CH616652A5 - - Google Patents

Description

La présente invention est relative à des undécapeptides 20 179, 77, (1973)] que le facteur cyclique inhibiteur de la libéra-

cycliques apparentés à la somatostatine. tion de la somatotropine (SRIF), connu sous le nom de somato-

Brazeau et ses collaborateurs ont démontré [voir «Science», statine, présente la structure suivante:

H—Ala—Gly—Cys—Lys—Asn —Phe—Phe—Trp—Lys—Thr—Phe—Thr—Ser—Cys—OH

S S

On a décrit dans la littérature plusieurs procédés de synthèse de la somatostatine, notamment la méthode en phase solide de Rivier, «J. Am. Chem. Soc.», 96,2986 (1974), et les méthodes en solution de Sarantakis et consorts, «Biochemical Biophysical Research Communications», 54, 234 (1973), et d'Immer et consorts, «Helv. Chim. Acta», 57, 730 (1974); il y a aussi de nombreuses recherches en cours sur les peptides, dont le but est de renforcer l'activité pharmacologique de la somatostatine en modifiant synthétiquement sa structure.

O

La présente invention prévoit de nouveaux analogues cycliques de somatostatine, dans lesquels le reste tryptophyle peut 30 être de la configuration stéréochimique L ou D, et dans lesquels les restes ala1, gly2, cys3 et cys14 ont été remplacés par un co-amino-acide de la formule générale h2n—(CH2)3-8—COOH. Le remplacement du reste L—Trp dans la somatostatine par le reste D—Trp a été discuté par J. Rivier et consorts, «Biochem. Biophys. 35 Res. Commun.», 65,746 (1975).

L'invention concerne des composés répondant aux formules:

C — L—Lys—L—Asn—L-Phe—L-Phe—(T)-L—Lys-L-Thr-L—Phe—L—Thr—L-Ser—NH

et leurs sels non toxiques.

Les produits cycliques obtenus suivant la présente invention présentent les propriétés physiques inhérentes suivantes: ils sont des matières solides de couleur blanche à ton clair, ils sont pratiquement insolubles dans le chloroforme, le benzène, etc., mais il présentent une solubilité dans l'eau et dans des solutions acides aqueuses, par exemple dans des solutions aqueuses d'acide chlor-hydrique ou acétique. Ces matières ne montrent pas de point de fusion pouvant se déterminer nettement et on peut les purifier,

(CH2)„-

de ces matières dans de l'acide méthanesulfonique 4N, par exemple, permet une détermination de la teneur en aminoacides, qui se montre compatible avec les structures présentées 45 ci-dessus.

Les compositions cycliques obtenues suivant l'invention présentent la caractéristique de pouvoir empêcher la libération de l'hormone de croissance, de l'insuline et du glucagon, ce qui a été mis en évidence par des méthodes d'essais pharmacologiques su classiques.

L'invention englobe également les undécapeptides cycliques par exemple, par des moyens chromatographiques. Une hydrolyse répondant aux formules:

O

C —L—Lys—L—Asn —L—Phe—L—Phe—D—Trp—L —Lys—L—Thr—L—Phe—L—Thr—L—Ser—NH

et

O

II

Ç^L—Lys-L—Asn—L—Phe—L—Phe—L—Trp-L—Lys-L-Thr—L—Phe—L—Thr—L-Sei^NH

-(CH2)6

et les sels non toxiques de ces composés. invention, qui assurent l'inhibition de la sécrétion de l'hormone

Les undécapeptides cycliques préparés suivant la présente somatotropine, sont représentés par la formule suivante:

3

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O

II

C —L—Lys—L—Asn—L—Phe—L—Phe—(T) —L—Lys—L—Thr—L—Phe—L—Thr—L—Ser—NH

-(CH2)n-

dans laquelle T est choisi parmi L—tryptophyle et D — tryptophyle, n a une valeur de 3 à 8, l'invention concernant donc aussi les sels par addition d'acide non toxiques. Des exemples d'acides non toxiques intéressants pour la préparation de ces sels sont les acides chlorhydrique, acétique, sulfurique, maléique, benzoïque, fumarique, citrique, etc.

Les composés cycliques peuvent être préparés à partir de nouveaux undécapeptides de la formule

R1NH(ch2)nCO - L - Lys(R2) - L - Asn - L - Phe - L - Phe - (T) - L - Lys(R2) - L - Thr(R3) -L - Phe - L - Thr(R3) - L - Ser(R3) - X

dans laquelle n a une valeur de 3 à 8, T est choisi parmi D— i tryptophyle et L—tryptophyle, R1 est de l'hydrogène ou un groupe protecteur d'a-amino, de préférence du type uréthanne, tel que le t-butyloxycarbonyle, R2 est un halobenzyloxycarbonyle, le benzyloxycarbonyle, etc., et est de préférence le 2-chloro-benzyloxycarbonyle, R3 est le benzyle, X est choisi parmi OH, 2 NH—nh2,0—alkyle inférieur, O—benzyle et une liaison de fixation à une résine de polystyrène solide, représentée par:

30

support de — O—CH2 — résine de polystyrène

Le support de résine de polystyrène peut être constitué par n'importe quelle résine appropriée, utilisée traditionnellement en pratique pour la préparation en phase solide de polypeptides,

et il s'agit de préférence d'un copolymère de styrène avec environ 1 à 2% de divinylbenzène comme agent de réticulation, ce qui amène le polymère de polystyrène à être insoluble dans certains solvants organiques. Ce support a aussi été de préférence 35 chlorométhylé pour créer des sites de formation d'ester avec l'aminoacide protégé en amino, introduit au départ. Le polymère de polystyrène est d'ordinaire composé de longues chaînes alkyliques portant un noyau de phényle un atome de carbone sur deux, et le reste d'aminoacide terminal est en règle générale relié, 40 par l'intermédiaire d'une liaison covalente carbone-oxygène, à ce support de résine.

Les séquences linéaires au départ desquelles les undécapeptides cycliques se préparent sont elles-mêmes de préférence préparées par une méthodologie en phase solide, en suivant des techniques 45 connues d'une façon générale en pratique pour la création d'une chaîne d'aminoacides au départ d'un aminoacide supporté sur une résine. Merrifield, «J. A. C. S.», 85,2149 (1963), a illustré, d'une façon générale, la technique en cause. En général, les séquences linéaires sont ensuite séparées du support de résine et cyclisées par voie intramoléculaire, en produisant les nouveaux undécapeptides cycliques de l'invention.

En raison de la nature cyclique des undécapeptides produits, peu importe l'aminoacide de la séquence choisi pour amorcer la synthèse de l'intermédiaire linéaire, pourvu que cette séquence linéaire soit assemblée dans l'ordre que l'on rencontrerait en se déplaçant dans le sens antihoraire autour du cycle d'undécapeptide, à partir de l'aminoacide ainsi choisi. Pour des raisons de commodité, lesdits undécapeptides ont normalement été assemblés en utilisant la L—sérine comme aminoacide de départ, la L —sérine apparaissant (en lisant de la droite vers la gauche) comme étant le premier reste aminoacide de la séquence des intermédiaires linéaires. Il s'ensuit que l'œ-aminoacide de formule H2N(CH2)3-8 —COOH apparaît comme étant le dernier reste aminoacide dans la séquence des intermédiaires linéaires (en lisant à nouveau de la droite vers la gauche). Une liaison d'amide, produite par réaction du groupe carboxyle du reste de L—sérine et du groupe amino du reste co-aminoacide, complète la synthèse. Il sera évident pour les spécialistes que, si on choisit un aminoacide autre que la L —sérine comme point de départ dans la synthèse, la séquence des intermédiaires linéaires peut varier mais, une fois cyclisation terminée, la séquence requise des aminoacides sera présentée par le cycle d'undécapeptide ainsi produit. C'est ainsi que, par exemple, la séquence suivante d'aminoacides est nécessaire pour l'intermédiaire linéaire (en lisant de la droite vers la gauche) en vue de produire selon l'invention les undécapeptides cycliques, si on choisit le D—tryptophane pour amorcer la séquence linéaire:

L—Lys — L—Thr—L — Phe—L—Thr—L—Ser — [NH(CH 2)3-8 — CO]— L—Lys —L—Asn —L —Phe—L —Phe—D—Trp

La formation, de façon intramoléculaire, d'une liaison d'amide entre le groupe carboxyle du D—tryptophane et le groupe a-amino du reste de lysine en bout de chaîne donnera les undécapeptides cycliques suivant le procédé de l'invention. Un avantage particulier 55 pouvant dériver de l'utilisation d'un acide co-aminoalcanolque pour amorcer la séquence linéaire, c'est-à-dire le premier aminoacide attaché à la résine, est l'absence de racémisation lors de la séparation à partir de la résine ou lors de l'activation.

Suivant une séquence préférée, l'aminoacide t — Boc—O — m benzyl—L—sérine, protégé en a-amino-ß-hydroxy, est combiné, à l'endroit de son groupe carboxyle, à la résine chlorométhylée suivant le procédé de Gisin, «Helv. Chim. Acta», 56,1476 (1973). Après la combinaison de la L—sérine, doublement protégée en a-amino et en ß-hydroxy, au support de résine, le groupe protecteur « d'a-amino est habituellement séparé par des méthodes classiques, de préférence en utilisant de l'acide trifluoroacétique dans du chlorure de méthylène contenant 5% d'éthanedithiol, ou grâce

à de l'acide trifluoroacétique seul ou encore grâce à du HCl dans du dioxanne. La suppression de la protection est de préférence réalisée à une température comprise entre 0°C et la température ambiante. Les aminoacides protégés en a-amino restants sont usuellement combinés successivement dans l'ordre désiré pour obtenir la séquence linéaire que l'on peut cycliser en le produit voulu. A titre de variante, on peut combiner des groupes multiples d'aminoacides par la méthode en solution, avant la combinaison avec la séquence d'aminoacides sur support de résine, en vue de produire l'intermédiaire linéaire désiré. Le choix d'un réactif de combinaison approprié est du domaine de l'expérience normale. Un agent de combinaison particulièrement approprié est le N,N'-diisopropylcarbodiimide (DIC). Un autre agent de combinaison approprié est le N,N'-dicyclohexylcarbodi-imide (DCC).

Chaque aminoacide protégé, ou chaque séquence d'aminoacides protégés, est en général introduit dans la réaction en phase

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4

solide en un excès de 2 à 6 fois, et la combinaison est de préférence réalisée dans un milieu de diméthylformamide/chlorure de méthylène ou bien dans du diméthylformamide seul ou du chlorure de méthylène seul. Dans les cas où une combinaison incomplète se développe, on peut répéter le procédé de combinaison avant séparation du groupe protecteur d'a-amino, et avant l'introduction de l'aminoacide suivant dans la réaction en phase solide. Le succès de la réaction de combinaison à chaque stade de la synthèse est surveillé par la réaction à la ninhydrine, de la façon décrite par E. Kaiser et consorts, «Analyt. Biochem.», 34, 595 (1970).

L'undécapeptide sur support de résine, totalement protégé, présente la séquence préférée suivante d'aminoacides:

R1NH(CH2)nCO—L—Lys(R2)—L—Asn—L—Phe—L—Phe—(T)—L—Lys(R2)—L—Thr—(R3)—

L - Phe - L - Thr(R3) - L—Ser(R3) - o - ch2 dans laquelle le groupe:

support de résine de polystyrène

-o-ch2-

support de résine de polystyrène représente le fragment ester de l'un des nombreux groupes fonctionnels présents dans la résine de polystyrène, tandis que R1, R2, R3, n et T ont les définitions données précédemment.

La séquence linéaire d'aminoacides totalement protégée est d'habitude, séparée du support de résine de polystyrène, le groupe R1 est enlevé, et le peptide linéaire est soumis à une cyclisation intramoléculaire; en règle générale, les groupes de blocage restants (c'est-à-dire R2 et R3) sont séparés, l'undécapeptide cyclique, débarrassé des groupes de blocage, est purifié, 15 par exemple par des moyens chromatographiques, et, si on le désire, l'undécapeptide cyclique libre est converti en un sel d'addition d'acide, acceptable du point de vue pharmacologique.

Une méthode particulièrement commode et efficace pour la réalisation des phases précédentes est décrite ci-après. Il doit 20 toutefois être entendu que d'autres méthodes existent et peuvent être utilisées pour la mise en œuvre des phases opératoires en question.

La séquence linéaire d'aminoacides pleinement protégée peut être séparée du support de résine de polystyrène par traitement 25 avec de l'hydrazine à 97%, ce traitement produisant un undéca-peptide linéaire de la structure suivante:

R1NH(CH2)„CO—L—Lys(R2)—L—Asn—L—Phe—L—Phe—(T)—L—Lys(R2)—L—Thr(R3) -L—Phe—L—Thr—(R3)—L—Ser(R3)—NH—NH2

dans laquelle R1, R2, R3, n et T ont la définition donnée précédemment. Le groupe R1, lorsqu'il s'agit de t — Boc, peut ensuite être séparé par traitement avec, par exemple, de l'acide trifluoroacétique anhydre, après quoi on réalise la cyclisation intra- 35 moléculaire. A titre de variante, le groupe R1, lorsqu'il s'agit de t—Boc, peut être séparé de la séquence linéaire sur support de résine par traitement avec, par exemple, de l'acide trifluoroacétique anhydre, avant le procédé d'hydrazinolyse. L'hydrazide d'undécapeptide (u-amino libre est traité avec, par exemple, du 40 nitrite de butyle tertiaire dans un milieu acide à environ —25° C pendant environ 30 mn. A ce stade, une réaction négative au réactif de Tollens indique une absence d'hydrazide. Le procédé subséquent peut être décrit comme suit: le mélange est dilué jusqu'à environ 30 à 40 fois son volume, avec un solvant inerte 45 de réaction, tel que du diméthylformamide, à environ — 20° C, on ajuste le pH à environ 8 avec, par exemple, de la diisopropyl-éthylamine, et on laisse reposer à 0°C pendant environ 3 à environ 5 j. La dilution élevée favorise la cylisation intramoléculaire. Le solvant est alors évaporé et le reste peut être précipité, par 50 exemple par addition à de l'acide acétique à 1% et repos à 0°C pendant la nuit. Le produit est ensuite totalement séparé des agents de blocage (c'est-à-dire que les groupes R2 et R3 sont enlevés) par traitement avec, par exemple, du fluorure d'hydrogène anhydre et de l'anisole à 0°C pendant environ 1 h. Après sépara- 55 tion du fluorure d'hydrogène, on peut purifier le reste par des procédés connus, par exemple une trituration suivie par une Chromatographie.

L'activité pharmacologique in vivo des undécapeptides 60

cycliques préparés selon la présente invention a été établie par les procédés suivants. Pour des besoins de commodité dans l'énumé-ration des résultats d'essai, le composé cyclique (7-amino-heptanoyl—L—ly syl—L—asparaginyl—L—phény lalanyl— L— phénylalanyl—L—tryptophyl—L—lysyl—L—thréonyl—L — 6S phénylalanyl— L—thréonyl — L—séryl) a été désigné par composé A et le composé cyclique (7-aminoheptanoyl—L—lysyl— L—asparaginyl—L—phénylalanyl—L—phénylalanyl— D—

tryptophyl—L—lysyl—L—thréonyl—L—phénylalanyl—L— thréonyl—L—séryl) a été désigné par composé B.

Procédé d'essai I:

On a administré à des rats mâles Charles River CD, qui n'ont pas été mis à la diète, une injection sous-cutanée d'un peptide solubilisé ou mis en suspension dans une solution saline physiologique. Des rats du même type, qui ont reçu une injection sous-cutanée d'une solution saline témoin, servent d'animaux témoins pour que chaque rat expérimental forme ainsi une paire avec un rat témoin. Les rats sont maintenus dans des cages séparées et, 20 mn avant la fin de la période d'essai, on leur administre une injection de Nembutal dans le péritoine à une dose de 50 mg/kg. On obtient des échantillons de sang par une ponction cardiaque et le plasma est séparé pour la détermination par voie radio-immunologique de la concentration (ng/ml) de l'hormone de croissance (GH). On prévoit généralement des périodes de temps, après injection, de 1, de 2 ou de 4 h pour vérifier la durée d'activité du peptide dans la suppression des taux de GH périphérique en circulation. Des comparaisons entre les valeurs GH témoins et expérimentales, après chacune de ces périodes, sont réalisées par l'essai t de Student, et on utilise la signification statistique (p) au taux de 0,05 ou moins, comme indice d'activité.

( Tableau en tête de la page suivante )

Procédé d'essai II:

Des rats mâles albinos ont été subdivisés en trois groupes (9 rats par groupe) et ont reçu une injection de Nembutal dans le péritoine à raison de 50 mg/kg. 15 mn après l'injection de Nembutal, ces rats ont reçu une injection par voie sous-cutanée, suivant le groupe: a) du composé d'essai, normalement à raison de 500-2000 Hg/kg; b) du SRIF à raison de 200 ng/kg, ou c) d'une solution saline physiologique. 10 mn plus tard, on injecte 0,5 ml d'arginine (300 mg/ml. pH de 7,2) dans le coeur. Les rats sont décapités 5 mn après avoir reçu l'arginine et le sang est récolté dans du Trasylol-EDTA. Des quantités appropriées ont été utilisées pour déterminer l'hormone de croissance, le glucagon et

5

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Composé (dose) 1 h (nombre de rats) 2 h (nombre de rats) 4 h (nombre de rats)

A (1 mg/kg)

95+47(7)

80 ±12 (9)

—

Témoin

370+103(10)

270 ±90 (10)

—

p=0,05

p=0,05

B (2 mg/kg)

13 + 1,7 (10)

15 ±2,8 (10)

—

Témoin

301+73(10)

103 ±31 (9)

•—

p= <0,001

p= <0,01

B (1 mg/kg)

—

44+12 (8)

46 ±6 (10)

Témoin

—

233 ±42 (10)

90 ±15 (9)

p= <0,001

p=0,02

B (0,25 mg/kg)

—

108 ±18 (9)

84± 17 (9)

Témoin

—

159 ±36 (9)

156 ±43 (8)

p= >0,05

p= >0,05

l'insuline. Un composé actif est un composé qui modifie nette- entre les valeurs témoins et expérimentales sont faites du point ment le taux dans le plasma de l'une de ces hormones, par rapport de vue statistique, et on utilise la signification statistique (p) à la teneur dans les solutions salines témoins. Des comparaisons 20 à 0,05 ou moins, comme indice d'activité.

Composé (dose)

GH (ng/ml)

Insuline (|i unités/ml)

Glucagon (pg/ml)

A (3,35 mg/kg)

31± 6

157 ± 8

3,0 ±0,7

Témoin

149+23

181 ± 6

6,4 ± 1,3

p= <0,01

p= <0,05

p= <0,05

A (1 mg/kg)

38 ±11

127 ±10

57 ±13

Témoin

191 ±38

141 ± 6

96 ±15

p= <0,01

p= >0,05

p = £ 0,05

A (0,2 mg/kg)

57 ±12

152 ±15

32±5

SRIF (0,2 mg/kg)

65 ±16

111±10

12±3

Témoin

287 ±53

151 + 15

20±1

p= <0,01

p= <0,05

p= <0,05

A (0,05 mg/kg)

55 10

—

—

SRIF (0,05 mg/kg)

47 8

—

—

Témoin

170 49

—

—

p= <0,05

B (3,0 mg/kg)

92 ± 9

74± 13

—

Témoin

1009 ±298

280±37

—

p= <0,01

p=<0,01

B (30 Mg/kg)

180± 49

—

—

SRIF (20 ng/kg)

232± 87

—

—

Témoin

619 ±103

—

—

p= <0,01

B (2 Hg/kg)

211± 18

—

—

SRIF (10 ug/kg)

241± 15

—

—

Témoin

543± 86

—

—

p= <0,01

B (200 ng/kg)

—

66 ± 6

21 ±5

SRIF (200 Mg/kg)

—

117± 12

13 ±4

Témoin

—

167 ±12

62±8

p= <0,01

p= <0,01

Les résultats d'essais précédents démontrent que les undécapeptides cycliques obtenus suivant l'invention sont utiles pour abaisser la sécrétion de somatotropine, d'insuline et de glucagon chez les animaux domestiques et pour le contrôle de l'hormone de croissance pituitaire immunoréactive en pharmacologie comparative et expérimentale. En partant de la relation connue entre le contrôle de l'hormone de croissance chez des animaux expérimentaux normaux et le contrôle chez l'homme, l'activité pharmacologique démontrée desdits undécapeptides cycliques caractérise les composés comme étant intéressants dans le traitement de l'acromégalie et du diabète juvénile de la même manière que la somatostatine elle-même. L'administration des undécapeptides cycliques peut se faire par les voies traditionnelles 60 pour la somatostatine et les polypeptides apparentés, sous la surveillance d'un médecin, en une quantité dictée par le degré de perturbation déterminé par le médecin. On peut administrer les composés seuls ou en combinaison avec des véhicules et des adjuvants traditionnels, acceptables en pharmacie, sous la forme 65 de doses unitaires.

Les exemples suivants illustreront plus complètement encore le procédé de l'invention, les exemples 1 à 6 concernant la préparation de composés intermédiaires.

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Exemple 1 :

t—Butyloxycarbonyl—N^—( 2—chlorobenzyloxycarbonyl) — L—lysyl—L— asparaginyl—L—phénylalanyl—L—phénylalanyl—L— tryptophyl—N*—(2—chlorobenzyloxycarbonyl ) — L—lysyl—0 — benzyl—L—thréonyl—L—phénylalanyl—0— benzyl—L—thréonyl—0—benzyl—L— sérine-résine, I, et t—butyloxycarbonyl —L— phénylalanyl— O—benzyl—L—thréonyl—O — benzyl—L—sérine-résine,

II (II obtenu comme intermédiaire dans la préparation de I).

Une résine de polystyrène chlorométhylée (400 g) est estérifiée avec le sel de césium de t — Boc—O—benzyl—sérine (450 mmoles) par la méthode de B.F. Gisin, «Helv. Chem. Acta», 56,1476 (1973), pour donner de lai—Boc—O—benzyl— sérine-résine, ayant une substitution de 0,63 mmole/g de résine. La résine (470 g) a alors été traitée de la façon suivante:

1) Lavage au méthanol (2 fois).

2) Lavage au chlorure de méthylène (3 fois).

3) Lavage préalable pendant 5 mn avec 30% d'acide trifluoroacétique/chlorure de méthylène (en volume/ volume) contenant 5% d'éthanedithiol.

4) Lavage avec 30% d'acide trifluoroacétique/chlorure de méthylène (volume/volume) contenant 5% d'éthanedithiol (2 fois) pendant 15 mn chaque fois.

5) Lavage au chlorure de méthylène (2 fois).

6) Lavage au diméthylformamide.

7) Lavage avec 15% de triéthylamine dans du diméthylformamide (2 fois) pendant 10 mn chaque fois.

8) Lavage au diméthylformamide.

9) Lavage au chlorure de méthylène.

10) Lavage au méthanol (2 fois).

11) Lavage au chlorure de méthylène (2 fois).

Une durée de contact de 5 mn est prévue pour chaque lavage, sauf indication contraire.

La résine est agitée modérément avec de la J—Boc— O—benzyl—L—thréonine (146 g; 0,48 mole) dans une solution de diméthylformamide/chlorure de méthylène (1/1) et dans du dicyclohexylcarbodiimide (DCC) 1M dans du chlorure de méthylène (470 ml), et ce pendant la nuit. La résine est lavée successivement avec du diméthylformamide (2 fois), du méthanol (2 fois) et du chlorure de méthylène (2 fois). Pour vérifier l'achèvement de la réaction, la résine—peptide est soumise à l'essai à la ninhydrine en suivant le procédé de E. Kaiser et consorts, « Analytical Chemistry», 34, 595 (1970), et on a trouvé qu'elle est faiblement positive. La phase de combinaison est répétée en utilisant de la t—Boc—O—benzyl—L—thréonine (43,8 g; 0,14 mole dans diméthylformamide/chlorure de méthylène (1/1), 70 ml DCC 1M). Après agitation pendant la nuit et après la séquence des lavages décrite ci-dessus, la réaction avec de la ninhydrine est encore légèrement positive, de sorte que l'on réalisait une nouvelle combinaison avec de la i—Boc—O — benzyl—L—thréonine (43,8 g; 0,14 mole dans du diméthylformamide contenant du 1-hydroxybenzotriazole, 21,9 g, 0,14 mole; 143 ml de DCC 1M). Après agitation pendant la nuit et après la séquence susdite de lavages, la réaction à la ninhydrine était négative, ce qui indiquait une combinaison complète. La séparation du groupe protecteur de ï—Boc-a-amino était alors réalisée comme décrit dans les phases 3) à 11) précédentes.

Les restes suivants d'aminoacides étaient alors introduits en succession (on utilisait une durée de combinaison de 18 h pour chaque aminoacide, à moins d'indications contraires; chaque combinaison entre aminoacides successifs était séparée à la fois par le programme de lavages et par la séquence de séparation des blocages 3) à 11) décrites pour la t—Boc—O—benzylsérine— résine), à savoir d'abord i— Boc—L—phénylalanine (187 g; 0,7 mmole dans du diméthylformamide contenant du 1-hydroxybenzotriazole, 107,9 g; 705 mole; 705 ml de DCC 1M). Une portion de 48,4 g de la résine—peptide est séparée et la synthèse est poursuivie par l'addition de i—Boc—O—benzyl—L— thréonine (145,3 g; 0,47 mole dans du diméthylformamide contenant du 1-hydroxybenzotriazole, 71,9 g, 0,47 mole; 470 ml de DCC 1M), i—Boc—N*—(2-chlorobenzyloxycarbonyl)—L— lysine (194,8 g; 0,47 mole dans du diméthylformamide contenant du 1-hydroxybenzotriazole, 35 g, 0,23 mole, 470 ml de DCC 1M), i—Boc—L—tryptophane (142,9 g; 0,47 mole dans du diméthylformamide, 470 ml de DCC 1M). Une combinaison incomplète se produisait à ce stade, de sorte qu'après la séquence de lavages on répétait la combinaison avec le t—Boc—L—tryptophane en utilisant l'aminoacide (72 g; 0,237 mole) dans du diméthylformamide contenant du 1-hydroxybenzotriazole (36 g; 0,237 mole), et 235 ml de DCC 1M. On sépare 40 g de la résine—peptide et la synthèse est poursuivie avec la t—Boc—phénylalanine (124,6 g; 0,46 mole dans du diméthylformamide contenant du 1-hydroxy-benzotriazole, 71,9 g, 0,47 mole; 470 ml de DCC 1M). On sépare 43,3 g de la résine—peptide et on poursuit la synthèse par l'addition de t—Boc—L—asparagine-p-nitrophénylester (199,1 g; 0,56 mole dans du diméthylformamide contenant 1% d'acide acétique glacial). Une durée de réaction de 4 j était prévue pour ce stade. On séparait alors 52,4 g de la résine—peptide et la synthèse était achevée par l'addition de i—Boc—Nc—(2-chloro-benzyloxycarbonyl)—L—lysine (165,8 g; 0,4 mole dans du diméthylformamide contenant du 1-hydroxybenzotriazole, 61,2 g; 0,4 mole, 400 ml de DCC 1M). La résine séchée et lavée pesait 568,1 g.

Exemple 2:

Acide 7—t—butyloxycarbonylaminoheptanoique

De l'acide 7-aminoheptanoïque (20 g; 1,38 x 10"1 mole) est converti en le composé cité en rubrique en utilisant la méthode d'Ulf Ragnarrson et consorts, «Org. Syn.», 53,25 (1973), en utilisant de la tétraméthylguanidine (17,3 g; 1,49 x 10"1 mole) et du i-butylphénylcarbonate (30 g, 1,54 x 10"1 mole) dans du diméthyl-sulfoxyde (100 ml) pendant 3 j.

Le produit (24 g) avait un point de fusion de 56-58° C après recristallisation dans de l'acétate d'éthyle/hexane/éther.

Analyse pour: c12h23no4

Calculé: C 58,75 H 9,45 N5,71%

Trouvé: C 59,14 H 9,61 N5,86%

Exemple 3:

7—t —Butyloxycarbonylaminoheptanoyl—Nz—(2—chlorobenzyloxycarbonyl )—L—lysyl—L—asparaginyl—L—phénylalanyl —L—phénylalanyl—L—tryptophyl—Nc—(2—chlorobenzyloxycarbonyl) —L—lysyl —O—benzyl—L—thréonyl— L—phénylalanyl—O—benzyl—L—thréonyl—O—benzyl— L—sérine—résine

La résine—peptide I (15 g) provenant de l'exemple 1 a été traitée suivant le programme 3) à 11) de l'exemple 1, et la résine— peptide débarrassée des blocages a été agitée avec de l'acide 7—t—butyloxycarbonylaminoheptanoïque (30 mmoles dans du diméthylformamide/chlorure de méthylène 1/1) et 60 ml d'une solution 0,5 M de diisopropylcarbodiimide (DIC) dans du chlorure de méthylène.

La résine—peptide a été lavée au chlorure de méthylène (2 fois), au diméthylformamide (3 fois) et au chlorure de méthylène (2 fois) pour obtenir la résine citée en rubrique.

Exemple 4:

7—t—Butyloxycarbonyl—N*—( 2—chlorobenzyloxycarbonyl ) — L — lysyl—L—asparaginyl—L—phénylalanyl—L—phénylalanyl—JD— tryptophyl—Nz—( 2—chlorobenzyloxycarbonyl ) — L—lysyl—O—benzyl—L—thréonyl—L—phénylalanyl—O— benzyl—L— thréonyl—O — benzyl—L—sérine—résine

6

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

55

60

65

7

616 652

La résine—peptide II de l'exemple 1, i—Boc—L—phénylalanyl — O—benzyl —L—thréonyl—O—benzyl—sérine-résine (10 g), a été convertie en le composé cité en rubrique par la combinaison graduelle des aminoacides appropriés dans du chlorure de méthylène/diméthylformamide 1/1 (50 ml) avec une solution 0,5M (45 ml) de dicyclohexylcarbodiimide (30 ml). Une durée de combinaison de 18 h a été utilisée pour chaque aminoacide. Chaque combinaison a été précédée par le programme de déblocage et suivie par le programme de lavage que l'on décrit ci-après.

Programme de déblocage:

1) Lavage au chlorure de méthylène (3 fois).

2) Lavage préalable avec 40% d'acide trifluoroacétique dans du chlorure de méthylène contenant 0,5% en poids/ volume de dithioérythréitol.

3) Lavage avec 40% d'acide trifluoroacétique dans du chlorure de méthylène contenant 0,5% en poids/volume de dithioérythréitol (2 fois) pendant 15 mn chaque fois.

4) Lavage au chlorure de méthylène (2 fois).

5) Lavage au diméthylformamide (2 fois).

6) Lavage avec 15% de triéthylamine dans du diméthylformamide (2 fois) pendant 10 mn chaque fois.

7) Lavage au diméthylformamide (2 fois).

8) Lavage au chlorure de méthylène (3 fois).

9) Lavage au diméthylformamide.

10) Lavage au chlorure de méthylène.

Une durée de contact de 5 mn était prévue pour chaque période de lavage.

Programme de lavage:

i) Chlorure de méthylène (2 fois).

11) Diméthylformamide (3 fois).

iii) Chlorure de méthylène (2 fois).

La combinaison des aminoacides s'est faite dans l'ordre d'addition suivant (20 mmoles);

1—Boc—O—benzyl—L—thréonine (6,18 g) i—Boc—NE—(2—chlorobenzyloxycarbonyl)—L — lysine (8,34 g)

1—Boc—D—tryptophane (6,1 g)

t —Boc—L—phénylalanine (5,3 g)

t —Boc—L—phénylalanine (5,3 g) t—Boc—L—asparagine-a-p-nitrophénylester (7,1 g), pas d'utilisation de DIC avec cette combinaison qui était réalisée dans du diméthylformamide contenant 1 % d'acide acétique.

t — Boc—NE-(2-chlorobenzyloxycarbonyl)—L—lysine (8,34 g)

acide 7-1—Boc—aminoheptanoïque (4,9 g).

Exemple 5:

7—t —Butyloxycarbonylaminoheptanoyl—Nz—(2 — chlorobenzyloxycarbonyl )—L—lysyl—L—asparaginyl —L— phénylalanyl—L—phénylalanyl—L—tryptophyl—Nz — (2 — chlorobenzyloxycarbonyl )—L—lysyl—O—benzyl—L— thréonyl—L— phénylalanyl— O — benzyl— L—thréonyl—O — benzyl—L—séryl hydrazide

La résine—peptide (15 g) de l'exemple 3, en suspension dans du diméthylformamide sec (100 ml) a été agitée avec de l'hydrazine à 97% (10 ml) pendant 2 j à la température ambiante sous azote. La résine a été filtrée et lavée à fond avec du diméthylformamide. Le filtrat et les liquides de lavage combinés ont été concentrés sous pression réduite à des températures ne dépassant pas 30°. Le reste a été trituré avec du méthanol (100 ml) et filtré. Le précipité solide a été agité avec du méthanol pendant 1 h et à nouveau filtré. Le précipité séché sous vide sur du pentoxyde de phosphore donnait 5,8 g d'hydrazide.

Exemple 6:

7—t —Butyloxycarbonylaminoheptanoyl—W—f 2—chlorobenzyloxycarbonyl )—L— lysyl—L—asparaginyl—L— phénylalanyl—L—phénylalanyl—jD — tryptophyl—N*— (2—chlorobenzyloxycarbonyl) — L—lysyl—O—benzyl— L—thréonyl—L- phénylalanyl—O—benzyl—L—thréonyl—O— benzyl—L—séryl hydrazide

La résine—peptide totale de l'exemple 4 a été lavée au diméthylformamide et ensuite mise en suspension dans du diméthylformamide sec (100 ml) et agitée avec de l'hydrazine à 97% (10 ml) pendant 2 j à la température ambiante sous azote. Cette résine a été filtrée et lavée à fond avec du diméthylformamide. Le filtrat et les liquides de lavage combinés ont été concentrés sous pression réduite à des températures ne dépassant pas 30° C. Le reste a été trituré avec du méthanol et filtré. Le précipité solide a été agité avec du méthanol durant 1 h et à nouveau filtré. Le précipité séché sous vide sur du pentoxyde de phosphore donne 4,9 g d'hydrazide brut.

Exemple 7;

(7—Aminoheptanoyl—N*—(2—chlorobenzyloxycarbonyl ) — L—lysyl—L— asparaginyl—L—phénylalanyl—L—phénylalanyl—L— tryptophyl—IST —(2—chlorobenzyloxycarbonyl ) — L—lysyl—O—benzyl—L—thréonyl—L—phénylalanyl—O — benzyl—L—thréonyl— O—benzyl—L—séryl) cyclique

L'hydrazine séché brut de l'exemple 5, en suspension dans de l'acide trifluoroacétique anhydre (60 ml), du chlorure de méthylène (40 ml), de l'anisole (5 ml) a été agité avec 0,5 g de dithioérythréitol pendant 15 mn à 0°C, et ensuite pendant 45 mn supplémentaires à la température ambiante. La solution claire a été évaporée en une huile qui, par trituration avec des volumes importants d'éther, donne une matière solide floculeuse (5,65 g) que l'on a séchée sous vide sur du pentoxyde de phosphore.

La matière solide susdite (5,5 g; 2,4 moles) dissoute dans du diméthylformamide (60 ml) à la température ambiante a été refroidie à — 30° C et traitée avec 12,2 ml d'acide chlorhydrique 0,76N (9,27 mmoles) dans du tétrahydrofuranne, et ensuite avec du nitrite de butyle tertiaire (0,36 ml; 3,1 mmoles). La solution avait une réaction négative avec du nitrate d'argent ammoniacal (réactif de Tollen) après 30 mn dans l'intervalle de températures de —20 à — 30°C, ce qui indiquait l'absence d'hydrazide. Le mélange de réaction est transféré dans un ballon contenant du diméthylformamide anhydre (21) à —20°C et le pH était ajusté à 8 avec de la diisopropyléthylamine. Le mélange de réaction était conservé à 0°C pendant 3 j, puis évaporé en un petit volume sous pression réduite. Le reste était versé dans 500 ml d'acide acétique à 1%, et laissé au repos pendant la nuit à 0°C, puis filtré. La matière solide était lavée à l'eau et séchée sous vide pour donner le produit cité en rubrique (4,7 g).

Exemple 8:

(7—Aminoheptanoyl—^—(2 — chlorobenzyloxycarbonyl ) — L—lysyl—L— asparaginyl—L—phénylalanyl—L—phénylalanyl —_D — tryptophyl—Nc—( 2—chlorobenzyloxycarbonyl ) — L—lysyl —O—benzyl—L—thréonyl—L—phénylalanyl — O — benzyl—L—thréonyl—O — benzyl—L— séryl) cyclique

L'hydrazide brut de l'exemple 6 (4,9 g) a été agité dans un mélange d'acide trifluoroacétique anhydre (100 ml) et d'anisole (5 ml) contenant du dithioérythréitol (0,5 g) sur une période de 10 mn à 0°C, puis sur une période supplémentaire de 50 mn à la température ambiante. La solution claire a été évaporée en une huile qui, lors d'une trituration avec des volumes importants d'éther, donne une matière solide (4,8 g) après séchage sous vide sur du pentoxyde de phosphore.

La matière solide précédente (4,8 g; 2,1 mmoles) dissoute dans du diméthylformamide (50 ml) à la température ambiante a été

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

55

60

65

616 652

8

refroidie jusqu'à — 30° C et traitée avec 2 ml d'acide chlorhydrique 4N (8 mmoles) dans du dioxanne, puis avec du nitrite de butyle tertiaire (0,31 ml; 2,68 mmoles). La solution avait une réaction négative avec du nitrate d'argent ammoniacal (réactif de Tollen) après 30 mn dans l'intervalle de températures de —20 à — 30° C, ce qui indiquait l'absence d'hydrazide. Le mélange de réaction était transféré dans un ballon contenant du diméthylformamide anhydre (21) à — 20° C et on ajustait le pH à 8 avec de la diisopropyléthylamine. Le mélange de réaction était conservé à 0°C durant 4,5 j, puis évaporé sous vide à des températures inférieures à 35° C. Le reste était versé dans 500 ml d'acide acétique à 1% et on récupérait la matière solide par filtration. Après lavage à l'eau et séchage sous vide sur du pentoxyde de phosphore, on obtenait 4,2 g de produit.

Exemple 9:

(7—Aminoheptanoyl—L—lysyl—L— asparaginyl—L— phénylalanyl—L—phénylalanyl—L—tryptophyl—L—

lysyl—L- thréonyl—L-phénylalanyl—L— thréonyl—L—

séryl) cyclique

Du (7—aminopentanoyl—Ne—(2—chlorobenzyloxycarbonyl)—L— lysyl—L—asparaginyl—L— phénylalanyl— L—phénylalanyl—L—tryptophyl—NE—(2—chlorobenzyloxycarbonyl) —L—lysyl—O—benzyl—L—thréonyl—L— phénylalanyl—O—benzyl — L—thréonyl—O—benzyl—L—

séryl) cyclique (4,6 g) a été traité sous vide avec de l'acide fluorhydrique anhydre (100 ml) et de l'anisole (30 ml) à 0°C durant 1 h. On a séparé ensuite l'acide fluorhydrique sous pression réduite et on a trituré à fond le reste avec de l'éther avant extraction avec de l'acide acétique à 20% dégazé (100 ml). La fraction acide a été diluée avec de l'eau et lyophilisée pour laisser le composé en rubrique à l'état brut (3,15 g).

Purification:

Le peptide brut, débarrassé de sa protection (3,1 g) dans de l'acide acétique à 20%, a été alimenté à une colonne de Sephadex G-25 (fines particules), 200 x 2,5 cm dans de l'acide acétique à 20%. On a récolté 180 fractions de 5,6 ml chacune. L'effluent de la colonne a été surveillé à 254 mjx avec un détecteur analytique d'ultraviolet Altex, modèle 153, en utilisant une cellule à circulation préparatoire Altex et un enregistreur. Quatre fractions principales ont été prélevées : A (82-94) : 267 mg ; B (99-107) : 883 mg ; C (111-119) : 970 mg; D (120-136): 700 mg. La fraction D (120-136) a été choisie pour une purification complémentaire sur la base d'une Chromatographie en couche mince, une analyse des aminoacides et une réaction positive du tryptophane avec le réactif d'Ehrlich. Un recalibrage sur la même colonne donnait un seul pic dans les fractions 116-127(5,6 ml chacune), 491 mg (récupération de 70%). Une nouvelle purification a été réalisée sur une colonne de partage (150 x 2,5 cm) de Sephadex G-25 fin, préparée par mise en équilibre avec une phase inférieure et ensuite une phase supérieure du système solvant n-butanol/acide acétique/eau, 4/1/5. L'effluent de la colonne, surveillé comme ci-dessus, a donné une matière homogène dans les fractions 48-61. Les fractions ont été récoltées, évaporées et lyophilisées dans de l'acide acétique à 10%. La matière solide a été dissoute dans de l'acide acétique à 1%, puis filtrée à travers un filtre millipore de 0,3 (i, et lyophilisée pour donner 250 mg de produit, [a]â6 = —27,5° (c: 1,18 dans acide acétique à 1%).

Analyse des aminoacides pour un échantillon hydrolysé pendant 18hàll0°C dans un tube fermé sous vide, contenant de l'acide méthanesulfonique 4N et 0,2% de 3-(2-aminoéthyl)-indole:

Asp (1,0), Thr (1,88), Ser (0,94), Phe (2,97),

7NH2(CH2)6-C02H (1,0), Lys (2,03), NH3 (0,79), Trp (0,95).

Aucune perte d'acide 7—aminoheptanoïque n'a été observée par rapport à la phénylalanine après dansylation exhaustive de l'amine libre et hydrolyse des aminoacides sous des conditions provoquant une perte totale de lysine.

Chromatographie en couche mince:

Valeurs Rf

I

II

III

Gel de silice

0,3

0,77

0,54

Cellulose

0,6

0,88

0,60

Les valeurs Rf ont été déterminées sur un gel de Si02 de Brinkmann 60 F-254 de 5 x 20 cm sur des plaques d'Avicel Analtech de 5 x 20 cm. Les taches ont été rendues visibles par de l'iode et du réactif d'Ehrlich.

Systèmes solvants:

I Butanol/acide acétique/eau (4/1/5).

II Acétate d'éthyle/butanol/acide acétique/eau (1/1/1/1).

III Alcool isoamylique/pyridine/eau (7/7/6).

Exemple 10:

(7—Aminoheptanoyl—L— lysyl—L— asparaginyl—L— phénylalanyl—L—phénylalanyl — D.—tryptophyl—L—

lysyl—L- thréonyl—L—phénylalanyl—L—thréonyl—L—

séryl) cyclique

Du (7—aminoheptanoyl—NE—(2—chlorobenzyloxycarbonyl) —L—lysyl — L—asparaginyl—L—phénylalanyl— L - phénylalanyl—13 - tryptophyl—N1 - (2 - chlorobenzyloxycarbonyl) —L—lysyl—O—benzyl — L—thréonyl—L—phénylalanyl —O—benzyl —L—thréonyl—O—benzyl—L—séryl)

cyclique (4,3 g) a été traité sous vide avec de l'acide fluorhydrique anhydre (100 ml) et de l'anisole (30 ml) à 0°C pendant 1 h. On a séparé alors l'acide fluorhydrique sous pression réduite et on a trituré le reste à fond avec de l'éther avant extraction avec de l'acide acétique à 20% dégazé (100 ml). La fraction acide a été diluée avec de l'eau et lyophilisée pour laisser le composé cité en rubrique (2,55 g).

Purification:

Le peptide brut, débarrassé de sa protection (2,50 g), dans de l'acide acétique à 20%, a été appliqué à une colonne de Sephadex G-25 (fin), de 200 x 2,5 cm, dans de l'acide acétique à 20%. On a récolté 180 fractions (5,6 ml chacune). L'effluent de la colonne a été surveillé comme décrit dans l'exemple 9. Les fractions positives de tryptophane ont été récoltées et lyophilisées pour donner 1,0 g de peptide que l'on réappliquait à la colonne. Les fractions 129-148 (295 mg) ont été choisies sur la base de la Chromatographie en couche mince et de l'analyse des aminoacides en vue d'une nouvelle purification. Les fractions 129-148 ont été réappliquées à une colonne de partage (150 x 2,5 cm) de Sephadex G-25 fin, préparée par mise en équilibre avec une phase inférieure et ensuite une phase supérieure du système solvant n-butanol/acide acétique/eau, 4/1/5. L'effluent de la colonne surveillé comme prévu précédemment donne une matière homogène dans les fractions 74-94. Les fractions ont été récoltées, évaporées et le reste a été lyophilisé dans de l'acide acétique à 10%. La matière solide a été dissoute dans de l'acide acétique à 1%, filtrée à travers un filtre millipore de 0,3 (i et lyophilisée pour donner 120 mg de produit, [a]è6 = —31,5° (c: 1,1, acide acétique à 1%).

Analyse des aminoacides pour un échantillon hydrolysé pendant 18hàll0°C dans un tube fermé sous vide, contenant de l'acide méthanesulfonique 4N et 0,2% de 3-(2-aminoéthyl)-indole:

Asp (1,0), Thr (1,83), Ser (1,05), Phe (2,88),

NH2(CH2)6-C02H (1,0), Lys (1,99), NH3 (1,03), Trp (0,87).

Aucune perte d'acide 7—aminoheptanoïque n'a été observée par rapport à la phénylalanine après dansylation exhaustive de l'amine libre et hydrolyse ultérieure dans aminoacides sous des conditions provoquant une perte totale de la lysine.

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

55

60

65

9

616 652

Chromatographie en couche mince:

Valeurs de Rf

I

II

III

Gel de silice

0,32

0,77

0,54

Cellulose

0,60

0,88

0,64

L'origine des plaques et la signification des systèmes solvants I, II et III sont les mêmes que dans le cas de l'exemple 9.

Claims (3)

1. 616 652

   REVENDICATION

   1. Procédé de préparation de polypeptides et de leurs sels d'acides non toxiques apparentés à la somatostatine de formule O

   II

   C—L—Lys—L—Asn—L-Phe—L—Phe—(T)—L—Lys—L—Thr—L—Phe—L—Thr—L—Ser—NH

   -(CH2)n-

   dans laquelle T représente le L—tryptophyle ou le D—tryptophyle io ments réactifs qui ne participent pas à la réaction, et en ce qu'on et n est égal à un nombre entier de 3 à 8, caractérisé par la condensation des aminoacides ou de leurs dérivés activés nécessaires pour la formation du peptide correspondant, avec formation de liaisons — CO—NH— dans n'importe quel ordre de succession et par la protection intermédiaire des groupe-

   soumet le peptide à une cyclisation intramoléculaire.
2. 2. Procédé selon la revendication 1, dans lequel T représente le D—tryptophyle et n est égal à 6.
3. 3. Procédé selon la revendication 1, dans lequel T représente i5 le L—tryptophyle et n est égal à 6.