DE2406708A1

DE2406708A1 - Verfahren zur herstellung von hefezellen

Info

Publication number: DE2406708A1
Application number: DE19742406708
Authority: DE
Inventors: Shun-Ichi Matsumoto; Eiji Sato
Original assignee: Toray Industries Inc
Current assignee: Toray Industries Inc
Priority date: 1973-02-21
Filing date: 1974-02-13
Publication date: 1974-09-05
Also published as: DE2406708C3; NL7402227A; FR2218382A1; IT1009219B; FR2218382B1; US3879261A; DE2406708B2; GB1453022A

Description

Die gewerbliche Produktion von Hefezellen aus Normalparaffin wurde in einigen Ländern realisiert, und die Ausnutzung der Produkte als Futtermittel befindet sich in der Entwicklung, über verschiedene Hefestämme wurde berichtet, daß sie Methanol, Äthanol, Essigsäure und dergleichen als ihre Hauptkohlenstoffquelle assimilieren können, und von einigen diesen Stämmen kann man erwarten, daß sie zur Produktion von Hefezellen verwendet werden.

S, Omata et al. untersuchten die Fähigkeit verschiedener Hefestämme, niedermolekulare Alkohole zu assimilieren. Sie berichte-

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ten in Journal of the Fermentation Association,Japan, Band 26, Seiten 313 bis 316 (1968), daß keiner der von ihnen untersuchten Hefestämme tatsächlich sekundäres Butanol ausnutzte, während nur einige wenige Normalbutanol ausnutzten!

Es wurde nun eine neue Spezies von Hefestämmen gefunden, die die Fähigkeit hat, durch Assimilierung von normalem und/oder sekundärem Butanol als ihre Hauptkohlenstoffquelle zu wachsen, so daß es möglich ist, Hefezellen aus diesen Butanolen zu produzieren.

Gemäß der Erfindung kann man Hefezellen unter Verwendung von Hefestämmen, die zu den Gattungen Candida und Trichosporon gehören, und unter Ausnutzung von Normalbutanol und/oder sekundärem Butanol als Hauptkohlenstoffquelle produzieren. Das nach der vorliegenden Erfindung verwendete n-und sec-Butanol kann in wirtschaftlicher Weise erhalten werden, indem man C -Olefine

hydratisiert, welche ihrerseits Nebenprodukte der Kohlenwasserstoff kr ackver fahr en bei der Herstellung von Äthylen sind.

Die Hefestämme, die gemäß der vorliegenden Erfindung verwendet werden können, sind Stämme der Gattungen Candida oder Trichosporon. Typische Beispiele der Stämme, die zu diesen Gattungen gehören und die Fähigkeit besitzen, n- und/oder sec-Butanol zu assimilieren, sind folgende:

Hefestämme _r die sowohl Normalbutanol als auch Sekundärbutanol

assimilieren

Candida butanolphila nov, sp. FERM-P 1882

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^™¹ >j ™~

Candida butanolytica nov. sp. FERM-P 1883 Candida alcophila nov. sp. FERM-P 1884 Trichosporon butanophilum nov. sp. FERM-P 1885 Trichosporon alcophilum nov. sp. FERM-P 1886

Hefestänroe, die nur Normalbutanol assimilieren

Candida spherica nov. sp. FERM-P 1911 Candida ellipsis nov. sp. FERM-P 1908 Candida splitica nov. sp. FERM-P 1909 Trichosporon opalum nov. sp. FERM-P 1910

Diese Hefearten wurden bezüglich ihrer Gattungen klassifiziert
und sind neue Spezies aufgrund ihrer taxonomischen Eigenschaften, die nachfolgend erwähnt sind:

Taxonömische Eigenschaften

a) Die Wachstumseigenschaften der vegetativen Zellen in verschiedenen Medien sind in Tabelle I nachfolgend aufgeführt.

b) Asoosporenproduktion;

Für alle Arten auf Gorodkwa-Agar und Gipsblock (bei 3O°C während 7 Tagen) nicht vorhanden.

c) Ballistosporenproduktion:

Bei allen Arten auf Malzhefeextrakt-Agar nicht vorhanden.

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d) Physiologische Eigenschaften sind in Tabellen nachfolgend aufgeführt.

e) Assimilierung verschiedener Kohlenstoffquellen.Diese ist in der nachfolgenden Tabelle III aufgeführt.

f) Fermentierung von Zuckern. Diese ist in der nachfolgenden Tabelle IV aufgeführt.

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	JS».	Pepton 5g Hefeextrakt 3g	Beobachtung des Wachstums	Form	in verschiedenen Medien	FERM-P 1883	I
	CD.	Malzextrakt 3g		Größe	FERM-P 1882	C. butanolytica	Jl 1
	CD CO	D-Glucose 10g	1.	Vegetative Reproduk	C. butanophila	zylindrisch
Tabelle I	Dest.Wasser 1000 ml	2,	tion	oval oder lang oval	(2-5 /U) χ (7-15 ,U)
Wachstumseigenschäften vegetativer Zellen	ω (30°C, 2-7 Tage) rn	3.	Häutchen	(3-8 ,u) χ (8-14 .u)
Medium und Bedingungen					Knospung
	032 ^	4.		Knospung	dünnes und glattes
Malzhefeextraktmedium	Malzhefeextrakt-Agar		Gasbildung	dünnes und glattes	Häutchen, kriechende
			Trübung des Mediums	Häutchen, kriechende	Ringbildung
		5.	Sedimentbildung	Ringbildung	nicht
		6.	Farbe des Mediums	nicht	mäßig	NJ
		7.	Wachstum	etwas	kompaktes und block	406708
	8.	Kolonie	kompaktes Sediment	artiges Sediment < keine Veränderung
	1.	a) Form	keine Veränderung	reichlich
	2.	b) Rand	reichlich
Pepton 5g		c) Oberfläche		unregelmäßig rund
Eefeextrakt 3g		d) Form des senkrech	unregelmäßig rund	fadenförmig
Malzextrakt 3g		ten Schnittes	fadenförmig	radial runzelig
D-Glucose ■■ 10g		e) Glanz	radial runzelig
Agar 15g Dest.Wasser 1000 ml		f) Farbe		buckelig
			buckelig	stumpf
			stumpf	milchig weiß,
(25^WC, 7 - 10 Tage)		milchig weiß,	etwas gräulich
	etwas gräulich

Tabelle I (Fortsetzung)

Beobachtung des Wachstums	Form	FERM-P 1884	FERM-P 1911	FERM-P 1908	FLRM-P 1909	I 1
	Größe	C. alcophlla	C. Spherlca	C. ellipsis	C. splitica
1.	Vegetative Reproduk tion	kurz oval	kugelig	oval	lang oval
2.	häutchen	(2-6/U)χ(5-8/U)	(5-icyi)	(2-5_/u)x(3-7_/u)	(2-5/U)X(S-ISyU)
3.	Gasbildung	Knospung	Knospung	Knospung	Knospung
4.	Trübung des Mediums	dünnes und glat tes Häutchen	schweres und dik- kes Häutchen	Ringbildung	schweres und dik- kes Käutchen	K)
5.	Sedimentbildung	nicht	nicht	nicht	nicht
	Farbe des Mediums	mäßig	nicht	mäßig	mäßig	36708
co7. OO ca *CVi*	Wachstum	kompaktes und blockartiges Sediment	kompaktes Sediment	Blocksediment	schuppiges und kompaktes Sedi ment
*\J J* Nfi. O CO	Kolonie a) Form	keine Verände rung	keine Verän derung	keine Verän derung	keine Veränderung
K>"" ■F-l.	b). Rand	reichlich	reichlich	reichlich	reichlich
2.	c) Oberfläche	unregelmäßig rund	unregelmäßig rund	rund	unregelmäßig rund
	d) Form des senkrech ten Schnittes	fadenförmig	fadenförmig	glatt	fadenförmig
	e) Glanz	radial runzelig	radial runzelig	glatt	radial runzelig
	f) Farbe	buckelig	kissenförmig	erhöht	buckelig
	nicht	nicht	glänzend	nicht
	milchig weiß, etwas gräulich	milchig weiß, etwas gräulich	milchig weiß	milchig weiß

Tabelle I (Fortsetzung)

Beobachtung des Wachstums

1. Form

2. Größe

3. Vegetative Reproduk tion

4. Häutchen

_,«.. 5. Gasbildung

^o 6. Trübung des Mediums

CD ^S

oo 7. Sedimentbildung

o-> 8. Farbe des Mediums

Wachstum Kolonie

a) Form

b) Rand

c) Oberfläche

d) Form des senkrechten Schnittes

e) Glanz

f) Farbe

FERM-P 1885

T. butanophilum

oval (8-12_/u)x(10-20_/u)

FERM-P 1886 T. alcophilum

oval
(7-l4_/u)x(10-20_/u)

FERM-P 1910
T. opalum

oval

Knospung	Knospung	Knospung
dünnes und glattes Häutchen,kriechende Ringbildung	dünnes Häutchen, kriechende Ring bildung	Häutchenbildung
nicht	nicht	nicht
etwas	nicht	mäßig
Blocksediment	Blocksediment	Blocksediment
keine Veränderung	keine Veränderung	keine Veränderung
reichlich	reichlich	reichlich
rund	rund	unregelmäßig rund
gezackt	gezackt	gezackt
körnig	rauh	rauh
erhöht	konvex	flach
nicht	nicht	nicht
milchig weiß, etwas gräulich	milchig weiß, etwas gräulich	milchig weiß

Tabelle I (Fortsetzung)

Medium und Bedingungen Beobachtung des Wachstums

Kartoffelagar (Scheibenkultur)

(30°C,

1 2

frische Kartoffel 100g j D-Glucose 20g

Agar 20g

Dest. Wasser lOüO ml

Tage)

echtes Mycel Pseudomycel

Chlamydosporen

Blastsporen

Arthrosporen

morphologische Eigenschaften

PERM-P 1882	FERM-P 1883
C. butanophila	C. butanolytica
ja ja	ja · ja
nein	nein
nein	nein
nein	nein
spezielles farn artiges Mycel	spezielles farn artiges Mycel

Tabelle I (Fortsetzung)

Beobachtung des Wachstums

1. echtes Myeel

2. Pseudomycel

3. Chlamydosporen

4. alastsporen

5. Arthrosporen

6. morphologische Eigenschaften

FERM-P 1884	FERM-P 1911	FERM-P 1908	FERM-P 1909
C. alcophila	C. Spherica	C. ellipsis	C. splitica
ja	ja	nein	ja
ja	ja	ja	ja
nein	nein	nein	nein
nein	nein	teilweise ja	nein
nein	nein	nein	teilweise ja

spezielles farnartiges My eel

CD G'5

Tabelle I (Fortsetzung)

ßeoabachtung des Wachstums

CO OO CO CD

1. echtes Mycel

2. Pseudomycel

3. Chlamydosporen

4. Blastsporen

5. Arthrosporen

6. morphologische Eigenschaften

FERi-I-P 1885	FERM-P 1886	FERM-P 1910	I H-"
T. butanophilum	T. alcophiluiB	T. opalum	O I
nein	nein	nein
nein	nein	nein
nein	nein	nein
nein ·	nein	nein
ja	ja	ja
spezielles farn-	—	reichlich Arthrosporen

artiges Mycel

Tabelle II
Physiologische Eigenschaften

FERM-Nummer Name der Species

FERM-P 1882 C. butanophila

FERM-P 1883 C. butano-Iytica

FERM-P 1884
C. alcophila

FERM-P 1911 C. spherica

optimale Wachstumsbedingungen

3,0-7,0

Temperatur

2O-35°c

20 - 35°C

3,0-7,0

20 - 36^WC

OO CO CD -^.

Wachsturnsgrenze

PH

knappes Wachstum bei pH 7,8

knappes Wachstum bei ppi 7,8

knappes Wachsturn bei pH 7,8

knappes Wachstum bei pH 7,8

Tempe- knappes Wachsratur turn bei 40°C

knappes Wachstum bei 40⁰C

knappes Wachstum* bei 4O⁰C

Produktion von Carotenoidpigment

nicht

knappes Wachstum bei 42°C

Assimilierung von Kaliumnitrat	nicht	nicht	nicht	nicht	I H-"
Spaltung von Arbutin	nicht	nicht	nicht	beobachtet	I
Äthanol als einzige Kohlenstoffquelle	reichliches Wachstum	reichliches Wachstum	reichliches Wachstum	reichliches Wachstum
Wirkung von Lackmus- milch	keine Ver änderung	keine Ver änderung	keine Ver änderung	gelb und Ver festigung
üreasetest	+	+	+	+

nicht

CD CX)

Tabelle II (Fortsetzung)

FERM-P 1908 C. ellipsis

nicht

FERM-P 1909 C. splitica

FERM-P 1885 T. butanophilum

PERM-P 1886
T. alcophilum

FERJM-P 1910 T.opalum

3,0 - 7,0	3,0 - 7,0	3,0 - 7,0	3,0 - 7,0	3,0 - 7,0
20· - 36°C	20 - 36°C	20 - 35°C	20 - 35°C	20 - 36°C
knappes Wachs tum bei pH 7,8	knappes Wachs ■ turn bei pH 7,8	knappes Wachs tum bei pH 7,8	knappes Wachs tum bei pH 7,8	knappes Wachs tum bei pK 7,8
knappes Wachs tum bei 42°C	knappes Wachs tum bei 42°C	knappes Wachs tum bei 4O⁰C	knappes Wachs tum bei 40⁰C	knappes Wachs tum' bei 42°C
nicht	nicht	nicht	nicht	nicht
nicht	beobachtet	nicht	nicht	nicht
reichliches Wachstum	reichliches Wachstum	reichliches Wachstum	reichliches Wachstum	reichliches Wachstum
keine Ver änderung	gelb und Ver festigung	keine Ver änderung	keine Ver änderung	keine Ver änderung
+	+	+	+	+

nicht

e*> co

PERM-P 1882

C-butanophila

Tabelle II (Fortsetzung)

FERM-P 1883" C- butano-Iytica

FERM-P 1884 C. alcophila FERM-P 1911
C. spherica

FERM-P 1908
C. ellipsis

Produktion von stärkeähnüchen nicht Verbindungen	nicht	nicht	beobachtet	nicht
Vitamin-Er- fordernisse	±	±.	i	±
Produktion von organischer nxht Säure	nicht	nicht	nicht	nicht
Wachstumsgrenze 10% in NaCl-Lösung	10%	10%	10%	10%

txt Butanol als k> einzige Koh- -t> lenstoffquelle

(see-)

reichliches Wachstum

(see-) (see-) (n-) reichreichliches reichliches liches Wachs-Wachstum Wachstum tum (n-) reichliches Wachstum

Gelatineverflüssigung

nicht

beobachtet beobachtet

Tabelle II (Fortsetzung)

PERM-P 1909 C. splitica

PERM-P 1885
T. butanophilura

FERM-P 1886
T. alcophilum

FERM-P 1910 T.opalum

Produktion von stärkeähnlichen Verbindungen

beobachtet

nicht

Vitamin-Erfordernisse

to Produktion von organischer *ϊ*? Säure

nicht

° Wachstumsgrenze *■** in NaCl-Lösung

10%

Butanol als einzige Kohlenstoffquelle

reichliches

Wachstum

(see-)

reichliches

Wachstum

(see-)

reichliches

Wachstum

reichliches Wachstum

Gelatineverflüssigung

beobachtet

nicht

beobachtet

J>" O CQ

Tabelle III Assimilierung verschiedener Kohlenstoffquellen

Hefe- FERM-P 1882 FERI-I-P 1883 FERM-P 1884 FERM-P 1911 FERM-P 1908 species C. butano- C. butano- C. alcophila C. spherica C. ellipsis phila lytica

Kohlenstoffquelle

D- Glucose + + + + +

D- Galactose + + + + +

^₃ Sucrose

cd

⁰⁰ Maltose

OO

CD

"-· Lactose ο

^ Raffinose

Esculin

Inulin

Dextrin

Melibiose - +

— , — SSj

O •J")

O CO

Tabelle III (Fortsetzung)

hefe-	FERM-P 1909	FERM-P 1885	FERM-P 1886	FERM-P 1910
species	C. splitica	T. butano--	T. alco-	T. opalum
		philum	philum

Kohlenstoffquelle

D. Glucose

D. Galactose

Sucrose

Maltose

Lactose

Raffinose

Esculin

Inulin

Melibiose

Dextrin- + -

— ■ K)

Tabelle III (Fortsetzung)

FERM-P 1882 FERM-P 1883 FERM-P 1884 FERM-P 1911 FERM-P 1908 C- butano·- C- butano- C. alcophila C. spherica C. ellipsis

phi la lytica

D-Arabinose

lösliche Stärke - - - +

jg* Trenalose +

CO . :

(u> D-iiannose + + + + +

° .^O-Methyl-D- +

glucose
D-Xylose

C3-ZD

Tabelle III (Fortsetzung)

FLRM-? 1909 C. splitica

FERM-P 1885
T. butanophilum

FERM-P 1886 T. alcophilum

FERM-P 1910
T. opalum

D-Arabinose

lösliche Stärke

Trehalose

D-Mannose

° 3L -Methyl-D- <*> glucose

D--Xylose

co

Tabelle IV Zuckerfermentierung

Hefe- FERM-P 1882 FERM-P 1883 FERM-P 1884 FERM-P 1911 FERM-P 1908 species C. butano- C.butanolytica C. alcophila C. spherica C. ellipsis

phila
Zucker

D-Glucose - +

_o D- Galactose

OO ■

Sucrose

Maltose

KO

La^-ctose Raffinose

cn

Tabelle IV (Fortsetzung)

FERM-P 1909 FERM-P 1885 FERM-P 1886 FERM-P 1910
C. splitica T. butano- T. alcophilum T.opaluro

phiIum

D-Glucose

D-Galactose

⁰⁰ Sucrose

"^- Maltose

to·

*"* Lactose

Raffinose

ι to

ο ι

2Λ06708

Sechs Arten der oben aufgeführten Hefen (PERM-P 1882, 1883, 1884, 1911, 1909 und 1910) bilden keine Ascosporen, Ballistosporen oder Arthrosporen. Ihre vegetativen Zellen sind oval oder zylindrisch mit einigen Variationen in der Größe. Sie reproduzieren sich durch Knospung oder Keimung und bilden echte oder Pseudomyceln. Es wird kein Carotinoidpigment gebildet.

Es ist somit angebracht, diese Arten als Candida anzusehen, im Hinblick auf die Beschreibung in "The Yeasts, a Taxonomic Study" von J. Lodder und N.W.J. Kreger - Van Rij (1952).

Beim Vergleich der morphologischen und physiologischen Eigenschaften von FERM-P 1882, 1883 und 1884 (C. butanophila, C. butanolytica und C. alcophila) mit jenen der beschriebenen Arten von Candida ergibt,sich, daß sie in den Fermentationseigenschaften und in der Assimilation von Zuckern ähnlich wie C. rugosa sind. Sie unterscheiden sich jedoch wesentlich von C. rugosa hinsichtlich der Äthanolassimilierung, der Wirkung auf Lackmusmilch und hinsichtlich der Abwesenheit langer zylindrischer Zellen.

FERM-P 1911 (C. spherica) ist ähnlich C. solani, C, guilliermoudii und C. molibiosi hinsichtlich der Eigenschaften der Fermentation und Assimilierung von Zuckern. FERM-P 1911 unterscheidet sich aber von diesen beschriebenen Arten hinsichtlich der Lactoseassimilierung, der Wirkung auf Lackmusmilch und der Form der vegetativen Zelle.

FERM-P 1908 (C. ellipsis) ist ähnlich C. rugosa in den Fermen-

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tationseigenschaften und der Assimilierung von Zuckern. FERM-P 1908 unterscheidet sich aber von diesen beschriebenen Arten hinsichtlich dar Äthanolassimilierung, der Wirkung auf Lackmusmilch und der Form der vegetativen Zelle.

FERM-P 1909 (C. splitica) ist ähnlich C. humicola und C. curvata insofern, als keine Fermentierung von Zuckern erfolgt, und hinsichtlich der Assimilierung von D-Glucose, D-Galactose, Saccharose und Maltose. FERM-P 1909 unterscheidet sich auch von C. humicola hinsichtlich der Äthanolassimilierung und der Morphologie der Pseudomyceln und von C. corvata hinsichtlich der Form der vegetativen Zelle und der Arbutinaufspaltung.

Die drei obengenannten Species, FERM-P 1985, 1886 und 1910 wurden auf der folgenden Grundlage als der Gattung Trichosporon angehörig identifiziert. Diese Arten bilden weder Ascosporen noch Ballistosporen. Sie bilden Arthrosporen. Die vegetativen Zellen sind oval und reproduzieren sich durch Knospung. Carotinoidpigment wird nicht gebildet.

FERM-P 1885 (T. butanophilum) ähnelt T, sericeum und T. capitatum hinsichtlich der Zuckerfermentierung und der Assimilierung von Glucose und Galactose. FERM-P 1885 unterscheidet sich jedoch von T. sericeum durch die Nitratassimilierung und die Bildung von echtem My<jel auf Kartoffelagar. T. capitatum ist nicht identisch mit ihm hinsichtlich der Äthanolassimilierung und einiger morphologischer Eigenschaften.

FERM-P 1886 (T. alcophilum) ist ähnlich wie T. cutaneum hinsicht-

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lieh der Fermentierung und Zuckerassimilierung. Sie sind jedoch nicht identisch hinsichtlich der Assimilierung von Galactose und Äthanol sowie hinsichtlich der Form der vegetativen Zellen.

FERM-P 1910 (T. opalum) ähnelt T. sericeum und T. capitatum hinsichtlich der Zuckerfermentierung und der Assimilierung von D-Glucose und D-Galactose, FERM-P 1910 unterscheidet sich aber von den beschriebenen Hefen hinsichtlich der Morphologie von echtem Myeel.

Aus diesen Gründen wurde geschlossen, daß diese Hefen als neue Arten bezeichnet werden sollten, und wurden, wie oben erwähnt, benannt.

Bei der Bildung von Hefezellen kann einer der Hefestäiranein einem Medium gezüchtet werden, das Normalbutanol und/oder Sekundärbütanol als Hauptkohlenstoffquelle, Stickstoffverbindungen, Nährstoffsalze und wachstumsfördernde Materialien enthält. Bezüglich der Zusammensetzung des Kulturmediums ist zu sagen, daß man entweder solches synthetischen oder natürlichen Ursprungs verwenden kann, solangeses die oben erwähnten Materialien enthält.

Die Konzentration an Normalbutanol und/oder Sekundärbutanol in dem Medium sollte sorgfältig bestimmt werden. Wenn die Konzentration zu hoch wäre, würde dies zu einer Hemmung des Wachstums der Hefe führen. Außerdem würde dann ein Verlust an Butanolen an Abgas größer. Aus diesem Grund werden Butanole vorzugsweise zu dem Kulturmedium stufenweise oder kontinuierlich während der Fermentationszeit zugesetet, um eine geeignete Konzentration

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aufrecht zu erhalten.

Außer dem Normalbutanol und/oder Sekundärbutanol können zu dem Kulturmedium auch ausnutzbare Kohlenstoffquellen, wie Zucker oder Alkohole, zugesetzt werden, um das Wachstum der Hefestämme zu fördern.

Die Stickstoffquelle des Mediums kann beliebig aus stickstoffhaltigen Materialien, die von der Hefe ausgenutzt werden, ausgewählt werden. Gewöhnlich erhält man gute Resultate, wenn Ammoniak, Harnstoff oder Ammoniumsalze, wie Ammoniumchlorid, Ammoniumsulfat oder Ammoniumphosphat, als Stickstoffquelle mit einer Konzentration zwischen etwa 0,1 bis 4% verwendet werden.

Als andere Bestandteile außer Kohlenstoff- und StickstoffqueSen können Nährstoffsalze und wachsturnsfördernde Materialien zugesetzt werden, die alle oder einige der folgenden Verbindungen einschliessen: Kaliumphosphat, Magnesiumsulfat, eisenhaltige Verbindungen, Mangan, Zink und andere Mineralien, Vitamine, Aminosäuren und Nucleotide,

Die Hefen werden unter submersenaeroben Bedingungen während etwa 1 bis 3 Tagen bei einer Temperatur von etwa 20 bis 30°C gezüchtet. Der pH-Wert des Kulturmediums wird vorzugsweise zwischen etwa 3 und 7 gehalten. Infolge der Produktion organischer Säuren aus Butanolen und/oder des Verbrauchs von Ammoniumionen in dem Kulturmedium kann der pH-Wert abnehmen. Um den pH-Wert des Mediums in einem erwünschten Bleich zu halten., ist es erforderlich, entwe-

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der Calciumcarbonat oder eine Pufferlösung zuzusetzen oder das Medium während des Kulturverlaufs mit einer Ammoniak- oder Alkalilösung zu titrieren.

Wenn die Kultur beendet ist, können die Hefezellen von dem Kulturmedium entweder durch Filtration oder durch Zentrifugieren abgetrennt werden. Die Zellen werden gewaschen und getrocknet, um die Endausbeute zu ergeben.

Anhand der folgenden Beispiele wird die Erfindung weiter erläutert.

Beispiel 1

Ein Kulturmedium aus 0,02% (Gewicht je VolumenJ KH₃PO₄, 0,12% (Gewicht je Volumen) K₃HPO₄, 0,05% (Gewicht/Volumen) MgSO₄^H₃O, 0,3% (Gewicht/Volumen) (NH₄J₃ SO₄ und 0,3% Hefeextrakt (Difco Laboratories) wurde in einer Menge von 50 ml in 3 Sakaguchi-Kulturkolben (500 ml) gegeben und in einem Autoklaven bei 120°C während 15 Minuten sterilisiert. Nachdem das Medium abgekühlt war, wurde Sekundärebutanoljedem Kolben zugesetzt, um eine Endkonzentration an Sekundärbutanol von 0,5 % (Gewicht/Volumen) zu ergeben. Der pH-Wert des Mediums lag bei 6,0 vor und nach der Sterilisierung.

FERM-P 1882 (C, butanophila), FERM-P 1883 (C. butanolytica) und FERM-P 1884 (C. alcophila) wurden einzeln in getrennte Kolben geimpft und unter Schütteln bei 30⁰C gezüchtet.

Die Konzentration an Sekundärbutanol in dem Kulturmedium wurde

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durch Gaschromatographie bestimmt. Innerhalb einer Kulturzeit von 18 Stunden war das Sekundärbutanol in dem Kulturmedium nahezu vollständig verbraucht. Sodann wurde Sekundärbutanol auf 0,5% zugesetzt (Volumen/Volumen). Dieses Verfahren wurde fünf-*ial wiederholt, um eine hohe Dichte der Zellen zu erhalten. Der pH-Wert des Mediums während der Züchtung wurde zwischen 4 und 6 gehäten, indem mit 10%igem Ammoniak titriert wurde. Die Hefezellen wurden durch Zentrifugieren abgetrennt, mit Wasser gewaschen und im Vakuum getrocknet. Die Ausbeuten an trockenen Zellen betätigen 14,0 g je Liter Brühe für FERM-P 1882 (C. butanophila), 10,0 g/ 1 Brühe für FERM-P 1883 (C. butanolytica) und 12 g/l Brühe für FERM-P 1884 (C. alcophila). Die Fortpflanzungsgeschwindigkeit dieser Hefen in den Medien betrug 2,5, 2,9 bzw, 3,2 Stunden Verdoppelungszeit. Die Werte der Elementaranalyse der Trockenzellen dieser Hefen sind in der Tabelle V aufgeführt.

Beispiel 2

FERM-P 1885 (T, butanophilum) und FERM-P 1886 (T. alcophilum) wurden einzeln in getrennte Kolben geimpft,die das gleiche Medium enthielten, welches in Beispiel 1 verwendet wurde, und die Züchtung erfolgte in ähnlicher Weise. Der Verbrauch an Sekundärbutanol in dem Medium war vollständig innerhalb von 20 bis 24 StwiT den. Sekundärbutanol wurde sechs^mal zugesetzt, um bei jeder Zugabe eine Konzentration von 0,5% Butanol (Volumen/Volumen) zu ergeben. Die Zellen wurden abgetrennt^.gewaschen und getrocknet. Die Ausbeute an getrockneten Zellen (g/l Brühe) betrug 10,0 für FERM-P 1885 (T. butanophilum) und 8,0 für FERM-P 1886 (T. Alcophilum) . Die Fortpflanzungsgeschwindigkeiten dieser Hefen betrugen

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2,8 bzw. 3,2 Stunden für die Verdoppelungszeit. Die Werte für die Elementaranalyse der getrockneten Zellen sind in Tabelle V aufgeführt.

Tabelle V Kohlenstoff Wasserstoff Stickstoff

FERM-P 1882 C. butanophila	46,9	6,5	7,5
FERM-P 1883 C. butanolytica	45,3	6,7	5,2
FERM-P 1884 C. alcophila	46,1	6,9	6,7
FERM-P 1885 T. butanophilum	46,5	6,9	6,7
FERM-P 1886 T. alcophilum	45,0	6,8	6,5

Beispiel 3

Zu dem in Beispiel 1 hergestellten Medium wurde Normalbutanol zugesetzt, um eine Endkonzentration von 0,5% (Gewicht/Volumen) zu ergeben.

Sechs Species von Candida und drei Species von Trichosporon, die in der Tabelle VI aufgeführt sind, wurden einzeln in diese getrennten Kolben geimpft und unter Schütteln bei 30°C während 24 Stunden gezüchtet.

Die Hefezellen wurden in gleicher Weise wie in Beispiel 1 ab-

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getrennt und behandelt. Die Ausbeute der Zellen ist in der Tabelle VI gezeigt.

Tabelle VI

FERM-Nummer	Name der Hefespecies	Ausbeute g/l Brühe
1882	C. butanophila	1,0
1883	C. butanolytica	IrI
1884	C. alcophila	0,9
1911	C, spherica	1,1
1908	C, ellipsis	0,8
1909	C. splitica	0,9
1885	T. butanophilum	1,1
1886	T. alcophilum	1,2
1910	T. opaium	0,7

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Claims

Patentansprüche

QlJI Verfahren zur Herstellung von Hefezellen, dadurch gekennzeichnet, daß man wenigstens einen Hefestamm der Gattungen Candida und/oder Trichosporon in einem Kulturmedium, da^s Normalbutanol und/oder Sekundärbutanol enthält, züchtet und sodann die Hefezellen abtrennt.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß

man den Hefestamm FERM-P 1882 (Candida butanophila) verwendet.
3. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß

man den Hefestamm FERM-P 1883 (Candida butanolytica) verwendet,
4. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß

man den Hefestamm FERM-P 1884 (Candida !alcophila) verwendet.
5. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß

man den Hefestamm FERM-P 1885 (Trichosporon butanophilum) verwendet .
6. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß

man den Hefestamm FERM-P 1886 (Trichosporon alcophilum) verwendet.
7. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1911

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(Candida spherica) verwendet.
8. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1908 (Candida ellipsis) verwendet.
9. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1909 (Candida splitica) verwendet.
10. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1910 (Trichosporon opalum) verwendet.
11. Verfahren nach Anspruch 1 bis 10,dadurch gekennzeichnet, daß man ein Butanol verwendet, das durch Hydratisierung aus den Produkten der Kohlenwasserstoffkrackung erhaltener C^-Olefine hergestellt wurde.

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