CN118165826A - 用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片 - Google Patents

Abstract

本发明提供了一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，涉及器官芯片制备领域，其中，多聚碳酸酯膜细胞培养层包括多个子结构；直型流道层包括多通道阵列层和第一阵列腔室穿孔膜层；阵列式培养腔室包括阵列腔室基底层和第二阵列腔室穿孔膜层；多聚碳酸酯膜细胞培养层设置在第一阵列腔室穿孔膜层和第二阵列腔室穿孔膜层之间；多通道阵列层和第一阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成密封流道和腔室流场；阵列腔室基底层和第二阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成阵列式培养腔室。本发明简化了常规的圣诞树浓度梯度芯片设计，使用并联的多通道阵列层，可避免由于扩散时间不稳定出现浓度串扰，并降低制作难度。

Description

用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片

技术领域

本发明涉及器官芯片制备领域，特别是涉及一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片。

背景技术

器官芯片是利用微加工技术，结合细胞生物学，生物组织工程学等多学科方法，在体外重构器官微结构，模拟体内生理功能和微环境的仿生微流控芯片。目前在人体生理学研究、疾病模拟、毒理学研究、药物研发等方面广泛应用，为探索疾病的发生发展机制、药物筛选和药效评价提供了新的研究平台。

胆管癌作为第二大原发性肝脏恶性肿瘤，具有高度侵袭性和异质性，化疗预后较差，缺乏精准的治疗方案。在肿瘤微环境中多种细胞相互作用释放旁分泌信号驱动胆管癌的进展，也是影响肿瘤治疗耐药的重要因素，选择有效的化疗方案是治疗关键。传统研究胆管癌的二维细胞培养方法不能充分模拟多细胞间相互作用；动物模型因种属差异和伦理问题给实验带来不便，异位异种模型的植入处于非生理性环境且很少发生转移，无法研究特定肿瘤细胞和肿瘤微环境之间的相互作用，然而建立原位异种移植模型耗时过长，限制了实时个性化医疗的应用；与三维肿瘤微球及支架辅助培养的静态模式相比，微流控芯片提供了动态灌注培养的策略，实现营养物质的交换和药物刺激，多维度进行药效评估。

由于现有的胆管癌模型大多无法概括患者肿瘤微环境的生理学特征，亟需临床前的胆管癌药物筛选模型。

发明内容

为了克服现有技术的不足，本发明的目的是提供一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片。

为实现上述目的，本发明提供了如下方案：

一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，包括：直型流道层、阵列式培养腔室以及多聚碳酸酯膜细胞培养层；所述多聚碳酸酯膜细胞培养层包括多个平行设置的用于进行待培养物质培养的子结构；

所述直型流道层包括多通道阵列层和第一阵列腔室穿孔膜层；所述阵列式培养腔室包括阵列腔室基底层和第二阵列腔室穿孔膜层；所述多聚碳酸酯膜细胞培养层设置在所述第一阵列腔室穿孔膜层和所述第二阵列腔室穿孔膜层之间；所述多通道阵列层和所述第一阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成密封流道和腔室流场；所述阵列腔室基底层和所述第二阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成所述阵列式培养腔室，相邻的所述子结构的间距相同，每条所述子结构的长度大于所述阵列式培养腔室的长度；所述阵列式培养腔室用于容纳待培养物质，并对所述待培养物质进行刺激或检测处理。

优选地，所述直型流道层以阵列分布，所述直型流道层设置有多个上层进液口和上层出液口，各个所述上层进液口通过聚乙烯塑料软管和钢针毛细管进行连接，所述上层进液口由多排注射泵提供动力，所述注射泵用于操控少量液体在微通道内流动变化，以将营养物质运输至所述密封流道，通过上层流道的层流扩散渗透到多聚碳酸酯膜细胞培养层下层腔室，使营养物质充分作用于表面；所述出液口用于收集待检测物质。

优选地，还包括：芯片夹具；

所述芯片夹具分别设置在所述直型流道层和所述阵列式培养层组成的一体化结构的上层和下层；所述芯片夹具用于对所述直型流道层和所述阵列式培养腔室进行固定。

优选地，上层的所述芯片夹具上设置有上通液窗；所述上通液窗与所述上层进液口对齐连通；下层的所述芯片夹具上设置有下通液窗；所述下通液窗与所述下层进液口对齐连通。

根据本发明提供的具体实施例，本发明公开了以下技术效果：

本发明提供了一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，包括：直型流道层、阵列式培养腔室以及多聚碳酸酯膜细胞培养层；所述多聚碳酸酯膜细胞培养层包括多个平行设置的用于进行待培养物质的培养的子结构；所述直型流道层包括多通道阵列层和第一阵列腔室穿孔膜层；所述阵列式培养腔室包括阵列腔室基底层和第二阵列腔室穿孔膜层；所述多聚碳酸酯膜细胞培养层设置在所述第一阵列腔室穿孔膜层和所述第二阵列腔室穿孔膜层之间；所述多通道阵列层和所述第一阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成密封流道和腔室流场；所述阵列腔室基底层和所述第二阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成所述阵列式培养腔室，相邻的所述子结构的间距相同，每条所述子结构的长度大于所述阵列式培养腔室的长度；所述阵列式培养腔室用于容纳待培养物质，并对所述待培养物质进行刺激或检测处理。本发明简化了常规的圣诞树浓度梯度芯片设计，使用并联的多通道阵列层，可避免由于扩散时间不稳定出现浓度串扰，并降低制作难度。

附图说明

为了更清楚地说明本发明实施例或现有技术中的技术方案，下面将对实施例中所需要使用的附图作简单地介绍，显而易见地，下面描述中的附图仅仅是本发明的一些实施例，对于本领域普通技术人员来讲，在不付出创造性劳动性的前提下，还可以根据这些附图获得其他的附图。

图1为本发明实施例提供的芯片组装的***示意图；

图2为本发明实施例提供的直流通道层的俯视图；

图3为本发明实施例提供的直流通道层的整体结构示意图；

图4为本发明实施例提供的进液口和出液口示意图；

图5为本发明实施例提供的阵列腔室穿孔膜层的俯视图；

图6为本发明实施例提供的培养腔室的俯视图；

图7为本发明实施例提供的培养腔室的示意图；

图8为本发明实施例提供的第二阵列腔室穿孔膜层的俯视图；

图9为本发明实施例提供的阵列腔室基底层的俯视图；

图10为本发明实施例提供的芯片夹具的示意图。

图11为本发明实施例提供的EA.hy926细胞多孔膜层在芯片培养12h、24h和48h的细胞存活率示意图；

图12为本发明实施例提供的使用荧光素钠和不同分子量的葡聚糖染料对EA.hy926细胞多孔膜层进行表观渗透率分析示意图；

图13为本发明实施例提供的使用Cell-tracker DIL/DID染色标记以量化芯片培养过程中LX-2和HUCCT-1的细胞活性示意图；

图14为本发明实施例提供的对比单独培养LX-2，共培养下α-SMA、VEGF表达的情况示意图；

图15为本发明实施例提供的使用MTT法和芯片活死染色法检测不同药物对人胆管癌细胞HUCCT-1的药物敏感性示意图；

图16为本发明实施例提供的使用流式细胞术检测不同浓度药物处理48h对HUCCT-1的细胞凋亡影响示意图。

附图标记说明：

100-直型流道层，101-多通道阵列层，102-腔室流场，103-第一阵列腔室穿孔膜层，104-密封流道，105-上层进液口，106-上层出液口，200-多聚碳酸酯膜细胞培养层，202-通道孔，300-阵列式培养层，301-阵列腔室基底层，302-培养腔室，303-第二阵列腔室穿孔膜层，305-下层进液口，306-下层出液口，307-进液通道，308-出液通道，10-上夹板，11-上通液窗，13-下通液窗，13-中间观察窗口。

具体实施方式

下面将结合本发明实施例中的附图，对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。

本发明的目的是提供一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，其简化了常规的圣诞树浓度梯度芯片设计，使用并联的多通道阵列层，可避免由于扩散时间不稳定出现浓度串扰，并降低制作难度。

为使本发明的上述目的、特征和优点能够更加明显易懂，下面结合附图和具体实施方式对本发明作进一步详细的说明。

如图1至图10所示，本发明提供了一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，包括：直型流道层100(即直型流道层PDMS)、多聚碳酸酯膜细胞培养层200和阵列式培养层300(即阵列式培养层PDMS)和芯片夹具(即上下层亚克力夹具)；

所述直型流道层100包括多通道阵列层101和第一阵列腔室穿孔膜层103；所述阵列式培养层300包括阵列腔室基底层301和第二阵列腔室穿孔膜层303；所述多通道阵列层101和所述第一阵列腔室穿孔膜层103通过不可逆键合形成密封流道104和腔室流场102；所述阵列腔室基底层301和所述第二阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成所述阵列式培养腔室302，所述阵列式培养层300用于容纳待培养物质，并对所述待培养物质进行刺激或检测处理。所述直型流道层100以阵列分布，所述直型流道层100设置有多个上层进液口105和上层出液口106，各个所述上层进液口105通过聚乙烯塑料软管和钢针毛细管进行连接至多排注射泵，所述注射泵用于提供动力，操控少量液体在微通道内流动变化，以将营养物质运输至所述密封流道104；所述出液口用于收集待检测物质养物质充分作用于表面。所述芯片夹具分别设置在所述直型流道层100和所述阵列式培养层300组成的一体化结构的上层和下层，进行固定。上层的所述芯片夹具(上夹板10)上设置有上通液窗11；所述上通液窗11与所述上层进液口105对齐连通；下层的所述芯片夹具(下夹板)上设置有下通液窗12；所述下通液窗12与所述下层进液口305对齐连通。

具体的，直型流道层100包括多通道阵列层101和第一阵列腔室穿孔膜层103；阵列式培养层300还包括阵列腔室基底层301、阵列式培养腔室302和第二阵列腔室穿孔膜层303；将多通道阵列层101和第一阵列腔室穿孔膜层103通过不可逆键合形成密封流道104和腔室流场102；阵列腔室基底层301和第二阵列腔室穿孔膜层303通过不可逆键合形成阵列式培养腔室302，用于容纳待培养物质，辅助定制好的亚克力夹具组装进而芯片中待培养物质进行刺激或检测处理。直型流道层100以阵列分布，示例性以阵列方式3×7进行分布，包括上层进液口105，通过聚乙烯塑料软管和钢针毛细管连接至多排注射泵，由注射泵提供动力，可以精确操控少量液体在微通道内流动变化，将营养物质运输至密封流道104，该结构可通过通气加压形式，流入每个通道的微孔(通道孔202)对应下层待培养物质腔室，使得出液口可用于收集待检测物质养物质充分作用于表面。多聚碳酸酯(PC)膜培养层(多聚碳酸酯膜细胞培养层200)，PC膜含有直径为0.4μm的规则有序的多孔结构，超高拉伸强度保持孔径缝隙，阻止细胞迁移并允许分子运输；光滑、薄、似玻璃表面，极低吸收使得临界溶液回收最大化；该结构设置还可增加空间排布，为了克服2D细胞培养的这一限制，使用物理水凝胶，如一型鼠尾胶原包被表面促进细胞粘附和生长，长满细胞的PC膜分别对应于PDMS的物质交换区，通过上下层PDMS的组装构成相对密闭的上下培养腔室302。

可选地，本实施例中的所述芯片夹具包括：上下层亚克力夹具和八个上下连接孔，通过螺丝穿过上下连接孔将微流控芯片组装固定，上夹板10对应的上通液窗11和下通液窗12位置分别与进液口和出液口对齐连通，中间观察窗口13对应检测通道位置，结合相关生物传感器方便对细胞的生理状态监测。

本实施例中的多层叠加设计可用于构建三维共培养的胆管癌体外模型，主要模块包括上层多通道灌流层(直型流道层100)，中间多聚碳酸酯膜细胞培养层200和下层共培养细胞腔室层(阵列式培养腔室302)，高度模拟了血管内皮细胞-胆管上皮细胞-肝星状细胞的微生理结构和功能，芯片内部构成的相对封闭环境，接近生理状态下细胞的空间特征，在芯片中设置多孔膜夹层，以实现内皮细胞的屏障功能，实现细胞-细胞间相互作用的肿瘤微环境。

芯片采用的聚二甲基硅氧烷(PDMS)材料，具有良好的生物相容性，高弹性和透气性的优势，确保在细胞培养过程中O₂和CO₂的气体交换，通过气体在腔室内扩散允许细胞在长时间内维持细胞活力。

芯片使用标准软光刻方法制作，过程主要包括掩膜设计、模板制作和芯片加工，具体如下：使用Auto CAD软件设计结构图，打印为菲林掩膜，整个芯片尺寸为33×37mm。采用标准软光刻方法制备硅片模板，规格为：上层流道芯片包含7条通道，每条通道直径0.4mm，通道间距离为4mm。进液口和出液口的直径均为1mm，进液通道307长5mm，出液通道308长6mm，两者之间的间隔通道长3mm；四层芯片均设有21个尺寸为4.6×2mm的圆角矩形作为物质交换区。中间层芯片设有直径为2mm的圆孔作为连通下层芯片的通道；下层阵列腔室芯片的出液通道308长3mm，在通道左侧分别设有与上层位置对应的进液口与出液口。制作硅片模板高度均为200μm。。PDMS预聚物RTV615型A胶与B胶按10:1称取，固化后切取结构部分PDMS，各层PDMS芯片的厚度由上至下分别为3mm、1mm、2mm。用0.5mm打孔器在通道的出入口端打孔，孔径大小以***连接管的钢针尺寸为宜。

微流控芯片装置的消毒灭菌：在进行细胞实验前，PDMS芯片置于无水乙醇中超声5min,去离子水清洗5min后，80℃烘干待用；连接出入口的钢针和连接注射泵的聚乙烯弹性塑料管对所用装置进行紫外灭菌。

多孔膜的制备及其使用方法：将孔径为0.4μm的聚碳酸酯多孔膜裁剪为30×0.5mm规格的矩形，保存于75％乙醇中，用DPBS清洗三次，整齐摆放至60mm皿中于超净台风干。使用0.36mg/ml一型鼠尾胶原对多孔膜两面进行包被，小心贴在皿底于37℃孵育2h后进行细胞接种,细胞密度应大于1×10⁷个/ml，在细胞培养箱孵育，24h后换液继再续培养48h，于显微镜下观察，待细胞完全常满多孔膜可用于实验。

PDMS芯片中细胞共培养：将人肝内胆管癌上皮细胞HUCCT-1和人肝星状细胞LX-2按照1:2混合细胞悬液，细胞密度均大于1×10⁶个/ml，各细胞层的细胞密度按照模拟人体内占比肝细胞总数进行接种。将细胞混合液与Matrigel按照1:1混合均匀注入细胞的培养腔室302，置于37℃5％CO₂培养箱4h。Matrigel在室温下聚合形成具有生物活性的三维基质，有助于模拟体内细胞的3D结构，为细胞的共培养提供有利的生理微环境。

将多层模块从下至上组装后，使用亚克力夹具和螺丝固定密封。

通道入口由钢针和聚乙烯弹性塑料管连接注射泵，以稳定流速进行细胞培养液灌流，实验中使用流速为1μl/min,控制流体剪切力对细胞的影响程度较低。共培养介质按1:1:1体积比配制EA.hy926/HUCCT-1/LX-2培养基，并添加10ng/mL血管内皮生长因子VEGF。

本实施例能够评估各细胞层的细胞活力和结构功能：由于PDMS具有良好的光学透明性，可利用荧光显微镜下对细胞的生理状态实时监测。为验证细胞在芯片三维培养模式下结构和功能，在正常运行48h后，通过荧光染色可视化各细胞层结构，并将芯片拆开对每个细胞层进行生物学表征。

首先，利用EA.hy926细胞构建2D细胞多孔膜层，以模拟毛细血管壁的组织屏障功能。TRITC Phallodin荧光染色显示了细胞微丝骨架在多孔膜上的网状纤维结构分布，同时使用AM和PI染色对细胞进行活死染色。结果显示，细胞在多孔膜表面铺满，形成了一层完整的覆盖，其状态结构良好。将培养好的EA.hy926细胞多孔膜层与芯片组合培养48h内，如图11显示细胞存活率均>90％。ZO-1的表达是一种指示内皮细胞之间紧密连接的生物标志物。免疫荧光分析显示，在培养内皮细胞层72h后，可以形成紧密连接的单层，满足了基于多孔膜进行药物渗透性建模的要求。

多孔膜内皮细胞层屏障功能分析：设计一款仅含有单层多孔膜内皮细胞的芯片，在芯片上下层同时施加配置好的DMEM完全培养基，其中上层培养基分别配置含有1μM的70kDa、40kDa、10kDa的异硫氰酸荧光素FITC-葡聚糖溶液和2mg/ml荧光素钠的DMEM完全培养液。待***稳定后，每半小时收集下层流出液，利用酶标仪检测荧光强度，对比标准曲线根据公式得出表观渗透率。从图12(n＝4，)结果可见内皮细胞层具有屏障功能，允许不同分子量物质的选择透过，且对于大分子物质拦截力强；在对其ZO-1蛋白的免疫荧光分析，显示内皮细胞层可形成紧密连接单层，表示基于多孔膜可进行药物渗透性研究，分析物可通过动态流体扩散到内皮细胞单层的下层。

验证在芯片共培养体系的功能特性：本实施例利用Matrigel有助于模拟体内细胞的细胞外基质，为细胞提供有利的生理微环境。在芯片3D培养的24h和48h后，对Cell-trackerDID/DIL染色的两种细胞(HUCCT-1和LX-2)的数量比例进行统计，通过荧光量化结果，如图13所示(其中(n＝4，ns P＞0.05,*P<0.05,**P<0.01))，表明均具有良好的细胞活性。α-平滑肌肌动蛋白(α-SMA)是肝星状细胞活化的标志之一，α-SMA随着肝脏纤维化程度的加重而表达增加。细胞角蛋白19(CK19)是上皮细胞结构性蛋白，对胆管上皮细胞和肝内胆管癌细胞有特异性染色。与单独培养LX-2相比，在共培养模式下，免疫荧光检测量化结果如图14(n＝5,ns P＞0.05,*P<0.05,****P<0.0001)所示，CK19和α-SMA特异性表达阳性，表明HUCCT-1与LX-2在芯片共培养模式下结构与功能良好。经多通道芯片的多指标免疫检测结果图14知，分泌因子血管内皮生长因子(VEGF)表达升高，致使LX-2细胞被激活，具有纤维化增生性。本实施例的数据证明芯片的微环境更有利于肿瘤细胞的仿生生长。

此外，利用本实施例中多细胞共培养的微孔单元对于肿瘤微环境研究具有很高的相关性，可以提供细胞极化、分化和细胞毒性的分析数据，在此平台的背景下可以进行高效药物筛选，对评估药物的细胞毒性分析进行实时监测。

作为一种可选的实施方式，针对缺乏模拟胆管癌肿瘤微环境的药敏检测模型问题，利用芯片模型进行单一用药和联合用药诱导肿瘤细胞凋亡，在注射泵灌注策略下，利用芯片微通道内的层流特征，将药物传递、芯片细胞培养、受激、标记及多种细胞响应检测等过程集成于一体，实现原位药物敏感性检测。一次运行可同时产生7种药物作用条件并可获得21个响应效果，并可以同时分析不同药物诱导细胞凋亡程度。

为验证微流控芯片平台的体外药敏检测的可行性，本实施例使用白藜芦醇(RV)诱导处理48h，并检测其抗肿瘤的细胞活性。使用单药RV分别在96孔板与芯片模型中作用48h，检测结果对比如图15中A、C显示，在芯片中RV药物敏感性呈剂量依赖性，计算IC50为116.7μM，比96孔板的RVIC50低，表明在芯片体系中的药物反应灵敏度更高，并进一步使用该芯片体系进行细胞共培养的药效评估。根据MTT实验结果，选取CIS16μM分别与RV(10、25、50、100、200μM)联合用药。在芯片相同模式下，分别进行HUCCT-1单一培养组、HUCCT-1和LX-2共培养组的药敏检测试验，并且比较两组的HUCTT-1细胞凋亡率。结果如图15中B显示，较单一培养组相比，共培养组的HUCCT-1细胞在芯片药物RV10-100μM诱导48h后凋亡率降低约两倍，提示肝星状细胞的存在降低了胆管癌细胞的药物敏感性，可能参与了胆管癌细胞的耐药产生。

为了确认药物是否通过诱导HUCCT-1细胞凋亡抑制肿瘤细胞生长，本实施例使用流式细胞术检测不同浓度的RV、CIS及其联合用药处理HUCCT-1细胞48h的细胞凋亡率。结果显示如图16A，RV和CIS均能有效地诱导HUCCT-1细胞凋亡；与单药组相比，RV联合CIS能显著促进HUCCT-1细胞凋亡。

为进一步探讨肝星状细胞(LX-2)是否通过凋亡作用影响肿瘤细胞的药物敏感性。流式细胞术检测结果显示如图16B，联合用药(RV+CIS16μM)较单独RV用药促进HUCCT-1细胞凋亡作用更加显著；在联合用药作用下，共培养组与单一培养组相比的HUCCT-1细胞凋亡率明显下降，降低约两倍(如表1所示)。这些数据再次证明肝星状细胞(LX-2)可能抑制了胆管癌细胞HUCCT-1对药物敏感性。

表1联合用药作用于单一细胞和共培养组HUCCT-1细胞凋亡率的比值

本发明可以实现三维多细胞共培养的复杂机械力微环境，重现了胆管癌局部肿瘤微环境，模拟肝窦内皮细胞-胆管上皮细胞-肝星状细胞的生理微环境，实现内皮细胞的屏障功能，具有细胞-细胞、细胞-细胞间质相互作用的肿瘤微环境。基于该平台构建的多细胞共培养体外模型，可用于考察了抗肿瘤药物的敏感性，以及联合用药对抗肿瘤细胞凋亡细胞的初步探究。为探索抗胆管癌药效评价提供一种的样品量少、成本低、通量高的平台，有助于提高药物疗效和肿瘤的精准治疗

器官芯片是基于微流控技术、微加工技术和仿生原理，能够模拟人体特定器官组织的复杂微结构、微环境和生理功能。芯片中可集成多个灌注通道和经特殊设计的微培养室，精准控制流体流速，借用层流状态在芯片中维持理化梯度变化；利用纳米级孔径的多孔膜等微加工制作介质，提高营养物质的传质效率从而提高细胞存活率和功能，为体外细胞研究、疾病建模、药物筛选和个体化治疗提供有利的技术支撑。

本发明设计简化了常规圣诞树浓度梯度芯片设计，避免由于扩散时间不稳定出现浓度串扰，并降低制作难度。可适用于单一用药及联合用药的药物敏感性评估，具有高通量、低成本的特点，具有广泛的转化应用前景。

本说明书中各个实施例采用递进的方式描述，每个实施例重点说明的都是与其他实施例的不同之处，各个实施例之间相同相似部分互相参见即可。

本文中应用了具体个例对本发明的原理及实施方式进行了阐述，以上实施例的说明只是用于帮助理解本发明的方法及其核心思想；同时，对于本领域的一般技术人员，依据本发明的思想，在具体实施方式及应用范围上均会有改变之处。综上所述，本说明书内容不应理解为对本发明的限制。

Claims (4)

1.一种用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，其特征在于，包括：直型流道层、阵列式培养腔室以及多聚碳酸酯膜细胞培养层；所述多聚碳酸酯膜细胞培养层包括多个平行设置,用于进行待培养物质培养的子结构；

所述直型流道层包括多通道阵列层和第一阵列腔室穿孔膜层；所述阵列式培养腔室包括阵列腔室基底层和第二阵列腔室穿孔膜层；所述多聚碳酸酯膜细胞培养层设置在所述第一阵列腔室穿孔膜层和所述第二阵列腔室穿孔膜层之间，形成上下腔室；所述多通道阵列层和所述第一阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成密封流道和腔室流场；所述阵列腔室基底层和所述第二阵列腔室穿孔膜层通过不可逆键合形成所述阵列式培养腔室，相邻的所述子结构间距相同，每条所述子结构的长度大于所述阵列式培养腔室的长度；所述阵列式培养腔室用于容纳待培养物质，并对所述待培养物质进行刺激或检测处理。

2.根据权利要求1所述的用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，其特征在于，所述直型流道层以阵列分布，所述直型流道层设置有多个上层进液口和上层出液口，各个所述上层进液口通过聚乙烯塑料软管和钢针毛细管进行连接，所述上层进液口由多排注射泵提供动力，所述注射泵用于操控少量液体在微通道内流动变化，以将营养物质运输至所述密封流道，通过上层流道的层流扩散渗透到多聚碳酸酯膜细胞培养层下层腔室，并充分作用于表面；所述出液口用于收集待检测物质养物质。

3.根据权利要求2所述的用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，其特征在于，还包括：芯片夹具；

所述芯片夹具分别设置在所述直型流道层和所述阵列式培养腔室组成的一体化结构的上层和下层；所述芯片夹具用于对所述直型流道层和所述阵列式培养腔室进行固定。

4.根据权利要求3所述的用于胆管癌药物筛选模型的多通道三维共培养微流控芯片，其特征在于，上层的所述芯片夹具上设置有上通液窗；所述上通液窗与所述上层进液口对齐连通；下层的所述芯片夹具上设置有下通液窗；所述下通液窗与所述下层进液口对齐连通。