PL213166B1 - Sposób otrzymywania farmakologicznej stabilnej formy zliofilizowanych aktywnych preparatów oczyszczonych bakteriofagów - Google Patents

Description

Przedmiotem wynalazku jest sposób otrzymywania farmakologicznej stabilnej formy oczyszczonych i zliofilizowanych preparatów bakteriofagowych o podwyższonej trwałości i aktywności przeciwbakteryjnej.

Stale obserwowany wzrost liczby patogennych bakterii opornych na obecnie stosowane antybiotyki wymusza konieczność poszukiwania alternatywnych środków antybakteryjnych [1]. Uważa się, że bakteriofagi, ze względu na sposób funkcjonowania są potencjalnie idealnym kandydatem na nowoczesne, skuteczne czynniki bakteriobójcze. Wzrost zainteresowania terapią bakteriofagami lub białkami izolowanymi z fagów jest związany z wykazaną w kilku ośrodkach ich skutecznością w zwalczaniu zakażeń nie dających się leczyć antybiotykami [2,3]. Bakteriofagi mają szereg zalet w porównaniu do konwencjonalnych antybiotyków, głównie swoistość pozwalającą niszczyć bakterie patogenne bez zabijania bakterii symbiotycznych, przez co nie narusza się subtelnej równowagi mikrobiologicznej organizmu [2,4-7]. Stężenie bakteriofagów w płynach chorego organizmu nie maleje od momentu podania, lecz podlega samoregulacji, liczba fagów rośnie ekspotencjalnie w obecności bakterii i szybko spada w przypadku ich braku. Nie zanotowano jak dotąd znaczących skutków ubocznych terapii fagami, które można stosować u pacjentów uczulonych na antybiotyki. Właściwie dobrane i wyselekcjonowane fagi mogą być zastosowane w profilaktyce antybakteryjnej w tym również do sanizacji, np. pomieszczeń szpitalnych. Znacznie rzadziej obserwuje się selekcję opornych bakterii, co często ma miejsce w przypadku antybiotyków; ponadto w przypadku wystąpienia oporności na danego faga u danej bakterii można dobrać innego faga zdolnego infekować oporną bakterię. Wreszcie mogą być stosowane równolegle z antybiotykami w terapii kombinowanej. Wprowadzenie terapii fagami do powszechnego zastosowania w lecznictwie wymaga opracowania metod szybkiego, skutecznego typowania odpowiednich fagów, monitorowania przebiegu namnażania fagów i penetracji przez nie ludzkiego organizmu, uwalniania przez niszczone bakterie toksyn mogących powodować wstrząs septyczny, usuwania fagów z organizmu [8,9], wreszcie przygotowania stabilnych wysokowydajnych preparatów terapeutycznych. W uprzednim zgłoszeniu patentowym opracowaliśmy procedury wydajnej hodowli bakteriofagów i ich dokładnego oczyszczania, co pozwoliło uzyskiwać duże ilości czystych fagów o wysokim mianie aktywności, bez zanieczyszczeń endotoksynami i innymi składnikami bakteryjnymi, uniemożliwiających szereg aplikacji [10]. Dalsze nasze badania doprowadziły do oryginalnych obserwacji będących przedmiotem niniejszego zgłoszenia, które dotyczą otrzymywania farmakologicznej formy zliofilizowanych aktywnych preparatów bakteriofagowych.

Dotąd preparaty bakteriofagowe w formie lizatów lub oczyszczanych fagów przygotowywano i przechowywano w postaci płynnej. Taka postać farmakologiczna, chociaż względnie trwała dla lizatów, w przypadku oczyszczonych preparatów powoduje szybki spadek aktywności bakteriolitycznej. Wadą postaci płynnej preparatów fagowych jest to, że nie są one dogodnym w przechowywaniu i stosowaniu środkiem farmaceutycznym, oczyszczone fagi nadające się do celów terapeutycznych są nietrwałe, technologie ampułkowania płynów są kosztowne i skomplikowane, produkt wymaga dużo przestrzeni chłodniczej. Najdogodniejszą postacią leku jest produkt w formie stałej, na przykład proszku, tabletki, granulatu lub liofilizatu. Taki produkt odwodniony cechuje się prostotą produkcji i jest tańszy, łatwiejszy w przechowywaniu i stosowaniu. Wymagana jest ponadto stabilność i wysoka aktywność preparatu. Przedmiotem wynalazku jest sposób otrzymywania farmakologicznej stabilnej formy oczyszczonych i zliofilizowanych preparatów bakteriofagowych o podwyższonej trwałości i aktywności przeciwbakteryjnej, znamienny tym, że otrzymany wpierw z bakteryjnego Iizatu fagowego na przykład sposobem ultrafiltracji z detergentem na membranach uItrafiItracyjnych, zawierający wysokocząsteczkowy preparat oczyszczonego faga, stabilizuje się najkorzystniej ekstraktem probiotyku w obecności lub nieobecności soli obojętnych lub/oraz rozpuszczalników organicznych, liofilizuje się, charakteryzuje metodą chromatografii HPLC, w elektroforezie w obecności siarczanu dodecylu, w testach biologicznych Iizy bakteryjnej, przechowuje się pod próżnią i aktywny przeznacza do terapii fagowej zakażeń i nowotworów.

Niniejszy wynalazek rozwiązuje szereg powyższych problemów i polega w pierwszej części na liofilizacji oczyszczonych fagów w obecności czynnika stabilizującego, np. trehalozy, najkorzystniej zmodyfikowanego ekstraktu probiotyku. Liofilizacja jest popularną metodą przechowywania na przykład drobnoustrojów, dzięki której możliwe jest utrzymanie ich długoterminowej żywotności [11]. Na efektywność procesu liofilizacji mikroorganizmów wpływają takie czynniki jak szczep mikroorganizmu, kształt komórek, szybkość i faza wzrostu, temperatura inkubacji, skład pożywki, pH, zawartość wody

PL 213 166 B1 i tłuszczów w komórce oraz jej skład, szybkość ochładzania i ogrzewania, temperatura i okres przechowywania [12]. Skład medium, w którym zawiesza się mikroorganizmy przed zamrożeniem, jest tutaj bardzo ważny, gdyż dodatek odpowiednich substancji zapewnia przeżywalność mikroorganizmów po liofilizacji. Początkowo stosowano glicerol i dimetylosulfotlenek do ochrony komórek mikroorganizmów przed zniszczeniem, które może nastąpić podczas zamrażania [13,14], Znane są substancje ochronne które mogą być nisko- i wysoko-cząsteczkowe [15], szybko wnikające do komórki (w przeciągu 30 minut od wprowadzenia), jak metanol, etanol, glikol etylenowy, glikol propylenowy, dimetyloformamid, metylacetamid i dimetylosulfotlenek, wolniej penetrujące, jak glikol, lub nie penetrujące, jak glukoza, trehaloza, dekstran, skrobia hydroksyetylowa, mannitol, sorbitol, albumina, żelatyna, inne białka, glikol polietylenowy, tlenek polietylenowy lub alkohol poliwinylowy. Sorbitol, jako środek stabilizujący i ochronny, używany jest w mikrobiologii w stężeniach 1-36% (najczęściej 9%). W zależności od mikroorganizmów wobec których stosowano sorbitol, obserwowano różnorodną efektywność jego działania. Traktowanie organizmów 5% mannitolem daje lepsze efekty ochronne aniżeli traktowanie ich sorbitolem. Glukoza używana jest w stężeniach 1 - 18% (najczęściej 4%). Już wcześnie opisywano większą przeżywalność różnych gatunków bakterii w -20°C z użyciem glukozy. Okazała się ona efektywna dla bakteriofaga T4, (wraz z sacharozą), Enterobacter aerogenes, drożdży, spor Puccinia. Wady większości powyższych stabilizatorów polegają na tym, że są to bądź ciecze, albo substancje toksyczne (np. metanol), immunogenne (np. albumina, żelatyna), lub środki syntetyczne zazwyczaj kosztowne w produkcji lub otrzymywaniu, bądź też reaktywne (np. glukoza). Trehaloza jednakże jest naturalnym środkiem ochronnym, występuje w roślinach i komórkach drożdży piekarskich Saccharomyces cerevisiae i jako jedyny disacharyd posiada dwie cząsteczki wody w swoich kryształach, jest obojętna chemicznie. Używa się jej w stężeniach 5 - 19% (średnio 10%) jako środek ochronny dla różnych wirusów, Lactobacillus bulgaricus i innych drobnoustrojów [12]. Preparaty fagowe można przechowywać w formie zliofilizowanej, jednak ze względu na utratę aktywności w trakcie procesu liofilizacji, wskazane jest stosowanie czynników, które posiadają właściwości stabilizujące. Niniejszy wynalazek dotyczy sposobu stabilizowania liofilizowanych fagów ekstraktem otrzymanym z probiotyków i modyfikowanym. Otrzymano wpierw oczyszczone preparaty fagowe według znanych metod, jak z użyciem detergentu i membran ultrafiltracyjnych [10] lub na kolumnie z immobilizowaną polilizyną [16], w przypadku kiedy detergent inaktywuje bakteriofaga. W przeprowadzonych doświadczeniach dla określenia warunków stabilizacji faga podczas procesu liofilizacji wykazano, że spośród użytych czynników stabilizujących, między innymi trehalozy, glukozy, czy sorbitolu i ekstraktu probiotyku, najlepsze wyniki uzyskano dla trehalozy i ekstraktu probiotyku, którego dodatek wpływał najkorzystniej na aktywność oczyszczonego faga po liofilizacji. Sposób według wynalazku jest pozbawiony wad dotychczas znanych metod przechowywania fagów w postaci lizatów. Przechowywanie bakteriofaga T4, Im11 lub K1 przez dwa miesiące, w formie zliofilizowanej z trehalozą lub ekstraktem probiotyku w różnych stężeniach, gwarantuje utrzymanie jego aktywności. Po półrocznym przechowywaniu fagów w stanie zliofilizowanym aktywność zmniejszyła się tylko z 8,0 x 10⁷ pfu/ml do miana faga 4,0 x 10⁶ pfu/ml. Aktywność ta nie obniżała się i została zachowana w stanie niezmienionym, gdy Iiofilizat przechowywano w ampułkach pod próżnią. Aktywność faga była najwyższa przy zawartości 2 - 4% trehalozy lub ekstraktu i zmniejszała się w wyższych stężeniach trehalozy, ekstraktu lub innych stabilizatorów, co świadczy o tym, że 2% stężenie stabilizatora jest optymalną jego zawartością. Niższe miano uzyskano w obecności 1% glukozy. Najniższe miano faga otrzymano przy użyciu sorbitolu. Chociaż wszystkie cztery odczynniki stabilizowały faga utrzymując jego aktywność, jednak największą uzyskano przy zastosowaniu 2 - 4% trehalozy lub ekstraktu. Nowość niniejszego wynalazku polega na liofilizacji i przechowywaniu pod próżnią fagów oczyszczonych w obecności ekstraktu probiotyku jako stabilizatora, co stanowi znaczące ulepszenie w stosunku do wcześniej opatentowanych sposobów przechowywania preparatów fagowych. Sposób otrzymywania formy farmakologicznej jest prosty, wymaga jednego etapu, mianowicie do roztworu oczyszczonych cząstek fagowych dodaje się zmodyfikowanego ekstraktu probiotyku, najkorzystniej z Bifidobacterium, do stężenia 2%, zamraża i przeprowadza liofilizację z ampułkowaniem pod próżnią. Wynalazek dotyczy nowej formy farmakologicznej faga, innej niż dotychczas opatentowano.

Większość opatentowanych rozwiązań dotyczy fagów przechowywanych w postaci lizatów komórkowych, które są stabilne w formie ciekłej lub odwodnionych liofilizatów i nie wymagają dodatkowych stabilizatorów. Lizat stanowi naturalny stabilizator dla faga nawet podczas liofilizacji. Konieczność stabilizowania, ochrony aktywności faga, pojawia się po jego oczyszczeniu z lizatu, kiedy następuje drastyczny spadek aktywności. Nieoczywistość niniejszego rozwiązania polega na tym, że nie

PL 213 166 B1 dotyczy lizatów lecz ogranicza się do fagów oczyszczonych, gdyż każda ich forma ciekła i stała wymagają zasadniczo czynnika stabilizującego. Drugi aspekt tego rozwiązania dotyczy liofilizacji pod próżnią z równoczesnym ampułkowaniem. Ampułkowanie próżniowe liofilizatów stosuje się do długotrwałego przechowywania bakterii i korzystne jest zastosowanie tego sposobu do wieloletniego przechowywania w obecności stabilizatora aktywnych fagów oczyszczonych. Liofilizacja próżniowa w ampułkach jest jednoetapowa, prosta, tania, wydajna i łatwa technologicznie. Trzecim elementen niniejszego rozwiązania jest zastosowanie ekstraktu probiotycznego jako stabilizatora. Prosty sposób jego przygotowania polega na tym, że z ekstraktu etanolowego masy komórkowej bifidobakterii zadanej amoniakiem dla usunięcia kwasów tłuszczowych, wykorzystuje się po odparowaniu, wysuszoną fazę wodną jako stabilizatora fagów. Szczepy bifidobakterii są znanymi probiotykami używanymi w przemyśle spożywczym, hodowanymi na podłożu kukurydzianym lub proponowanym uprzednio (17), zaś metoda przygotowania wyciągu jest prosta technologicznie, ekonomiczna, produkt nietoksyczny, pochodzący z surowców spożywczych.

Niniejszy wynalazek oparto na wynikach badań trzech fagów swoistych dla E. coli, laboratoryjnego faga K1 dogodnego do eksperymentów, co ułatwiło opracowanie metod i testów, faga Im11 często typowanego w prowadzonej terapii eksperymentalnej oraz faga wieloważnego T4, zdolnego zakażać szerokie spektrum szczepów E. coli. Bakterie te są częstą przyczyną wielu schorzeń. Nowość niniejszego wynalazku, poza użyciem niezwykle istotnych, nowoczesnych metod analizy czystości preparatów, które przeprowadzano metodami chromatograficznymi, w elektroforezie SDS-PAGE, testami na zawartość endotoksyn i składników ściany bakteryjnej, jak testem LAL i metodami analiz chemicznych przy pomocy systemu GLC-MS (metoda Kdo), dotyczy stabilizacji ekstraktem probiotycznym oczyszczonego faga w formie Iiofilizatu i przechowywania pod próżnią. Dotychczas nie dysponowano wystarczająco czułymi i specyficznymi metodami analizy czystości fagów.

Cała cząstka fagowa otrzymywana, oczyszczana i analizowana sposobem według wynalazku stanowi pełny zestaw antygenowy i może być niezbędna do szeregu aplikacji, w biotechnologii i medycynie. Podkreślić należy korzystne wprowadzenie liofilizowanego preparatu terapeutycznego na skalę komercyjną, jako wymagającego mniejszych nakładów finansowych i łatwiejsze dla przemysłu farmaceutycznego. Stabilne liofilizowane preparaty fagowe otrzymane według tego wynalazku przeznaczone są do kontrolowanej terapii fagowej zakażeń i nowotworów oraz do wytwarzania fagopochodnych preparatów farmaceutycznych. Uzyskiwanie nowych, przydatnych terapeutycznie szczepów fagowych, a także przygotowanie preparatów leczniczych jest wielokrotnie tańsze niż poszukiwanie nowych antybiotyków oraz terapia nimi. Rozwiązania proponowane w niniejszym wynalazku są proste, nie wymagają kosztownych odczynników, oparte są na trzech różnych preparatach, dlatego mają zastosowanie dla szerszego zakresu fagów.

Przykłady

P r z y k ł a d 1

Przygotowanie preparatu stabilizującego

Komórki Bifidobacterium adolescentis (PCM 2555) hodowano metodą wgłębną na wzbogaconej glukozą półpłynnej pożywce kukurydzianej w temperaturze 37°C przez 48 godzin bez wytrząsania w warunkach mikroaerofilnych. Odwirowaną zliofilizowaną masę bakteryjną ekstrahowano 80% roztworem wodnym etanolu i po usunięciu pozostałości komórkowych przez wirowanie (3000 obr/min, 30 min., 4°C) ekstrakt suszono dla usunięcia rozpuszczalnika. Do pozostałości dodano wodny roztwór amoniaku do końcowego stężenia 12% i po 24 godzinach mieszania w temperaturze pokojowej odwirowano celem usunięcia materiału nierozpuszczalnego (10000 obr./min, 30 min, 4°C), natomiast warstwę wodną odparowano na wyparce i zliofilizowano produkt docelowy.

P r z y k ł a d 2

Liofilizacja bakteriofaga K1 w obecności różnych substancji stabilizujących

Preparat fagowy oczyszczony dializowano do buforu PBS z jonami Ca²⁺ i Mg²⁺, w temperaturze 4°C, na mieszadle magnetycznym, przez noc. Do wyprażonych sterylnych pakardówek i ampułek wprowadzono sterylnie po 0,5 - 1 ml dializowanego do PBS preparatu fagowego, a następnie dodano takie ilości czynnika stabilizującego trehalozy, glukozy, sorbitolu lub ekstraktu probiotyku, aby końcowe stężenie wynosiło 0.1%, 1%, 2%, 4%, 10%, 20%. Wszystkie roztwory zamrożono w -70°C i zliofilizowano. Preparaty w ampułkach zliofilizowano i przechowywano zatopione pod próżnią. W takiej formie przechowywano preparaty przez kilka miesięcy w temp. 4°C, a następnie próbki rozpuszczano w 1 ml wody milli Q i miano fagów oznaczono metodą RTD. Kontrolą była zliofilizowana próbka dializowanego preparatu fagowego bez dodatku czynników stabilizujących - w tej próbce fag nie wykazyPL 213 166 B1 wał aktywności. Doświadczenie pozwoliło na wykazanie, iż trehaloza i ekstrakt probiotyku, w stężeniach 2 - 4%, najlepiej stabilizują faga podczas liofilizacji.

P r z y k ł a d 3

Oczyszczanie faga z Iizatu metodą chromatografii powinowactwa na kolumnie z immobilizowaną polilizyną

Przygotowano kolumnę powinowactwa ze związaną polilizyną. Żel agarozowy np. Sepharose 4B (Pharmacia) (10 - 20 ml) aktywowano za pomocą BrCN (FIuka) według standardowej procedury korzystnie przez około 30 minut przy stałym pH=11 w temperaturze pokojowej. Następnie nadmiar bromocjanu odpłukano wodą oraz 0,1 M NaHCO3 o pH 8,2. Do 10 ml zaktywowanego żelu dodano 30 mg polilizyny (Sigma) w 5 ml 0,1 M NaHCO3 o pH 8,2 i mieszano żel przez 2 godziny na mieszadle rotacyjnym. Następnie do żelu dodano roztwór 1 M etanolaminy (POCh) w ilości odpowiadającej objętości żelu i dodanego roztworu preparatu i mieszano dalej przez 2 godziny w temperaturze pokojowej, a następnie w 4°C przez noc. Następnego dnia żel wypłukano wodą i pozostawiono na 30 minut w 2 M K2HPO4, a następnie płukano wodą. Na koniec żelem zawieszonym w PBS bez jonów Mg²⁺, Ca²⁺ upakowano szklaną kolumienkę (1x10 cm).

Lizat bakteriofagowy (20 ml) podawano na kolumnę powinowactwa ze związaną polilizyną. Po naniesieniu materiału, kolumnę płukano przy pomocy PBS bez jonów Mg²⁺, Ca²⁺. Zbierane 2 ml frakcje sprawdzano na zawartość białka mierząc absorpcję przy 280 nm. Po odpłukaniu niezwiązanego z żelem materiału, eluowano bakteriofaga za pomocą 1 M NaCI w PBS bez jonów Mg²⁺, Ca²⁺ a następnie drugą frakcję za pomocą 3 M KCNS (Reachim) w PBS bez jonów Mg²⁺, Ca²⁺. Na koniec kolumnę intensywnie płukano PBS bez jonów Mg²⁺, Ca²⁺. Materiał związany do żelu przed zagęszczeniem dializowano kilkakrotnie zmieniając PBS.

Piśmiennictwo:

1. Biswas B., Adhya S., Washart P., Brain P.,Trostel A.N., Powell B., Carlton R., and Merril

C.R. (2002): Bacteriophage therapy rescues mice bacteremic from clinical isolate of vancomycineresistant Enterococcus faecium. Infect. Immun., 204-210.

2. Kucharewicz-Krukowska A., Ślopek S. (1987): Immunogenic effect of bacteriophage in patients subjected to phage therapy. Arch. Immunol. Ther. Exp. 35: 553-561.

3. Sulakvelidze A., Morris J.G. (2001): Bacteriophages as therapeutic agents. Ann Med. 33(8):507-509.

4. Zaremba M. L., Borowski J.: Mikrobiologia lekarska, Warszawa (1997) Wydawnictwo Lekarskie PZWL.

5. Ross F. C.: Introductory Microbiology, (1983), Merril C. E Publishing Co., A. Bell and Howell Company.

6. Loeffler J.M., Nelson D., Fischetti V.A. (2001): Rapid killing of Streptococcus pneumoniae with bacteriophage cell wall hydrolase. Science 294 (5549):2170-2172.

7. Carlton R. M. (1999): Phage therapy: past history and future prospects. Arch. Immunol. Ther. Exp., 47, 267-274.

8. Merril CR., Biswas B., Carlton R., Jensen NC., Creed GJ., Zullo S. and Adhya S. (1996): Long-circulating bacteriophage as antibacterial agents. Proc.Natl. Acad. Sci. USA 93:3188-3192.

9. Górski A., Weber-Dabrowska B., The potential role of endogenous bacteriophages in controlling invading pathogens, Cellular Molec. Life Sci., 62, 2005, 511-519.

10. Lipiński T., Gamian A., Zuziak E., Korzeniowska-Kowal A., Górski A. Oczyszczony preparat bakteriofagowy, sposób jego otrzymywania i zastosowania, Zgł. Pat. 381730 z 10.02.2007.

11. Miyamoto-Shinohara Y., Imaizumi T., Sukenobe J., Murakami Y., Kawamura S., Komatu Y. (2000) Survival rate of microbes after freeze-drying and long-term storage. Cryobiology 41, 251-255.

12. Hubalek Z. (2003) Protectants used in the cryopresarvation of microorganisms. Cryobiology 46, 205-229.

13. Lovelock J.E., Bishop M.W.H.(1959) Prevention of freezing damage to living cells by dimetylsulphoxide. Nature 183, 1394-1395.

14. Polge C., Smith A.U., Parkes A.S. (1949) Revival of spermatozoa after vitrification and dehydration at low temperatures. Nature 164, 666.

15. Nash T. (1966) Chemical constitution and physical properties of compounds able to protect living cells against damage due to freezing and thawing. Cryobiology, 179-211

16. Sundberg L., Hoglund S., Purification of T4 phage by adsorption on polylysine agarose, FEBS Letters, 37, (1), 1973, 70-73.

PL 213 166 B1

17. Szponar B., Pawlik J.K., Gamian A., Szwajcer-Dey E., Zastosowanie frakcji białkowej z młóta browarnianego oraz podłoże mikrobiologiczne, Zgł. Pat. Nr P-357694 z dn. 11.12.2002 r.

Claims (6)

1. Sposób otrzymywania farmakologicznej stabilnej formy oczyszczonych i zliofilizowanych preparatów bakteriofagowych o podwyższonej trwałości i aktywności przeciwbakteryjnej, znamienny tym, że otrzymany z bakteryjnego Iizatu fagowego wysokocząsteczkowy preparat zawierający oczyszczonego faga, stabilizuje się przez dodanie preparatu stabilizującego, korzystnie 2 - 4% ekstraktu probiotyku, i w obecności lub nieobecności soli obojętnych i/lub rozpuszczalników organicznych preparat poddaje się liofilizacji w warunkach sterylnych.

2. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że preparat stabilizujący zawiera trehalozę.

3. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że procedurę oczyszczania faga z Iizatu prowadzi się w procesie ciągłym w aparacie Pelicon wyposażonym w system selektywnie przepuszczalnych membran uItrafiItracyjnych, z użyciem lizozymu, chelatora i detergentu, lub kolumny powinowactwa z immobilizowaną polilizyną w przypadku gdy fag ulega inaktywacji detergentem.

4. Sposób według zastrz.1, znamienny tym, że w celu otrzymania preparatu stabilizującego bakteriofaga z masy komórkowej probiotycznego szczepu korzystnie bifidobakterii, otrzymuje się wyciąg np. etanolowy i wysuszony zadaje się roztworem amoniaku aby wykorzystać warstwę wodną po odparowaniu jako stabilizatora fagów.

5. Sposób według zastrz.1, znamienny tym, że stabilną formę oczyszczonych aktywnych preparatów bakteriofagowych tabletkuje się lub przygotowuje w innej dogodnej formie preparatu farmaceutycznego, korzystnie ampułkowanego Iiofilizatu próżniowego, który jest stabilny i aktywny w około 4°C przez okres przynajmniej 6 miesięcy.

6. Sposób według zastrz.1, znamienny tym, że aktywność preparatów bakteriofagowych oznacza się kompleksowo w testach biologicznych Iizy bakteryjnej oraz metodą chromatografii HPLC, w elektroforezie w obecności siarczanu dodecylu, i aktywny przeznacza do terapii fagowej zakażeń i nowotworów oraz do wytwarzania diagnostycznego preparatu immunologicznego.