchgeführt, einen Mikroorganismus zu finden,
der die Fähigkeit zur Sophorose-Bildung hat. Dabei wurde festgestellt, daß unter den Mikroorganismen, die zur Gattung
der Hefe Torulopsis gehören, ein Mikroorganismus mit einer derartigen Fähigkeit vorhanden ist. Die vorliegende
Erfindung beruht auf diesen Untersuchungsergebnissen.
Erfindungsgemäß wird ein neuer Mikroorganismus Torulopsis
bombicola KSM-36 (FRI-Hinterlegung FERM BP-799) zur Verfügung
gestellt, welcher zur Gattung Torulopsis gehört und die Fähigkeit zur Sophorose-Bildung aufweist.
Die einzige Figur stellt eine Elutionskurve dar, in der die Ergebnisse der Säulenchromatographie des Bezugsbeispiels
1 dargestellt sind.
Der erfindungsgemäße Mikroorganismus Torulopsis bombicola KSM-36 hat folgende mycologische Eigenschaften.
(a) Wachstumszustand auf verschiedenen Kulturmedien:
Wächst zu elliptischen bis länglich elliptischen Hefen mit einer Größe von (0,75 bis 3,0) χ (1,5 bis 5,5)/um
auf Malzkulturmedium, Malzagar, Kartoffeldextroseagar
und Maismehlagar und man beobachtet keine Bildung von
Eühyphen oder Pseudohyphen beim multipolaren Sprossungs-Typ.
auf Malzkulturmedium, Malzagar, Kartoffeldextroseagar
und Maismehlagar und man beobachtet keine Bildung von
Eühyphen oder Pseudohyphen beim multipolaren Sprossungs-Typ.
(b) Bildung von Ascospören:
Unter Verwendung von Malzextraktagar wird untersucht, ob
sich Ascospören bilden oder nicht. Es wird keine Bildung von Ascospören beobachtet.
(c) Bildung von Ballistosporen:
Bei Kultivierung auf Malzagar beobachtet man keine Bildung
von Ballistosporen.
(d) Verschiedene physiologische Eigenschaften:
(1) Wachstumsbedingungen
pH 3 bis 8 (optimaler pH = 5 bis 6)
Temperatur 7 bis 380C (optimale Temperatur =
25 bis 340C)
(2) Assimilation von Salzen der Salpetersäure (-)
(3) Zersetzung von Fett ( + )■
(4) Zersetzung von Harnstoff (-)
(5) Verflüssigung von Gelatine (-)
(6) Resistenz gegenüber Natriumchlorid 6 bis
(Gew/Vol)
(7) Bildung von Carotenoid (-)
(8) Bildung organischer Säuren in
Caster's Kulturmedium (+)
(9) Bildung von stärkeartigen Substanzen (-) (10) Vitaminbedarf (+)
(e) Assimilierkapazität (AK) und Fermentierkapazität (FK)
AK FK
(1) D-Glucose (+) (+)
(2) Trehalose (-) (-)
(3) D-Galactose (-) (-)
(4) Lactose (-) (-)
(5) Saccharose (+) (+)
(6) Raffinose (-) (+1 )
(7) D-Mannose (-) (-)
(8) D-Xylose (-)
(9) α-Methyl-D-glucosid (-)
(10) Melibiose (-)
(11) D-Arabinose (-)
(12) Aesculin (-)
(13) Ethanol (+)
(14) Inosit (-)
(15) Maltose (-) (-)
(16) Melezitose (-)
(17) Glycerin (+)
(18) Cellobiose (-)
(19) Inulin (-)
(20) D-Mannit (+)
(21) lösliche Stärke (-)
(22) D-Sorbit (+)
(f) Ort der Probennahme:
Isoliert aus Kohlblättern in einem Kohlfeld in der Nähe von Musashino-shi, Tokyo.
Aufgrund der obigen mycologischen Eigenschaften wird der KSM-36 Stamm als zur Gattung Torulopsis gehörig bestimmt.
Der obige Stamm hat folgende zusätzliche Merkmale. Man beobachtet keine Hautbildung, wenn der obige Stamm in
Malzkulturmedium, YM-KuIturmedium bzw. Glucose-Hefeextrakt-Pepton-Kulturmedium
kultiviert wird. Der Stamm zeigte ein gutes Wachstum auf YM-Agar-Kulturmedium und
die resultierende Kolonie ist derart geformt, daß sie entlang ihrer gesamten peripheren Kante ansteigt und semilinsenförmig
aussieht. Seine Oberfläche ist glatt, hat einen schimmernden Glanz, zeigt butterartige Eigenschaften
und ist im Farbton cremefarben. Bei der Kultivierung zur Bildung einer Makrokolonie ist die Form der resultierenden
Kolonie kreisförmig, ihr Aussehen und die Form sind jedoch ähnlich derjenigen einer auf YM-Agar-Kulturmedium
kultivierten Kolonie.
Im Hinblick auf Mikroorganismen mit derartigen mycologischen
Eigenschaften wurde eine Recherche durchgeführt auf der Basis von J.Lodder, "The Yeasts" , North-Holland Publishing
Co., Amsterdam-London, 1971; Kazuo Komagata "Biseibutsu No Kagakubunrui Jikkenho", Gakkai Center,
1982; und Hiroshi Iizuka und Shoji Goto, "Kobo No Bunrui
Doteiho", 2.Aufl., Tokyo Daigaku Shuppan Kai, 1977. Dabei
wurde Torulopsis bombicola ATCC 22214 (GBS6OO9) als ein Stamm ermittelt, der dem Stamm der vorliegenden Erfindung
ähnlich ist, Torulopsis bombicola KSM-36 der vorliegenden Erfindung ist jedoch ein Stamm, der aus
Kohlblättern isoliert wurde, und zwar mittels eines Isolierungskulturmediums,
das n-Alkane als alleiniges Kohlenstoff quellen-Substrat enthält, wohingegen der bekannte
Torulopsis bombicola-Hefestamm aus dem Blumenhonig von Wildblumen isoliert wurde (z.B. wilder Mohn in der Provinz
Alberta, Kanada), und zwar mittels eines Isolierungskulturmediums,
das Glucose in hoher Konzentration als alleiniges Kohlenstoffquellen-Substrat enthält. Torulopsis
bombicola KSM-36 der vorliegenden Erfindung unterscheidet sich auch dadurch von dem bekannten Torulopsis
bombicola-Hefestamm, daß letzterer Harnstoff assimiliert, daß mit anderen Worten seine Urease-Aktivität "+" ist,
während die Urease-Aktivität bei dem erfindungsgemäßen
Stamm "-" ist. Als deutlichster Unterschied sei ferner
erwähnt, daß Torulopsis bombicola KSM-36 eine viel größere Sophorose-Bildungskapazität aufweist als der bekannte
Torulopssis bombicola-Hefestamm.
Die Erfinder haben somit den KSM-36-Stamm als eine neue Hefe der Gattung Torulopsis erkannt und ihn als Torulopsis
bombicola KSM-36 bezeichnet. Wie bereits oben erwähnt, wurde der neue Stamm bei Fermentation Research
Institute, Agency of Industrial Science and Technology, hinterlegt.
Um diesen KSM-36-Stamm aus Kohlblättern zu isolieren, wo
er seinen Ursprung hat, ist es lediglich erforderlich, nach Routineverfahrensweisen vorzugehen unter Verwendung
eines Kulturmediums, das, wie oben erwähnt, ein n-Paraffin
als alleinige Kohlenstoffquelle enthält.
Um unter Verwendung des KSM-36-Stamms der vorliegenden Erfindung Sophorose herzustellen, ist es erforderlich,
den KSM-36-Stamm in einem Kulturmedium zu kultivieren, welches eine Kohlenstoffquelle, eine Stickstoffquelle
oder eine organische Nährstoffquelle, anorganische Salze
und dergl. enthält, die erforderlich sind, um ein gutes Wachstum des KSM-36-Stamms und eine glatte Bildung von
Sophorose zu gewährleisten.
Als Kohlenstoffquellen können beliebige Kohlenstoffquellen eingesetzt werden, wenn sie nur assimiliert werden
können. Geeignete Quellen umfassen Kohlenhydrate (z.B. Glucose, Fructose, Saccharose, Sorbit, etc.), organische
Säuren (z.B. Citronensäure, Bernsteinsäure, etc.), Kohlenwasserstoffe
(z.B. n-Dodecan, n-Hexadecan, etc.)» Öle und Fette und deren Derivate (z.B.tierische und pflanzliche
Öle, tierische und pflanzliche Fette, Diglyceride, Monoglyceride, Fettsäuren, Fettsäureester, aliphatische
Alkohole und deren Ester, etc.), Alkyl (oder Alkenyl)-halogenide und dergl. Als Stickstoffquellen oder organische
Nährstoffquellen seien beispielsweise erwähnt: anorganische
Stickstoffquellen-Verbindungen, wie Ammoniumsulfat,
Ammoniumphosphat und Ammoniumnitrat; Aminosäuren,
wie Glutaminsäure; organische Stickstoffquellen-Substanzen, wie Hefeextrakte, Fleischextrakte und Pepton, und dergl.
Andererseits können verschiedene Phosphorsäuresalze, Magnesiumsulfat
und dergl. als anorganische Salze eingesetzt werden. Daneben werden Schwermetallsalze ebenfalls
in Spurenmengen verwendet. Ihr Zusatz ist jedoch bei Kulturmedien mit einem Gehalt an natürlichen Substanzen
nicht erforderlich. Thiamin und Biotin werden als Vitamine benötigt. Ähnlich wie die Schwermetallsalze ist ihr
Zusatz nicht erforderlich bei Kulturmedien, die natürliche Substanzen enthalten. Im Falle von Varianten, die die
Verwendung bestimmter Nährstoffe erfordern, müssen den Kulturmedien Substanzen zugesetzt werden, die derartigen
Nährstoffanforderungen genügen.
Die Kultivierung des Mikroorganismus kann durchgeführt werden, indem man ein Kulturmedium sterilisiert, und zwar
beispielsweise durch Erhitzen oder andere bekannte Maßnahmen. Das Kulturmedium wird beimpft und anschließend
geschüttelt oder unter Belüftung gerührt bei 20 bis 350C
während 3 bis 5 Tagen. Hinsichtlich des pH können gute Ergebnisse erzielt werden, falls der anfängliche pH auf
5 bis 6,5 eingestellt ist und anschließend die pH-Einstellung
der Kultur überlassen bleibt. Falls man eine
BAD ORIGINAL
-JES-
Kohlenstoffquelle einsetzt, die kaum in Wasser löslich
ist, oder eine ähnliche Kohlenstoffquelle kann es sich
als wirksam erweisen, den Kulturmedien ein oder mehrere verschiedene Surfaktantien, wie Polyoxyethylensorbitan,
zuzusetzen.
Die auf diese Weise kultivierte Mischung kann so, wie sie ist, als Hefequelle eingesetzt werden. Es ist jedoch
auch möglich, den Mikroorganismus aus der kultivierten Mischung abzutrennen unter Verwendung üblicher Fest-Flüssigkeits-Trennverfahren
und den resultierenden, lebenden Mikroorganismus oder dessen weiterbehandeltes oder
verarbeitetes Produkt (gefriergetrocknete Mikroorganismen oder dergl.) als Hefequelle zur Verfügung zu halten.
Die Isolierung von Sophorose aus der kultivierten Mischung kann, wie weiter unten anhand des Bezugsbeispiels erläutert,
durchgeführt werden unter Anwendung von Sammlungsund Reinigungsverfahren, wie sie für organische Verbindungen
im allgemeinen angewendet werden, wobei bestimmte physikalische und chemische Eigenschaften der Sophorose
für das Trennverfahren genutzt werden.
Die kultivierte Mischung kann beispielsweise einer Zentrifugation,
Filtration, Phasentrennung oder dergl. unterworfen werden, um eine Kulturflüssigkeit zu gewinnen. Nach
Entfernung der Verunreinigungen aus der Kulturflüssigkeit, z.B. durch Extraktionstechniken oder durch Ionenaustausch,
wird Sophorose durch Säulenchromatographie isoliert und gereinigt, wobei man eine Aktivkohlesäule oder dergl.verwendet
oder indem man eine ähnliche, an sich bekannte Technik anwendet.
Torulopsis bombicola KSM-36 gemäß der vorliegenden Erfin-
BAD ORIGINAL
-B-
dung erzeugt Sophorose. Das wird weiter unten anhand von
Bezugsbeispielen erläutert.
Wie bereits oben erwähnt, gibt es bisher nur einen einzigen
Bericht über die Sophorose-Bildungskapazität von Mikroorganismen. Dieser Bericht beschreibt darüber hinaus
lediglich die Bildung von Sophorose in sehr geringen Mengen. Demgegenüber hat der erfindungsgemäße Stamm Torulopsis
bombicola KSM-36 eine äußerst große Fähigkeit zur Sophorose-Bildung.
Die Erfindung wird anhand des folgenden Beispiels erläutert sowie des Bezugsbeispiels.
(i) 10 g Kohlblätter, die aus einem Kohlfeld in der Nähe von Musashino-shi, Tokyo, stammen, werden in einen
Becher placiert, der 30 ml sterilisiertes Wasser enthält. Die Kohlblätter werden 10 min mit einem Magnetrührer dispergiert
und suspendiert. Anschließend läßt man die resultierende Mischung stehen. 10 ml der überstehenden
Flüssigkeit werden gesammelt und zur Beimpfung von 100 ml
eines Isolierungs-Kulturmediums verwendet, das die unten angegebene Zusammensetzung aufweist und in einer 500 ml
Flasche (Sakaguchi flask) enthalten ist. Der Inhalt wird geschüttelt und 7 Tage bei 300C und 120 Schüttelbewegungen/min
kultiviert. Dieses Verfahren wird wiederholt, um vier Anreicherungskulturoperationen durchzuführen.
Zusammensetzung des Trennflüssigkeit-Kulturmediums n-Hexadecan 100 ml
Ammoniumnitrat 25 g
Kaliumdihydrogenphosphat 10 g
Magnesiumsulfat-heptahydrat 5,0 g
Kaliumchlorid 5,0 g
Hefeextrakt 1,0 g
Leitungswasser 1000 ml
(PH 4,5)
(ii) Anschließend werden 0,5 ml der kultivierten Flüssigkeitsmischung
aus dem flüssigen Anreicherungs-Kulturmedium in jeder Stufe entnommen. Unter Verwendung eines
Conradi-Stabes wird die Probe auf die Oberfläche eines Trenn-Agarkulturmediums einförmig aufgebracht, das auf
die unten angegebene Weise hergestellt wurde. Dann wird das Kulturmedium mit einem Filterpapier, das mit n-Hexadecan
imprägniert ist, bedeckt, mit einem Cellophanklebeband verschlossen und bei 300C kultiviert.
Herstellung des Trenn-Agarkulturmediums
Zu dem oben beschriebenen, flüssigen Kulturmedium für die Trennung, bei dem das n-Hexadecan weggelassen wurde, gibt
man Agar in einer Menge von 2,5 Gew.^, bezogen auf das
flüssige Kulturmedium. Anschließend wird das resultierende Gemisch mit Dampf sterilisiert. Das sterilisierte Gemisch
wird in gleichen Portionen in sterilisierte Petrischalen unter Erhitzen eingefüllt, und man erhält auf diese Weise
Platten-Agar-Kulturmedien.
(iii) Anschließend wird ein Pt-Spatel einer in der obigen
Kultur gewachsenen Kolonie auf das 10Ofache mit
sterilisiertem Wasser verdünnt. Daraufhin wird 0,1 ml der verdünnten Lösung wiederum auf ein Agar-Kulturmedium der
gleichen Zusammensetzung wie das oben erwähnte Trenn-Kulturmedium
aufgebracht. Das Agar-Kulturmedium wird ebenfalls mit einem η-Hexan-imprägnierten Filterpapier
abgedeckt und das Kulturmedium 3 Tage bei 300C unter Zu-
- vr -
führung von n-Hexadecan kultiviert. Durch visuelle und mikroskopische Beobachtung wird festgestellt, daß die
resultierende Vielzahl der Kolonien untereinander keine Unterschiede aufweist. Zehn der oben beschriebenen Kolonien
werden anschließend auf ein geneigtes Agar-Kulturmedium
(slant agar culture medium) mit der gleichen Zusammensetzung wie das Trenn-Agar-Kulturmedium okuliert.
Unter Zuführung von n-Hexadecan aus einem n-Hexadecanimprägnierten
Filterpapier wird das Kulturmedium 3 Tage bei 300C kultiviert. Wiederum wird durch visuelle und
mikroskopische Beobachtung festgestellt, daß die Mikroorganismen
auf den 10 geneigten Kulturmedien alle von der gleichen Art sind. Es wurde auch festgestellt, daß die
mycologischen Eigenschaften und die physiologischen Eigenschaften dieser zehn Mikroorganismen auf ihren jeweiligen
Kulturmedien identisch sind. Die mycologischen Eigenschaften und die physiologischen Eigenschaften der Mikroorganismen
auf dem jeweiligen Kulturmedium sind die gleichen wie oben erwähnt.
Durch diese oben beschriebenen Tests wird im Ergebnis festgestellt, daß die auf den zehn Kulturmedien kultivierten
Mikroorganismen alle dem gleichen Stamm angehören, der aus der Natur isoliert wurde.
(iv) Anschließend wird ein Pt-Spatel des Mikroorganismus,
der gemäß dem obigen Verfahren auf dem geneigten Kulturmedium rein kultiviert worden war, in einer sterilisierten
10bigen wäßrigen Lösung von Glycerin (2 ml)
suspendiert, die in einer Gefrier- und Lagerampulle enthalten ist. Das Ganze wird gefroren und bei -800C gelagert.
Nach 3monatiger Lagerung im gefrorenen Zustand wird rasch aufgetaut. Ein Pt-Spatel der auf diese Weise erhaltenen
Suspension wird der Anabiosis auf einem gewöhnli-
chen Agar-Kulturmedium unterworfen. Anschließend werden
die mycologischen Eigenschaften und die physiologischen Eigenschaften auf den jeweiligen Kulturmedien unter den
gleichen Bedingungen untersucht, wie sie oben beschrieben wurden. Man findet als Ergebnis keine Änderungen im
Vergleich zu den korrespondierenden Eigenschaften vor dem Einfrieren.
Das obige Einfrier- und Auftauverfahren wird in jedem Monat insgesamt fünfmal wiederholt. Die mycologischen Eigenschaften
und physiologischen Eigenschaften der resultierenden Mikroorganismen auf ihren jeweiligen Kulturmedien
wurden untersucht, ohne daß irgendwelche Änderungen festgestellt wurden.
(i) In einen 5 1 Kultur-Erlenmeyer-Kolben, enthaltend 500 ml eines sterilisierten Saatkulturmediums (pH 6,2)
mit einem Gehalt an 5% (Gew/Vol) (im folgenden durch w/v % ausgedrückt) Glucose und 2 w/v % Maisquellwasser,okuliert
man 50 ml einer flüssigen Kulturmischung von Torulopsis bombicola KSM-36. Die flüssige Mischung wurde erhalten
durch Kultivierung des gleichen Stammes bei 3O0C während 48 h in einer 500 ml Sakaguchi-Flasche, die ein
Kulturmedium der gleichen Zusammensetzung wie das in dem Erlenmeyerkolben enthaltende enthält. Das Saatkulturmedium
wird durch 48stündiges Schütteln bei 300C kultiviert. 300 ml des erhaltenen, flüssigen Gemisches werden dann
zur Beimpfung eines 30 1 Flaschenfermentors (jar fermentor)
verwendet, der 15 1 eines Hauptkulturmediums (pH 5,6) enthält. Dieses enthält 15 w/v% Palmöl, 10 w/v% Glucose
und 0,5 v/v% Hefeextrakt. Während 5 Tagen wird unter folgenden Bedingungen die Kultivierung durchgeführt:
Temperatur 3O0C; Belüftung 0,5 WM; Innendruck 0,75 kg/
cm2; Rühren 350 U/min.
(ii) Etwa 15 1 des so kultivierten, flüssigen Gemisches
werden in ein Phasentrennrohr gefüllt, das einen Innendurchmesser von 15 cm und eine Länge von 100 cm aufweist.
Das Rohr ist an seinem freien Ende konisch und mit einem Heizmantel ausgerüstet. Während das flüssige Gemisch durch
Einsprudeln von Luft aus einem unteren Teil des Rohrs gerührt wird, erhitzt man das flüssige Gemisch 30 min bei
etwa 700C und stoppt dann die Belüftung. Das kultivierte,
flüssige Gemisch wird dann 30 min stehengelassen, damit eine Sedimentation stattfindet. Das kultivierte, flüssige
Gemisch trennt sich in vier Phasen. Die unterste Sedimentationsphase und eine Mikroorganismus-Phase, die über
der untersten Phase liegt, werden durch eine untere Auslaßöffnung vorsichtig abgelassen. Anschließend wird eine
Wasserschicht, bei der es sich um die nächst obere Phase handelt (d.h. die zweite Phase von oben nach der Phasentrennung)
sorgfältig gesammelt.
(iii) 1 1 der auf diese Weise aufgefangenen Wasserphase wird abgetrennt und nachfolgend einer Extraktion mit
500 ml einer 2:1 Lösungsmittelmischung aus Chloroform und Methanol unterworfen. Auf diese Weise werden Materialien,
die in dem Lösungsmittelgemisch aus Chloroform und Methanol löslich sind, aus der Wasserphase entfernt. Nach
der Extraktionsbehandlung wird die resultierende Wasserphase 30 min bei 50C und 3500 U/min zentrifugiert, wobei
man eine überstehende Flüssigkeit erhält. Unter Verwendung eines Rotationsverdampfers wird diese überstehende
Flüssigkeit auf einem Ölbad bei 350C erhitzt. Das Ethanolgemisch
und ähnliche Komponenten werden abdestilliert und gleichzeitig wird unter verringertem Druck das Ganze
konzentriert. Zur Entfernung ionischer Materialien aus den etwa 50 ml des auf diese Weise erhaltenen, flüssigen
Konzentrats werden sowohl Kationenaustauscherharz als auch Anionenaustauscherharz zu dem flüssigen Konzentrat
zugegeben. Nach 2stündigem Rühren der Mischung werden die
Ionenaustauscherharze gewaschen und entfernt.
(iv) Anschließend gibt man 320 ml der auf diese Weise entsalzten Wasserschicht vollständig auf eine Aktivkohlesäule.
Als Aktivkohlesäule wird eine solche verwendet, die durch Packen von 180 ml Aktivkohle (Aktivkohle für
Chromatographie; Produkt der Wako Pure Chemicals Co.,
Ltd.) in eine Glassäule mit einem Innendurchmesser von 2,5 cm und einer Länge von 60 cm erhalten wurde. Man läßt
1000 ml einer wäßrigen 4N HCl-Lösung durch die auf diese Weise gepackte Glassäule fließen. Anschließend läßt man
4000 ml destilliertes Wasser durch die Glassäule fließen. Das Isolierungsverfahren unter Verwendung der Aktivkohlesäule
wird vervollständigt unter Bewirkung einer schrittweisen Eluierung. Dabei wird, genauer gesagt, zunächst
1000 ml destilliertes Wasser und anschließend 2500 ml einer 5#>igen wäßrigen Lösung von Ethanol, 1000 ml einer
1Oxigen wäßrigen Lösung von Ethanol und 1000 ml einer
2C#igen wäßrigen Lösung von Ethanol in dieser Reihenfolge als Eluierungsmittel verwendet. Schließlich läßt man
1000 ml einer 50%igen wäßrigen Lösung von Ethanol durch die Säule strömen. Die Eluate werden gesondert aufgefangen,
und zwar mit 100 g/Fraktion unter Verwendung eines großen Fraktionssammlers. Die gesonderten Fraktionen werden
jeweils durch Dünnschichtchromatographie, Gaschromatographie, Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS)
und dergl. analysiert. Man stellt fest, daß das in den Fraktionen Nr. 11 bis 40 abgetrennte Material Sophorose
ist (vergl. die beigefügte Figur). Unter den obigen
K}
Fermentationsbedingungen erhält man Sophorose in einer
Menge von etwa 30 g/l der flüssigen Fermentationsmischung. Es wird ferner festgestellt, daß die Fraktionen
Nr. 1 bis 10 Mannit enthalten. Mannit wird in einer Menge von etwa 12 g/l flüssiger Fermentationsmischung erhalten.
- Leerseite -
Claims (2)
1. Torulopsis bombicola KSM-36 (FRI-Hinterlegung
FERM BP-799) mit folgenden mycologischen Eigenschaften,:
(a) Wuchszustand auf verschiedenen Kulturmedien:
wächst zu elliptischen bis länglich elliptischen Hefen mit einer Größe von(0,75 bis 3,0) χ (1,5 bis 5,5) /um
auf Malzkulturmedium, Malz-Agar, Kartoffeldextrose-Agar und Maismehl-Agar, und es wird keine Bildung von Euhyphae
oder Pseudohyphae beobachtet bei dem multipolaren Sprossungstyps ;
(b) Bildung von Ascosporen:
unter Verwendung von Malzextrakt-Agar wird keine Bildung
von Ascosporen beobachtet;
(c) Bildung von Ballistosporen:
bei der Kultivierung auf Malz-Agar wird keine Bildung von '
Ballistosporen beobachtet; ^
(d) verschiedene physiologische Eigenschaften:
(1) Wachstumsbedingungen
pH 3 bis 8 (optimaler pH 5 bis 6)
Temperatur 7 bis 380C (optimale Temperatur
25 bis 340C)
(2) Assimilation von Salzen der Salpetersäure (-)
(3) Zersetzung von Fett (+)
(4) Zersetzung von Harnstoff (-)
(5) Verflüssigung von Gelatine (-)
(6) Resistenz gegenüber Natriumchlorid 6-£
(w/v)
(7) Bildung von Carotenoid (-)
(8) Bildung organischer Säuren in Caster's Kulturmedium (+)
(9) Bildung stärkeartiger Substanzen (-) (10) Vitaminbedarf s (+)
(e) Assimilierkapazität (AK) und Fermentierkapazität (FK)
AK FK
(1) D-Glucose (+) (+)
(2) Trehalose (-) (-)
(3) D-Galactose (-) (-)
(4) Lactose (-) (-)
(5) Saccharose (+) (+)
(6) Raffinose (-) (+ )
(7) D-Mannose (-) (-)
(8) D-Xylose (-)
(9) cc-Methyl-D-glucosid (-)
(10) Melibiose (-)
(11) D-Arabinose (-)
(12) Aesculin (-)
(13) Ethanol (+)
(14) Inosit (-)
(15) Maltose (-) (-)
(16) Melezitose (-)
(17) Glycerin (+)
(18) Cellobiose (-)
(19) Inulin (-)
(20) D-Mannit (+) (.21) lösliche Stärke (-) (22) D-Sorbit (+).
2. Verwendung des Mikroorganismus nach Anspruch zur Herstellung von Sophorose unter Kultivierung des Mikroorganismus
in einem geeigneten Kulturmedium.
Applications Claiming Priority (1)
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---|---|---|---|
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Publications (2)
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---|---|
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DE3525411C2 DE3525411C2 (de) | 1993-07-22 |
Family
ID=15584170
Family Applications (1)
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