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Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Anreicherung von Proteinen aus einer wässrigen Flüssigkeit mit Hilfe eines Schaumes und die Verwendung von einem Rohr oder analogem Gebilde, enthaltend innere Strukturen oder ein oder mehrere Feststoffmaterialien, bei der Zerschäumung einer Flüssigkeit.
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Beträchtliche Mengen an Proteinen können in Abwässern und Prozesswässern aus der Verarbeitung von Pflanzen oder pflanzlichen Materialien enthalten sein. Bei der Verarbeitung von 65 Millionen t Kartoffeln europaweit (2004) fallen ca. 6 Millionen t proteinhaltiges Wasser an, aus denen rein rechnerisch 120000 t Proteine gewonnen werden könnten.
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Die Kartoffel ist reich an Proteinen mit einer sehr ausgewogenen Aminosäurezusammensetzung. Das bei der Stärkegewinnung in großen Mengen anfallende Kartoffelfruchtwasser enthält etwa 1 bis 2,5 Gew.-% Proteine.
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Die Abtrennung und Isolation von nur minimal denaturierten oder veränderten Proteinen aus Kartoffelfruchtwasser ist schwierig. Frisches Kartoffelfruchtwasser ist ein komplexes Gemisch aus Proteinen, Resten von Stärke, Mineralien, toxischen Glykoalkaloiden und monomeren und polymeren, sehr reaktiven Phenolverbindungen. Die Luftoxidation dieser Phenolverbindungen verursacht eine schnelle Verfärbung des Kartoffelfruchtwassers. Während dieses Oxidationsprozesses können die Proteine weiter reagieren, vernetzt und denaturiert werden.
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Verbreitet sind Verfahren, die eine Abtrennung der Proteine über eine Ausfällung nach Koagulation erreichen. Koagulation erfolgt durch Wärme und/oder Verschiebung des pH-Wertes. Ein solches Verfahren ist beispielsweise in der
DE 10 2006 050 620 A1 beschrieben. Bei diesen Verfahren können nur denaturierte Proteine gewonnen werden. Außerdem müssen eventuell eingesetzte Hilfsreagenzien, wie organische Säuren oder Salze wieder abgetrennt werden. Schonendere Verfahren sind Membranverfahren, wie die Ultrafiltration und die Membranadsorption. Diese Verfahren zeichnen sich durch einen hohen Wirkungsgrad aus. Diese Verfahren sind aber sehr aufwändig und anfällig für Fouling der Membranen.
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Ein weiteres Verfahren zur Gewinnung von Protein aus dem Fruchtwasser der Kartoffeln wird in der
DE 660992 C1 beschrieben. Es wird mit Hilfe eines Gases wie Kohlendioxid ein Schaum erzeugt, in dem das Protein angereichert ist und mit dem Schaum abgetrennt werden kann. Ein solches Verfahren wird zur Anreicherung und Isolierung oberflächenaktiver Stoffe, darunter auch Proteine, in der
DE 960239 C1 beschrieben. Verfahren mit einer Anreicherung gelöster oberflächenaktiver Stoffe in einem Schaum sind unter den Begriffen Zerschäumung, Zerschäumungsanalyse oder im Englischen „adsorptive bubble separation“ bekannt. Verfahren der Zerschäumung sind beispielsweise in
DE 327976 C1 ,
DE 660992 C1 und
DE 960239 C1 beschrieben.
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Bei den genannten Verfahren enthält das gewonnene Kartoffelprotein in der Regel einen nicht tolerierbaren Gehalt an Glykoalkaloiden, der einen Einsatz im Lebensmittel- und Pharmabereich ausschließt.
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Wünschenswert ist ein Verfahren zur Gewinnung nativer Proteine ohne toxische Begleitstoffe, das technisch einfach durchzuführen ist.
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Aufgabe der Erfindung ist somit die Schaffung eines alternativen Verfahrens zur Gewinnung von Proteinen, insbesondere nativen Proteinen, aus einer Flüssigkeit.
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Gelöst wurde die Aufgabe durch ein Verfahren mit den in Anspruch 1 beschriebenen Merkmalen.
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Das Verfahren dient zur Anreicherung, Gewinnung oder Entfernung von Proteinen aus einer wässrigen Flüssigkeit, wobei Gasblasen in der Flüssigkeit mittels Wasserstoffgas oder eines Wasserstoffgas enthaltenden Gasgemisches erzeugt werden und dadurch ein Schaum gebildet wird, der Proteine enthält, und der Schaum durch einen länglichen Hohlraum (z.B. ein Rohr, ein rohrartiges Gebilde, eine Säule, ein Schacht, ein Kanal) geleitet wird, der innere Strukturen oder ein oder mehrere Feststoffmaterialien enthält.
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In der Regel wird ein Gefäß verwendet, das einen rohrartigen oder schachtartigen Abschnitt oder ein angeschlossenes Rohr oder analoges Gebilde aufweist, worin innere Strukturen oder ein oder mehrere Feststoffmaterialien enthalten sind (modifiziertes Schaumrohr).
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In dem Schaum werden Proteine angereichert. Der Schaum wird genutzt, um lösliche, nicht denaturierte Proteine zu gewinnen. In der Regel wird zur Gewinnung von Proteinen oder einem proteinhaltigen Produkt wie auch zur Reinigung der Flüssigkeit Schaum von der Flüssigkeit durch eine geeignete Vorrichtung getrennt und abgeführt, z.B. durch Schaumableiten oder Schaumentnahme.
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Die Vorrichtung ist beispielsweise eine ungeteilte oder geteilte Elektrolyse-Zelle oder ein Elektrodenraum einer Elektrolyse-Zelle, die mit einem Schacht, einem Kanal, einem Rohr oder rohrartigen Gebilde verbunden ist oder einen Bereich aufweist, in dem der gebildete Schaum aufsteigen kann.
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Schaumbildung und Schaumabführung (Trennung von Schaum von der Flüssigkeit in der Vorrichtung) führen zu einer Abreicherung der Flüssigkeit von Proteinen, die sich im Gefäss oder Behälter der Schaumerzeugung befindet. Eine Schaumabführung (Schaumabtrennung) kann über einen Überlauf erfolgen. Der abgetrennte Schaum wird zur Proteingewinnung weiter aufgearbeitet. In der Regel wird der Schaum gebrochen (Schaumzerstörung) und in eine Flüssigkeit überführt. Dieses flüssige Produkt (Proteinlösung) kann zur Gewinnung enthaltener Proteine oder zu einem Proteinkonzentrat weiter aufgearbeitet werden. Geeignete Verfahren zur Aufarbeitung solcher Proteinlösungen sind dem Fachmann bekannt.
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Bei dem Verfahren mit modifiziertem Schaumrohr werden Proteine oder Proteinlösungen mit weniger Verunreinigungen oder unerwünschten Begleitstoffen erhalten. Durch Auswahl der Feststoffmaterialien kann das Verfahren an die eingesetzte Flüssigkeit angepaßt werden.
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Im Rahmen der vorliegenden Erfindung wird unter dem Begriff „Protein" jedes Protein verstanden, das pflanzlichen oder tierischen Ursprungs ist. Unter dem Begriff „Protein" wird jedes Molekül verstanden, das mindestens zehn Aminosäuren umfasst. Damit sind im Rahmen der vorliegenden Erfindung auch Peptide, Oligopeptide und Polypeptide vom Begriff „Protein" umfasst.
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Die eingesetzte Flüssigkeit ist bevorzugt Pflanzenfruchtwasser. Unter dem Begriff ,,Pflanzenfruchtwasser" wird dabei jede Flüssigkeit verstanden, die gelöstes Pflanzenmaterial oder gelöste pflanzliche Stoffe enthält. Der Begriff "Pflanzenfruchtwasser" umfasst Prozesswasser aus der Verarbeitung von Pflanzen, Pflanzenteilen oder Pflanzenprodukten. Pflanzenfruchtwasser kann aus Pflanzenabfällen von Agrar- oder Nutzpflanzen oder deren Pflanzenprodukte, z.B. Pflanzenschalen oder Pflanzenreste, insbesondere Kartoffelschalen, gewonnen werden. Pflanzenfruchtwasser kann durch Pressen, Extraktion oder durch Waschen von Pflanzenmaterial, insbesondere von geschnittenen oder zerkleinerten Pflanzen, Pflanzenteilen oder Pflanzenprodukten, erhalten werden. Als Lösemittel, Extraktionsmittel oder Waschflüssigkeit wird bevorzugt Wasser eingesetzt. Dem Wasser können Hilfsmittel oder andere Lösemittel zugesetzt sein. Es kann im Rahmen der vorliegenden Erfindung jedoch jedes Lösungsmittel eingesetzt werden, das dem Fachmann für den erfindungsgemässen Zweck als geeignet bekannt ist. Desweiteren kann Pflanzenfruchtwasser durch jedes Verfahren hergestellt werden, das dem Fachmann als geeignet bekannt ist.
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Pflanzenfruchtwasser fällt insbesondere bei der Verarbeitung von Agrar- oder Nutzpflanzen oder deren Pflanzenprodukte an. Solche Agrar- oder Nutzpflanzen oder deren Pflanzenprodukte sind beispielsweise Mais, Reis, Gerste, Weizen, Roggen, Hafer, Hirse, Soja, Tapioka, Topinambur, Kartoffeln und Süsskartoffeln, Spargel, Schwarzwurzel, Rote Beete, Cassava, Maniok, Tannia, Canna, Yamswurzel, Pfeilwurzel, Wasserbrotwurzel, Emmer, Raps, Gurken, Melonen, Kürbis, Nüsse, Erdnüsse, Sonnenblumenkerne, Zuckerrohr, Zuckerrübe, Karotte, Möhre, Kohl, Kohlrabi, Äpfel oder Weintrauben.
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Das Verfahren ist geeignet zur Abtrennung von tierischen Proteinen aus Flüssigkeiten. Flüssigkeiten, die tierische Proteine enthalten, erhält man beispielsweise aus Prozessen, die Eier, insbesondere Hühnereier, Fleisch, Geflügel, Fisch, Krabben, Muscheln oder Schnecken verarbeiten, sowie deren Abfällen und Abfalllösungen, sowie aus Blut, Knochen, Gräten, Tierhäuten und Tierschalen, aber auch aus Abfalllösungen oder Flüssigkeiten aus der Verarbeitung von Milch, Molke und Käse.
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Flüssigkeiten und Lösungen sind insbesondere Abwasser, Prozesswasser, Waschwasser, die bei der Verarbeitung von Tiermaterial oder Tierprodukten entstehen.
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Bei dem Verfahren verwendbare Flüssigkeiten enthalten z.B. 0,01 bis 10 Gew.-% Proteine, insbesondere 0,1 bis 5 Gew.-% Proteine oder 0,1 bis 3 Gew.-% Proteine. Auch Flüssigkeiten mit niedrigem Proteingehalt sind in dem Verfahren verwendbar. Typisch ist der Einsatz von Flüssigkeiten oder Lösungen mit einem Proteingehalt im Bereich von 1 bis 3 Gew.-% Proteine bzw. Protein. Aber auch Verdünnungen dieser Lösungen um Faktoren bis 1:25 sind einsetzbar und insbesondere dann sinnvoll, wenn Proteine aus verunreinigten Lösungen extrahiert werden sollen.
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Bei dem Verfahren gemäß der Erfindung wird Wasserstoffgas oder ein Wasserstoffgas enthaltendes Gasgemisch zur Bildung von Schaum verwendet. Vorteilhaft wird das Gas elektrochemisch erzeugt.
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Elektrochemisch erzeugte Gasblasen haben den Vorteil, dass ihre Dimensionen steuerbar sind und kleiner sind als bei durch poröse Strukturen (z.B. Fritte) gepresste Druckgase und damit höhere Oberflächen aufweisen. Als zusätzlicher Parameter zur Steuerung von Adsorptionsprozessen und deren Selektivität wird die Polarisierung der Gasblasen im elektrischen Feld vor der gaserzeugenden Elektrode genutzt.
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Gasmenge, Gasblasenmenge und Gasflussrate können durch Veränderung der Stromdichte an der Kathode eingestellt werden.
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Für die elektrochemische (elektrolytische) Erzeugung von Wasserstoffgas sind im Allgemeinen Elektroden verwendbar, die für eine kathodische Wasserstoffentwicklung geeignet sind. Sie enthalten z.B. Platin, Nickel, Eisen oder Edelmetallmischoxide.
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Der Elektrolyt, insbesondere der Katholyt (Elektrolyt im Kathodenraum), besitzt bevorzugt einen pH-Wert im Bereich von 4 bis 9, bevorzugter von 4 bis 8,8, weiter bevorzugt von 4 bis 8,5, noch bevorzugter von 4,5 bis 8,2, besonders bevorzugt von 4,5 bis 8,0 und am meisten bevorzugt von 4,8 bis 6,5. In der Regel werden die Flüssigkeiten, z.B. Pflanzenfruchtwasser, als Elektrolyt eingesetzt.
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Pflanzenfruchtwasser, z. B. Kartoffelfruchtwasser, hat gewöhnlich einen pH-Wert im Bereich von pH 4 bis pH 7. Der pH-Wert der Flüssigkeit kann auf den gewünschten Wert eingestellt werden.
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Die elektrochemische Erzeugung von Wasserstoffgas erfolgt in ungeteilter oder geteilter Zelle. Vorteilhaft werden in dem Verfahren eine oder mehrere geteilte Elektrolyse-Zellen eingesetzt, die diskontinuierlich (Batch-Betrieb) oder kontinuierlich (Durchfluss-Betrieb) betrieben werden. Die geteilte Elektrolysezelle kann insbesondere eine Durchflusszelle sein.
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Die Elektrolyse erfolgt in der Regel bei einer Temperatur im Bereich von 0 °C bis 40 °C, vorzugsweise im Bereich von 10 °C bis 30 °C, insbesondere im Bereich von 15 °C bis 30 °C oder im Bereich von 15 °C bis 25 °C. Beispielsweise erfolgt die Elektrolyse bei Raumtemperatur.
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Die extraktive Anreicherung von Proteinen bei der Zerschäumung einer proteinhaltigen Flüssigkeit wird durch den Einsatz eines Rohres oder analogen Gebildes mit inneren Strukturen oder enthaltenen Feststoffmaterialien (Verfahren mit modifiziertem Schaumrohr) verbessert.
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In dem bevorzugten Verfahren enthält der vom Schaum zu durchwandernde Raum (z.B. Rohr, Kanal oder analoges Gebilde) ein zusätzliches Feststoffmaterial. Dieses Feststoffmaterial kann eine Partikelschüttung sein oder auch eine den Querschnitt des Kanals vollständig ausfüllende (in Strömungsrichtung angeordnete) Anordnung (Array) von Röhrchen oder Ringen geringen Durchmessers. Je nach Anwendungsfall können auch Raschigringe, Sattelkörper, sphärische Teile, Kugeln oder andere Füllkörper eingesetzt werden, die eine hohe innere Oberfläche aufweisen können. Die Füllkörper können beschichtet sein. Die Beschichtung enthält z.B. ein Adsorptionsmaterial, Adsorbens, Ionenaustauschermaterial oder ein Trennmaterial, wie es in der Chromatographie eingesetzt wird. Das Adsorbens kann gezielt ausgewählt werden, um einen bestimmten Stoff aus dem erzeugten Schaum zu entfernen.
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Die Füllung des Schaumkanals mit Füllkörpern hat zweierlei Wirkung. Einerseits stößt die Schaumfront immer wieder an mechanische Hindernisse und muß sich umorganisieren, was zu einem zusätzlichen Drainage- und damit Anreicherungseffekt der Zielkomponente im Schaum führt. Anderseits – im Falle von oberflächenreichen und/oder oberflächenaktiven Füllkörpern – tritt durch die Adsorptions- und Desorptionsvorgänge ein Trenneffekt wie in der Chromatographie auf.
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Bei Einsatz elektrisch leitfähiger Materialien als Feststoffmaterial kann ein besonderer Effekt genutzt werden. Der Trenneffekt in der Schaumsäule kann verstärkt werden, indem an das leitfähige Material ein elektrisches Potential angelegt wird. Eine elektrische Polarisierung der Oberfläche der leitfähigen Feststoffmaterialien, z.B. elektrisch leitfähige Füllkörper, kann zu einer weiteren Selektivität des Trenn- und Anreicherungsvorganges führen. Geeignete Materialien sind beispielsweise leitfähige Kohlenstoffmaterialien wie Grafit, Ruß, Kohlenstoff-Nanoröhrchen, Kohlenstoffschäume, leitfähige Polymere, Metalle oder Metallschäume. Vorteilhaft sind vorbehandelte Kohlenstoffmaterialien, Aktivkohle oder derivatisierter Glaskohlenstoff, die proteinogene Substanzen adsorbieren. Es können leitfähige Beschichtungen auf Feststoffmaterialien oder inneren Strukturen eingesetzt werden. So sind entsprechend beschichtete Füllkörper, Formkörper oder schlüssig eingebaute Wabenkörper einsetzbar.
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Leitfähige Materialien oder Beschichtungen können polarisiert werden. Für die Polarisierung eines elektrisch leitfähigen Feststoffmaterials oder eines Feststoffmaterials mit elektrisch leitfähiger Beschichtung wird ein Potential für einen bestimmten Zeitraum angelegt. Allen leitfähigen Materialien ist gemein, dass nach erfolgter, potential-gesteuerter Absorption eine gezielte Desorption durch Änderung des angelegten Potentials möglich ist. Vorteilhaft wird eine Änderung der Polarität des Potentials für eine gezielte Desorption genutzt. Beispielsweise wird von einem negativen Potential auf ein positives Potential gewechselt.
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Mittels angelegtem Potential wird eine Trennung von Proteinen und anderer polarisierbarer Substanzen bei der Zerschäumung verbessert. Dies ist besonders vorteilhaft bei der Abtrennung von Proteinen aus Kartoffelfruchtwasser, ein Verfahren bei dem Produkte mit sehr geringem Gehalt an Glykoalkaloiden angestrebt werden.
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Je nach Materialeigenschaften kann das oberflächlich wirksame Potential in weiten Grenzen variiert werden. Die eingesetzten Potentiale liegen im Niedervoltbereich und werden so gewählt, dass keine elektrolytischen Prozesse erfolgen. Zweckmäßigerweise erfolgt die Ermittlung des geeigneten Elektrodenpotentials in einer separaten voltammetrischen Meßeinrichtung unter Zugabe der zu adsorbierenden Substanz zu einem abgereicherten Fruchtwasser.
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Die Kontaktierung dieser Materialien erfolgt in der Regel mittels inerter Feeder-Elektroden, die im Bereich der angelegten Spannung keine elektrochemische Aktivität zeigen. Sie sind vorzugsweise mit einer Schicht aus leitfähigem Diamant überzogen, an der materialbedingt weder elektrochemische Reaktionen noch Adsorptionsvorgänge stattfinden können.
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Die „Feeder“-Elektroden werden mit einem Pol einer elektrischen Gleichstromquelle verbunden. Der Gegenpol wird z.B. in geeigneter Weise mit den jeweils entsprechend gleichpolaren Elektroden oder einer Hilfselektrode im schaumerzeugenden Zellstapel verschaltet.
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Das Potential, das dem elektrisch leitfähigen Feststoffmaterial (Packungsmaterial im Schaumrohr) aufgeprägt wird, um Glykoalkaloide adsorptiv zurückzuhalten, wird, nach voltammetrischer Bestimmung und abhängig vom „Salzgehalt“, beispielsweise im Bereich von –0,3V bis –0,6V eingestellt. Die Potentialbestimmung erfolgt mittels einer handelsüblichen Referenzelektrode, die in das Fruchtwasser in der Nähe einer Hilfselektrode eintaucht und mit deren Hilfe das Elektrodenpotential bestimmt wird. Mit deren Kenntnis kann das Elektrodenpotential der Stromzuleitungen im Bereich des Schaumrohres und damit das Potential der elektrisch kontaktierten leitfähigen Materialien (z.B. Füllkörper, Partikelbett) eingestellt werden.
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Wird eine Anreicherung von Protease-Inhibitoren bei reduziertem Gehalt an Patatin angestrebt, so verfährt man analog zur vorbeschriebenen Verfahrensweise. Das elektrische Potential an den Zuleitungen im Bereich des Schaumrohres (Kontaktierung des Feststoffmaterials, z.B. Partikelbett) liegt dann im Bereich von +0,3V bis +0,9V je nach Ionenstärke und pH-Wert des Fruchtwasers.
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Die Erfindung wird anhand der Zeichnung und den nachfolgenden Beispielen erläutert.
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Es zeigen
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1: Schema einer Elektrolyse-Zelle (Versuchszelle) im Längsschnitt,
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2: Schema eines modifizierten Schaumrohres im Längsschnitt und
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3: Schema eines modifizierten Schaumrohres im Querschnitt.
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Das in 1 gezeigte Gefäß 1 (Elektrolyse-Zelle, ungeteilt) ist aus Glas und dient zur Aufnahme der Flüssigkeit und zur Schaumerzeugung durch elektrolytische Gasentwicklung. Es enthält die Elektroden 2 (hier als Elektrodenstapel) mit den Stromzuleitungen 3 (anodisch), 3' (kathodisch). Gefäß 1 weist einen Anschlußstutzen 4 (Flansch, Planschliff) zum Anschluß des Schaumrohres und mehrere Eingänge 5 für Leitungen. Im Gefäß 1 befindet sich eine pH-Elektrode 6. Die Stromzuleitungen 3, 3' sind mit einer Gleichstromquelle (nicht gezeigt) verbunden.
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Das modifizierte Schaumrohr 7 von 2 wird über den Anschluß 4' mit dem Gefäß 1 verbunden. Es dient zur Ausbildung einer Schaumsäule aus in Gefäß 1 gebildetem Schaum. Entlang des Rohres befinden sich Eingänge 5 für die Elektroden zur Anlegung eines Potentials (Feeder-Elektroden), die mit den Zuleitungen 10 verbunden sind, die alle auf gleichem Potential liegen. In dem Schaumrohr 7 befindet sich über die gesamte Länge, über dem Stützgitter 9, das Feststoffmaterial 8 (hier leitendes Feststoffmaterial oder Feststoffmaterial mit leitfähiger Beschichtung), beispielsweise ein Partikelbett oder Füllkörper. Am oberen Ende des Rohres ist ein Anschluß 4“ angebracht, an dem beispielsweise ein Überlauf angeordnet werden kann. 3 zeigt das modifizierte Schaumrohr 7 im Querschnitt.
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Beispiele
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1. Experimenteller Grundaufbau
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Eine stationäre, ungeteilte Elektrolyse-Zelle 1 wird im Satzbetrieb eingesetzt. Das Zellengefäß 1 besteht aus einem unten geschlossenen Glasrohr mit einem Nenndurchmesser von 10 cm (DN100), dessen obiger Rand mit einem planaren Flansch 4 mit O-Ringnut versehen ist. An diesem Glasrohr sind verschiedene kleinere Glasrohre (Eingänge 5) angeschmolzen mit Quetschverschraubungen zur flüssigkeitsdichten Einführung der Stromzuleitungen 3, 3' für die Elektroden 2, der Sonden 6 für die pH- und Temperatur-Messung, die Zuleitungen für die Lösung zur pH-Wertkorrektur und zum Absaugen des abgeschäumten und abgereicherten Fruchtwassers. In diesem Glasrohr wurde ein Elektrodenstapel 2 aus aufeinander gepressten Kathoden- und Anoden-Gitterelektroden montiert, die mit Kunststoffgitter-Abstandshaltern (Abstand d = 1mm) voneinander isoliert sind. Die Kathoden bestehen aus Edelstahlnetzen, die Anoden aus mit Edelmetall-Mischoxiden beschichtetem Streckmetall aus Titan.
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Die Glaszelle 1 taucht in ein thermostatisiertes Bad, um die Arbeitstemperatur konstant zu halten. Die Glaszelle 1 wird in jedem der nachfolgenden Ausführungsbeispielen mit dem gleichen Flüssigkeitsvolumen gefüllt, so dass sich immer die gleiche Flüssigkeitssäule ergibt, d.h. die Gasblasen müssen in jedem Beispiel die gleiche Wegstreckenlänge in der Flüssigkeit zurücklegen. Diese Wegstrecke beträgt 35 cm.
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Am oberen Ende 4 des Gefäßes wird das Schaumrohr 7 angeflanscht, in dem der Schaum aufsteigt. Es ist entweder leer oder modifiziert. Die Länge des Rohrs beträgt 75cm. Am oberen Ende 4“ des Schaumrohrs 7 befindet sich eine Vorrichtung zur Sammlung des proteinhaltigen Schaums.
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Während der Zerschäumung wird der Schaum ständig entnommen und separat bei einer Temperatur unter 5 °C bis zur Aufarbeitung gelagert.
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Die Aufarbeitung erfolgt durch Vakuumtrocknung, wodurch das Proteinpulver erhalten wird, das mittels BCA-Bestimmung und HPLC analysiert wird (siehe unten).
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2. Zerschäumung mit Schaumrohr ohne Modifizierung
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In die Apparatur 1 wurde verdünntes Kartoffelfruchtwasser mit einem Gehalt von 0,8 g/L Protein (nach BCA-Bestimmung) eingefüllt. Das Volumen betrug 4,0 L, der anfängliche pH-Wert wurde auf 6,0 eingestellt und die Temperatur betrug bei Beginn 15 °C. Zur Konstanthaltung des pH-Wertes wurde ein pH-Wert-Regler eingesetzt, der mittels Zugabe von konzentrierter Essigsäure durch eine Dosiervorrichtung den pH-Wert konstant hielt. Die Elektrolyse zur Zerschäumung startete bei einer Stromstärke von 4 A und einer Zellspannung von 4,5V und wurde nach 3 Stunden abgebrochen.
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Die BCA-Bestimmung des Schaums ergab eine Aufkonzentrierung von Protein um den Faktor 4,6 bezogen auf den Protein-Gehalt des eingefüllten Kartoffelfruchtwassers.
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Insgesamt wurde nach Trocknung des Schaums im Vakuum ein proteinhaltiges Pulver mit der Masse von 2,3 g mit einem Proteingehalt von 22% (nach BCA-Bestimmung) erhalten.
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Die Bestimmung des Gehalts der Protease-Inhibitoren erfolgt mittels Größen-Ausschluß-Chromatographie. Der ermittelte Wert betrug 26% bezogen auf die Trockenmasse. Die Bestimmung der unerwünschten Glykoalkaloiden beschränkte sich auf die HPLC-Analyse von Solanin, aus dem Analysenwert errechnet sich ein Gehalt von 350ppm bezogen auf die Trockenmasse, was einer Überschreitung des zulässigen Wertes um 233% entspricht (max. Sollwert 150 ppm).
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3. Beispiel mit modifiziertem Schaumrohr, gefüllt mit Grafitringen
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In das leere Schaumrohr 7 wurden Grafitringe mit einem Durchmesser von 25mm, einer Höhe von 25mm und einem inneren Durchmesser von 17mm gefüllt. Das Schaumrohr wurde so modifiziert, dass die Schüttung 8 aus Grafitringen unten und oben durch ein grobes Edelstahlgitter 9 fixiert werden konnte.
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Die Verfahrensweise der Zerschäumung erfolgte mit den gleichen Parametern wie im vorigen Beispiel. Die Elektrolyse zur Zerschäumung startete bei einer Stromstärke von 4 A und einer Zellspannung von 4,5V und wurde nach 3 Stunden abgebrochen.
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Die BCA-Analyse des Schaums ergab eine Aufkonzentrierung von Protein um den Faktor 6,3 bezogen auf den Protein-Gehalt des eingefüllten Kartoffelfruchtwassers. Insgesamt wurde nach Trocknung des Schaums im Vakuum ein proteinhaltiges Pulver mit der Masse von 4,5 g mit einem Proteingehalt von 30% (BCA) erhalten.
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Der Gehalt an Protease-Inhibitoren wurde zu 28 Gew.-% bestimmt.
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Die Gehalt des Glykoalkaloids Solanin errechnet sich aus dem Wert der HPLC-Analyse zu 280 ppm bezogen auf die Trockenmasse.
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4. Beispiel mit modifiziertem Schaumrohr, gefüllt mit Grafitpartikeln
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In das leere Schaumrohr 7 wurden Teilchen aus porösem Grafitbruch mit einem mittleren Durchmesser von 5 mm gefüllt. Das Schaumrohr 7 wurde so modifiziert, dass die Schüttung 8 unten und oben durch ein feines Edelstahlgitter 9 fixiert werden konnte. Die Verfahrensweise der Zerschäumung erfolgte mit den gleichen Parametern wie im vorigen Beispiel. Die Elektrolyse zur Zerschäumung startete bei einer Stromstärke von 4 A und einer Zellspannung von 4,5V und wurde nach 3 Stunden abgebrochen.
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Die BCA-Analyse des Schaums ergab eine Aufkonzentrierung von Protein um den Faktor 9,4 bezogen auf den Protein-Gehalt des eingefüllten Kartoffelfruchtwassers. Insgesamt wurde nach Trocknung des Schaums im Vakuum ein proteinhaltiges Pulver mit der Masse von 7,5 g mit einem Proteingehalt von 45 Gew.-% (nach BCA-Bestimmung) erhalten.
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Der Gehalt der Protease-Inhibitoren errechnete sich zu 30 Gew.-%.
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Die Gehalt des Glykoalkaloids Solanin errechnet sich aus dem Wert der HPLC-Analyse zu 200 ppm bezogen auf die Trockenmasse.
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5. Beispiel mit modifiziertem Schaumrohr, gefüllt mit polarisierten Grafitpartikeln
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In das leere Schaumrohr 7 wurden Teilchen aus porösem Grafitbruch (keine Angabe zur Oberflächenrauhigkeit) mit einem mittleren Durchmesser von 5mm gefüllt. Das Schaumrohr wurde so modifiziert, dass die Schüttung 8 unten und oben durch ein feines Edelstahlgitter 9 fixiert werden konnte. Zusätzlich ist das Schaumrohr mit durch die Rohrwand eingeführten Kontaktstäben 10 aus inertem Material im Abstand 5cm versehen worden. Diese Kontaktstäbe ermöglichen die gleichmäßige Polarisierung der Grafitpartikelschüttung 8.
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Die Kontaktstäbe sind mit einer Gleichstromquelle verbunden, deren zweiter Pol mit einer geeigneten Schaltungsvorrichtung mit der entsprechenden Gegenelektrode im schaumerzeugenden Elektrodenstapel 2 verbunden ist.
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Mittels der Gleichstromquelle wird die Partikelbettschüttung 8 mit –0,5V polarisiert.
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Die sonstige Verfahrensweise der Zerschäumung erfolgte mit den gleichen Parametern wie im vorigen Beispiel. Die Elektrolyse zur Zerschäumung startete bei einer Stromstärke von 4 A und einer Zellspannung von 4,5V. Nach 3 Stunden und nachdem der Proteinschaum gesammelt worden war wurde zur Entfernung der im Partikelbett adsorbierten Substanzen dessen elektrische Polarisierung auf +0,6V umgeschaltet, und bei einer Stromstärke von 6A für einen Zeitraum von 0,3h „nachelektrolysiert“. Damit wird das Partikelbett gereinigt, ohne zusätzliche Massnahmen zur Elution ergreifen zu müssen.
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Die BCA-Analyse des Schaums ergab eine Aufkonzentrierung von Protein um den Faktor 9,6 bezogen auf den Protein-Gehalt des eingefüllten Kartoffelfruchtwassers.
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Insgesamt wurde nach Trocknung des Schaums im Vakuum ein proteinhaltiges Pulver mit der Masse von 7,7 g mit einem Proteingehalt von 47 Gew.-% (nach BCA-Bestimmung) erhalten.
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Die Bestimmung des Gehalts der Protease-Inhibitoren erfolgte mittels Größen-Ausschluß-Chromatographie. Der ermittelte Wert betrug 18 Gew.-%.
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Die Gehalt des Glykoalkaloids Solanin errechnet sich aus dem Wert der HPLC-Analyse zu 55 ppm bezogen auf die Trockenmasse.
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6. Analysen
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6.1 Probennahme
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Eingewogene flüssige oder feste Proben werden je nach Analysenmethode „unbehandelt“ oder in Pufferlösungen, wie TRIS-Puffer (40mM Tris, 300mM NaCl, 0,5% (w/w) Natriumbisulphit auf pH9 eingestellt) oder Harnstoff-Tris-Puffer (Tris-Puffer mit 8 M Harnstoff) gelöst bzw. konditioniert.
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6.2 Bestimmung von gelöstem Protein mit der BCA-Reaktion
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Die Analysemethode zur Bestimmung von gelöstem Protein ist beschrieben in „K. J. Wiechelmann, et al., Anal. Biochem., 1985, Bd. 175, S.231–237“.
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Gelöste Proteine können photometrisch im Bereich 0,5 µg–1,5 mg/mL indirekt bestimmt werden. Zweiwertige Kupferionen werden von Proteinfunktionen zu einwertigen Kupferionen reduziert, die mit Bicinchoninsäure einen violetten Farbstoff bilden, dessen Lichtabsorption bei einer Wellenlänge von 562 nm photometrisch für die quantitative Analyse verwertet wird.
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6.3 Protease-Inhibitoren mittels HPLC
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Die Bestimmung erfolgt mit der Größen-Ausschluß-Chromatographie mit einer Säule Sephadex G-75 und UV Detektion bei 280 nm (Lit.: Wannapa Sritanyarat, et al, Phytochemistry 67 (2006) 1644–1650).
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Bezugszeichenliste
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- 1
- Zellengefäß aus Glas (Elektrolyse-Zelle)
- 2
- Elektrodenstapel
- 3
- Stromzuleitung für Anoden
- 3'
- Stromzuleitung für Kathoden
- 4, 4', 4“
- Anschluß (Flansch, Planschliff)
- 5
- Eingangsöffnung
- 6
- pH-Elektrode oder Meßsonde
- 8
- Feststoffmaterial
- 9
- Stützgitter
- 10
- Kontaktstab mit Zuleitung (Feeder-Elektrode)
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ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Diese Liste der vom Anmelder aufgeführten Dokumente wurde automatisiert erzeugt und ist ausschließlich zur besseren Information des Lesers aufgenommen. Die Liste ist nicht Bestandteil der deutschen Patent- bzw. Gebrauchsmusteranmeldung. Das DPMA übernimmt keinerlei Haftung für etwaige Fehler oder Auslassungen.
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Zitierte Patentliteratur
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- DE 102006050620 A1 [0005]
- DE 660992 C1 [0006, 0006]
- DE 960239 C1 [0006, 0006]
- DE 327976 C1 [0006]
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Zitierte Nicht-Patentliteratur
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- K. J. Wiechelmann, et al., Anal. Biochem., 1985, Bd. 175, S.231–237 [0076]
- Wannapa Sritanyarat, et al, Phytochemistry 67 (2006) 1644–1650 [0078]
