CN117547560A - 一种复合微生态制剂及其应用 - Google Patents

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Abstract

本发明涉及生物制剂技术领域，尤其涉及一种复合微生态制剂及其应用。本发明的复合微生态制剂，由包括如下质量份数的组分制备而成：双歧杆菌8～12份、丁酸菌3～5份、植物乳杆菌4～6份和壳寡糖0.4～0.8份。本发明所提供的复合微生态制剂各组分之间配合使用，能够改善抗生素导致的粪便形态不佳，调节肠道微生物组成，影响Muribaculaceae、Turicibacter和Lachnospiraceae相对丰度，提高血清免疫球蛋白水平，降低炎症因子的表达，维持肠道完整性。

Description

一种复合微生态制剂及其应用
技术领域
本发明涉及生物制剂技术领域，尤其涉及一种复合微生态制剂及其应用。
背景技术
抗生素是治疗各种细菌感染和疾病的主要药物，但长期和大规模使用抗生素会增加临床并发症的风险，如抗生素相关性腹泻(Antibiotic Associated Diarrhea，AAD)，这是抗生素治疗的常见不良反应之一。AAD是一种综合征，其特征是抗生素给药后导致肠道菌群破坏，肠道代谢产物以及吸水率发生改变；以腹泻为主要症状的肠道菌群紊乱的统称。有研究表明几乎所有的抗生素治疗都会导致AAD的发生，特别是抗生素的联合使用与单药治疗相比，会导致AAD的发生率显著升高。近年来，广谱抗生素的使用范围越来越广，对肠道内药物敏感的正常菌产生不同程度的抑制作用，而不敏感的条件致病菌如肠杆菌、白色念珠菌或外来的机会致病菌乘机大量繁殖，也提高了AAD的发生率。
抗生素的作用会严重破坏肠道微生物组的正常组成和功能，并且这种影响在停止使用抗生素后会持续很长时间。AAD的发病机制主要是由抗生素引起的微生物组成和功能的改变或失调所导致的。尽管近年来研究集中在艰难梭菌相关性腹泻，但其仅占所有AAD病例的10～25％。其他致病菌例如产气荚膜梭菌、金黄色葡萄球菌、产酸克雷伯菌等同样与AAD的发生有关，而且超过90％的肠道细菌是拟杆菌。据报道，应用抗菌药物后，肠道中大多数敏感的细菌被抑制，耐药细菌随后大量繁殖，导致肠道菌群紊乱，影响机体健康。由此可见，抗生素的治疗降低了肠道生物群物种的总体多样性，刺激细菌抗药性的发展，降低微生物区系的多样性的发生同时引起致病菌的大量增殖。除了造成的肠道菌群耗竭，抗生素还具有一定的直接毒性。研究表明，一些抗生素会导致黏液层变薄，并破坏肠道紧密连接结构，使肠上皮更容易受损；特别是微生物蛋白酶的变化，也可能影响黏膜屏障功能，这些过程有助于肠道病原体的成功入侵。进一步导致肠绒毛萎缩，降低相关酶的活性，影响营养物质的吸收，最终引起腹泻相关疾病的发生。
由于艰难梭菌对抗生素敏感性低，使用甲硝唑或万古霉素治疗抗生素相关性腹泻很容易引起复发。有报道称第一次治疗后，复发率为15～30％，第二次复发风险为33～60％，所以应用抗生素治疗腹泻并不理想。
目前微生态制剂，包括益生菌、益生元和合生元已作为一种新型手段广泛应用于抗生素相关性腹泻的治疗，欧洲儿科胃肠病学、肝病学和营养学协会益生菌工作组建议使用鼠李糖乳杆菌或博氏酵母治疗新兴的抗生素相关性腹泻。抗生素性相关腹泻主要是受到正常肠道菌群失调、条件致病菌的感染、肠道代谢功能被破坏等因素影响，因此现有的治疗方案一般采用停用抗生素、改善肠道菌群、降低腹泻次数等方法。此外抗生素性相关腹泻的治疗药物主要包括益生菌、植物提取物和中药等。据报道中药在治疗抗生素性相关腹泻有一定的效果，特别是其中的一些多糖类物质能够调节肠道菌群，提高机体健康状态，如紫薯中的非淀粉类多糖能够改善肠道的短链脂肪酸代谢，缓解腹痛症状。此外，益生菌能在肠道定植，抑制或消灭致病菌，恢复正常的菌群结构。所以微生态制剂可能是治疗菌群失调的有效方法之一。
因此，如何提供一种微生物制剂，以解决抗生素带来的肠道菌群失调的技术问题，是本领域技术人员亟需解决的问题。
发明内容
本发明的目的在于提供一种复合微生态制剂及其应用。
为了实现上述发明目的，本发明提供以下技术方案：
本发明提供了一种复合微生态制剂，由包括如下质量份数的组分制备而成：双歧杆菌4～6份、丁酸菌15～25份、植物乳杆菌2.5～3.5份和壳寡糖300～400份；
所述双歧杆菌的菌浓为0.8～1.2×108CFU/mg、丁酸菌的菌浓为0.08～0.12×108CFU/mg、植物乳杆菌的菌浓为0.8～1.2×108CFU/mg。
本发明还提供了所述的一种复合微生态制剂在制备治疗肠道菌群失调药物中的应用。
优选的，所述肠道菌群失调为抗生素致肠道菌群失调。
与现有技术相比，本发明具有如下的有益效果：
1、本发明所使用的益生菌中，植物乳杆菌是一种革兰氏阳性乳酸菌，能够栖息在一系列生态环境中，可作为益生菌使用。植物乳杆菌可提高肠道完整性或促进肠道运动。肠上皮层是将身体与外部环境和在胃肠道中定植的微生物群落分隔开的主要屏障，而肠上皮单层由不同的特殊上皮细胞组成，如肠细胞、潘氏细胞和杯状细胞，每种细胞都有不同的功能。肠细胞增多的主要功能是维持屏障完整性，能够允许水和营养物质通过，并可防止病原微生物或其相关毒素的传播。所以，植物乳杆菌可缓解肠道屏障功能的损伤。
双歧杆菌具有优异的肠道定植效果。在肠道中双歧杆菌将碳水化合物分解代谢为短链脂肪酸(SCFA)、乙酸盐和乳酸盐改善氨基酸和脂类代谢及蛋白营养物质和矿物质的消化吸收。还能使肠道黏液层厚度增加，降低病原菌侵入肠道的风险、减轻氧化损伤、降低炎症反应，进而改善因肠道菌群失调引起的疾病。
丁酸是肠道细胞的重要能量来源。其能穿透致病菌的细胞壁，释放其质子(H+)并扰乱细菌细胞代谢，导致菌体裂解死亡，抑制肠道致病菌的侵入。丁酸梭菌可促进动物生长，增强免疫功能，改善肠道微生态平衡，减少大肠杆菌定植和感染，降低肠道屏障损伤和通透性。
壳寡糖能改善肠道菌群，降低血清胆固醇和中性脂肪，改善血糖，提高饲料效率，提高动物机体免疫力，日粮中添加壳寡糖还能够有效改善动物的肠道形态，促进消化吸收功能，增强免疫力。壳寡糖对疾病的调节机制可以归纳为两类：一方面，壳寡糖可以通过调节肠道菌群的群落结构来改善肠道菌群平衡，进而对肠道菌群代谢产生影响，从而缓解疾病症状。另一方面，壳寡糖直接影响疾病相关的分子调节，从而缓解疾病症状。
2、本发明所提供的复合微生态制剂各组分之间配合使用，能够改善抗生素导致的粪便形态不佳，调节肠道微生物组成，影响Muribaculaceae、Turicibacter和Lachnospiraceae相对丰度，提高血清免疫球蛋白水平，降低炎症因子的表达，维持肠道完整性。
附图说明
为了更清楚地说明本发明实施例或现有技术中的技术方案，下面将对实施例或现有技术描述中所需要使用的附图作简单地介绍，显而易见地，下面描述中的附图仅仅是本发明的实施例，对于本领域普通技术人员来讲，在不付出创造性劳动的前提下，还可以根据提供的附图获得其他的附图。
图1为处理组和模型组的处理方法流程图；
图2为复合微生态制剂对肠道菌群失调犬生理指标的影响(X±SD，n＝8)注：A：体重；B：心率；C：体温；D：粪便pH值；E：粪便评分；
图3为复合微生态制剂对肠道菌群失调犬肝功能的影响(X±SD，n＝8)
注：A：谷草转氨酶；B：谷丙转氨酶；C：碱性磷酸酶；
图4为复合微生态制剂对肠道菌群失调犬血清免疫球蛋白水平的影响(X±SD，n＝8)
A：免疫球蛋白A；B：免疫球蛋白G；C：免疫球蛋白M；
图5为复合微生态制剂对肠道菌群失调犬血清炎症因子表达的影响(X±SD，n＝8)
A：肿瘤坏死因子-α；B：白介素-6；C：白介素-1β；
图6为稀释曲线(X±SD，n＝8)；
图7为复合微生态制剂对肠道菌群失调犬Alpha多样性的影响(X±SD，n＝8)
A：Chao指数；B：Shannon指数；
图8为复合微生态制剂对肠道菌群失调犬肠道菌群结构的影响
注：A：PCoA；图B：NMDS；
图9为门水平肠道菌群丰度变化；
图10为属水平肠道菌群丰度的变化；
图11为属水平肠道菌群丰度显著性差异变化；
图12为LEFSe多级物种层级树图；
图13为LDA判别柱形图；
图14为第28d空肠组织病理学变化
注：A：模型组(40×)；B：处理组(40×)；C：模型组(100×)；D：处理组(100×)。
具体实施方式
下面结合实施例对本发明提供的技术方案进行详细的说明，但是不能把它们理解为对本发明保护范围的限定。
实施例1
1、试验材料
健康比格犬8只，购自北京玛斯生物技术有限公司(SYXK京2021-0024)，10～15月龄，体重7.6～13.4kg。饲养在清洁且通风的环境中，适应两周后进行后续试验。
表1主要的试剂
表2主要的仪器
2.试验方法
2.1抗生素致犬肠道菌群失调模型的构建
模型组(Y组，n＝8)：4只比格犬试验期间用抗生素处理7d，即恩诺沙星(10mg/kg体重/d)及甲硝唑(25mg/kg体重/d)拌入犬粮(成犬牛肉+肝蔬菜配方犬粮20kg；生产许可证号/进口登记证号：粤饲证(2019)05012；品牌：RAMICAL/雷米高)服用，并且整个试验期内灌服生理盐水28d。
处理组(C组，n＝8)：4只比格犬试验期间用抗生素处理7d，抗生素种类和饲喂方法与模型组相同。同时，4只比格犬试验期全期28d饲喂复合微生态制剂(每只犬每天饲喂：双歧杆菌5mg(5*108cfu)、丁酸菌20mg(2*108cfu)、植物乳杆菌3mg(3*108cfu)、壳寡糖350mg)(图1为处理方法流程图)。
注：两组的犬是有洗脱期和交换使用的情况，这样可保证模型组(C组)和处理组(Y组)都有8只比格犬)。
2.2检测指标和方法
(1)比格犬生理指标的监测
由操作人员在第0d、第7d、第14d、第21d、第28d五个时间点对比格犬体重、心率、体温、粪便形态以及粪便pH变化进行监测。
①体重的测量
由操作人员将比格犬引导至电子体重秤上固定，记录体重值。
②心率变化
由操作人员在比格犬平静状态下，通过听诊器记录心率变化。
③体温变化
操作人员将电子体温表置于后肢腋下，将体温表检测完毕记录数值。
④粪便评分
由同一人员对粪便黏稠度和粪便性状参照布里斯托粪便评分标准(见表3)进行评估采用7分制评分标准，以5分作为腹泻标准。
粪便采集方法：
在试验开始第0、7、28d采集新鲜的犬粪便。粪便采集前一天对托盘进行消毒，次日清晨进食前收集粪便。收集前观察粪便状态，采取新鲜粪便进行收集，若时间过长则等待下一次排便。收集时佩戴一次性无菌手套，用无菌药匙分离表面样本后取中间粪便作为待测样本，收集后立即装入标记好的冻存管中，液氮速冻后放至-80℃保存待测。
⑤粪便pH
操作人员手持pH仪直接***采集粪便的内部，重复三次记录数值。
表3布里斯托粪便评分
结果：在复合微生态制剂干预期间出现体重变化未出现统计学差异(p>0.05)。体温在各时间点无显著差异(p>0.05)，且在37.5℃到39℃之间存在一定的波动，未出现发热或低体温的情况；心率在各时间点均维持在正常范围之内(80～120次/分钟)(p>0.05)。粪便pH未出现显著变化(p>0.05)。粪便评分虽有升高，在各时间点并未出现统计学差异(p>0.05)；与模型组相比，复合微生态制剂抑制了第7、21d粪便评分的升高。见表4和图2。
表4复合微生态制剂对肠道菌群失调犬生理指标的影响(n＝8)
注：与第0d相比，◆表示(p＜0.05)，差异显著；◆◆表示(p＜0.01)，差异极显著；与第7d相比，■表示(p＜0.05)，差异显著；■■表示(p＜0.01)，差异极显著；同期组间对比，△表示(p＜0.05)，差异显著；△△表示(p＜0.01)，差异极显著(下同)。
(2)肝功能指标的监测
采用比色法检测血清肝功能指标，检测项目包括：谷草转氨酶(AST)、谷丙转氨酶(ALT)和碱性磷酸酶(ALP)。
血清采集方法：在试验开始第0、7、28d采集犬的静脉血液，静置40min后于3500r/min离心15min，将分离出的血清分装至冻存管中，通过液氮速冻存放于-80℃冰箱保存待测(下同)。
结果：谷草转氨酶(AST)、谷丙转氨酶(ALT)和碱性磷酸酶(ALP)三种肝功能指标在正常范围内波动，各时间点中未出现显著差异(p>0.05)，说明抗生素和复合微生态制剂未对肝脏产生毒性作用，未造成肝功能的损伤。见表5和图3。
表5复合微生态制剂对肠道菌群失调犬肝功能的影响(n＝8)
(3)免疫功能的监测
采用ELISA试剂盒检测血清免疫球蛋白表达水平，检测项目包括：免疫球蛋白M(IgM)、免疫球蛋白G(IgG)和免疫球蛋白A(IgA)。
由表6可知，第0d血清中IgA、IgM和IgG浓度各组间未出现显著差异(p>0.05)，但饲喂复合微生态制剂后三种免疫球蛋白浓度具有升高的趋势，在第28d达到最高。与第0d相比，处理组IgA浓度在第28d显著升高，且显著高于同期的模型组(p＜0.05)，由第0d的1.00±0.22g/L升高至1.41±0.06g/L；第28d处理组IgG浓度为8.52±1.28g/L显著高于模型组(p＜0.05)，说明复合微生态制剂干预能够增强血清免疫球蛋白水平(表6和图4)。
表6复合微生态制剂对肠道菌群失调犬血清免疫球蛋白水平的影响(n＝8)
(4)炎症反应的监测
采用ELISA试剂盒检测血清炎症因子表达水平，检测项目包括：肿瘤坏死因子α(TNF-α)、白细胞介素-1β(IL-1β)、白细胞介素-6(IL-6)。
结果：与第0d相比，模型组血清TNF-α和IL-1β含量在第7d明显升高(p＜0.05)，在两组间呈现显著差异(p＜0.01)。在第7d，处理组血清TNF-α浓度为30.82±1.48pg/mL、IL-1β浓度为6.29±0.64pg/mL，明显低于模型组血清TNF-α浓度45.21±15.61pg/mL、IL-1β浓度9.99±4.11pg/mL。以上结果表明复合微生态制剂能够抑制炎症因子的表达，调节体内炎症反应。如表7和图5所示。
表7复合微生态制剂对肠道菌群失调犬血清炎症因子表达的影响(n＝8)
(5)肠道菌群多样性的监测
①总DNA的提取
用CTAB法，提取粪便样本中细菌总DNA。对提取的总DNA用过琼脂糖凝胶电泳检测质量，通过分光光度计进行DNA定量。
②PCR扩增、产物定量及纯化回收
用引物341F(5'-CCTACGGGNGGCWGCAG-3')(如SEQ ID NO：1所示)和805R(5'-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3')(如SEQ ID NO：2所示)进行细菌16srDNA基因的V3-V4区的PCR扩增，PCR产物经2％琼脂糖凝胶电泳确证。PCR产物由AMPureXTbeads纯化，Qubit定量。用2％琼脂糖凝胶电泳检测PCR扩增产物，并用AMPureXTbeads回收试剂盒回收纯化产物。
③混样上机测序及生信分析流程
数据优化：原始Fastq文件经Trimmomatic软件进行质控，使用FLASH软件进行合并。去除RawData的引物序列和平衡碱基序列，根据Overlap区将每一对Paired-endreads拼接合并成一条更长的tag。对测序reads进行窗口法质量扫描，当窗口内平均质量值低于20时，将read从窗口起始到3’终止的部分截掉。去除嵌合体序列。DADA2去噪：通过Qiimedada2denoise-paired调用DADA2进行长度过滤和去噪。获得ASV(feature)特征序列和ASV(feature)丰度表格，并去除Singletons ASVs。将得到的ASV(feature)特征序列和ASV(feature)丰度表格进行Alpha多样性分析和Beta多样性分析，并利用生物系心血分析软件对各物种在各样本中的物种丰度进行统计分析。
统计学分析方法：用Graphpad Prism 8进行统计分析，数据以平均数±标准差表示，不同时间点间差异显著性分析采用单因素方差分析(one-way ANOVA)，两组间数据通过t检验进行分析。用Wilcoxon秩和检验对组间肠道菌群相对丰度进行差异性检验，p＜0.05表示显著差异，p＜0.01表示极显著差异，被认为具有统计学意义。
结果：
1)Alpha多样性指数分析
由图6可见，随着测序深度增加，曲线趋于平缓，说明样本测序合理，满足后续分析要求。与第0d相比，复合微生态制剂干预的第7d Chao指数、Shannon指数明显降低，差异显著(p＜0.05)。Chao指数由428.10±31.01下降至301.50±9.16，Shannon指数由5.27±0.20下降至3.11±0.18。
与第7d相比，在第28dChao指数明显上升，差异极显著(p＜0.01)。Alpha多样性指数在模型组和处理组的第0d并无显著差异(p>0.05)，处理组的Chao指数在第7d高于模型组，差异极显著(p＜0.01)，说明复合微生态制剂可以明显改善抗生素对肠道菌群丰富度的影响，提高肠道菌群结构的丰富度和多样性。见表8和图7。
表8复合微生态制剂对肠道菌群失调犬Alpha多样性的影响(n＝8)
2)β多样性分析
由PCoA图(图8A)可知，在抗生素处理7d后，模型组第一主成分发生显著分离(PCoA1：8.96％)，在第28d，第一主成分之间距离缩小，向基线水平靠近，说明第28d的样本与第0d更相似，与第7d差异较大。NMDS图(图8B)与PCoA图结果一致。说明抗生素改变了肠道菌群结构，并且肠道菌群失调会随着时间恢复。
处理组的微生物群落结构与第0d微生物群落结构更相近，在第28d与第0d部分重合，结果表明复合微生态制剂在恢复抗生素引起的肠道菌群失调方面发挥了积极作用。
3)门水平优势物种的差异分析
通过绘制群落条形图，可以看到，在第0d处理组有五个菌门的相对丰度超过1％(图9)。分别为厚壁菌门(Firmicutes)、放线菌门(Actinobacteriota)、变形菌门(Proteobacteria)、拟杆菌门(Bacteroidota)和梭杆菌门(Fusobacteriota)，所占比例为70.15％、7.21％、6.00％、8.49％、6.75％，其中厚壁菌门(Firmicutes)的相对丰度明显高于其他菌门相对丰度。
在复合微生态制剂干预的第7d，厚壁菌门(Firmicutes)、拟杆菌门(Bacteroidota)、梭杆菌门(Fusobacteriota)相对丰度下降；放线菌门(Actinobacteriota)、变形菌门(Proteobacteria)相对丰度升高。在第28d，除放线菌门(Actinobacteriota)外，其余四个菌门相对丰度恢复。两组间相对丰度超过1％的菌门中未出现显著差异(p>0.05)。
4)属水平优势物种的差异分析
复合微生态制剂干预后，在属水平同样发生了显著变化(图10)。对两组第7d和第28d菌属结构进行比较，由图11所示，在两组间第7d，norank_f_Muribaculaceae、Lachnospiraceae_NK4A136_group变化显著(p＜0.05)。其中处理组Muribaculaceae_unclassified、Lachnospiraceae_NK4A136_group高于模型组。
在第28d，Megamonas、毛螺菌属未分类(unclassified_f_Lachnospiraceae)、norank_f_Muribaculaceae、Turicibacter变化显著(p＜0.05)。处理组中Megamonas低于模型组，毛螺菌属未分类(unclassified_f_Lachnospiraceae)、norank_f_Muribaculaceae、Turicibacter高于模型组。以上结果表明，复合微生态制剂改变了犬肠道微生物的丰度。
5)线性判别分析
为了进一步了解复合微生态制剂对肠道菌群的影响，选择菌群差异较大的第28d进行线性判别LEfSE分析，找出具有显著差异的物种。共发现9个差异菌群。在门水平上未发现显著差异。在属水平上，Negativicutes、Leuconostocaceae、Megamonas、Veillonellales-Selenomonadales、Selenomonadaceae、Peptostreptococcus、Weissella在模型组富集；Turicibacter、unclassified_f__Lachnospiraceae作为处理组的差异菌(图12)。
将LDA值大于3作为标记分类单元，模型组样品中富集Megamonas、Peptostreptococcus、Weissella，而处理组富集Turicibacter、unclassified_f__Lachnospiraceae(图13)。以上结果表明，这些菌属改变与饲喂复合微生态制剂有关。
(6)复合微生态制剂改善菌群失调犬组织病理学变化
肠组织病理学检测
①制作组织石蜡块
将组织放入包埋盒，放置10％的***溶液3h以上；用水冲洗；按照顺序放入70％乙醇1h、80％乙醇1h、95％乙醇1h、100％乙醇1h，其中100％乙醇1h重复三次；再放入二甲苯40min重复三次；再放入65℃石蜡1h重复三次；最后将组织放入不锈钢组织包埋模，灌注65℃石蜡液，在室温放置3h转入-20℃保存。
②HE染色步骤
4μm切片，65℃烤片15min；切片脱蜡，依次放入二甲苯(1)1min、二甲苯(2)10min；脱二甲苯，按照顺序依次放入100％乙醇10min、95％乙醇、80％乙醇、70％乙醇均各1min后，水洗；放入苏木精染液3min，水洗；放入1％的盐酸酒精30s，水洗；放入1％氨水30s，水洗；放入伊红染液2min，水洗；按照顺序依次放入70％乙醇、80％乙醇、95％乙醇和100％乙醇均各1min。吹干。最后在二甲苯溶液中过一下，烘干；进行镜下读片。
③根据表9，对肠道组织进行评分。
表9肠道组织切片评分
处理组中空肠组织无明显病变，黏膜结构较为完整，黏膜皱壁可见。模型组黏膜面较为完整，黏膜镜下可见部分炎症改变，腺体部分可见肿胀***，部分区域有炎性细胞浸润，绒毛呈现异常增生。病理评分3.25±0.75高于处理组0.75±0.25(p>0.05)(图14和表10)。
模型组与处理组相比，处理组绒毛长度656.10±10.74μm明显高于模型组519.30±34.38μm(p<0.01)；绒毛长度和隐窝深度比值呈现明显变化(p<0.01)，处理组比值5.46±0.05高于模型组4.03±0.33。说明复合微生态制剂能够增加绒毛高度，改善肠道形态，维持肠道完整性。
表10复合微生态制剂对肠道菌群失调犬肠道组织的影响
过量摄入抗生素可能会降低对病原体的抵抗力造成肠黏膜损伤，以及肠道微生物区系失调，并导致腹泻发生。本发明应用复合微生态制剂对菌群失调进行干预，结合血清学、病理学、肠道微生物组学综合分析复合微生态制剂对菌群失调的调节作用。虽然微生态制剂对体重的影响在研究报道中并不一致，有研究表明微生态制剂能够调节动物的体重，也有研究表明对体重并无影响。在本发明中并未发现微生态制剂对抗生素导致的体重下降有影响，这可能与微生态制剂的成分、剂量或者抗生素的种类、剂量有关，动物种类也是一大影响因素。
通过组织学检测发现，处理组肠绒毛长度、比值升高，表明复合微生态制剂显著改善肠道屏障功能。益生菌通过TLR样受体(尤其是TLR2)相关细胞因子和信号通路增强宿主肠道免疫及改善肠屏障功能。此外，复合微生态制剂还能激活磷脂酰肌醇-3-激酶(PI3K)/蛋白激酶B(PKB)信号通路，促进肠道细胞的生长，恢复肠黏膜屏障。丁酸梭菌也可以促进肠上皮细胞的增殖并恢复肠道屏障。处理组组织病理评分下降，说明复合微生态制剂能够促进肠绒毛生长修复肠黏膜的损伤，显著改善了肠道屏障功能，维持肠道完整性。
以上所述仅是本发明的优选实施方式，应当指出，对于本技术领域的普通技术人员来说，在不脱离本发明原理的前提下，还可以做出若干改进和润饰，这些改进和润饰也应视为本发明的保护范围。

Claims (3)

1.一种复合微生态制剂，其特征在于，由包括如下质量份数的组分制备而成：双歧杆菌4～6份、丁酸菌15～25份、植物乳杆菌2.5～3.5份和壳寡糖300～400份；
所述双歧杆菌的菌浓为0.8～1.2×108CFU/mg、丁酸菌的菌浓为0.08～0.12×108CFU/mg、植物乳杆菌的菌浓为0.8～1.2×108CFU/mg。
2.权利要求1所述的一种复合微生态制剂在制备治疗肠道菌群失调药物中的应用。
3.根据权利要求2所述的应用，其特征在于，所述肠道菌群失调为抗生素致肠道菌群失调。
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