DE10211900A1

DE10211900A1 - Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren und Verfahren zur Herstellung eines Biosensors zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren

Info

Publication number: DE10211900A1
Application number: DE10211900A
Authority: DE
Inventors: Thomas Haneder; Roland Thewes; Guenter Schmid; Hagen Klauk
Original assignee: Infineon Technologies AG
Current assignee: Infineon Technologies AG
Priority date: 2002-03-18
Filing date: 2002-03-18
Publication date: 2003-10-16
Also published as: WO2003079016A1

Abstract

Der Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren ist ein Sensor mit mindestens einer Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren, mit mindestens einer Erfassungseinheit zum Erfassen eines Detektionssignals, mit dem die Existenz makromolekularer Biopolymere angezeigt wird, und mit einer mit der Erfassungseinheit gekoppelten Auswerteschaltung für das Signal. Dabei weist die Auswerteschaltung mindestens ein Bauelement mit einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material auf.

Description

Die Erfindung betrifft einen Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren und ein Verfahren zur Herstellung eines Biosensors zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren.
Das Wissen über die molekularen und biochemischen Grundlagen z. B. über die Entstehung von Krankheiten hat durch die Entschlüsselung des menschlichen Erbguts im Rahmen des Humanen Genom-Projekts in den letzten Jahren sprunghaft zugenommen. Von Interesse sind zur Zeit hier insbesondere mit den Begriffen "Functional Genomics" bzw. "Proteomics" verbundene Verfahren, bei denen entweder z. B. die in einer Zelle vorhandenen oder zu einem bestimmten Zeitpunkt exprimierten Gene oder die entsprechenden Proteine untersucht und nachgewiesen werden.
Für die Untersuchung z. B. des Expressionsmusters einer Zelle anhand von Nukleinsäuren oder allgemein zum Nachweis von Nukleinsäuren werden heute meistens optische Verfahren eingesetzt. Dazu werden vorzugsweise kleine Mengen an unterschiedlichen als Fängermoleküle dienenden einzelsträngigen Nukleinsäuremoleküle punktförmig in einem geordneten Raster (Array) von z. B. einigen 10, 100 oder 1000 Punkten (Dots) auf einer Oberfläche beispielsweise aus Glas, Kunststoff, Gold oder auch anderen Materialien immobilisiert (siehe beispielsweise [1], [2]). Anschließend wird ein Analyt (d. h. eine zu untersuchende Flüssigkeit), der mit einem Fluoreszenzfarbstoff markierte Nukleinsäuren enthält, über diese Oberfläche gepumpt. Dabei können Nukleinsäuren mit zu ihnen komplementären Fängermolekülen doppelsträngige Hybridmoleküle an der Oberfläche des Trägersubstrates ausbilden. Nach Anregung der Fluoreszenz-Markierung mittels eines Lasers und nachfolgender Messung des optischen Fluoreszenzsignals wird aufgrund der erfassten, emittierten Lichtstrahlen bestimmt, ob ein nachzuweisender DNA-Strang mit der entsprechend vorgegebenen Sequenz in dem Analyten enthalten ist oder nicht.
Proteine können ebenfalls mit optischen Erfassungsverfahren erfasst werden, die auf der Immobilisierung eines Fängermoleküls auf einer Oberfläche eines beliebigen Substrates z. B. aus Glas, Siliziumdioxid, anderen Oxiden, Metal oder Kunstoffen, z. B. Kohlenwasserstoffen wie Polyethylen, Polypropylen oder Polystyrol, Polyestern wie Polyethylennaphthalat oder -terephthalat, Polycarbonaten, Polyurethanen, Polyacrylaten, Epoxidharze, biologisch abbaubaren Polylactaten, hochtemperaturstabilen Kunststoffen, wie Polyimiden, Polybenzoxazolen oder -imidazolen beruhen, Geeignet sind auch jegliche Verbundwerkstoffe, wie glasfaserverstärkte Epoxidharze oder beschichtete Metalloberflächen. Auch hierbei werden Markierungen, die ein optisches Signal wie ein Fluoreszenz-Signal aussenden, mit Hilfe einer Anregungseinheit wie einem Laser und einer externen Erfassungseinheit für die emittierte Strahlung erfasst (vgl. z. B. [3], [4]).
Diese optischen Verfahren sind in der Regel sehr aufwändig, da z. B. eine sehr genaue Justierung des Erfassungsmittels zum Erfassen der emittierten Lichtstrahlen erforderlich ist, damit diese Lichtstrahlen positionsspezifisch bzgl. der Position auf dem Chip, von der das Signal stammt, erfasst werden können. Ferner sind diese Verfahren auch deshalb nachteilig, weil die Fluoreszenzstrahlung durch externe Spektrometer nachgewiesen wird. Diese sind teuer und aufwändig im Betrieb.
Andere Vorschläge gehen dahin, makromolekulare Biopolymere an Oberflächen elektronisch durch Messung von durch redox-aktive Markierungen hervorgerufenen Strömen oder durch Impedanzmessung nachzuweisen. Dadurch entfällt sowohl die aufwändige optische Anordnung (Laser, Scanner, Justiervorrichtungen) für das Auslesen der Substrat- Oberflächen als auch das Nachbearbeiten der dabei entstehenden Fluoreszenzbilder der reaktiven Oberflächen. Man erhält statt dessen direkt ein elektrisches Signal, das graphisch dargestellt und weiterverarbeitet werden kann.
So ist z. B. aus [5] ein Verfahren zum Erfassen von DNA- Molekülen bekannt, bei dem zur Erfassung Biosensoren eingesetzt werden, die auf Elektrodenanordnungen beruhen.
Fig. 2a und Fig. 2b zeigen einen solchen Sensor, wie er in [5] beschrieben ist. Der Sensor 200 weist zwei Elektroden 201, 202 aus Gold auf, die in einer Isolatorschicht 203 aus Isolatormaterial eingebettet sind. An die Elektroden 201, 202 sind Elektroden-Anschlüsse 204, 205 angeschlossen, an denen das an der Elektrode 201, 202 anliegende elektrische Potential zugeführt werden kann. Die Elektroden 201, 202 sind als Planarelektroden angeordnet. Auf jeder Elektrode 201, 202 sind DNA-Sondenmoleküle 206 immobilisiert (vgl. Fig. 2a). Die Immobilisierung erfolgt mit Hilfe der sogenannten Gold-Thiol- Bindung. Auf den Elektroden 201, 202 ist der zu untersuchende Analyt 207, aufgebracht. Der Analyt kann dabei beispielsweise eine elektrolytische Lösung mit verschiedenen DNA-Moleküle sein. Die Ankopplung der DNA-Moleküle ist jedoch nicht auf die Gold-Thiol-Bindung beschränkt, sondern es kann prinzipiell jede starke Metall-Ligandkopplung ausgenutzt werden (Ni-Amin-Liganden, Mo-Schwefel oder Mo-Phosphor etc.)
Sind in dem Analyt 207 DNA-Stränge 208 mit einer Sequenz enthalten, die zu der Sequenz der DNA-Sondenmoleküle 206 komplementär ist, so hybridisieren diese DNA-Stränge 208 mit den DNA-Sondenmolekülen 206 (vgl. Fig. 2b).
Eine Hybridisierung eines DNA-Sondenmoleküls 206 und eines DNA-Strangs 208 findet nur dann statt, wenn die Sequenzen des jeweiligen DNA-Sondenmoleküls 206 und des entsprechenden DNA- Strangs 208 zueinander komplementär sind. Ist dies nicht der Fall, so findet keine Hybridisierung statt. Somit ist ein DNA-Sondenmolekül einer vorgegebenen Sequenz jeweils nur in der Lage einen bestimmten, nämlich den DNA-Strang mit jeweils komplementärer Sequenz zu binden, d. h. mit ihm zu hybridisieren.
Findet eine Hybridisierung statt, wie in Fig. 2b ersichtlich, so verändert sich neben anderen elektrischen Parametern auch die Kapazität zwischen den Elektroden. Diese Änderung der Kapazität kann als Messgröße für die Erfassung von DNA- Molekülen herangezogen werden.
Weiterhin sind Sensoren bekannt, bei denen ein Reduktions- /Oxidations-Recycling-Verfahren zum Erfassen makromolekularer Biopolymere verwendet wird (vgl. z. B. [6, 7].
Dieses Reduktions-/Oxidations-Recycling-Verfahren, im weiteren auch als Redox-Recycling-Verfahren bezeichnet, wird anhand der folgenden Fig. 4a bis Fig. 4c näher erläutert. Fig. 4a zeigt einen Biosensor 400 mit einer ersten Elektrode 401 und einer zweiten Elektrode 402, die auf einem Substrat 403 als Isolatorschicht aufgebracht sind.
Auf der ersten Elektrode 401 aus Gold ist ein Haltebereich, ausgestaltet als Halteschicht 404, aufgebracht. Der Haltebereich dient zum Immobilisieren von DNA-Sondenmolekülen 405 auf der ersten Elektrode 401.
Auf der zweiten Elektrode ist kein solcher Haltebereich vorgesehen.
Sollen mittels des Biosensors 400 DNA-Stränge mit einer Sequenz erfasst werden, die komplementär zu der Sequenz der DNA-Sondenmoleküle 405 ist, so wird der Sensor 400 mit einer zu untersuchenden Lösung 406, derart in Kontakt gebracht, dass in der zu untersuchenden Lösung 406 eventuell enthaltene DNA-Stränge mit der komplementären Sequenz zu der Sequenz der DNA-Sondenmoleküle 405 hybridisieren können.
Fig. 4b zeigt den Fall, dass in der zu untersuchenden Lösung 406 die zu erfassenden DNA-Stränge 407 enthalten sind und an die DNA-Sondenmoleküle 405 hybridisiert sind.
Die DNA-Stränge 407 in der zu untersuchenden Lösung sind mit einem Enzym 408 markiert, mit dem es möglich ist, im weiteren beschriebene Moleküle in Teilmoleküle zu spalten.
Üblicherweise ist eine erheblich größere Anzahl von DNA- Sondenmolekülen 405 vorgesehen, als zu ermittelnde DNA- Stränge 407 in der zu untersuchenden Lösung 406 enthalten sind.
Nachdem die in der zu untersuchenden Lösung 406 eventuell enthaltenen DNA-Stränge 407 mit dem Enzym 408 mit den immobilisierten DNA-Sondenmolekülen hybridisiert haben, erfolgt eine Spülung des Biosensors 400, wodurch die nicht hybridisierten DNA-Stränge entfernt werden und der Biosensor 400 von der zu untersuchenden Lösung 406 gereinigt wird.
Dieser zur Spülung verwendeten Spüllösung oder einer in einer weiteren Phase eigens zugeführten weiteren Lösung 412 wird eine elektrisch ungeladene Substanz beigegeben, die Moleküle 409 enthält, die durch das Enzym an den hybridisierten DNA- Strängen 407 in ein erstes Teilmolekül einer negativen ersten elektrischen Ladung und in ein zweites Teilmolekül einer positiven zweiten elektrischen Ladung gespalten werden können.
Die negativ geladenen Teilmoleküle werden, wie in Fig. 4c gezeigt ist, zu der positiv geladenen Anode gezogen, wie durch den Pfeil 411 in Fig. 4c angedeutet ist.
Die negativ geladenen ersten Teilmoleküle 410 werden an der ersten Elektrode 401, die als Anode ein positives elektrisches Potential aufweist, oxidiert und werden als oxidierte Teilmoleküle 413 an die negativ geladene Kathode, d. h. die zweite Elektrode 402 gezogen, wo sie wieder reduziert werden.
Die reduzierten Teilmoleküle 414 wiederum wandern zu der ersten Elektrode 401, d. h. zu der Anode.
Auf diese Weise wird ein elektrischer Kreisstrom generiert, der näherungsweise proportional ist zu der Anzahl der jeweils durch die Enzyme 408 erzeugten Ladungsträger.
Der elektrische Parameter, der bei dieser Methode ausgewertet wird, ist die Änderung des elektrischen Stroms dI/dt als Funktion der Zeit t, wie dies in dem Diagramm 500 in Fig. 5 dargestellt ist.
Die für die vorstehenden Verfahren eingesetzten Biosensoren basieren auf Substraten/Chips, die aus anorganischen halbleitenden Materialien wie Silizium hergestellt werden. Dabei kann das halbleitende Material entweder als reines Trägermaterial für die Sensoren genutzt werden, oder es werden im Rahmen des Halbleiter-Herstellungsprozesses zusätzlich zu Erfassungseinheiten wie Elektroden integrierte Schaltungen z. B. mittels der CMOS-Technologie hergestellt. Die letztgenannte Sensorart kann man aufgrund der integrierten Schaltungen auch als aktive Sensoren bezeichnen. Diese Sensoren besitzen gegenüber passiv arbeitenden Sensoren den Vorteil, auch schwache Sensorsignale direkt On-Chip verstärken, be- und verarbeiten zu können. Damit kann z. B. ermöglicht werden, aktive Sensoren mit signifikant kleinerer Sensorfläche und/oder wesentlich höherer Empfindlichkeit gegenüber passiven Varianten herzustellen.
Allerdings sind zur Herstellung solcher aktiven Halbleiter- Sensoren relativ teure CMOS-Prozesse erforderlich. Dies lässt sie ungeeignet für bestimmte biotechnologische und biochemische Anwendungen erscheinen, denn diese Anwendungen erfordern in der Regel einen Sensor, der nur einmal verwendet wird und somit preisgünstig sein sollte. Ein Grund für die nur einmalige Verwendung von Sensoren liegt darin, dass man mögliche chemische/biologische Querkontamination der genutzten Flächen von Versuch zu Versuch und daraus resultierende falsche Ergebnisse ausschließen will.
Biosensoren auf Basis passiver Halbleiter-Chips, d. h. Sensoren, die keine integrierten Schaltungselemente aufweisen, erfordern großflächige Erfassungselemente, um ein bestimmtes Maß an Empfindlichkeit und Dynamik garantieren zu können. Der Wegfall z. B. eines CMOS-Prozesses verringert zwar die Herstellungskosten solcher Biosensoren gegenüber aktiven Halbleiter-Chips. Allerdings können solche Sensoren grundsätzlich nicht die Leistungsfähigkeit von Sensoren mit aktiven Chips erreichen. Ferner sind die Anforderungen an die für Betrieb und Auslesung erforderlichen externen Geräte wesentlich größer, und die Störungsanfälligkeit durch eingestrahlte elektromagnetischer Strahlung z. B. durch in der Nähe befindlicher Netzteile handelsüblicher elektronischer Geräte ist größer.
Eine andere Möglichkeit, die z. B. der sogenannte eSENSOR von der Firma Motorola nutzt, besteht darin, auf Leiterplatten Goldelektroden aufzubringen. Über der Leiterplatte wird eine zur Oberfläche offene Mikrofluidik-Kammer angebracht, in die der Analyt gepumpt werden kann. Von den einzelnen Elektroden gehen elektrische Verbindungen isoliert zum Rand der Leiterplatte, wo sich Kontakte befinden. Darüber kann die Verbindung zu einem separaten elektronischen Auslesegerät hergestellt werden [vgl. 8, 9]. Durch aufwändige Verfahren bei der Präparation der Oberfläche und der biochemischen Markierung des Analyten kann erreicht werden, dass das Lesegerät einen Unterschied im Lesestrom zwischen solchen Elektroden feststellen kann, auf denen eine Reaktion stattgefunden hat und solchen, an deren Oberfläche keine Reaktion stattgefunden hat.
Das Prinzip des eSENSORs ist aufgrund der externen Anordnung der Messelektronik jedoch erstens wesentlich unempfindlicher und zweitens weniger robust gegenüber elektromagnetisch eingestrahlten Störungen als ein Sensor, bei dem eine Signalverarbeitung auf dem Sensor stattfindet. Darüber hinaus müssen die Elektrodenflächen relativ groß sein, um ein messbares und vor allem vom Sensor ableitbares Signal zu erhalten.
Nachteilig für passive Halbleiter-Sensoren und Sensoren gemäß dem eSENSOR-Prinzip ist ferner, dass mit der benötigten Fläche auch das für eine Messung und erfolgreiche Erfassung erforderliche Probenvolumen ansteigt. Bei nur kleinen verfügbaren Probenvolumina sind solche Sensoren daher nur schlecht, wenn überhaupt geeignet.
Der Erfindung liegt das Problem zugrunde, einen alternativen Sensor für die Erfassung von makromolekularen Biopolymeren bereitzustellen.
Das Problem wird durch den Biosensor und das Verfahren zur Herstellung eines Biosensors mit den Merkmalen gemäß den unabhängigen Patentansprüchen gelöst.
Ein solcher Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren ist ein Sensor mit mindestens einer Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren, mit mindestens einer Erfassungseinheit zum Erfassen eines Detektionssignals, mit dem die Existenz makromolekularer Biopolymere angezeigt wird, sowie mit einer mit der Erfassungseinheit gekoppelten Auswerteschaltung für das Signal, wobei die Auswerteschaltung mindestens ein Bauelement mit einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material aufweist.
Einfach ausgedrückt beruht das vorliegende Verfahren auf der Erkenntnis, dass die Verwendung von elektrischen Bauelementen mit mindestens einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material, z. B. einer Schicht mit einem organischen halbleitenden Material, in einer Auswerteschaltung eine Reihe von Vorteilen birgt. So können derartige Sensoren mit erheblich geringerem prozesstechnischen Aufwand hergestellt werden als Sensoren auf Basis anorganischer Halbleiter. Die Anzahl der erforderlichen Prozessschritte kann von etwa 300 für Sensoren auf Siliziumbasis auf ca. 50 bei den vorliegenden Sensoren verringert werden. Andererseits bietet der Einsatz einer auf dem Sensor befindlichen Auswerteschaltung den Vorteil der "On-Chip"-Signalverarbeitung, die eine hohe Empfindlichkeit beim Messen durch aktive elektrische Komponenten in unmittelbarer Nähe der Erfassungseinheiten bietet. Im Vergleich zu Sensoren auf Basis eines anorganischen Halbleiters wie Silizium, die ebenfalls eine on-Chip- Signalverarbeitung ermöglichen, ist die Produktion des Biosensor der Erfindung allerdings wesentlich preisgünstiger. Die vorliegende Erfindung eröffnet somit den Weg zu einem Sensor, der aufgrund der Kostensituation als Einwegprodukt eingesetzt werden kann.
Die halbleitende Schicht des Bauelements kann eine Schicht sein, die ein organisches inertes Polymermaterial als ein (elektrisch inertes) Matrixmaterial aufweist, in das anorganische halbleitende Partikel eingebettet sind. Bei dieser Schicht werden die Halbleiter-Eigenschaften folglich von anorganischen halbleitenden Materialien erfüllt. Dabei kann jedes bekannte anorganische halbleitende Material eingesetzt werden. Allerdings finden, unter anderem aus Kostengründen, vorzugsweise gängige Halbleitermaterialien wie Silizium, Siliziumcarbid, Germanium, Galliumarsenid, Galliumnitrid, Indiumphosphid, Cadmiumselenid oder Mischungen davon Anwendung in der vorliegenden Erfindung. Ein besonders bevorzugtes Material ist polykristallines Silizium, das unter anderem als Abfall in der Herstellung von Silizium- Einkristallen beim Zonenschmelzen anfällt und das für die Verwendung als anorganisches Halbleitermaterial hier lediglich zerkleinert werden muss. Das Halbleitermaterial kann dotiert oder undotiert sein.
Die Partikelgröße des hier verwendeten anorganischen halbleitenden Materials beträgt im allgemeinen zwischen 100 µm und 1 nm, vorzugsweise zwischen 50 µm und 0,1 µm oder 0,05 µm. So können z. B. auch n- und p-leitfähige Nanopartikel, wie in [10] beschrieben, die in eine organische Matrix eingebettet sind, verwendet werden.
Als elektrisch inertes organisches Matrixmaterial kann prinzipiell jedes der Polymermaterialien verwendet werden, die nachfolgend als Polymermaterialien zur Ausbildung des Gate-Dielektrikums bei Transistoren oder als Trägermaterial des Biosensor genannt werden.
Die Schicht, in die die anorganischen halbleitenden Partikel in ein organisches Matrixmaterial eingebettet sind, kann ferner ein unterstützendes halbleitendes organisches Material (als Matrixmaterial) enthalten. Dieses Material können die oben genannten organischen halbleitende Polymere wie Polythiophen, Polyanilin, Poly-p-phenylen und dgl., sein. Gleichfalls können auch monomere bzw. niedermolekulare, unterstützende (halbleitende) organische Additive wie Pentazen oder Oligothiophene (beispielsweise mit 1 bis 10 Thiophen-Einheiten, vorzugsweise 6 Thiophen-Einheiten) als derartiges organisches Material enthalten sein. Der Anteil solcher unterstützenden Polymere und Additive in der halbleitenden Schicht beträgt in der Regel ungefähr 0,5 bis 25 Vol.-%, vorzugsweise maximal 10 Vol.-%.
Zum anderen kann die halbleitende Schicht des Bauelements der Auswerteschaltung ein organisches halbleitendes Material aufweisen, d. h. in diesem Fall werden die Halbleitereigenschaften des Schicht durch das organische Material bewirkt. Hierbei sei angemerkt, dass die nachfolgend für diesen Zweck offenbarten organischen Halbleitermaterialien auch in eine anorganische Halbleitermaterialien enthaltende Matrix aufgenommen werden können.
In folgenden wird die Erfindung weitestgehend unter Bezugnahme auf Bauelemente mit Schichten, die ein organisches halbleitendes Material aufweisen, erläutert. Die dort gemachten Aussagen treffen selbstverständlich auch für ein Bauelement zu, das eine Schicht aus organischem Matrixmaterial und darin eingebetteten anorganische Halbleiterpartikeln aufweist.
Das Bauelement der Auswerteschaltung mit der organischen halbleitenden Schicht kann sowohl ein passives Bauelement wie ein Widerstand oder ein Kondensator als auch ein aktives Bauelement wie eine Diode oder ein Transistor sein.
Selbstverständlich kann die Auswerteschaltung auch mehrere passive und/oder aktive Bauelemente mit zumindest einer organischen Schicht aufweisen.
Eine solche Diode kann z. B. nur eine Schicht mit einem n- oder p-halbleitenden organischen Material oder sowohl eine Schicht aus einem n-leitenden und eine Schicht aus einem p- leitenden organischen Halbleitermaterial aufweisen (vgl. [11, 12]). Als p-halbleitendes organisches Material kann z. B. das Polymer Polyvinylcarbazol (vgl. [11]), Polythiophen, insbesondere die regioregulären Vertreter, wie RR-Poly-3- hexyl-thiophen oder RR-Poyl-3-octyl-thiophen, Phthalocyanine wie Kupferphthalocyanin oder p-Halbleiter auf der Basis von kondensierten aromatischen Ringsystemen wie Pentazen, Anthracen oder Tetracen verwendet werden. Geeignete n- halbleitende organische Materialien basieren z. B. auf elektronenarmen aromatischen Verbindungen. Beispiele sind die Amidoderivate des Naphthalintetracarbonsäuredianhydrids oder fluorierte Derivate des Phthalocyanins oder Thiophens wie z. B. Bis(N-1,1-Dihydro-pentadecafluorooctyl)naphthalin- bisimid bzw. Bis(N-1,1-Dihydroheptafluoroproyl)naphthalin- bisimid [13] oder Hexadecaflurokupferphthalocyanine [14].
Widerstände oder Kondensatoren mit organischen halbleitenden Materialien können z. B. analog zu den in Fig. 4 bzw. Fig. 6 von [11] beschriebenen Widerständen oder Kondensatoren aufgebaut sein. Diese (passiven) Bauelemente können, wie in [11] beschrieben, mit Hilfe von Inkjet-Techniken hergestellt werden. Ganz allgemein können diese aber auch durch Standardlithographie- und Metallisierungsverfahren hergestellt werden.
In einer bevorzugten Ausgestaltung des Biosensors ist das mindestens eine Bauelement der Auswerteschaltung ein Transistor. Dabei ist ein Transistor bevorzugt, bei dem die Schicht mit dem organisch halbleitenden Material den Body- Bereich des Transistors bildet. Insbesondere wird für die Auswerteschaltung ein Transistor bevorzugt, der ein organischer Dünnfilm-Transistor ist. Unter dem Body-Bereich wird dabei der Bereich verstanden, in dem sich der Kanal des Transistors ausbilden kann.
Derartige Transistoren sind prinzipiell z. B. aus [15] bis [17] bekannt. Sie können zum einen Transistoren sein, bei denen lediglich eine Schicht mit halbleitendem organischen Material vorhanden ist, wie die z. B. in [15] und [16] beschriebenen.
Bei diesen Transistoren ist auf einem geeigneten Substrat zunächst eine metallische Gate-Elektrode (z. B. aus Nickel) aufgebracht (vgl. Fig. 1), über der sich eine Schicht aus einem Dielektrikum sowie die Kontakte für Source und Drain befinden. Das Dielektrikum kann dabei aus einem anorganischen Isolatormaterial wie Siliziumdioxid oder Siliziumnitrid bestehen. Allerdings ist es auch möglich, die Schicht des Dielektrikums aus oder mit einem dielektrischen Kunststoffmaterial wie Polyvinylphenol, Polyvinylidenfluorid etc. oder Polyvinylalkohol auszubilden. Die Kontakte (Elektroden) für Source und Drain können beispielsweise aus Palladium oder Platin hergestellt sein.
Zwischen Source und Drain befindet sich (als einzige organische elektrisch aktive Schicht) eine Schicht aus dem organischen Halbleiter Pentazen, die folglich den Body- /Kanalbereich des Transistors bildet. Gegebenenfalls kann über dieser halbleitenden Schicht eine Passivierungsschicht aus einem elektrisch isolierenden anorganischem Material wie Siliziumdioxid oder einem isolierenden Polymermaterial wie Polyvinylalkohol, Polyvinylphenol, Polyvinylidenfluorid etc. ausgebildet sein.
Die Transistoren können jedoch auch vollständig aus organischen Materialien, vorzugsweise organischen Polymer- und Oligomer-Materialien gebildet werden.
So können z. B. wie in [17] beschrieben, auf einem Substrat Source, Gate und Drain-Elektrode aus einem elektrisch leitenden Polymermaterial wie Poly(3,4-ethylendioxythiophen), das mit Polystryolsulfonsäure (PEDOT/PSS) dotiert ist, bestehen. Der Body-Bereich kann wiederum z. B. aus Pentazen oder einem Oligomermaterial wie Poly(9,9-dioctylfluoren-co- bithiophen) (F8T2) hergestellt sein.
Die Schicht des Gate-Dielektrikums sowohl dieser Transistoren als auch die der oben beschriebenen Transistoren, bei denen organische und anorganische Materialien kombiniert werden, kann aus einem dielektrischen organischen Polymermaterial bestehen. Beispiele für hier einsetzbare Polymermaterialien sind gängige dielektrische synthetische Kunststoffe wie Epoxidharze, Polyalkylene wie Polyethylen- oder Polypropylenharze, Polyvinylalkohole, Polystyrole, Polyurethane, Polyimide, Polybenzoxazole, Polythiazole, Polyether, Polyetherketone, Polyacrylate, Polyterephthalate, Polyethylennaphthalat, Polycarbonate aller Art und andere bekannte derartige Kunststoffe, wie sie beispielsweise in [18] beschrieben sind. Die verwendeten organischen Polymere können dabei vorzugsweise trockenbare und härtbare Materialien, vorzugsweise IR- und/oder UV-härtbare Polymere wie Polystyrole, Epoxidharze, Polyalkylene, Polyimide, Polybenzoxazole, Polyacrylate sein.
Die Verwendung von Transistoren, die zum Teil oder vollständig aus organischen Materialien bestehen, bietet den Vorteil, dass sie und somit auch entsprechenden Schaltungen durch Drucktechniken wie Tintenstrahldruck hergestellt werden können, was eine erhebliche Vereinfachung des Herstellungsprozesses sowie eine Verringerung der Kosten mit sich bringt.
Darüber hinaus bietet die Verwendung derartiger Transistoren gegenüber den gängigen Silizium-Transistoren die Möglichkeit hoher Betriebsspannungen von z. B. > 10 V. Dies ist bei dem hier offenbarten Biosensor insofern von Vorteil, als dadurch elektrophoretische Prozesse bei der Erfassung der makromolekularen Biopolymere ausgenutzt werden können, wobei die dafür benötigten Spannungen von den zur Verfügung stehenden Bauelementen problemlos gehandhabt werden können, da diese auch mit relativ hohen Spannungen arbeiten. Dies ist z. B. bei den Standard-Transistoren in modernen CMOS-Prozessen nicht mehr der Fall, die Betriebsspannungen für die Standarddevices liegen dort unterhalb von 2 V.
Mit Hilfe der Elektrophorese kann z. B. auf planaren Sensoren die Anreicherung und (Auf)-Konzentration von Biomolekülen in der Nähe der Elektrodenflächen betrieben werden und damit auch die z. B. für den Vorgang der Hybridisierung notwendige Zeitdauer signifikant verkürzt werden. Sofern der Hybridisierungsvorgang auf planaren Biosensoren ausschließlich diffusionsgesteuert abläuft, sind Hybridisierungszeiten bis zu einigen Tagen bekannt, so dass dieser Vorgang in der Tat einen wesentlichen Zeitfaktor darstellt und der vorliegende Biosensor einen Vorteil gegenüber konventionellen Sensoren aufweist.
Als organisches halbleitendes Material kann bei dem hier beschriebenen Biosensor prinzipiell jedes organische Material eingesetzt werden, das elektrische Eigenschaften und Verhalten eines Halbleiter-Materials zeigt. Vorzugsweise wird das halbleitende organische Material aus der Gruppe ausgewählt, die aus Pentazen, Anthrazen, Tetrazen, Oligothiophen, Polythiophen, Polyanilin, Poly-p-phenylen, Poly-p-phenyl-vinylen, Polypyrrol, Phthalocyanin, Porphyrin und Derivaten davon besteht. Daraus wird ersichtlich, dass das halbleitende Material ein "molekulares System" wie Pentazen, Anthracen, Tetracen, Phthalocyanin, Porphyrin oder Oligothiophen sein kann oder ein "polymeres System" (eine oder mehrere Polymerverbindungen) wie z. B. Polythiophen, Polyanilin, Poly-p-phenylen, Poly-p-phenylvinylen, Polypyrrol sein kann.
Ein weiteres Beispiel für ein in Monomerform vorliegendes molekulares System sind die Fullerene wie C₆₀-, C₇₀-, C₇₆- (Buckminster)-Fullerene. Ein Beispiel für geeignete Derivate eines der oben genannten Materialien sind das zuvor schon genannte Poly(9,9-dioctylfluoren-co-bithiophen) oder Poly(3- alkyltiophene) wie Poly(3-hexyl-thiophen) oder Poly(3- octyl-thiophen). Ein Beispiel für Oligothiophene sind Verbindungen mit 1 bis 10 Thiophen-Einheiten, vorzugsweise 6 Thiophen-Einheiten. Beispiele für halbleitende Phthalocyanine oder Porphyrine sind die entsprechenden (metallorganischen) Komplexe des Kupfers wie Kupferphthalocyanin oder Perfluorokupferphthalocyanin. Es ist im Sinne der Erfindung möglich, die halbleitenden organischen Materialien alleine, oder, falls gewünscht, auch als Mischungen aus mindestens zwei solcher Materialien einzusetzen.
In einer bevorzugten Ausführungsform des Biosensors besteht die gesamte Auswerteschaltung aus Transistoren mit zumindest einer Schicht aus einem organischen halbleitenden Material. Eine solche Schaltung kann z. B. ca. 10 oder einige wenige 10 Transistoren enthalten, falls, wie in [19] beschrieben, nur simple Schaltmatrizen aufgebaut werden sollen. Im Falle der Integration komplizierterer Schaltungen wie Verstärker etc., was zu einem Performancegewinn führt und somit die bevorzugte Lösung ist, kann die Auswerteschaltung zwischen ca. 50 und einigen 100 Transistoren enthalten. Beispiele für derartige Auswerteschaltungen sind in [20] offenbart.
Unter Erfassen wird im Sinne der Erfindung sowohl der qualitative als auch quantitative Nachweis von makromolekularen Biopolymeren in einem (zu untersuchenden) Analyten verstanden. Dies bedeutet, dass der Begriff "Erfassen" ebenfalls einschließt, die Abwesenheit von makromolekularen Biopolymeren im Analyten festzustellen.
Dabei kann ein nachzuweisendes Biopolymer einerseits ein Molekül sein, dass mittels eines Fängermoleküls, das sich auf einer Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren befindet, erfasst wird. Andererseits kann ein zu erfassendes Molekül auch aus einer Probe/einem Analyt heraus auf eine Einheit zum Immobilisieren aufgebracht werden und dann mit einem Molekül, das (spezifische) Bindungsaffinität für das nachzuweisende Molekül aufweist, unter Verwendung des hier offenbarten Biosensors nachgewiesen werden.
Unter einer "Erfassungseinheit zum Erfassen eines Detektionssignals" wird hier eine Einheit verstanden, die in der Lage ist, ein Detektionssignal zu erfassen, mit dem die Existenz makromolekularer Biopolymere angezeigt wird. Ein solches Signal wird mittelbar oder unmittelbar durch die Ausbildung eines Komplexes aus zu erfassendem makromolekularen Biopolymer und einem geeigneten Fängermoleküls hervorgerufen. Ein Beispiel für ein unmittelbar hervorgerufenes Detektionssignal ist eine Kapazitätsänderung, die zwischen zwei Elektroden durch eine Komplexbildung aus Fängermolekül und zu erfassendem Molekül (z. B. Ausbildung eines doppelsträngigen Nukleinsäuremoleküls oder eines Antigen-Antikörper-Komplexes) verursacht wird (vgl. Fig. 2). Ein Beispiel für ein Detektionssignal, das mittelbar durch eine Komplexbildung hervorgerufen wird, ist Fluoreszenzstrahlung, die von einer an einem der beiden Bindungspartner befindlichen Markierung emittiert wird, oder ein elektrischer Kreisstrom, der durch eine redox-aktive Markierung initiiert wird (vgl. Figur).
Daraus wird ersichtlich, dass bei dem Biosensor der Erfindung als Erfassungseinheit jede geeignete Einheit eingesetzt werden kann, die ein Detektionssignal vorzugsweise physikalisch oder chemisch erfassen kann, und zur weiteren Auswertung an eine Auswerteschaltung weiterleiten kann.
Beispiele für solche Erfassungseinheiten sind Elektroden, die z. B. bei Impedanzmessungen oder Messungen eines oben genannten elektrischen Kreisstromes eingesetzt werden können. Andere Beispiele sind Photodioden oder Charge Coupled Devices (CCDs, CCD-Kameras), die zur Erfassung von emittierter Strahlung wie Fluoreszenz- oder Chemilumineszenz-Strahlung, Anwendung finden können.
Bei der z. B. auf eine Photodiode zurückgreifenden Ausgestaltung des Biosensors wird zur Erfassung der Biopolymere ein elektrisches Signal verwendet, das die Folge der ersten Stufe der Erfassungseinheit ist, die ein optisches Signal wie ein Fluoreszenz- oder Chemilumineszenzsignal in ein elektrisches Signal umsetzt. Dieses elektrische Signal (in) der Erfassungseinheit ist vorzugsweise ein elektrischer Strom wie ein Photostrom oder eine Spannung wie eine Photospannung bei der Photodiode. Die Erfassung dieses optischen Signals und die nachfolgende Auswertung mittels der Auswerteschaltung kann z. B. durch Integration des elektrischen Signals über mehrere Minuten erfolgen.
Die als Erfassungseinheit eingesetzte Photodiode weist in einer bevorzugten Ausgestaltung ein halbleitendes organisches Material (als das "aktive" Material) auf. Dieses Material kann eine organische Polymerverbindung wie Poly-p- phenylenvinylen (PVP) und eine andere vorstehend in Zusammenhang mit den halbleitenden Bodymaterialien genannte Polymerverbindung sein oder ein Molekül/"molekulares System" wie PV-Oligomere, Fluorenderivate und dergleichen sein (vgl. oben). Diese Ausgestaltung hat den Vorteil, dass sowohl die Erfassungseinheit als auch in die Auswerteschaltung aus Materialien bestehen, die mit einem Druckverfahren als Herstellungsverfahren kompatibel sind und somit eine verhältnismäßig einfache Fertigung erlauben.
In einer weiteren vorteilhaften Ausgestaltung weist die Photodiode darüber hinaus eine Filterschicht auf, die zur Verringerung oder zum Abhalten der Anregungsstrahlung dient. Es ist auch möglich, die Filterschicht über die ganze Fläche des Sensors auszubilden und nicht nur über die individuellen Photodioden. Möglich ist es auch, mit der Filterschicht denjenigen Bereich des Sensors komplett abzudecken, in dem Photodioden realisiert sind.
Für diese Filterschicht werden wiederum vorzugsweise organische Materialien wie organische Farbstoffe verwendet werden. Beispiel zur Ausbildung einer Filterschicht geeignete Materialien sind Nitro und Nitroso-, Azo-, Di- und Triarylmethan, Xanthen-, Acridin-, Phenoxazin-, Phenothiazin-, Phenazin- oder Indigofarbstoffe. Die Filterwirkung ist abhängig von der verwendeten Anregungsstrahlung und kann auf das jeweilige gewählte System angepasst werden. Im allgemeinen liegt die Anregungsstrahlung im Bereich von 250 nm bis 900 nm. Die Filterschicht ist daher so gestaltet ist, dass sie für den jeweilig gewählten Bereich undurchlässig ist. Vorzugsweise wird Licht/elektromagnetische Strahlung mit einer Wellenlänge kleiner als 500 nm oder 550 nm durch die Filterschicht abgehalten/abgeschirmt, d. h. die Filterschicht ist vorzugsweise als "Blaufilter" ausgestaltet.
Unter "Einheit zum Immobilisieren" wird im Sinne der Erfindung eine Anordnung verstanden, die eine Oberfläche aufweist, auf der erste Moleküle, die entweder Fängermoleküle oder zu erfassende Moleküle sein können, immobilisiert werden können, d. h. eine Oberfläche, an die Fängermoleküle durch physikalische oder chemische Wechselwirkungen binden können. Diese Wechselwirkungen schließen hydrophobe, ionische oder elektrostatische Wechselwirkungen und kovalente und komplexierende Bindungen ein. Beispiele für geeignete Oberflächen-Materialien, die für mindestens eine Einheit zur Immobilisierung verwendet werden können, sind Metalle wie Gold, Kunststoffe wie Polyethylen- oder Polypropylen oder anorganische Stoffe wie Siliziumdioxid. Falls die Oberfläche der Einheit zum Immobilisieren an sich nicht geeignet für eine Immobilisierung der ersten Moleküle ist, kann sie durch geeignete Funktionalisierung für die Immobilisierung modifiziert werden. Eine solche Funktionalisierung kann z. B. durch eine Ausbildung und Derivatisierung einer Monoschicht wie in [3] auf Seite 25, Zeile 2 bis Seite 31, Zeile 5 oder [21], Fig. 4 beschrieben erfolgen. Zuvor kann die Oberfläche der Einheit zum Immobilisieren noch durch Verfahren wie Plasmaätzen, Gasphasenabscheidung geeigneter Materialien (z. B. durch chemische oder physikalische Abscheidung, (CVD; PVD) aktiviert werden [vgl. 3, Seite 19]. Werden leitfähige Polymermaterialien für die Einheiten zum Immobilisieren verwendet, kann die Immobilisierung auch wie in [22] beschrieben, erfolgen.
Ein Beispiel für eine physikalische Wechselwirkung, die eine Immobilisierung der z. B. als Fängermoleküle dienenden ersten Moleküle bewirkt, ist eine Adsorption an der Oberfläche. Diese Art der Immobilisierung kann beispielsweise stattfinden, wenn das Mittel zur Immobilisierung ein Kunststoffmaterial ist, das für die Herstellung von Mikrotiterplatten verwendet wird (z. B. Polypropylen). Allerdings ist eine kovalente Verknüpfung der ersten Moleküle an die Einheit zum Immobilisieren bevorzugt, weil dadurch die Orientierung der Moleküle gesteuert werden kann. Die kovalente Verknüpfung kann über jede geeignete Verknüpfungschemie ("Linker-Chemie") erfolgen (vgl. z. B. [21, Fig. 7]). Wie oben erwähnt, können die ersten Moleküle sowohl Fängermoleküle als auch zu erfassende makromolekulare Biopolymere sein.
In einer Ausgestaltung des Verfahrens ist die mindestens eine Einheit zum Immobilisieren auf einer Erfassungseinheit angeordnet.
In einer anderen, bevorzugten Ausführungsform des Biosensors ist die Erfassungseinheit zugleich als die mindestens eine Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren ausgebildet. Diese Ausführungsform ist insbesondere dann bevorzugt, wenn eine oder mehrere Elektroden z. B. zur Impedanzmessung oder einer oder mehrere Feldeffekt- Transistoren als Erfassungseinheit benutzt werden.
In einer Ausgestaltung des Biosensors kann die als Erfassungs- und Immobilisierungseinheit dienende Elektrode aus einem Elektrodenarray bestehen.
In einer weiteren Ausgestaltung der Erfindung kann die als Erfassungseinheit dienende Elektrode als Interdigital- Struktur ausgestaltet sein. Diese Ausführungsform ist insbesondere bei Verwendung des Redox- und des Impedanz- Verfahrens zum Auslesen von Vorteil.
Allgemein kann eine Elektrode des Biosensors aus jedem Material hergestellt werden, das biokompatibel in dem Sinne ist, das es gegenüber biologischen Medien inert ist, und das ferner den elektrischen Strom leitet und schließlich ggf. mit einem Substratmaterial des Biosensors kompatibel ist. Bevorzugt kann die Elektrode Gold, Palladium, Platin, Titan, TiN, Silber oder ein anderes leitfähiges Metall wie Cu oder Nickel aber auch ein elektrisch leitfähiges organisches Material aufweisen. Beispiele für organische Materialien, die für die Ausbildung von Elektroden verwendet werden können, sind organische dotierte Halbleiter wie mit Champhersulfonsäure dotiertes Polyanilin oder mit Polystyrolsulfonsäure dotierte Polythiophene wie PEDOT/PSS, die auch als leitfähige Material für Source, Drain und Gate- Elektroden der hier verwendeten Transistoren eingesetzt werden können (s. o.). An dieser Stelle sei angemerkt, dass die Kopplung zwischen Erfassungseinheit und dazugehöriger Auswerteschaltung natürlich auch mit Hilfe der eben aufgezählten elektrisch leitfähigen Material geschehen kann, indem eine Verbindung zwischen Erfassungseinheit und Auswerteschaltung mittels dieser Materialien gebildet wird. Dabei können die Elektroden so gestaltet sein, dass sie sensitiv auf den pH-Wert der Lösung reagieren. Für diesen Zweck können z. B. Elektroden aus PEDOT/PSS verwendet werden.
Als Erfassungseinheit des Biosensors können verschiedene Elektrodenanordnungen verwendet werden, die, ggf. mindestens eine Einheit zum Immobilisieren aufweisen oder als solche ausgestaltet sind. Beispiele für hier einsetzbare Elektrodenanordnungen sind elektrisch leitfähige Gitter oder Netze, elektrisch leitfähige poröse Materialien, Plattenelektrodenanordnung oder eine Interdigitalelektrodenanordnung, wie z. B. aus [5] bekannt ist. Bei einer Interdigitalelektrodenanordnung können mehrere oder alle "Finger" der Anordnung mit Einheiten zum Immobilisieren versehen sein bzw. selbst als diese Einheiten ausgestaltet sein.
Ferner können verschiedene Anordnungen der Parallelschaltung von Elektroden in der Elektrodenanordnung vorgesehen sein, beispielsweise können die Elektroden als zylindrische Elemente ausgestaltet sein, die jeweils konzentrisch umeinander angeordnet sind und elektrisch voneinander beispielsweise mittels eines geeigneten Dielektrikums voneinander isoliert sind, so dass sich ein elektrisches Feld zwischen den Elektroden ausbildet.
Der Biosensor weist in einer weiteren Ausgestaltung eine Vielzahl von Erfassungseinheiten mit gekoppelter Auswerteschaltung auf, wobei die Erfassungseinheiten vorzugsweise in einer regelmäßigen Anordnung, einem Array, angeordnet sind. Diese Ausgestaltung findet bevorzugt bei Mehrfach- und/oder Parallelbestimmungen Anwendung.
Insbesondere im Falle von Mehrfach- oder Parallel- Bestimmungen ist eine weitere Ausgestaltung des Biosensors vorteilhaft, bei der jede einzelne Erfassungseinheit zur Erfassung des Detektionssignals individuell ansteuerbar ist. Dadurch wird eine Verfälschung des Messergebnis z. B. durch einfallende Störsignale benachbarter Sensorfelder vermieden.
An dieser Stelle sei darauf hingewiesen, dass die hier offenbarte Gestaltung des Biosensors wegen des Wegfalls einer außerhalb des Reaktionsbereichs angeordneten Erfassungsvorrichtung wie einem Konfokal-Mikroskop nicht nur einen vereinfachten Aufbau bietet. Vielmehr ermöglicht der hier beschriebene Aufbau eine kontinuierliche Messung für jede Erfassungseinheit. Dies ist insbesondere vorteilhaft, wenn z. B. Vorgänge, die die Reaktionsdynamik oder -kinetik betreffen, untersucht werden sollen.
In einer weiteren Ausbildung weist der Biosensor ferner eine Referenzelektrode (Kontrollelektrode) auf. Diese Ausgestaltung ist insbesondere bei der Durchführung von Nachweisverfahren nötig, bei denen absolute elektrische Potentiale an einer als Erfassungseinheit dienenden Elektroden angelegt oder gemessen werden sollen. Die Referenzelektrode, deren Potential stromfrei gemessen wird, liefert hier das Bezugspotential. In reinen elektrochemischen Verfahren (z. B. Redox-Recycling) ist eine derartige Elektrode zur Messung absolut notwendig.
Diese Referenzelektrode besteht vorzugsweise aus AgCl, z. B. in Form eines chlorierten Silberdrahts bzw. einer chlorierten Silberelektrode. Diese kann zum einen direkt auf dem Substratmaterial aufgebracht oder in dieses integriert sein. Zum anderen kann diese Referenzelektrode auch in einem Gehäuse des Sensors oder einer separaten Kammer, die z. B. die Erfassungseinheit von der Auswerteschaltung trennt, angebracht sein. Die Möglichkeit eine solche Silberelektrode auf dem Substratmaterial des Biosensors aufzubringen, stellt einen wesentlichen Vorteil gegenüber der konventionellen Sensoren auf Basis halbleitender anorganischer Materialien dar. Denn Silber oder Gold ist z. B. nur sehr schwer mit den Herstellungsprozessen von aktiven CMOS-Sensoren (Chips) kompatibel, jedoch ohne weiteres mit den hier eingesetzten Materialien und Herstellungsprozessen für Bauelemente mit halbleitenden organischen Materialien sowie den Verfahren zur Ausbildung der Erfassungseinheiten.
In einer weiteren Ausgestaltung des Biosensors ist die Erfassungseinheit in einer Mikrofluidik-Kammer angeordnet. Diese trennt nicht nur die Erfassungseinheit von der Auswerteschaltung ab, sondern erlaubt die Durchführung von speziellen biochemischen Nachweisreaktionen. Insbesondere bei Langzeitversuchen oder Versuchen bei höheren Temperaturen (z. B. > 90°C) kann sich eine Trennung der Auswerteschaltung aus Polymertransistoren und der Erfassungseinheiten als günstig erweisen. In diese Kammer kann ferner die oben beschriebene Referenzelektrode integriert sein. Bei der Ausgestaltung in Form eines Arrays aus mehreren Erfassungseinheiten können zudem beliebig gestaltete Kompartimente innerhalb des Bereichs der "aktiven" Sensorfläche, d. h. den Erfassungseinheiten, ausgebildet werden. Weiterhin können sich auch andere Komponenten für eine "on-chip"-Fluidik wie Reservoirs, Ventile, Mikrofluidik- Kanäle, Pumpen, oder Anschlüsse für deren Ankopplung auf oder in dem Sensor integriert befinden. Die Mikrofluidikeinheit kann beispielsweise benutzt werden, um den Analyten während des Hybridisierungsvorgangs über die Oberfläche der Erfassungseinheit zu pumpen oder im Anschluss daran nicht gebundene Analytmoleküle durch eine Spül- oder Reinigungslösung wieder von den Oberflächen der Erfassungseinheiten zu entfernen, bevor der Auslesevorgang stattfindet.
Bei dem beschriebenen Biosensor ist es ebenfalls möglich, durch eine Mehrlagenmetallisierung eventuell erforderliche Verbindungen der einzelnen Komponenten wie einerseits Erfassungseinheit mit Auswerteschaltung oder auch mehrere Erfassungseinheiten untereinander (über Kreuz) herzustellen. Diese Möglichkeit zur Herstellung über Kreuz hat den Vorteil, dass man die Erfassungseinheiten einzeln adressieren kann, selbst dann, wenn sie matrizenförmig angeordnet sind. Unabhängig von einer Mehrlagenmetallisierung bietet der Einsatz von "Polymerelektronik", d. h. von elektrischen Bauelementen, die organische Materialien aufweisen, die Möglichkeit, zumindest zwei voneinander isolierte leitfähige Materialien (Ebenen) zu verwenden und folglich auch die Möglichkeit für ein Schaltungsdesign, das Auswahlvorgänge in Matrizen erlaubt.
Die mindestens eine Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren des Biosensors ist vorzugsweise in einem Substrat integriert und/oder auf diesem Substrat aufgebracht. Gleichfalls kann die mindestens eine Erfassungseinheit in einem Substrat, vorzugsweise auf demselben aufgebracht sein und/oder in dem Substrat integriert, eingebettet sein.
In einer bevorzugten Ausgestaltung des Biosensors ist ebenfalls die Auswerteschaltung auf demselben Substrat, auf dem sich auch die Erfassungs- und/oder Immobilisierungs- Einheit befindet, aufgebracht bzw. darin integriert.
Als Substratmaterial (Trägermaterial) für den Biosensor kann hier prinzipiell jedes Material eingesetzt werden, auf dem die verschiedenen Einheiten des Sensors dauerhaft aufgebracht werden können. Beispiele geeigneter Substratmaterialien sind Isolatoren wie Papier, Kunststofffolien, Keramiken, oder Glas, weiterhin mit einem Isolator oder mit Kunststoff beschichtetes Metall. Beispiele für Substratmaterialien aus geeigneten organischen Polymermaterialien sind gängige dielektrische synthetische Kunststoffe wie Epoxidharze, Polyalkylene wie Polyethylen- oder Polypropylenharze, Polyester, Polystyrole, substituierte Polystryole wie Poly-o- hydroxystyrol, Polyvinylverbindungen wie Polyvinylalkohole oder Polyvinylcarbazole, Polyurethane, Polyimide, Polybenzoxazole, Polythiazole, Polyether, Polyetherketone, Polyacrylate, Polyterephthalate, Polyethylennaphthalate oder Polycarbonate aller Art. Ebenso sind biologisch abbaubare Materialien wie Polylactate geeignet. Die Oberflächeneigenschaften eines derartigen Polymer- oder Glassubstrates können leicht verändert werden, so dass hydrophile oder hydrophobe Flächen entstehen. Dies ist für viele biochemische Sensoren wünschenswert.
Als makromolekulare Biopolymere können mit dem vorliegenden Sensor insbesondere Nukleinsäuren, Oligonukleotide, Proteine oder Komplexe aus Nukleinsäuren und Proteinen sowie ganze Zellen erfasst werden.
Unter makromolekularen Biopolymeren werden hier beispielsweise (längerkettige) Nukleinsäuren wie DNA- Moleküle, RNA-Moleküle, PNA-Moleküle oder cDNA-Moleküle oder kürzere Oligonukleotide mit z. B. 10 bis 50 Basen, insbesondere 10 bis 30 Basen verstanden. Die Nukleinsäuren können doppelsträngig sein, jedoch auch zumindest einzelsträngige Bereiche aufweisen oder, zum Beispiel durch vorangehende thermische Denaturierung (Strangtrennung) für ihren Nachweis, als Einzelstränge vorliegen. Die Sequenz der zu erfassenden Nukleinsäuren kann dabei zumindest teilweise oder vollständig vorgegeben, d. h. bekannt sein. Weitere makromolekulare Biopolymere sind Proteine oder Peptide. Diese können aus den üblicherweise in Proteinen vorkommenden 20 Aminosäuren aufgebaut sein, aber auch natürlich nicht vorkommende Aminosäuren enthalten oder z. B. durch Zuckerreste (Oligosaccharide) modifiziert sein oder post-translationale Modifikationen enthalten. Ferner können auch Komplexe aus mehreren unterschiedlichen makromolekularen Biopolymeren erfasst werden, beispielsweise Komplexe aus Nukleinsäuren und Proteinen.
Sollen mit dem Biosensor Proteine oder Peptide als makromolekulare Biopolymere erfasst werden, so werden als Fängermoleküle bevorzugt Liganden verwendet, die die zu erfassenden Proteine oder Peptide spezifisch binden können.
Die Fängermoleküle/Liganden sind vorzugsweise durch kovalente Bindungen mit der Einheit zur Immobilisierung verknüpft.
Als Liganden für Proteine und Peptide kommen niedermolekulare Enzymagonisten oder Enzymantagonisten, Pharmazeutika, Zucker oder Antikörper oder andere geeignete Moleküle in Betracht, die die Fähigkeit besitzen, Proteine oder Peptide spezifisch zu binden.
Wenn DNA-Moleküle (Nukleinsäuren oder Oligonukleotide) einer vorgegeben Nukleotidsequenz mit dem hier beschriebenen Biosensor erfasst werden, so werden sie vorzugsweise in einzelsträngiger Form erfasst, d. h. sie werden ggf. vor der Erfassung durch Denaturierung wie vorstehend erläutert in Einzelstränge überführt. In diesem Fall werden als Fängermoleküle dann vorzugsweise DNA-Sondenmoleküle mit einer zu dem einzelsträngigen Bereich komplementären Sequenz verwendet. Die DNA-Sondenmoleküle können wiederum Oligonukleotide oder auch längere Nukleotidsequenzen aufweisen, solange diese keine der intermolekularen Strukturen ausbilden, die eine Hybridisierung des Sondenmoleküls mit der zu erfassenden Nukleinsäure verhindern. Allerdings ist es auch möglich, DNA-bindende Proteine oder Agenzien als Fängermolekül einzusetzen.
Anzumerken ist, dass es selbstverständlich möglich ist, mit dem vorliegenden Sensor nicht nur eine einzige Art von Biopolymeren in einer einzelnen Messreihe zu erfassen. Vielmehr können mehrere makromolekulare Biopolymere gleichzeitig oder auch nacheinander erfasst werden. Dazu können auf der Einheit zum Immobilisieren mehrere Arten von Fängermolekülen, von denen jedes eine (spezifische) Bindungsaffinität für ein bestimmtes zu erfassendes Biopolymer aufweist, gebunden werden und/oder es können mehrere Einheiten zum Immobilisieren eingesetzt werden, wobei an jeder von diesen Einheiten nur eine Art von Fängermolekül gebunden wird.
Das Verfahren zur Herstellung eines Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren weist die Schritte auf, dass auf oder in einem Substrat mindestens eine Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren ausgebildet wird, mindestens eine Erfassungseinheit zum Erfassen eines Detektionssignals, mit dem die Existenz makromolekularer Biopolymeren angezeigt wird, ausgebildet wird, und eine mit der Erfassungseinheit gekoppelte Auswerteschaltung für das Signal aufgebracht wird, wobei die Auswerteschaltung mindestens ein Bauelement mit einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material aufweist.
Bei dem Verfahren können sowohl Schichten ausgebildet werden, die aus organischem halbleitenden Material bestehen, als auch Schichten, bei denen ein anorganisches Halbleitermaterial in eine Matrix aus Polymermaterial eingebettet wird.
Bei dem Verfahren ist das Bauelement der Erfassungsschaltung vorzugsweise ein Transistor. Bei diesem bildet die Schicht mit dem halbleitenden Material bevorzugt den Body-Bereich des Transistors.
Das Verfahren der Erfindung ist vorteilhaft so gestaltet, dass es vollständig mittels Drucktechniken ähnlich dem Tintenstrahldruck durchgeführt wird. Dies ist z. B. der Fall, wenn alle Einheiten (Erfassungseinheiten, Auswerteschaltung etc.) des Biosensors auf organischen Materialien beruhen. Allerdings ist die Verarbeitung von Metallen wie Gold, Nickel z. B. durch Sputtern, Bedampfen oder elektrochemisches Abscheiden problemlos und einfach zu bewerkstelligen und auch mit Drucktechniken vereinbar. Dies führt insgesamt verglichen mit Sensoren auf Basis anorganischer Halbleiter zu einer deutlichen Verringerung der Prozessschritte und der Herstellungskosten, bei weiterhin ausreichenden Leistungsmerkmalen der hier offenbarten Auswerteschaltung und bzw. des Biosensors. Ferner ist es ausreichend, wenn die Metalle in Form einer härtbaren Suspension aufgedruckt werden.
In diesem Zusammenhang sei erläutert, wie beispielsweise mit Hilfe des Tintenstrahldrucks ("Drop-on-Demand-Printing") ein solcher Sensor aufgebaut werden kann.
Die Gatestrukturen (102) (vgl. Fig. 1) werden hergestellt, indem man eine kolloidale Palladiumstarterlösung auf ein Polyethylennaphthalatsubstrat an diejenigen Stellen druckt, an denen später die Gatestrukturen ausgebildet sein sollen. Nach diesem Druckvorgang werden die aufgedruckten Palladiumkeime mit Nickel stromlos bis auf die gewünschte Schichtdicke verstärkt (ca. 10-50 nm). Das Gatedielektrikum (103) kann anschließend direkt aufgedruckt werden. Beispielsweise eignet sich hierfür eine Lösung von Poly(-4- hydroxystyrol) in Ethanol. Über eine Palladiumsuspension (Partikelgröße 1 µm) in Polystyrol werden Source- (104) und Drain (105) -Kontakte ausgebildet. Der organische Halbleiter (106) kann anschließend vollflächig ausgebildet werden. Wenn die einzelnen Transistoren einen genügend großen Abstand voneinander besitzen, braucht diese Schicht nicht strukturiert zu werden (z. B. Pentazen durch Verdampfen). Eine weitere Goldelektrode für die Immobilisierung der Nukleotide kann im Anschluss durch eine Schattenmaske abgeschieden werden.
Ausführungsbeispiele der Erfindung sind in den Figuren dargestellt und werden im weiteren näher erläutert.
Es zeigen
Fig. 1a bis 1f Feldeffekt-Transistoren, die in der Auswerteschaltung der Erfindung sowie als Erfassungseinheit eingesetzt werden können;
Fig. 2a und 2b eine Skizze zweier Planarelektroden, mittels der ein Verfahren erläutert wird, das mit dem Biosensor der Erfindung zum Nachweis des Vorkommens von DNA-Molekülen in einem Elektrolyt (Fig. 2a) bzw. deren Nichtexistenz (Fig. 2b) durchgeführt werden kann;
Fig. 3a und 3b zwei Ausführungsformen des hier offenbarten Biosensors;
Fig. 4a bis 4c Skizzen eines Biosensors gemäß dem Stand der Technik, anhand derer einzelne Zustände im Rahmen des Redox-Recycling-Vorgangs erläutert werden;
Fig. 5 einen Funktionsverlauf eines Kreisstroms, wie er im Rahmen eines Redox-Recycling-Vorgangs zur Erfassung von makromolekularen Biopolymeren genutzt werden kann;
Fig. 6a und 6b eine weitere Ausführungsform des Biosensors der Erfindung;
Fig. 7 eine andere Ausgestaltung des Biosensors der Erfindung;
Fig. 8 noch eine weitere Ausführungsform des Biosensors der Erfindung;
Fig. 9 eine weitere Ausführungsform des Biosensors der Erfindung;
Fig. 10 noch eine weitere Ausführungsform des Biosensors der Erfindung.
Fig. 1 zeigt verschiedene Ausgestaltungen eines Feldeffekt- Transistors 100, der als Bauelement in der Auswerteschaltung der Erfindung eingesetzt werden kann.
Bei dem Feldeffekt-Transistor 100 gemäß Fig. 1a bis Fig. 1c ist auf einem Substrat 101, das z. B. aus Polyethylennaphthalat besteht, ein Gate-Bereich 102 aufgebracht, der aus Nickel besteht. Auf dem Gate-Bereich 102 wiederum befindet sich eine Schicht 103 aus einem dielelektrischen Material wie Siliziumdioxid, die den Gate-Bereich 102 von dem ersten Source/Drain-Bereich 104 und dem zweiten Source/Drain-Bereich 105, die aus Palladium bestehen, trennt. Zwischen den Source/Drain-Bereichen 104, 105 befindet sich eine Schicht 106 aus Pentacen als halbleitendem organischen Material. Die Schicht 106 bildet den Body-Bereich, in dem sich der Kanal des Transistors 100 ausbilden kann.
Der Feldeffekt-Transistor 100 gemäß Fig. 1d bis Fig. 1f weist auf dem Substrat 101 zunächst eine Schicht 106 aus halbleitendem organischen Material auf. Diese den Body- Bereich des Transistors 100 bildende Schicht 106 weist Tetrazen auf. Der Transistor 100 weist weiterhin einen ersten und einen zweiten Source/Drain-Bereich 104, 105 aus Platin auf. Oberhalb der Source/Drain-Bereiche 104, 105 bzw. des Body-Bereichs 106 befindet sich eine Schicht 103 aus Siliziumdioxid als Dielektrikum, auf der der Gate-Bereich 102 aus Nickel aufgebracht ist.
Die Feldeffekt-Transistoren gemäß Fig. 1 mit der Schicht mit halbleitendem organischen Material lassen sich z. B. mit dem in [15] beschriebenen Verfahren herstellen. Dabei erfolgt bei den Ausführungsformen gemäß Fig. 1a, Fig. 1c und Fig. 1f die Abscheidung der Source/Drain-Bereiche 104, 105 vor der Abscheidung der halbleitenden Schicht 106, während bei den Ausführungsformen nach Fig. 1b, Fig. 1d, und Fig. 1e die halbleitende Schicht 106 vor den Source/Drain-Bereichen 104, 105 aufgebracht wird.
Fig. 3a zeigt als erste Ausgestaltung des Biosensors der Erfindung einen Biosensor 300. Bei diesem sind auf einem Substrat 301 aus Polyethylennaphthalat Transistoren der Auswerteschaltung aufgebracht. Der Übersichtlichkeit halber ist von diesen nur ein Transistor 302 gezeigt. Dieser Transistor 302 weist einen zu Fig. 1 analogen Aufbau auf mit einem Gate-Bereich 303 aus Nickel, einer Schicht 304 aus einem dielelektrischen Material wie Siliziumdioxid, einem ersten Source/Drain-Bereich 305 und einem zweiten Source/Drain-Bereich 306, die beide aus Palladium bestehen, sowie einer den Kanalbereich bildenden Schicht 307 mit Pentacen als halbleitendem organischen Material. Ferner besitzt der Transistor 302 noch eine Passivierungschicht 308 aus Polyvinylalkohol.
Der Biosensor 300 weist ferner eine Elektrode aus Gold als Erfassungseinheit 309 auf, die zugleich eine monomolekulare selbstorganisierende Schicht besitzt (der Übersichtlichkeit halber nicht gezeigt), so dass Fängermoleküle 310 mittels Gold-Schwefel-Kopplung an die selbstorganisierende Schicht binden und somit auf der Elektrode 309 immobilisiert werden. Somit dient die Erfassungseinheit 309 gleichzeitig als Einheit zum Immobilisieren. Die Fängermoleküle 310 sind Oligonukleotide, so dass mit ihrer Hilfe Nukleinsäuren erfasst werden können. Alternativ können die Fängermoleküle 310 auch Proteine wie Antikörper oder z. B. das sogenannte Protein A sein.
Die Erfassungseinheit 309 ist mit dem Transistor 302 der Auswerteschaltung über eine leitende Verbindung 311, z. B. einer Gold oder Kupferbahn gekoppelt. Dabei erfolgt die Kopplung mit dem Source/Drain-Bereich 305. Alternativ kann die Kopplung auch über den Gatebereich 302 erfolgen.
Schließlich besitzt der Biosensor 300 eine Kompartimentierung 312, die aus einem Polymer wie Poly(meth)acrylat, d. h. Plexiglas bestehen kann. Diese Kompartimentierung trennt die Erfassungseinheit mit dem dazugehörigen Proben/Reaktionsraum 313 von der Auswerteschaltung.
Fig. 3b zeigt eine Draufsicht einer weiteren Ausgestaltung des Biosensors 300. Auf dem Substrat 301 ist ein Transistor 302 der Auswerteschaltung, der wie oben beschrieben mit mindestens einer Schicht mit einem halbleitenden organischen Material aufgebaut, gezeigt. Der Transistor ist über eine elektrisch leitende Verbindung 311, die aus Gold besteht, mit einer als Erfassungseinheit 309 dienenden Ringelektrode verbunden. In Fig. 3b sind ferner weitere Bauelemente 314 der Erfassungseinheit, die sowohl Transistoren 302 als auch z. B. Dioden oder Widerstände mit halbleitenden organischen Schichten sein können, schematisch dargestellt.
Mit dem Sensor 300 gemäß Fig. 3 kann z. B. das anhand Fig. 2 gezeigte Impedanzverfahren aber auch das Redox-Recycling- Verfahren nach Fig. 4 durchgeführt werden.
Fig. 6 veranschaulicht eine weitere Ausführungsform des Biosensors. Fig. 6a stellt eine Schnittansicht des Biosensors 600 dar, bei dem auf einem Glassubstrat 601 Transistoren 602 mit einem zu der Ausführungsform von Fig. 3a analogen Aufbau der Erfindung aufgebracht sind. Die Transistoren 602 bilden einen Teil der schematisch dargestellten Auswerteschaltung 603 (vgl. Fig. 6b). Einer der Transistoren 602 ist über ein elektrisch leitendes Material 604 wie eine Kupferbahn oder eine Schicht aus PEDOT/PSS mit einer Ringelektrode 605, die als Erfassungseinheit und Einheit zum Immobilisieren dient, verbunden.
Fig. 7 zeigt eine andere Ausgestaltung des Biosensors der Erfindung. Bei diesem Sensor 700 sind auf einem Substrat 701 aus Polyethylennaphthalat Transistoren 702 (mit einem Aufbau entsprechend Fig. 3) einer Auswerteschaltung 704, sowie als Elektroden ausgestaltete Erfassungs- und Immobilisierungs- Einheiten 703 aufgebracht. Die Auswerteschaltung ist mit den Erfassungseinheiten über ein elektrisch leitfähiges Material 705 verbunden. Zusätzlich besitzt der Biosensor 700 eine abschließbare Mikrofluidik-Kammer 706 mit einem Deckel 707 und einer Seitenwand 708, die eine oder mehrere der Erfassungseinheiten 703 umschließt. In die Seitenwand 708 der Mikrofluidik-Kammer 706 kann eine Referenzelektrode aus Silber bzw. Ag/AgCl integriert sein (nicht dargestellt). Die Kammer 706 weist ferner einen Anschluss 709 für ein mikrofluidisches Pumpsystem, d. h. ein System mit dem (geringe) Flüssigkeitsvolumina im µl-Bereich oder kleiner in die Kammer 706 und auf die Erfassungseinheiten 703 transferiert werden können.
In Figur ist eine weitere Ausgestaltung des Biosensors gezeigt. Bei dem Biosensor 800 ist auf einem Substrat 801 aus Polystyrol eine Auswerteschaltung 802 aus Polymer- Transistoren (d. h. Transistoren mit zumindest einer Schicht mit einem organischen halbleitenden Material) aufgebracht. Die Auswerteschaltung 802 ist mit der Erfassungseinheit 803, die als ein Array aus Elektroden aus Gold ausgestaltet ist, über eine leitende Verbindung 804 gekoppelt. Die Elektroden dienen auch als Einheiten zum Immobilisieren.
Figur zeigt eine weitere Ausführungsform des Biosensors. Bei dieser Ausgestaltung weist der Biosensor 900 ein Substrat 901 aus Polyethylennaphthalat auf. Auf dem Substrat 901 sind eine Vielzahl von Elektroden als Erfassungseinheiten 902, die zugleich als Einheiten zum Immobilisieren fungieren, mit gekoppelter Auswerteschaltung 903 in einer regelmäßigen Anordnung aufgebracht. Der Biosensor 900 wird bevorzugt für die parallele Erfassung einer Vielzahl von makromolekularen Biopolymeren verwendet.
Fig. 10 zeigt eine weitere Ausführungsform des Biosensors. Bei dieser Ausgestaltung weist der Biosensor 1000 ein Substrat 1001 aus Polyethylennaphthalat auf. Auf dem Substrat 1001 ist eine Photodiode als Erfassungseinheit 1002 mittels einer Leiterbahn 1004 mit einer Auswerteschaltung 1003, die Polymer-Transistoren gemäß Fig. 1 aufweist, gekoppelt. Die Photodiode 1002 besteht aus einer ITO Elektrode (Indiumzinnoxid, solche ITO beschichteten PEN Substrate sind kommerziell erhältlich), darauf abgeschieden ist ein Poly(phenyl-vinylen)polymer und C₆₀. Die obere Elektrode ist in Aluminium ausgebildet (eine Übersicht über die spektralen Empfindlichkeiten, die bei der Auswahl der geeigneten Materialien berücksichtigt werden sollte, findet sich in [23]).
Der Biosensor 1000 wird für die Erfassung von makromolekularen Biopolymeren mittels eines optischen Detektionssignals, z. B. mittels Fluoreszenzstrahlung, die von einem Fluorophor als Markierung erzeugt wird, verwendet.
Dabei kann auf einem Bereich der Photodiode, der als Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren dient, ein Material wie Gold aufgebracht sein.
Da die Intensität der Anregungswellenlänge des Fluoreszenzfarbstoffes üblicherweise um Größenordnungen höher ist als die Intensität der abgegebenen Fluoreszenzstrahlung, wird beim Einsatz dieser auf Photodioden basierenden Erfassungseinheit die Anregungswellenlänge bei der Detektion vorzugsweise ausgeblendet werden. Dazu wird, wie auch nachfolgend erläutert, eine Filterschicht auf zumindest einem Teilbereich des Sensors oder auf einer Photodiode ausgebildet.
Die hier offenbarte Verwendung organischer Moleküle bietet den Vorteil, dass die spektrale Empfindlichkeit der Photodiode durch Material und Diodenaufbau über den gesamten Spektralbereich modifiziert werden kann (für Literatur, siehe z. B. [23]). Für jeden Fluoreszenzfarbstoff (z. B. α-RED Anregung 488 nm, Emission 670 nm; PE-Cy7 Anregung 488 nm, Emission 750 nm) kann ein passendes halbleitendes organisches Polymer (z. B. PPV (Poly-p-phenylenvinylen)) oder Molekül (PV- Oligomere, Fluorenderivate und weitere) gefunden werden, aus dem die Sensordiode aufgebaut werden kann.
Die Palette organischer Farbstoffe (Nitro und Nitroso-, Azo-, Di- und Triarylmethan, Xanthen-, Acridin-, Phenoxazin-, Phenothiazin-, Phenazin-, Indigofarbstoffe) ist so reichhaltig, dass durch die oben genannte zusätzliche optische Filterschicht, die auf dem gesamten Träger, einem Bereich des Träger oder nur auf der Photodiode selbst aufgebracht ist, die Photodiode gegenüber der Anregungswellenlänge weiter abgeschirmt werden kann. Die optische Dichte lässt sich durch die Konzentration des Farbstoffs in der polymeren Schicht stufenlos einstellen. Mischungen von Farbstoffen sind ebenfalls geeignet.
Durch die Verwendung polymerer Materialien sowohl für die Erfassungseinheit als auch für die Auswerteschaltung eröffnet die vorliegende Erfindung den Weg zu einem breit anwendbaren und zugleich kostengünstigen Biosensor.
In diesem Dokument sind folgende Veröffentlichungen zitiert:
[1] http:/ / www.affymetrix.com/technology/tech_probe_content. html
[2 http: / / www.affymetrix.com/technology/tech_spotted_content.html
[3] WO 00/04382
[4] N. L. Thompson, B. C. Lagerholm, Total Internal Reflection Fluorescence: Applications in Cellular Biophysics, Current Opinion in Biotechnology, Vol. 8, S. 58-64, 1997
[5] P. von Gerwen, Nanoscaled Interdigitated Electrode Arrays for Biochemical Sensors, IEEE, International Conference on Solid-State Sensors and Actuators, Chicago, S. 907-910, 16.-19. Juni 1997
[6] R. Hintsche et al., Microelectrode arrays and application to biosensing devices, Biosensors & Bioelectronics, Vol. 9, S. 697-705, 1994
[7] R. Hintsche et al., Microbiosensors Using Electrodes Made in Si-Technology, Frontiers in Biosensorics, Fundamental Aspects, edited by F. W. Scheller et al., Dirk Hauser Verlag, Basel, S. 267-283, 1997
[8] http:/ / www.motorola.com/lifesciences/mor1oc00.htm
[9] http:/ / www.microsensor.com
[10] M. Shim, N-Type colloidal Semiconductor Nanocrystals, Nature Vol. 407, S. 981-983, 2000
[11] WO 99/39373
[12] WO 99/19900
[13] H. Katz et. al., A soluble and air-stable organic semiconductor with high electron mobility, Nature Vol. 404, S. 478-481, 2000
[14] B. Crone et. al. Large Scale complementary integrated circuits based an organic transistors, Nature Vol., 403, S. 521-523, 2000
[15] M. G. Kane et al, Analog and Digital Circuits using Organic Thin-Film Transistors an Polyester Substrate, IEEE Electron Device Letters, Vol. 21, Nr. 11, S. 534-536, 2000
[16] C. D. Sheraw et al, Fast Organic Circuits on flexible Polymeric Substrates. IEEE, 2000
[17] R. Sirringhaus et al, High-Resolution Inkjet Printing of All-Polymer Transistor Circuits, Science, Vol. 290, S. 2123-2126
[18] Kunststoff-Kompendium, 2. Auflage 1988, Franck/Biederbick, Vogel-Buchverlag Würzburg, ISBN 3- 8023-0135-8, S. 8-10, 110-163
[19] R. Hintsche et al, Multiplexing of microelectrode arrays in voltammetric measurements, Electroanalysis, 12, Nr. 9, S. 660-665, 2000
[20] WO 01/75462
[21] Mirsky et al., Capacitive monitoring of protein immobilization and antigen-antibody reactions an monomolecular alkylthiol films an gold electrons, Biosensors & Bioelectronics Vol. 12, Nr. 9-10, S. 977-989, 1997
[22] T. Cass, F. S. Ligler, Immobilized Biomolecules in Analysis, S. 195 ff, Oxford University Press, 1998, ISBN 0-19-963636-2
[23] T. A. Skotheim, R. L. Elsenbaumer, J. R. Reynolds in "Handbook of conducting Polymers", Marcel Dekker, Inc. New York, S. 838 ff, 1998 Bezugszeichenliste 100 Feldeffekt-Transistor
101 Substrat
102 Gate-Bereich
103 Schicht aus dielektrischem Material
104 Source/Drain-Bereich
105 Source/Drain-Bereich
106 Schicht mit halbleitendem Material (Body-Bereich)
200 Sensor
201 Elektrode aus Gold
202 Elektrode aus Gold
203 Isolatorschicht
204 Elektrodenanschluss
205 Elektrodenanschluss
206 DNA-Sondenmoleküle
207 Analyt
208 DNA-Strang
300 Biosensor
301 Substrat
302 Feldeffekt-Transistor
303 Gate-Bereich
304 Schicht aus dielektrischem Material
305 erster Source/Drain-Bereich
306 zweiter Source/Drain-Bereich
307 Schicht mit halbleitendem Material
308 Passivierungsschicht
309 Erfassungseinheit
310 Fängermoleküle
311 leitende Verbindung
312 Kompartimentierung
313 Proben/Reaktionsraum
314 weitere Bauelemente der Erfassungseinheit
400 Biosensor
401 Erste Elektrode
402 Zweite Elektrode
403 Isolatorschicht
404 Haltebereich erste Elektrode
405 DNA-Sondenmolekül
406 zu untersuchende Lösung
407 DNA-Strang
408 Enzym
409 Spaltbares Molekül
410 Negativ geladenes erstes Teilmolekül
411 Pfeil
412 Weitere Lösung
413 Oxidiertes erstes Teilmolekül
414 Reduziertes erstes Teilmolekül
500 Diagramm
501 Y-Achse, elektrischer Strom
502 X-Achse, Zeit
503 Stromfluss
504 Anfangswert
600 Biosensor
601 Substrat
602 Transistoren
603 Auswerteschaltung
604 elektrisch leitendes Material
605 Ringelektrode
700 Biosensor
701 Substrat
702 Transistoren
703 Erfassungs- und Immobilisierungs-Einheiten
704 Auswerteschaltung
705 leitfähiges Material
706 Mikrofluidik-Kammer
707 Deckel
708 Seitenwand
709 Anschluss für Pumpsystem
800 Biosensor
801 Substrat
802 Auswerteschaltung aus Polymertransistoren
803 Erfassungseinheit
804 leitende Verbindung
900 Biosensor
901 Substrat
902 Erfassungseinheit
903 mit Erfassungseinheit gekoppelte Auswerteschaltung
1000 Biosensor
1001 Substrat
1002 Photodiode
1003 Auswerteschaltung mit Polymertransistoren
1004 Leiterbahn

Claims

1. Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren
mit mindestens einer Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren,
mit mindestens einer Erfassungseinheit zum Erfassen eines Detektionssignals, mit dem die Existenz makromolekularer Biopolymeren angezeigt wird, und
mit einer mit der Erfassungseinheit gekoppelten Auswerteschaltung für das Signal, wobei die Auswerteschaltung mindestens ein Bauelement mit einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material aufweist.

2. Biosensor nach Anspruch 1, bei dem die halbleitende Schicht ein organisches inertes Polymermaterial als Matrixmaterial aufweist, in das anorganische halbleitende Partikel eingebettet sind.

3. Biosensor nach Anspruch 1, bei dem die halbleitende Schicht ein organisches halbleitendes Material aufweist.

4. Biosensor nach einem der Ansprüche 1 bis 3, bei dem das mindestens eine Bauelement der Auswerteschaltung ein Transistor ist.

5. Biosensor nach Anspruch 4, bei dem die halbleitende Schicht den Body-Bereich des Transistors bildet.

6. Biosensor nach Anspruch 5, bei dem der Transistor ein organischer Dünnfilm-Transistor ist.

7. Biosensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem das halbleitende organische Material aus der Gruppe ausgewählt wird, die aus Pentazen, Antrazen, Tetrazen, Oligothiophen, Polythiophen, Polyanilin, Poly-p-phenylen, Poly-p-phenylvinylen, Polypyrrol, Phthalocyanin, Porpyhrin und Derivaten davon besteht.

8. Biosensor nach einem der Ansprüche 4 bis 7, bei dem die gesamte Auswerteschaltung aus Transistoren mit zumindest einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material besteht.

9. Biosensor nach einem der Ansprüche 1 bis 8, bei dem die Erfassungseinheit zugleich als die mindestens eine Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren ausgebildet ist.

10. Biosensor nach einem der Ansprüche 1 bis 8, bei dem die mindestens eine Einheit zum Immobilisieren auf der Erfassungseinheit angeordnet ist.

11. Biosensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem die Erfassungseinheit eine Elektrode, eine Photodiode oder einen Transistor aufweist.

12. Biosensor nach Anspruch 11, bei dem die Photodiode ein halbleitendes organisches Material aufweist.

13. Biosensor nach Anspruch 12, der eine Filterschicht zur Verringerung oder zum Abhalten der Anregungsstrahlung von der Photodiode aufweist.

14. Biosensor nach Anspruch 11, bei dem die Elektrode aus einem Elektrodenarray besteht.

15. Biosensor nach Anspruch 11 oder 14, bei dem die Elektrode Gold, Palladium, Platin, Titan, Silber oder ein elektrisch leitfähiges organisches Material aufweist.

16. Biosensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, der eine Vielzahl von Erfassungseinheiten mit gekoppelter Auswerteschaltung aufweist.

17. Biosensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, der ferner eine Referenzelektrode aufweist.

18. Biosensor nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem die Erfassungseinheit in einer Mikrofluidik-Kammer angeordnet ist.

19. Verfahren zur Herstellung eines Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren, das die Schritte aufweist, dass auf oder in einem Substrat
mindestens eine Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren ausgebildet wird,
mindestens eine Erfassungseinheit zum Erfassen eines Detektionssignals, mit dem die Existenz makromolekularer Biopolymeren angezeigt wird, ausgebildet wird,
und eine mit der Erfassungseinheit gekoppelte Auswerteschaltung für das Signal aufgebracht wird, wobei die Auswerteschaltung mindestens ein Bauelement mit einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material aufweist.

20. Verfahren nach Anspruch 19, bei dem das Bauelement der Erfassungsschaltung ein Transistor ist.

21. Verfahren nach Anspruch 20, bei dem die halbleitenden Schicht mit dem organischen Material den Bodybereich des Transistors bildet.