DE2406708A1 - Verfahren zur herstellung von hefezellen - Google Patents
Verfahren zur herstellung von hefezellenInfo
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Description
Die gewerbliche Produktion von Hefezellen aus Normalparaffin wurde
in einigen Ländern realisiert, und die Ausnutzung der Produkte als Futtermittel befindet sich in der Entwicklung, über verschiedene
Hefestämme wurde berichtet, daß sie Methanol, Äthanol, Essigsäure und dergleichen als ihre Hauptkohlenstoffquelle assimilieren
können, und von einigen diesen Stämmen kann man erwarten, daß sie zur Produktion von Hefezellen verwendet werden.
S, Omata et al. untersuchten die Fähigkeit verschiedener Hefestämme,
niedermolekulare Alkohole zu assimilieren. Sie berichte-
409836/0324
2406703
ten in Journal of the Fermentation Association,Japan, Band 26,
Seiten 313 bis 316 (1968), daß keiner der von ihnen untersuchten Hefestämme tatsächlich sekundäres Butanol ausnutzte, während nur
einige wenige Normalbutanol ausnutzten!
Es wurde nun eine neue Spezies von Hefestämmen gefunden, die die Fähigkeit hat, durch Assimilierung von normalem und/oder sekundärem
Butanol als ihre Hauptkohlenstoffquelle zu wachsen, so daß es möglich ist, Hefezellen aus diesen Butanolen zu produzieren.
Gemäß der Erfindung kann man Hefezellen unter Verwendung von Hefestämmen, die zu den Gattungen Candida und Trichosporon gehören,
und unter Ausnutzung von Normalbutanol und/oder sekundärem Butanol als Hauptkohlenstoffquelle produzieren. Das nach der
vorliegenden Erfindung verwendete n-und sec-Butanol kann in
wirtschaftlicher Weise erhalten werden, indem man C -Olefine
hydratisiert, welche ihrerseits Nebenprodukte der Kohlenwasserstoff
kr ackver fahr en bei der Herstellung von Äthylen sind.
Die Hefestämme, die gemäß der vorliegenden Erfindung verwendet werden können, sind Stämme der Gattungen Candida oder Trichosporon.
Typische Beispiele der Stämme, die zu diesen Gattungen gehören und die Fähigkeit besitzen, n- und/oder sec-Butanol zu
assimilieren, sind folgende:
Hefestämme r die sowohl Normalbutanol als auch Sekundärbutanol
assimilieren
Candida butanolphila nov, sp. FERM-P 1882
409836/0324
^™1 >j ™~
Candida butanolytica nov. sp. FERM-P 1883
Candida alcophila nov. sp. FERM-P 1884 Trichosporon butanophilum nov. sp. FERM-P 1885
Trichosporon alcophilum nov. sp. FERM-P 1886
Hefestänroe, die nur Normalbutanol assimilieren
Candida spherica nov. sp. FERM-P 1911
Candida ellipsis nov. sp. FERM-P 1908 Candida splitica nov. sp. FERM-P 1909 Trichosporon opalum nov. sp. FERM-P 1910
Diese Hefearten wurden bezüglich ihrer Gattungen klassifiziert
und sind neue Spezies aufgrund ihrer taxonomischen Eigenschaften, die nachfolgend erwähnt sind:
und sind neue Spezies aufgrund ihrer taxonomischen Eigenschaften, die nachfolgend erwähnt sind:
a) Die Wachstumseigenschaften der vegetativen Zellen in verschiedenen
Medien sind in Tabelle I nachfolgend aufgeführt.
b) Asoosporenproduktion;
Für alle Arten auf Gorodkwa-Agar und Gipsblock (bei 3O°C während
7 Tagen) nicht vorhanden.
c) Ballistosporenproduktion:
Bei allen Arten auf Malzhefeextrakt-Agar nicht vorhanden.
409 8 36/0324
d) Physiologische Eigenschaften sind in Tabellen nachfolgend
aufgeführt.
e) Assimilierung verschiedener Kohlenstoffquellen.Diese ist in
der nachfolgenden Tabelle III aufgeführt.
f) Fermentierung von Zuckern. Diese ist in der nachfolgenden Tabelle
IV aufgeführt.
409836/0324
JS». | Pepton 5g Hefeextrakt 3g |
Beobachtung des Wachstums | Form | in verschiedenen Medien | FERM-P 1883 | I | |
CD. | Malzextrakt 3g | Größe | FERM-P 1882 | C. butanolytica | Jl 1 |
||
CD CO |
D-Glucose 10g | 1. | Vegetative Reproduk | C. butanophila | zylindrisch | ||
Tabelle I | Dest.Wasser 1000 ml | 2, | tion | oval oder lang oval | (2-5 /U) χ (7-15 ,U) | ||
Wachstumseigenschäften vegetativer Zellen | ω (30°C, 2-7 Tage) rn |
3. | Häutchen | (3-8 ,u) χ (8-14 .u) | |||
Medium und Bedingungen | Knospung | ||||||
032 ^ | 4. | Knospung | dünnes und glattes | ||||
Malzhefeextraktmedium | Malzhefeextrakt-Agar | Gasbildung | dünnes und glattes | Häutchen, kriechende | |||
Trübung des Mediums | Häutchen, kriechende | Ringbildung | |||||
5. | Sedimentbildung | Ringbildung | nicht | ||||
6. | Farbe des Mediums | nicht | mäßig | NJ | |||
7. | Wachstum | etwas | kompaktes und block | 406708 | |||
8. | Kolonie | kompaktes Sediment | artiges Sediment < keine Veränderung |
||||
1. | a) Form | keine Veränderung | reichlich | ||||
2. | b) Rand | reichlich | |||||
Pepton 5g | c) Oberfläche | unregelmäßig rund | |||||
Eefeextrakt 3g | d) Form des senkrech | unregelmäßig rund | fadenförmig | ||||
Malzextrakt 3g | ten Schnittes | fadenförmig | radial runzelig | ||||
D-Glucose ■■ 10g | e) Glanz | radial runzelig | |||||
Agar 15g Dest.Wasser 1000 ml |
f) Farbe | buckelig | |||||
buckelig | stumpf | ||||||
stumpf | milchig weiß, | ||||||
(25WC, 7 - 10 Tage) | milchig weiß, | etwas gräulich | |||||
etwas gräulich | |||||||
Tabelle I (Fortsetzung)
Beobachtung des Wachstums | Form | FERM-P 1884 | FERM-P 1911 | FERM-P 1908 | FLRM-P 1909 | I 1 |
Größe | C. alcophlla | C. Spherlca | C. ellipsis | C. splitica | ||
1. | Vegetative Reproduk tion |
kurz oval | kugelig | oval | lang oval | |
2. | häutchen | (2-6/U)χ(5-8/U) | (5-icyi) | (2-5/u)x(3-7/u) | (2-5/U)X(S-ISyU) | |
3. | Gasbildung | Knospung | Knospung | Knospung | Knospung | |
4. | Trübung des Mediums | dünnes und glat tes Häutchen |
schweres und dik- kes Häutchen |
Ringbildung | schweres und dik- kes Käutchen |
K) |
5. | Sedimentbildung | nicht | nicht | nicht | nicht | |
Farbe des Mediums | mäßig | nicht | mäßig | mäßig | 36708 | |
co7. OO ca CVi |
Wachstum | kompaktes und blockartiges Sediment |
kompaktes Sediment |
Blocksediment | schuppiges und kompaktes Sedi ment |
|
\J J Nfi. O CO |
Kolonie a) Form |
keine Verände rung |
keine Verän derung |
keine Verän derung |
keine Veränderung | |
K>"" ■F-l. |
b). Rand | reichlich | reichlich | reichlich | reichlich | |
2. | c) Oberfläche | unregelmäßig rund |
unregelmäßig rund |
rund | unregelmäßig rund |
|
d) Form des senkrech ten Schnittes |
fadenförmig | fadenförmig | glatt | fadenförmig | ||
e) Glanz | radial runzelig | radial runzelig | glatt | radial runzelig | ||
f) Farbe | buckelig | kissenförmig | erhöht | buckelig | ||
nicht | nicht | glänzend | nicht | |||
milchig weiß, etwas gräulich |
milchig weiß, etwas gräulich |
milchig weiß | milchig weiß | |||
Tabelle I (Fortsetzung)
Beobachtung des Wachstums
1. Form
2. Größe
3. Vegetative Reproduk tion
4. Häutchen
_,«.. 5. Gasbildung
o 6. Trübung des Mediums
CD S
oo 7. Sedimentbildung
o-> 8. Farbe des Mediums
Wachstum Kolonie
a) Form
b) Rand
c) Oberfläche
d) Form des senkrechten Schnittes
e) Glanz
f) Farbe
FERM-P 1885
T. butanophilum
oval (8-12/u)x(10-20/u)
FERM-P 1886 T. alcophilum
oval
(7-l4/u)x(10-20/u)
(7-l4/u)x(10-20/u)
FERM-P 1910
T. opalum
T. opalum
oval
Knospung | Knospung | Knospung |
dünnes und glattes Häutchen,kriechende Ringbildung |
dünnes Häutchen, kriechende Ring bildung |
Häutchenbildung |
nicht | nicht | nicht |
etwas | nicht | mäßig |
Blocksediment | Blocksediment | Blocksediment |
keine Veränderung | keine Veränderung | keine Veränderung |
reichlich | reichlich | reichlich |
rund | rund | unregelmäßig rund |
gezackt | gezackt | gezackt |
körnig | rauh | rauh |
erhöht | konvex | flach |
nicht | nicht | nicht |
milchig weiß, etwas gräulich |
milchig weiß, etwas gräulich |
milchig weiß |
Tabelle I (Fortsetzung)
Medium und Bedingungen Beobachtung des Wachstums
Kartoffelagar (Scheibenkultur)
(30°C,
1 2
frische Kartoffel 100g j D-Glucose 20g
Agar 20g
Dest. Wasser lOüO ml
Tage)
echtes Mycel Pseudomycel
Chlamydosporen
Blastsporen
Arthrosporen
morphologische Eigenschaften
PERM-P 1882 | FERM-P 1883 |
C. butanophila | C. butanolytica |
ja ja |
ja · ja |
nein | nein |
nein | nein |
nein | nein |
spezielles farn artiges Mycel |
spezielles farn artiges Mycel |
Tabelle I (Fortsetzung)
Beobachtung des Wachstums
1. echtes Myeel
2. Pseudomycel
3. Chlamydosporen
4. alastsporen
5. Arthrosporen
6. morphologische Eigenschaften
FERM-P 1884 | FERM-P 1911 | FERM-P 1908 | FERM-P 1909 |
C. alcophila | C. Spherica | C. ellipsis | C. splitica |
ja | ja | nein | ja |
ja | ja | ja | ja |
nein | nein | nein | nein |
nein | nein | teilweise ja | nein |
nein | nein | nein | teilweise ja |
spezielles farnartiges My eel
CD G'5
Tabelle I (Fortsetzung)
ßeoabachtung des Wachstums
CO OO CO CD
1. echtes Mycel
2. Pseudomycel
3. Chlamydosporen
4. Blastsporen
5. Arthrosporen
6. morphologische Eigenschaften
FERi-I-P 1885 | FERM-P 1886 | FERM-P 1910 | I H-" |
T. butanophilum | T. alcophiluiB | T. opalum | O I |
nein | nein | nein | |
nein | nein | nein | |
nein | nein | nein | |
nein · | nein | nein | |
ja | ja | ja | |
spezielles farn- | — | reichlich Arthrosporen | |
artiges Mycel
Tabelle II
Physiologische Eigenschaften
Physiologische Eigenschaften
FERM-Nummer Name der Species
FERM-P 1882 C. butanophila
FERM-P 1883 C. butano-Iytica
FERM-P 1884
C. alcophila
C. alcophila
FERM-P 1911 C. spherica
optimale Wachstumsbedingungen
3,0-7,0
3,0-7,0
3,0-7,0
Temperatur
2O-35°c
20 - 35°C
20 - 35°C
3,0-7,0
20 - 36WC
OO CO CD -^.
Wachsturnsgrenze
PH
knappes Wachstum bei pH 7,8
knappes Wachstum bei ppi 7,8
knappes Wachsturn bei pH 7,8
knappes Wachstum bei pH 7,8
Tempe- knappes Wachsratur turn bei 40°C
knappes Wachstum bei 400C
knappes Wachstum* bei 4O0C
Produktion von Carotenoidpigment
nicht
nicht
nicht
knappes Wachstum bei 42°C
Assimilierung von Kaliumnitrat |
nicht | nicht | nicht | nicht | I H-" |
Spaltung von Arbutin | nicht | nicht | nicht | beobachtet | I |
Äthanol als einzige Kohlenstoffquelle |
reichliches Wachstum |
reichliches Wachstum |
reichliches Wachstum |
reichliches Wachstum |
|
Wirkung von Lackmus- milch |
keine Ver änderung |
keine Ver änderung |
keine Ver änderung |
gelb und Ver festigung |
|
üreasetest | + | + | + | + |
nicht
CD CX)
Tabelle II (Fortsetzung)
FERM-P 1908 C. ellipsis
nicht
FERM-P 1909 C. splitica
FERM-P 1885 T. butanophilum
PERM-P 1886
T. alcophilum
T. alcophilum
FERJM-P 1910 T.opalum
3,0 - 7,0 | 3,0 - 7,0 | 3,0 - 7,0 | 3,0 - 7,0 | 3,0 - 7,0 |
20· - 36°C | 20 - 36°C | 20 - 35°C | 20 - 35°C | 20 - 36°C |
knappes Wachs tum bei pH 7,8 |
knappes Wachs ■ turn bei pH 7,8 |
knappes Wachs tum bei pH 7,8 |
knappes Wachs tum bei pH 7,8 |
knappes Wachs tum bei pK 7,8 |
knappes Wachs tum bei 42°C |
knappes Wachs tum bei 42°C |
knappes Wachs tum bei 4O0C |
knappes Wachs tum bei 400C |
knappes Wachs tum' bei 42°C |
nicht | nicht | nicht | nicht | nicht |
nicht | beobachtet | nicht | nicht | nicht |
reichliches Wachstum |
reichliches Wachstum |
reichliches Wachstum |
reichliches Wachstum |
reichliches Wachstum |
keine Ver änderung |
gelb und Ver festigung |
keine Ver änderung |
keine Ver änderung |
keine Ver änderung |
+ | + | + | + | + |
nicht
nicht
nicht
nicht
e*> co
PERM-P 1882
C-butanophila
Tabelle II (Fortsetzung)
FERM-P 1883" C- butano-Iytica
FERM-P 1884 C. alcophila FERM-P 1911
C. spherica
C. spherica
FERM-P 1908
C. ellipsis
C. ellipsis
Produktion von stärkeähnüchen nicht Verbindungen |
nicht | nicht | beobachtet | nicht |
Vitamin-Er- fordernisse |
± | ±. | i | ± |
Produktion von organischer nxht Säure |
nicht | nicht | nicht | nicht |
Wachstumsgrenze 10% in NaCl-Lösung |
10% | 10% | 10% | 10% |
txt Butanol als k>
einzige Koh- -t> lenstoffquelle
(see-)
reichliches Wachstum
(see-) (see-) (n-) reichreichliches reichliches liches Wachs-Wachstum
Wachstum tum (n-) reichliches Wachstum
Gelatineverflüssigung
nicht
nicht
nicht
beobachtet beobachtet
PERM-P 1909 C. splitica
PERM-P 1885
T. butanophilura
T. butanophilura
FERM-P 1886
T. alcophilum
T. alcophilum
FERM-P 1910 T.opalum
Produktion von stärkeähnlichen Verbindungen
beobachtet
nicht
nicht
nicht
Vitamin-Erfordernisse
to Produktion von organischer
*ϊ*? Säure
nicht
nicht
nicht
nicht
° Wachstumsgrenze *■** in NaCl-Lösung
10%
10%
10%
10%
Butanol als einzige Kohlenstoffquelle
reichliches
Wachstum
(see-)
reichliches
Wachstum
(see-)
reichliches
Wachstum
reichliches Wachstum
Gelatineverflüssigung
beobachtet
nicht
nicht
beobachtet
J>" O CQ
Hefe- FERM-P 1882 FERI-I-P 1883 FERM-P 1884 FERM-P 1911 FERM-P 1908
species C. butano- C. butano- C. alcophila C. spherica C. ellipsis
phila lytica
Kohlenstoffquelle
D- Glucose + + + + +
D- Galactose + + + + +
^3 Sucrose
cd
00 Maltose
OO
CD
"-· Lactose ο
^ Raffinose
Esculin
Inulin
Dextrin
Melibiose - +
— , —
SSj
O •J")
O CO
Tabelle III (Fortsetzung)
hefe- | FERM-P 1909 | FERM-P 1885 | FERM-P 1886 | FERM-P 1910 |
species | C. splitica | T. butano-- | T. alco- | T. opalum |
philum | philum | |||
Kohlenstoffquelle
D. Glucose
D. Galactose
Sucrose
Maltose
Lactose
Raffinose
Esculin
Inulin
Melibiose
Dextrin- + -
— ■ K)
Tabelle III (Fortsetzung)
FERM-P 1882 FERM-P 1883 FERM-P 1884 FERM-P 1911 FERM-P 1908
C- butano·- C- butano- C. alcophila C. spherica C. ellipsis
phi la lytica
D-Arabinose
lösliche Stärke - - - +
jg* Trenalose +
CO . :
(u> D-iiannose + + + + +
° .^O-Methyl-D- +
glucose
D-Xylose
D-Xylose
C3-ZD
Tabelle III (Fortsetzung)
FLRM-? 1909 C. splitica
FERM-P 1885
T. butanophilum
T. butanophilum
FERM-P 1886 T. alcophilum
FERM-P 1910
T. opalum
T. opalum
D-Arabinose
lösliche Stärke
Trehalose
D-Mannose
° 3L -Methyl-D-
<*> glucose
D--Xylose
co
Hefe- FERM-P 1882 FERM-P 1883 FERM-P 1884 FERM-P 1911 FERM-P 1908 species C. butano- C.butanolytica C. alcophila C. spherica C. ellipsis
phila
Zucker
Zucker
D-Glucose - +
o D- Galactose
OO ■
Sucrose
Maltose
KO
La^-ctose Raffinose
cn
Tabelle IV (Fortsetzung)
FERM-P 1909 FERM-P 1885 FERM-P 1886 FERM-P 1910
C. splitica T. butano- T. alcophilum T.opaluro
C. splitica T. butano- T. alcophilum T.opaluro
phiIum
D-Glucose
D-Galactose
00 Sucrose
"^- Maltose
to·
*"* Lactose
Raffinose
ι to
ο ι
2Λ06708
Sechs Arten der oben aufgeführten Hefen (PERM-P 1882, 1883, 1884,
1911, 1909 und 1910) bilden keine Ascosporen, Ballistosporen oder Arthrosporen. Ihre vegetativen Zellen sind oval oder zylindrisch
mit einigen Variationen in der Größe. Sie reproduzieren
sich durch Knospung oder Keimung und bilden echte oder Pseudomyceln. Es wird kein Carotinoidpigment gebildet.
Es ist somit angebracht, diese Arten als Candida anzusehen, im Hinblick auf die Beschreibung in "The Yeasts, a Taxonomic Study"
von J. Lodder und N.W.J. Kreger - Van Rij (1952).
Beim Vergleich der morphologischen und physiologischen Eigenschaften
von FERM-P 1882, 1883 und 1884 (C. butanophila, C. butanolytica und C. alcophila) mit jenen der beschriebenen Arten
von Candida ergibt,sich, daß sie in den Fermentationseigenschaften
und in der Assimilation von Zuckern ähnlich wie C. rugosa sind. Sie unterscheiden sich jedoch wesentlich von C. rugosa
hinsichtlich der Äthanolassimilierung, der Wirkung auf Lackmusmilch
und hinsichtlich der Abwesenheit langer zylindrischer Zellen.
FERM-P 1911 (C. spherica) ist ähnlich C. solani, C, guilliermoudii
und C. molibiosi hinsichtlich der Eigenschaften der Fermentation und Assimilierung von Zuckern. FERM-P 1911 unterscheidet
sich aber von diesen beschriebenen Arten hinsichtlich der Lactoseassimilierung, der Wirkung auf Lackmusmilch und der Form der
vegetativen Zelle.
FERM-P 1908 (C. ellipsis) ist ähnlich C. rugosa in den Fermen-
409836 /03 2A
tationseigenschaften und der Assimilierung von Zuckern. FERM-P 1908 unterscheidet sich aber von diesen beschriebenen Arten hinsichtlich
dar Äthanolassimilierung, der Wirkung auf Lackmusmilch und der Form der vegetativen Zelle.
FERM-P 1909 (C. splitica) ist ähnlich C. humicola und C. curvata insofern, als keine Fermentierung von Zuckern erfolgt, und hinsichtlich
der Assimilierung von D-Glucose, D-Galactose, Saccharose
und Maltose. FERM-P 1909 unterscheidet sich auch von C. humicola hinsichtlich der Äthanolassimilierung und der Morphologie
der Pseudomyceln und von C. corvata hinsichtlich der Form der vegetativen Zelle und der Arbutinaufspaltung.
Die drei obengenannten Species, FERM-P 1985, 1886 und 1910 wurden auf der folgenden Grundlage als der Gattung Trichosporon
angehörig identifiziert. Diese Arten bilden weder Ascosporen noch Ballistosporen. Sie bilden Arthrosporen. Die vegetativen
Zellen sind oval und reproduzieren sich durch Knospung. Carotinoidpigment
wird nicht gebildet.
FERM-P 1885 (T. butanophilum) ähnelt T, sericeum und T. capitatum
hinsichtlich der Zuckerfermentierung und der Assimilierung von Glucose und Galactose. FERM-P 1885 unterscheidet sich jedoch von
T. sericeum durch die Nitratassimilierung und die Bildung von echtem My<jel auf Kartoffelagar. T. capitatum ist nicht identisch
mit ihm hinsichtlich der Äthanolassimilierung und einiger morphologischer Eigenschaften.
FERM-P 1886 (T. alcophilum) ist ähnlich wie T. cutaneum hinsicht-
40983S/032A
lieh der Fermentierung und Zuckerassimilierung. Sie sind jedoch
nicht identisch hinsichtlich der Assimilierung von Galactose und Äthanol sowie hinsichtlich der Form der vegetativen Zellen.
FERM-P 1910 (T. opalum) ähnelt T. sericeum und T. capitatum hinsichtlich
der Zuckerfermentierung und der Assimilierung von D-Glucose und D-Galactose, FERM-P 1910 unterscheidet sich aber von
den beschriebenen Hefen hinsichtlich der Morphologie von echtem
Myeel.
Aus diesen Gründen wurde geschlossen, daß diese Hefen als neue Arten bezeichnet werden sollten, und wurden, wie oben erwähnt,
benannt.
Bei der Bildung von Hefezellen kann einer der Hefestäiranein einem
Medium gezüchtet werden, das Normalbutanol und/oder Sekundärbütanol
als Hauptkohlenstoffquelle, Stickstoffverbindungen, Nährstoffsalze
und wachstumsfördernde Materialien enthält. Bezüglich der Zusammensetzung des Kulturmediums ist zu sagen, daß man entweder
solches synthetischen oder natürlichen Ursprungs verwenden kann, solangeses die oben erwähnten Materialien enthält.
Die Konzentration an Normalbutanol und/oder Sekundärbutanol in dem Medium sollte sorgfältig bestimmt werden. Wenn die Konzentration
zu hoch wäre, würde dies zu einer Hemmung des Wachstums der Hefe führen. Außerdem würde dann ein Verlust an Butanolen
an Abgas größer. Aus diesem Grund werden Butanole vorzugsweise zu dem Kulturmedium stufenweise oder kontinuierlich während der
Fermentationszeit zugesetet, um eine geeignete Konzentration
409836/0324
aufrecht zu erhalten.
Außer dem Normalbutanol und/oder Sekundärbutanol können zu dem Kulturmedium auch ausnutzbare Kohlenstoffquellen, wie Zucker
oder Alkohole, zugesetzt werden, um das Wachstum der Hefestämme zu fördern.
Die Stickstoffquelle des Mediums kann beliebig aus stickstoffhaltigen
Materialien, die von der Hefe ausgenutzt werden, ausgewählt werden. Gewöhnlich erhält man gute Resultate, wenn Ammoniak,
Harnstoff oder Ammoniumsalze, wie Ammoniumchlorid, Ammoniumsulfat oder Ammoniumphosphat, als Stickstoffquelle mit einer
Konzentration zwischen etwa 0,1 bis 4% verwendet werden.
Als andere Bestandteile außer Kohlenstoff- und StickstoffqueSen
können Nährstoffsalze und wachsturnsfördernde Materialien zugesetzt
werden, die alle oder einige der folgenden Verbindungen einschliessen: Kaliumphosphat, Magnesiumsulfat, eisenhaltige Verbindungen,
Mangan, Zink und andere Mineralien, Vitamine, Aminosäuren und Nucleotide,
Die Hefen werden unter submersenaeroben Bedingungen während etwa
1 bis 3 Tagen bei einer Temperatur von etwa 20 bis 30°C gezüchtet. Der pH-Wert des Kulturmediums wird vorzugsweise zwischen etwa 3
und 7 gehalten. Infolge der Produktion organischer Säuren aus Butanolen und/oder des Verbrauchs von Ammoniumionen in dem Kulturmedium
kann der pH-Wert abnehmen. Um den pH-Wert des Mediums in einem erwünschten Bleich zu halten., ist es erforderlich, entwe-
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der Calciumcarbonat oder eine Pufferlösung zuzusetzen oder das
Medium während des Kulturverlaufs mit einer Ammoniak- oder Alkalilösung zu titrieren.
Wenn die Kultur beendet ist, können die Hefezellen von dem Kulturmedium
entweder durch Filtration oder durch Zentrifugieren abgetrennt werden. Die Zellen werden gewaschen und getrocknet,
um die Endausbeute zu ergeben.
Anhand der folgenden Beispiele wird die Erfindung weiter erläutert.
Ein Kulturmedium aus 0,02% (Gewicht je VolumenJ KH3PO4, 0,12%
(Gewicht je Volumen) K3HPO4, 0,05% (Gewicht/Volumen) MgSO4^H3O,
0,3% (Gewicht/Volumen) (NH4J3 SO4 und 0,3% Hefeextrakt (Difco
Laboratories) wurde in einer Menge von 50 ml in 3 Sakaguchi-Kulturkolben
(500 ml) gegeben und in einem Autoklaven bei 120°C während 15 Minuten sterilisiert. Nachdem das Medium abgekühlt
war, wurde Sekundärebutanoljedem Kolben zugesetzt, um eine Endkonzentration
an Sekundärbutanol von 0,5 % (Gewicht/Volumen) zu ergeben. Der pH-Wert des Mediums lag bei 6,0 vor und nach der Sterilisierung.
FERM-P 1882 (C, butanophila), FERM-P 1883 (C. butanolytica) und
FERM-P 1884 (C. alcophila) wurden einzeln in getrennte Kolben geimpft und unter Schütteln bei 300C gezüchtet.
Die Konzentration an Sekundärbutanol in dem Kulturmedium wurde
409836/0324
durch Gaschromatographie bestimmt. Innerhalb einer Kulturzeit
von 18 Stunden war das Sekundärbutanol in dem Kulturmedium nahezu vollständig verbraucht. Sodann wurde Sekundärbutanol auf
0,5% zugesetzt (Volumen/Volumen). Dieses Verfahren wurde fünf-*ial
wiederholt, um eine hohe Dichte der Zellen zu erhalten. Der pH-Wert des Mediums während der Züchtung wurde zwischen 4 und 6 gehäten,
indem mit 10%igem Ammoniak titriert wurde. Die Hefezellen wurden durch Zentrifugieren abgetrennt, mit Wasser gewaschen und
im Vakuum getrocknet. Die Ausbeuten an trockenen Zellen betätigen 14,0 g je Liter Brühe für FERM-P 1882 (C. butanophila), 10,0 g/
1 Brühe für FERM-P 1883 (C. butanolytica) und 12 g/l Brühe für FERM-P 1884 (C. alcophila). Die Fortpflanzungsgeschwindigkeit
dieser Hefen in den Medien betrug 2,5, 2,9 bzw, 3,2 Stunden Verdoppelungszeit. Die Werte der Elementaranalyse der Trockenzellen
dieser Hefen sind in der Tabelle V aufgeführt.
FERM-P 1885 (T, butanophilum) und FERM-P 1886 (T. alcophilum)
wurden einzeln in getrennte Kolben geimpft,die das gleiche Medium
enthielten, welches in Beispiel 1 verwendet wurde, und die Züchtung erfolgte in ähnlicher Weise. Der Verbrauch an Sekundärbutanol
in dem Medium war vollständig innerhalb von 20 bis 24 StwiT
den. Sekundärbutanol wurde sechs^mal zugesetzt, um bei jeder Zugabe
eine Konzentration von 0,5% Butanol (Volumen/Volumen) zu ergeben. Die Zellen wurden abgetrennt^.gewaschen und getrocknet.
Die Ausbeute an getrockneten Zellen (g/l Brühe) betrug 10,0 für FERM-P 1885 (T. butanophilum) und 8,0 für FERM-P 1886 (T. Alcophilum)
. Die Fortpflanzungsgeschwindigkeiten dieser Hefen betrugen
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2,8 bzw. 3,2 Stunden für die Verdoppelungszeit. Die Werte für die
Elementaranalyse der getrockneten Zellen sind in Tabelle V aufgeführt.
Tabelle V Kohlenstoff Wasserstoff Stickstoff
FERM-P 1882 C. butanophila |
46,9 | 6,5 | 7,5 |
FERM-P 1883 C. butanolytica |
45,3 | 6,7 | 5,2 |
FERM-P 1884 C. alcophila |
46,1 | 6,9 | 6,7 |
FERM-P 1885 T. butanophilum |
46,5 | 6,9 | 6,7 |
FERM-P 1886 T. alcophilum |
45,0 | 6,8 | 6,5 |
Zu dem in Beispiel 1 hergestellten Medium wurde Normalbutanol zugesetzt, um eine Endkonzentration von 0,5% (Gewicht/Volumen)
zu ergeben.
Sechs Species von Candida und drei Species von Trichosporon, die in der Tabelle VI aufgeführt sind, wurden einzeln in diese
getrennten Kolben geimpft und unter Schütteln bei 30°C während 24 Stunden gezüchtet.
Die Hefezellen wurden in gleicher Weise wie in Beispiel 1 ab-
409836/0324
getrennt und behandelt. Die Ausbeute der Zellen ist in der Tabelle
VI gezeigt.
FERM-Nummer | Name der Hefespecies | Ausbeute g/l Brühe |
1882 | C. butanophila | 1,0 |
1883 | C. butanolytica | IrI |
1884 | C. alcophila | 0,9 |
1911 | C, spherica | 1,1 |
1908 | C, ellipsis | 0,8 |
1909 | C. splitica | 0,9 |
1885 | T. butanophilum | 1,1 |
1886 | T. alcophilum | 1,2 |
1910 | T. opaium | 0,7 |
409836/0324
Claims (11)
- PatentansprücheQlJI Verfahren zur Herstellung von Hefezellen, dadurch gekennzeichnet, daß man wenigstens einen Hefestamm der Gattungen Candida und/oder Trichosporon in einem Kulturmedium, da^s Normalbutanol und/oder Sekundärbutanol enthält, züchtet und sodann die Hefezellen abtrennt.
- 2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daßman den Hefestamm FERM-P 1882 (Candida butanophila) verwendet.
- 3. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daßman den Hefestamm FERM-P 1883 (Candida butanolytica) verwendet,
- 4. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daßman den Hefestamm FERM-P 1884 (Candida !alcophila) verwendet.
- 5. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daßman den Hefestamm FERM-P 1885 (Trichosporon butanophilum) verwendet .
- 6. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daßman den Hefestamm FERM-P 1886 (Trichosporon alcophilum) verwendet.
- 7. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1911409836/0324(Candida spherica) verwendet.
- 8. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1908 (Candida ellipsis) verwendet.
- 9. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1909 (Candida splitica) verwendet.
- 10. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man als Butanol Normalbutanol und als Hefestamm FERM-P 1910 (Trichosporon opalum) verwendet.
- 11. Verfahren nach Anspruch 1 bis 10,dadurch gekennzeichnet, daß man ein Butanol verwendet, das durch Hydratisierung aus den Produkten der Kohlenwasserstoffkrackung erhaltener C^-Olefine hergestellt wurde.409836/0324
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