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Gebiet der Erfindung
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Die Erfindung bezieht sich auf ein Zell-Gel-basiertes Injektionssystem zur Behandlung von Verletzungen des Bewegungsapparates, wie Knorpel, Epithelschichten, Knochen und der Haut, um durch Krankheiten oder Verletzung beschädigtes Gewebe von Mensch und Tier zu reparieren oder zu ersetzen. Das neuartige Injektionssystem beinhaltet einen speziellen Anmisch- und Vorratsbehälter mit einer neuen Zell-Gel Suspension.
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Hintergrund der Erfindung
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Es gibt heutzutage viele Behandlungsformen für Sehnendefekte bei Mensch und Tier. Eine wissenschaftlich validierte Sehnentherapie, die zu einer sicheren Wiederherstellung der ursprünglichen (Sport-)Leistung des Patienten führt, gibt es derzeit nicht [1]. Dies hat zur Folge, dass z. B. Pferde trotz medizinischer Versorgung bis zu einem Jahr vom Reitbetrieb ausfallen und ein beträchtliches Risiko tragen, sich an der gerade verheilten Stelle erneut zu verletzen [2]. Aufgrund der bisher sehr eingeschränkten Behandlungsoptionen bei Sehnendefekten wird zunehmend versucht, durch Applikation autologer Zellen in die Defektzonen die Regeneration des Gewebes zu verbessern. Ähnliche Probleme sind auch aus der Behandlung anderer defekter Gewebe, u. a. Knorpel, Epithelschichten, Knochen und der Haut bekannt.
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Stand der Technik
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In der orthopädischen und chirurgischen Praxis stellen Verletzungen des Sehnen- und Bandgewebes derzeit ein großes Problem dar. Neben traumatischen Verletzungen stehen v. a. auch degenerative Erkrankungen im Vordergrund. Für die Therapie stehen z. T. autologe Transplantate zur Verfügung, häufig wird jedoch auch lediglich ein primärer Wundverschluss vorgenommen. Als besonders problematisch wird angesehen, dass mit bisherigen Behandlungsmethoden die Funktionalität des erkrankten Sehnengewebes überwiegend nur zu 60% wiederhergestellt werden kann. Dies ist zumindest teilweise Ausdruck des geringen regenerativen Potentials des betroffenen Gewebes. Sehnen bestehen aus kollagenhaltiger Extrazellulärmatrix und den zwischengelagerten Sehnenzellen (Tenozyten). Diese hochspezialisierten Zellen sind mesenchymalen Ursprungs. Sie gewährleisten durch die Produktion extrazellulärer Matrix den strukturellen Aufbau der Sehne. Ihre geringe Anzahl und niedrige mitotische Aktivität in Kombination mit einer nur schwach ausgeprägten Vaskularisation resultieren jedoch in einer geringen Heilungskapazität [3]. Ein weiteres Problem ist die Tatsache, dass das gebildete Regeneratgewebe gegenüber gesundem Sehnengewebe häufig als minderwertig einzustufen ist. Um so mehr muss es Gegenstand der Forschung sein, Therapieoptionen zu entwickeln, mit deren Hilfe diese Defizite überwunden werden können.
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Im Rahmen innovativer Therapiestrategien werden daher zahlreiche Ansätze überprüft, um die körpereigene Heilungskapazität zu unterstützen und positiv zu beeinflussen. Ein Ansatz besteht darin, durch die Applikation heilungsfördernder Proteine eine Verbesserung der bisher zu erreichenden Therapieerfolge zu bewirken. Ebenso werden genbasierte Therapien hinsichtlich ihrer Anwendbarkeit überprüft, deren Ziel ebenfalls die Unterstützung des Heilungsprozesses ist.
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Darüber hinaus sehen zellbasierte Therapieverfahren vor, eine Verbesserung der Heilungsrate substanzieller Gewebedefekte durch Einbringen metabolisch aktiver Zellen in verletzte Gewebeareale zu erreichen. Wenngleich bis heute in der wissenschaftlichen Öffentlichkeit noch kein endgültiger Konsens darüber gefunden wurde, welcher Zelltyp letztlich am besten geeignet ist, besteht Einigkeit darüber, dass zellbasierte Verfahren als besonders vielversprechend einzustufen sind. Im Fokus weiterführender Untersuchungen stehen in diesem Zusammenhang vielfach die adulten mesenchymalen Stammzellen, da sie eine Vielzahl wichtiger Faktoren vereinigen. Zum einen ist eine Isolation dieser Zellen relativ einfach und wird in der Regel aus Knochenmarksaspiraten [4, 5], Fettgewebe [6–12], Muskelgewebe [13, 14] oder peripherem Blut [15] vorgenommen. Ein besonderer Vorteil hinsichtlich einer späteren klinischen Anwendung ist zudem darin zu sehen, dass es sich um hochproliferative Zellen handelt, deren Expansion in vitro möglich ist. Auf diese Weise können die relativ großen Zellmengen generiert werden, die für eine therapeutische Anwendung benötigt werden. Ein weiterer wichtiger Vorteil dieser Zellen besteht darin, dass sie in einer festgelegten Richtung in Zellen unterschiedlicher Gewebetypen differenziert werden können. Im Kontext der Therapie von Sehnenverletzungen bedeutet dies, dass Defektzonen nicht mit Narbengewebe, sondern mit vollwertigen Sehnenfasern ersetzt werden können. Dies spiegelt sich in einer verminderten Rezidivrate wider. Darüber hinaus sind unerwünschte Nebenwirkungen nicht zu erwarten, da es sich um Zellen handelt, die aus körpereigenen Geweben gewonnen werden, und so im Sinn einer autologen Transplantation übertragen werden können.
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Die Verwendung von mesenchymalen adulten Stammzellen aus Knochenmarksüberständen zur Behandlung von Sehnen-, Knochen- oder Knorpeldefekten ist aus dem Stand der Technik bekannt. Beispielsweise beschreibt
EP 1872789 A1 den Einsatz von Stammzellen für eine Heilung von verletztem Sehnengewebe.
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Eine weitere bekannte Zellquelle ist das Fettgewebe. Wie in vielen sich schnell entwickelnden Feldern, ist eine Vielzahl von Namen verwendet worden, um die an Plastik anhaftenden Zellen zu beschreiben, die von dem Enzym Collagenase aus Fettgewebe isoliert wurden. Jeder der folgenden Ausdrücke hat seine Verdienste: aus Fettgewebe gewonnene stromale Zellen (ASCs), aus Fettgewebe gewonnene adulte Zellen (ADAS), adipose derived stromale Zellen (ADSCs), aus Fettgewebe gewonnene mesenchymale Stammzellen (AdMSCs), lipoblast, pericyte, preadipocyte und verarbeitete lipoaspirate Zellen. Diese sehr uneinheitliche Nomenklatur hat eine verminderte Übersichtlichkeit zur Folge. Aus diesem Grund hat die internationale Technologie-Gesellschaft den Ausdruck „aus Fettgewebe gewonnener Stammzellen” (adipose-derived stem cells, ASCs) zur Bezeichnung plastikadhärenter multipotenter Zellen festgelegt. Dies spiegelt nicht zuletzt die hohe wissenschaftliche Aktivität in diesem Forschungsbereich wider und ist außerdem ein Indikator für einen relativ hohen Stand der Technik hinsichtlich der Isolation von Zellen aus Fettgewebe.
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Die therapeutische Verwendbarkeit der ASCs basiert darauf, dass diese Zellen Cytokine und Wachstumfaktoren in verletztes oder krankes Gewebe absondern, wodurch die Heilung angeregt wird. Injizierte ASCs können zudem die körpereigenen Stammzellen modulieren, indem Sie die Wanderung der endogenen Stammzellen zum Defektort anregen [16].
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Die Verwendung menschlichen Unterhautfettgewebes als mögliche Quelle der adulten oder körpereigenen Stammzellen wurde vielfach diskutiert. Dies ergibt sich nicht zuletzt aus einer erhöhten Ausdehnung von Korpulenz, da als Folge dieses Phänomens subkutanes Fettgewebe aus mittlerweile routinemäßig durchgeführten Eingriffen für weiterführende Untersuchungen zur Verfügung steht.
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Subkutanes Fettgewebe humaner Patienten wurde vielfach als Ausgangsmaterial für die Isolation der oben genannten ASCs genutzt. Für die aus diesem Gewebe gewonnenen Zellen konnte ein Stammzellcharakter eindeutig nachgewiesen werden. Der Beweise wurde durch eine Differenzierung entlang der osteogenen, adipogenen, myogenen und chondrogenen Linie erbracht [17]. Zusätzlich wurden ein typisches morphologisches Erscheinungsbild sowie ein stammzellspezifisches Oberflächenmarkerprofil nachgewiesen [18]. Aus diesen Charakteristika ergibt sich die Verwendbarkeit der ASCs zur Gewebeerneuerung in der Biotechnologie [19].
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Für die Behandlung von Verletzungen des Sehnen- und Bändergewebes sollen Stammzellen aus Unterhautfettgewebe isoliert werden. Die Aufbereitung des Gewebes mit dem Ziel der Zellisolation erfolgt in Analogie zu den Verfahren, die für die Aufbereitung humanen Gewebes bekannt ist. Der Heilungseffekt, die Isolierung und Expansion von aus Fettgewebe isolierten mesenchymalen adulten Stammzellen ist ebenfalls aus dem Stand der Technik bekannt. Siehe dafür die Patentanmeldung
WO 2005/035742 . Die in dieser Erfindung beschriebenen Stammzellen werden aus Unterhautfettgewebe isoliert und mit einem Trägermaterial und körpereigenem Serum kombiniert, wodurch sich ein innovatives, applikationsfertiges Produkt ergibt.
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Der Stammzellcharakter von aus Hunde-Fettgeweben gewonnenen Zellen konnte durch deren Differenzierbarkeit in Osteoblasten und in Adipozyten bereits grundsätzlich nachgewiesen werden. Die Methode zur Identifikation und Isolation mesenchymaler Stammzellen aus menschlichem Fettgewebe, wurde für Zellen von Hunde-Fettgeweben modifiziert. Für die Differenzierung wurden die Protokolle für humane Zellen getestet und den Ansprüchen der tierischen Zellen angepasst [20].
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Neben der grundsätzlich möglichen Gewinnung mesenchymaler Stammzellen aus dem Fettgewebe, wurde im Hinblick auf die Verwendung im Rahmen regenerativer Therapiestrategien das Überleben und Wachsen von Gewebevorläuferzellen in Hydrogelen überprüft (vgl. Patent
DE 699 35 786 T2 . In diesem Patent wird eine flüssige Hydrogel-Zell-Zusammensetzung in eine Trägerstruktur eingebracht um beschädigtes Gewebe bei Lebewesen zu reparieren oder zu ersetzen.). Hintergrund dieser Arbeiten ist die Entwicklung eines applikationsfreundlichen Zell-Matrix-Konstruktes, das eine präzise Einbringung von Zellen in Gewebedefekte erlaubt und zusätzlich dazu beiträgt, die Zellen zumindest initial ortsständig zu halten. Als gelierbare Matrix können unter anderem folgende Substanzen verwendet werden: Agarose, Agar Agar, Algina, Xanthan, Gelatine, Polysaccharide, Fibrin, Polyurethane, Collagen, Chitosan.
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Aufgabenstellung
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Der Erfindung liegt daher die Aufgabe zugrunde, eine Lösung zu schaffen, die es ermöglicht, eine Kombination von einem Trägermaterial, das explizit an die Ansprüche von verletztem Gewebe angepasst werden kann, und einer auf therapeutische Mengen expandierten Stammzellsuspension zu vereinen. Eine gelierbare Matrix kann in einem dreischichtigen System in Kombination mit einem Zellgemisch zur der Behandlung von verletztem Gewebe bei Mensch und Tier eingesetzt werden. Die gelierbare Matrix kann in physiologischer Lösung (Natriumchlorid) gelöst und durch eine Dampfautoklavierung sterilisiert werden. Die Zellen werden vorzugsweise zu einem Zellpellet zentrifugiert (z. B. 500 g; 5 min) und in autologem Serum aufgenommen und resuspendiert. Das autologe Serum kann direkt vor der Herstellung der gelierbaren Matrix patientenindividuell hergestellt werden. Vorzugsweise wird es aus dem Blut des Patienten durch einen Zentrifugationsschritt gewonnen (z. B. 1000 g; 10 min) und steril filtriert. Der Effekt der Heilung wird durch die längere Verweildauer der Zellen am Defekt durch die biokompatible Matrix unterstrichen. Bei der vorliegenden Anmeldung wird kein weiteres Trägergerüst als Matrix verwendet. Das Therapieverfahren kann für die Behandlung von Defekten des passiven und aktiven Bewegungsapparates sowie der Haut z. B. im veterinärmedizinischen Bereich (z. B. Pferd, Hund, Katze, Kamel) eingesetzt werden.
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Zusammenfassung der Erfindung
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Die erfindergemäßen Ausführungsformen sind in den beigefügten Abbildungen gekennzeichnet. In der Erfindung wird ein neue pharmazeutische Zusammensetzung mit aus Fettgewebe gewonnenen autologen Stammzellen zur Behandlung von verletztem Sehnen- und Bändergewebe beschrieben. Das für jede einzelne Therapie hergestellte, patienteneigene Serum, in welchem die Zellen aufgenommen werden, senkt drastisch die Gefahr der Abstoßung des Transplantats. Das „Dreischichtensystem” ist eine ideale Zusammensetzung zwischen Trägermaterial und Zellen. Die Vitalität der Zellen im Trägermaterial wurde anhand eines „Lebend-Tod-Nachweises” überprüft. Insbesondere betrifft die vorliegende Erfindung die nachstehenden Punkte:
- 1. Vorrichtung nach Punkt 1: Vorrichtung zur Injektion, enthaltend ein dreischichtiges, zell-basiertes System, wobei die Zellen in einer flüssigen Gelphase vorliegen, die sich zwischen zwei zellfreien Phasen befindet, dadurch gekennzeichnet, dass:
a) die Gelphase ein biokompatibles, injizierbares Hydrogel ist,
und
b) die Zellen adulten Gewebevorläuferzellen sind, die aus Unterhautfettgewebe isoliert und in vitro expandiert wurden und eine Gewebe bildende Einheit sind,
und
c) die zellfreie Phase eine höhere Viskosität aufweist als die flüssige Gelphase.
- 2. Vorrichtung nach Punkt 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Vorrichtung eine sterile Spritze ist.
- 3. Hdyrogel nach Punkt 3, dadurch gekennzeichnet, dass es aus einer gelierbaren Matrix besteht.
- 4. Gelierbare Matrix nach Punkt 4, ausgewählt aus Agarose, Agar Agar, Alginat, Xanthan, Gelatine, Polysaccharide, Fibrin, Polyurethane, Collagen, Chitosan.
- 5. Gelierbare Matrix nach Punkt 5, dadurch gekennzeichnet, dass sie eine Konzentration von 0,1–0,6% stärker bevorzugt von 0,25–0,5%, am stärksten bevorzugt von 0,4% aufweist.
- 6. Zellen nach Punkt 6, dadurch gekennzeichnet, dass die expandierten adulten Gewebevorläuferzellen mindestens fünf Tage in vitro vermehrt wurden.
- 7. Zellen nach Punkt 7, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellen aus Unterhautfettgewebe autologen oder allogenen Ursprung isoliert wurden.
- 8. Zellfreie Phasen nach Punkt 8, dadurch gekennzeichnet, dass sie aus einer gelierbaren Matrix bestehen.
- 9. Geliebare Matrix nach Punkt 9, ausgewählt aus Agarose, Agar Agar, Alginat, Xanthan, Gelatine, Polysaccharide, Fibrin, Polyurethane, Collagen, Chitosan.
- 10. Geliebare Matrix nach Punkt 10, dadurch gekennzeichnet, dass sie eine Konzentration von 0,8–2,5%, stärker bevorzugt von 0,9–1,5%, am stärksten bevorzugt von 1,0% aufweist.
- 11. Verwendung der Vorrichtung nach Punkt 11 zur Behandlung von Verletzungen oder Erkrankungen.
- 12. Verwendung nach Punkt 12, dadurch gekennzeichnet, dass Verletzungen oder Erkrankungen von Sehnen, Bändern, Faszien, Muskel, Haut, Knochen oder Knorpeln behandelt werden können.
- 13. Verwendung nach Punkt 13, dadurch gekennzeichnet, dass alle Säugetiere wie Menschen, Pferde, Hunde und Katzen behandelt werden können.
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Kurze Beschreibung der Zeichnung
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Weitere Einzelheiten, Merkmale und Vorteile des Gegenstandes der Erfindung ergeben sich aus den Unteransprüchen sowie aus der nachfolgenden Beschreibung der zugehörigen Zeichnung, in der ein bevorzugtes Ausführungsbeispiel der Erfindung dargestellt ist.
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1 ist eine skizzenhafte Darstellung der pharmazeutischen Zusammensetzung der Stammzell-Gel-Suspension. Nr. 1 stellt die erste Schicht dar, welche vor der Applikation in verletztes Gewebe verworfen wird. Nr. 2 stellt die Schicht dar, in welcher Zellen (Nr. 3) in ein Trägermaterial eingebracht wurden. Nr. 4 stellt eine Abschlussschicht aus zellfreier, gelierbarer Matirx dar, welche sich bei der Applikation der Zusammensetzung im Spritzenhals befindet, und dadurch eine 100%ige Applikation der zelltragenden Hydrogelkomponente gewährleistet. Nr. 5 stellt den verwendeten Vorratsbehälter für die Applikation dar. Nr. 6 stellt die Verschlusskappe der Stammzell-Gel-Suspension dar, die zum Schutz vor äußeren Einflüssen aufgesetzt wird. Nr. 7 ist der Kolben der Spitze.
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Beispiel 1
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Isolieren von mesenchymalen Stammzellen aus Fettgewebe des Pferdes
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Die Probenentnahme erfolgt unter Lokalanästhesie. Es werden 3–5 g Unterhautfettgewebe am Schweifansatz des Pferdes entnommen. Dafür wird ein kleiner linearer Schnitt (5 cm) am proximalen Ende des Bizeps Femoris und Musculus Semitendinosus angebracht. Das Fettgewebe wird mit einer Schere entnommen und in ein mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) gefülltes 50 ml Reagiergefäß überführt. Anschließend wird die Wunde mit einer einfachen Naht geschlossen.
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Das isolierte Fettgewebe wird gewogen, mit PBS gewaschen und mit einer sterilen Schere in kleine Stücke geschnitten. Alle Präparationsschritte erfolgen unter sterilen Kautelen und werden in einer Sicherheitswerkbank (laminar flow hood) durchgeführt. Im Anschluss folgt der Verdau mit 0,1 % Collagenase vom Typ 1 (Firma Sigma Aldrich C2674) in einem 50 ml Falcon bei 37°C für 45 min. Der Verdau wird mit der gleichen Menge an PBS gestoppt und die Zellsuspension wird abfiltriert (100 μm Netz). Die Zellsuspension wird zentrifugiert (1000 g für 10 min) und das Zellpellet wird in einer Kulturflasche (225 cm2) ausplattiert und mit 20 ml Kulturmedium (UltraCulture (BioWhittaker), 2% UltroserG (CytoGen), L-Glutamine 2 mM, 1% Pen/Strep (PAA)) im Brutschrank (5% CO2, 37°C) expandiert.
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Derselbe Vorgang kann verwendet werden, um Stammzellen aus Fettgewebe des Bauchraums zu isolieren welches z. B. bei einer Kolikoperation gewonnen werden kann.
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Beispiel 2
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Vermehren von aus Fettgewebe gewonnenen mesenchymalen Stammzellen
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Die aus Fettgewebe gewonnenen mesenchymalen Stammzellen werden im Brutschrank (5% CO2, 37°C) für zwei Wochen kultiviert. Der erste Medienwechsel erfolgt 4 Tage nach der Isolierung. Nach ca. 5–6 Tagen werden die Zellen gesplittet. Die Zellen werden mit PBS gewaschen und mit Trypsin von der Kulturflasche (1-faches Trypsin, 5 min, 37°C) abgelöst, um die Zellen in neue Kulturgefäße zu überführen. Dabei wird eine Verringerung der Zellzahl pro Fläche im Verhältnis eins zu drei bzw. eins zu vier erreicht. Mediumwechsel erfolgt in Intervallen von zwei Tagen. Nach 10–14 Tagen ist die benötige Zellzahl (ca. 10 Millionen) erreicht. Es werden 2–20 Millionen Zellen pro Produktspritze verwendet. Bei genügend großer Anzahl an Zellen können entweder mehrere Spritzen hergestellt werden oder Zellen bei –80°C eingefroren und zur Behandlung eventuell zu einem späteren Zeitpunkt auftretender Verletzungen vorrätig gehalten werden.
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Beispiel 3
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Herstellung des autologen Serums für die Aufnahme des Zellpellets zur Produktherstellung
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Das Blut des Patienten wird in. 50 ml-Tubes abgefüllt und im Anschluss zentrifugiert (1000 g, 10 min). Der zellfreie Überstand wird unter sterilen Bedingungen in ein neues Gefäß überführt und steril filtriert. Das Serum wird bis zum Gebrauch im Kühlschrank (4°C) gelagert.
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Beispiel 4
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Pharmazeutisches Kit von mesenchymalen Stammzellen eingebettet in ein Agarose-Hydrogel
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1. Schicht
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Als erstes wird in einer 100 ml Glasflasche 0,40 g (1%) Agarose in 40 ml Natriumchlorid gelöst. Die Agarose-Lösung wird im Dampfautoklaven bei 121°C für 20 Minuten autoklaviert, wobei sie sich ganz löst. Im Anschluss wird sie beim Abkühlen unter einer Sterilbank in eine Spritze (z. B. 2 ml) überführt. Die Konsistenz des Trägermaterials mit der im Anschluss zugesetzten Zellsuspension wird so eingestellt, dass ein injizierbares Gel reproduzierbar hergestellt werden kann.
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Als nächstes wird 100 μl der flüssigen heißen Agaroselösung in die Produktspritze eingefüllt. Das mit ca. 95°C eingebrachte viskose Trägermaterial wird unter sterilen Bedingungen (z. B in einer Sterilbank) auf Raumtemperatur abgekühlt (ca. 5 min) und verfestigt sich dabei. Diese Schicht bildet den Abschluss bzw. unterschichtet die später in einen Defekt zu injizierende Zell-Gel-Suspension („Abschluss-Schicht”). Diese Schicht ist schematisch in 1 unter Nr. 4 dargestellt.
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2. Schicht:
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Nach Zellisolation und Vermehrung werden die Zellen mit PBS gewaschen und mit 1%igem Trypsin in einem 37°C CO2 Inkubator für 5 min inkubiert. Dabei lösen sich die Zellen von der Oberfläche der Kulturgefäße ab. Das Trypsin wird durch Hinzufügen von frischem Kulturmedium inaktivert. Die Zellen werden in ein 50 ml Falcon überführt und dabei ein Aliqout abgenommen, um die Zellzahl mit Hilfe einer Neubauer Zählkammer zu bestimmen. Es wird eine Zellsuspension mit min. 5 × 106 Zellen bei 500 g für 5 min zu einem Zellpellet zentrifugiert. Das Zellpellet wird in 300 μl Flüssigkeit resuspendiert (z. B. PBS, autologes Serum, FBS, NaCl). Zu der Agaroseschluss-Schicht wird die Zellsuspension unter Verwendung einer 200 μl Pipette (200 μl + 100 μl) zugegeben. Dieser Schritt kann manuell, aber auch standardisiert automatisiert durchgeführt werden.
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Die Zellsuspension entwickelt sich durch Zugabe von 200 μl des erkalteten, autoklavierten Trägermaterials zu einer viskosen Mischung aus Zellen und Gel. Zu der Zellsuspension wird die 1%ige Agarose zugegeben und homogen durchmischt, ohne die „Abschlussschicht” zu zerstören. Um eine homogene Verteilung der Zellen im Gel zu erzeugen, wird die Lösung mit einer festgelegten Anzahl (10–12 mal) von Rührzyklen durchmischt (z. B. mit einer Kanüle). Durch das Mischen der Zellsuspension mit der 1%-igen Agarose entsteht das injizierbare 0,4-%ige Zell-Hydrogel-Gemisch. Diese Schicht ist schematisch in 1 unter Nr. 2 dargestellt, wobei die Zellen durch Nr. 3 gekennzeichnet sind.
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3. Schicht:
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Der Abschluss dieses Prozessschrittes besteht darin, die Stammzellsuspension in der Spritze mit einer dünnen Schicht der 1%igen Agarose (z. B. 100 μl) zu bedecken, damit die Zellen nicht durch äußere Einflüsse (z. B. Schwankungen der Temperatur oder der Sauerstoffkonzentration) beeinflusst werden. Diese Schicht ist schematisch in 1 unter Nr. 1 dargestellt.
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Beispiel 5
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Applikation des Injektionssystems von Stammzellen eingebettet in ein Agarose-Hydrogel
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Vor der Applikation der Stammzell-Gelsuspension in einen Gewebedefekt wird die Verschlusskappe (siehe 1 unter Nr. 6) abgenommen und der erste Tropfen (Deckschicht des viskösen Trägermaterials 1 unter Nr. 1) verworfen, sodass nur das frische Zell-Gel (siehe 1 Nr. 2) in den Defekt injiziert wird. Danach werden die Stammzellen unter Ultraschallkontrolle in die Sehnendefektstelle appliziert.
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ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Zitierte Patentliteratur
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- EP 1872789 A1 [0006]
- WO 2005/035742 [0011]
- DE 69935786 T2 [0013]
