KR20180099482A - Method for preparing decellularized tissue using hydrogel polymer and decellularized tissue prepared therefrom - Google Patents

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Abstract

The present invention relates to a method for producing a decellularized tissue, and a decellularized tissue produced thereby. The method for producing the decellularized tissue prevents damage to extracellular matrix proteins during the decellularization, maintains structural features of the tissues, and efficiently removes cells in the tissue regardless of the type of tissue. The decellularized tissue produced thereby can be used as a support for cell culture, a material for tissue grafting, a restorative material, or a material for artificial organs.

Description

하이드로겔 중합체를 이용한 탈세포화 조직의 제조방법 및 이로부터 제조된 탈세포화 조직{METHOD FOR PREPARING DECELLULARIZED TISSUE USING HYDROGEL POLYMER AND DECELLULARIZED TISSUE PREPARED THEREFROM}METHOD FOR PREPARING DECELLULARIZED TISSUE USING HYDROGEL POLYMER AND DECELLULARIZED TISSUE PREPARED THEREFOROM BACKGROUND OF THE INVENTION 1. Field of the Invention [0001] The present invention relates to a method for producing a degummed tissue using a hydrogel polymer,

본 발명은 하이드로겔 중합체를 이용한 탈세포화 조직의 제조방법 및 이로부터 제조된 탈세포화 조직에 관한 것이다.TECHNICAL FIELD The present invention relates to a method for producing a de-saturated tissue using a hydrogel polymer and a de-saturated tissue prepared therefrom.

탈세포화(decellularized) 생체조직은 이의 3차원 구조에 대한 세포 반응성 조사, 조직 이식, 조직 재생 등 세포외기질(ECM, extracellular matrix) 단백질을 필요로 하는 다양한 조직공학 분야에 적용할 수 있는 기술로 최근 각광받고 있다.Decellularized tissue is a technology that can be applied to a variety of tissue engineering fields that require extracellular matrix (ECM) proteins such as cellular reactivity, tissue transplantation, and tissue regeneration for its three-dimensional structure. Be in the spotlight.

조직 탈세포화는 생체로부터 획득한 조직에서 세포 성분을 선별적으로 제거한 후, 잔류의 세포외기질을 이용하기 위한 기술로, 탈세포화된 조직은 조직재건수술, 인공장기 이식용 소재, 피부 대체재 등으로 광범위하게 사용되고 있다.Tissue degeneration is a technique for selectively removing cellular components from tissue obtained from a living body and then using residual extracellular matrix. Degraded tissues are used for tissue reconstruction surgery, artificial organ transplantation materials, and skin substitute materials It is widely used.

기존에 보고된 탈세포화 방법은 주로 물리적, 화학적, 효소적 처리를 병용한다. 일반적인 탈세포화 방법은 물리적 처리나 이온성 용액(ionic solution)을 이용하여 세포막을 파괴시키고, 효소적 처리를 통해 세포외기질로부터 세포의 구성성분(cellular component)을 분리시킨 다음, 세정액을 이용하여 세포 내 물질, 세포핵 물질, 세포 잔류물(debris)을 제거하는 과정으로 이루어진다.Previously reported methods of degassing are mainly physical, chemical, and enzymatic treatments. In general, the method of degasification is to break down the cell membrane using physical treatment or ionic solution, to separate the cellular component from the extracellular matrix through enzymatic treatment, Removing substances, nucleus substances, and cell debris.

피부와 같이 세포외기질이 풍부한 조직은 탈세포화 이후에도 비교적 손상 없는 원형을 유지하므로, 탈세포화 후 3차원적 구조가 유지된 조직을 그대로 이용할 수 있다. 반면 세포 성분이 많은 조직의 경우, 탈세포화 후 확보한 세포외기질을 용해시켜 3D 프린팅을 위한 바이오잉크로 사용하는 등 후처리 공정이 필수적으로 수반된다. 특히, 인체 조직과 같이 현실적, 윤리적 문제 때문에 한정된 자원을 이용하는 경우 극히 제한된 조직만이 탈세포화 후 활용 가능한 한계가 있다.Since tissues rich in extracellular matrix, such as skin, maintain a relatively intact circular shape even after de-saturation, tissues retaining the three-dimensional structure after de-saturation can be used as they are. On the other hand, in the case of a tissue having a large amount of cellular components, post-treatment such as dissolving the extracellular matrix obtained after de-saturation and using it as bio-ink for 3D printing is essential. Especially, when limited resources are used due to realistic and ethical problems like human body, only very limited organizations have limitations that can be applied after tax evasion.

기존의 물리적, 화학적, 효소적 방법을 이용하여 탈세포화를 진행하면 생체조직 고유의 구조가 붕괴되거나 세포외기질 단백질의 손실이 발생한다. 또한, 이러한 처리 과정을 거치면서 생체조직이 물리적으로 약화되는 문제가 발생하기도 한다. 특히, 대형 동물의 장기 탈세포화는 장시간의 처리 과정이 요구되고, 이는 필연적으로 세포외기질 단백질의 손실과 구조 특성의 붕괴를 초래한다.When the degeneration is carried out by using the existing physical, chemical and enzymatic methods, the inherent structure of the biotissue collapses or the extracellular matrix protein is lost. In addition, there is a problem in that the biological tissue is physically weakened through such a process. In particular, long-term depletion of large animals requires long-term treatment, which inevitably leads to the loss of extracellular matrix proteins and the collapse of structural properties.

탈세포화 시간을 단축시키기 위해 세정액을 강하게 사용하거나 물리적 힘을 증가시키는 등 추가의 조치가 이루어지고 있으나, 이 또한 세포외기질 단백질의 손실과 구조 특성의 붕괴를 수반한다.Additional measures have been taken, such as the use of rinsing liquids or physical forces to shorten the detoxifying time, but this also involves the loss of extracellular matrix proteins and the collapse of structural properties.

탈세포화 과정 중 조직의 물리적 특성이 약화되어 구조적 특성이 붕괴되거나 세포외기질 단백질의 손실이 발생하는 경우, 이식 후 체내의 결합조직 세포가 이식체 내부로 침투하여 새로운 세포외기질을 생산하고 충분한 재생이 진행되는데 한계를 나타낸다. 기존 보고에 따르면, 피부 조직의 복강 또는 복막 대체의 경우 4~6주 이내에 이식된 조직의 자연적 분해 과정이 진행되고, 이에 따라 재수술이 요구되거나 충분한 재생력이 구현되지 않는 문제가 발생한다.In the case of deterioration of the physical properties of the tissue during the de-saturation process and the loss of structural characteristics or loss of extracellular matrix proteins, the connective tissue cells in the body after penetration into the graft produce a new extracellular matrix, This is the limit of progress. According to existing reports, in the case of peritoneal or peritoneal substitution of dermal tissue, the natural degradation process of the transplanted tissue proceeds within 4 to 6 weeks, thus requiring reoperation or insufficient regeneration.

반면, 이러한 문제를 해결하기 위해 물리적, 화학적 처리의 강도를 약화시키면 세포 성분이 충분히 제거되지 않아 탈세포화 조직의 활용이 어려운 한계가 있다.On the other hand, in order to solve such a problem, when the strength of physical and chemical treatment is weakened, the cellular components are not sufficiently removed, which makes it difficult to utilize the degassed tissue.

본 발명은 전술한 종래기술의 문제점을 해결하기 위한 것으로, 본 발명의 목적은 탈세포화 과정에서 세포외기질 단백질의 손실을 방지하고 조직의 구조 특성을 유지하며, 조직의 종류에 관계없이 효율적으로 조직 내 세포를 제거할 수 있는 탈세포화 조직의 제조방법 및 이로부터 제조된 탈세포화 조직을 제공하는 것이다.DISCLOSURE Technical Problem The present invention has been made to solve the above problems of the prior art, and it is an object of the present invention to provide a method for preventing extracellular matrix protein loss, The present invention provides a method for producing a degassed saturated tissue capable of removing the inner cells and a degassed tissue produced therefrom.

그러나, 본 발명이 해결하고자 하는 과제는 이상에서 언급한 과제로 제한되지 않으며, 언급되지 않은 또 다른 과제들은 아래의 기재로부터 해당 기술분야의 통상의 지식을 가진 자에게 명확하게 이해될 수 있을 것이다.However, the problems to be solved by the present invention are not limited to the above-mentioned problems, and other matters not mentioned can be clearly understood by those skilled in the art from the following description.

본 발명의 일 실시예에 따르면, 분리된 조직에 하이드로겔(hydrogel) 단량체 용액을 주입하는 단계; 상기 하이드로겔 단량체를 중합시켜 하이드로겔-조직을 형성하는 단계; 및 상기 하이드로겔-조직 내 세포를 제거하는 단계;를 포함하는, 탈세포화 조직의 제조방법이 제공된다.According to an embodiment of the present invention, there is provided a method of preparing a polymer electrolyte membrane, comprising: injecting a hydrogel monomer solution into a separated tissue; Polymerizing the hydrogel monomer to form a hydrogel-tissue; And removing the cells in the hydrogel-tissue. ≪ IMAGE >

일 측에 따르면, 상기 분리된 조직은, 포유동물의 장기로부터 분리된 조직, 또는 포유동물의 배아 및 포유동물의 사후 조직으로부터 선택되는 것일 수 있다.According to one aspect, the isolated tissue may be selected from tissue isolated from a mammalian organ, or from a mammalian embryo and mammalian tissue.

일 측에 따르면, 상기 하이드로겔 단량체는 아크릴아마이드(acrylamide), 메타크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide), 폴리아닐린, N-N-디메틸아크릴아마이드(DMA), N,N'-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA), N,N-메틸렌비스아크릴아마이드, 아크릴산, 메타크릴산, 비닐술폰산, 스티렌술폰산, 폴리아크릴산, 폴리에틸렌글리콜(PEG), 폴리비닐알코올(PVA), 폴리에틸렌옥사이드(PEO), 글리시딜아크릴레이트, 메틸메타크릴레이트(MMA), 소듐 폴리아크릴레이트, 2-히드록시에틸메타크릴레이트(HEMA), 글리세롤 메타크릴레이트, N-비닐피롤리돈, N-아클로일피페리딘, N-아크로일피롤리딘, 시스타민비스아크릴아마이드(cystamine bisacrylamide), 프로필렌글리콜(PPG), 에틸렌 글리콜(ethylene glycol) 디아세톤 아크릴아마이드(DAA, diacetone acrylamide) 또는 이들의 혼합물일 수 있다.According to one aspect, the hydrogel monomers are selected from the group consisting of acrylamide, methacrylamide, bis-acrylamide, polyaniline, NN-dimethylacrylamide (DMA) N-methylenebisacrylamide, acrylic acid, methacrylic acid, vinylsulfonic acid, styrenesulfonic acid, polyacrylic acid, polyethylene glycol (PEG), polyvinyl alcohol (PVA), polyvinyl alcohol (PEO), glycidyl acrylate, methyl methacrylate (MMA), sodium polyacrylate, 2-hydroxyethyl methacrylate (HEMA), glycerol methacrylate, N-vinylpyrrolidone, N (Meth) acrylamide, diacetone acrylamide (DAA), or mixtures thereof, such as, for example, acylpiperidine, N-acroylpyrrolidine, cystamine bisacrylamide, PPG, ethylene glycol diacetone acrylamide One can.

일 측에 따르면, 상기 하이드로겔-조직 형성 단계는 열중합 개시제, 광중합 개시제 또는 촉매의 존재 하에 수행될 수 있다.According to one aspect, the hydrogel-tissue forming step may be carried out in the presence of a thermal polymerization initiator, a photopolymerization initiator or a catalyst.

일 측에 따르면, 상기 하이드로겔-조직 형성 단계는 방사선 조사 또는 pH 변화에 의해 수행될 수 있다.According to one aspect, the hydrogel-tissue forming step may be performed by irradiation or by changing the pH.

일 측에 따르면, 상기 열중합 개시제는 2,2'-아조비스[2-(2-이미다졸린-2-일)프로판]디하이드로클로라이드일 수 있다.According to one aspect, the thermal polymerization initiator may be 2,2'-azobis [2- (2-imidazolin-2-yl) propane] dihydrochloride.

일 측에 따르면, 상기 조직 내 세포를 제거하는 단계는 세정액(detergent) 처리, 고정수압 관류, 효소 처리, 동결/해동 반복 사이클 처리 또는 초음파 인가에 의해 수행될 수 있다.According to one aspect, the step of removing the cells in the tissue may be performed by a detergent treatment, a fixed hydraulic perfusion, an enzyme treatment, a freezing / thawing repeated cycle treatment or an ultrasonic application.

일 측에 따르면, 상기 세정액은 소듐 도데실 설페이트(SDS, sodium dodecyl sulfate),소듐 데옥시콜레이트(SD, sodium deoxycholate), 트리톤X-100 (Triton X-100) 또는 이들의 혼합물 일 수 있다.According to one aspect, the cleaning solution may be sodium dodecyl sulfate (SDS), sodium deoxycholate (SD), Triton X-100, or a mixture thereof.

일 측에 따르면, 상기 하이드로겔 단량체 용액은, 절단 가능한 가교제(cleavable crosslinker)를 포함할 수 있다.According to one aspect, the hydrogel monomer solution may comprise a cleavable crosslinker.

본 발명의 다른 일 실시예에 따르면, 본 발명의 일 실시예에 따른 방법으로 제조된, 탈세포화 조직이 제공된다.According to another embodiment of the present invention, there is provided a de-saturated tissue which is produced by a method according to an embodiment of the present invention.

본 발명의 또 다른 일 실시예에 따르면, 본 발명의 일 실시예에 따른 방법으로 제조된 탈세포화 조직을 준비하는 단계; 상기 가교제를 절단하는 단계; 및 상기 탈세포화 조직의 하이드로겔을 제거하는 단계;를 포함하는, 탈세포화 조직의 멸균방법이 제공된다.According to another embodiment of the present invention, there is provided a method of manufacturing a defatted tissue, comprising the steps of: preparing a defatted tissue produced by a method according to an embodiment of the present invention; Cutting the cross-linking agent; And removing the hydrogel of the de-saturated tissue. The present invention also provides a sterilization method of de-saturated tissue.

본 발명의 또 다른 일 실시예에 따르면, 조직 및 상기 조직을 지지하는 하이드로겔 중합체를 포함하고, 상기 조직 내 세포가 제거된 탈세포화 조직으로서, 상기 하이드로겔 중합체는 아크릴아마이드(acrylamide), 메타크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide), 폴리아닐린, N-N-디메틸아크릴아마이드(DMA), N,N'-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA), N,N-메틸렌비스아크릴아마이드, 아크릴산, 메타크릴산, 비닐술폰산, 스티렌술폰산, 폴리아크릴산, 폴리에틸렌글리콜(PEG), 폴리비닐알코올(PVA), 폴리에틸렌옥사이드(PEO), 글리시딜아크릴레이트, 메틸메타크릴레이트(MMA), 소듐 폴리아크릴레이트, 2-히드록시에틸메타크릴레이트(HEMA), 글리세롤 메타크릴레이트, N-비닐피롤리돈, N-아클로일피페리딘, N-아크로일피롤리딘, 시스타민비스아크릴아마이드(cystamine bisacrylamide), 프로필렌글리콜(PPG), 에틸렌 글리콜(ethylene glycol) 디아세톤 아크릴아마이드(DAA, diacetone acrylamide) 또는 이들의 혼합물이 중합된, 탈세포화 조직이 제공된다.According to still another embodiment of the present invention, there is provided a deglazed tissue comprising a tissue and a hydrogel polymer supporting the tissue, wherein cells in the tissue are removed, wherein the hydrogel polymer is selected from the group consisting of acrylamide, methacryl Amide, bis-acrylamide, polyaniline, NN-dimethyl acrylamide (DMA), N, N '- (1,2-dihydroxyethylene) bishacrylamide (DHEBA) (Meth) acrylic acid, methacrylic acid, vinylsulfonic acid, styrenesulfonic acid, polyacrylic acid, polyethylene glycol (PEG), polyvinyl alcohol (PVA), polyethylene oxide (PEO), glycidyl acrylate, methyl methacrylate ), Sodium polyacrylate, 2-hydroxyethyl methacrylate (HEMA), glycerol methacrylate, N-vinylpyrrolidone, N-chloropiperidine, N-acroylpyrrolidine, cystamine bisacryl maybe De (cystamine bisacrylamide), propylene glycol (PPG), ethylene glycol (ethylene glycol) of diacetone acrylamide (DAA, diacetone acrylamide), or a mixture thereof The polymerization, evasion saturated tissue is provided.

일 측에 따르면, 상기 탈세포화 조직은, 세포 배양용 지지체, 조직 이식용 소재, 수복재 또는 인공 장기용 소재로 이용될 수 있다.According to one aspect, the de-saturated tissue can be used as a support for cell culture, a material for tissue grafting, a restorative material, or a material for an artificial organ.

본 발명의 탈세포화 조직의 제조방법은 하이드로겔 중합체를 전처리하여 조직을 지지함으로써, 이후 탈세포화 과정에서 세포외기질 단백질의 손실이나 조직의 구조 특성 붕괴를 방지할 수 있다. 하이드로겔이 조직을 지지하기 때문에 탈세포화를 위한 물리적, 화학적 처리 등의 강도를 조절할 수 있고, 이에 따라 조직의 종류에 관계없이 조직 관류(perfusion) 처치가 가능하지 않은 상태의 손상된 조직이나, 대형 조직에 대해서도 효율적으로 탈세포화 과정을 수행할 수 있다.The method of the present invention for preventing degeneration of tissues can prevent the loss of extracellular matrix proteins or the structural collapse of tissues in the subsequent de-saturation process by supporting the tissue by pretreating the hydrogel polymer. Since the hydrogel supports the tissue, it is possible to control the strengths of physical and chemical treatments for de-fatigating, and thus the damaged tissues or large tissues in which tissue perfusion can not be treated irrespective of the tissue types The deaeration process can be performed efficiently.

또한, 본 발명의 탈세포화 조직에 생성된 빈 공간을 이용해 세포 배양용 지지체로 이용 가능하고, 세포 재증식(repopulation)을 통해 조직 이식용 소재, 수복재 또는 인공 장기용 소재로 활용할 수 있다.In addition, it can be used as a support for cell culture using the void space generated in the de-saturated tissue of the present invention, and can be utilized as a material for tissue grafting, a restorative material, or an artificial organ for tissue repopulation.

본 발명의 효과는 상기한 효과로 한정되는 것은 아니며, 본 발명의 상세한 설명 또는 청구범위에 기재된 발명의 구성으로부터 추론 가능한 모든 효과를 포함하는 것으로 이해되어야 한다.It should be understood that the effects of the present invention are not limited to the effects described above, but include all effects that can be deduced from the description of the invention or the composition of the invention set forth in the claims.

도 1은 본 발명의 일 실시예에 따른 탈세포화 조직의 제조방법을 도식화한 것이다.
도 2a는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 생쥐 간(liver)의 탈세포화 전, 후를 비교한 이미지이다.
도 2b는 생쥐 간 조직의 탈세포화 이후 세포 성분의 제거 여부를 확인하는 데이터이다.
도 3은 본 발명의 일 실시예 및 종래 방법에 따라 제조된 탈세포화 전, 후 조직의 크기 및 형태를 비교한 것이다.
도 4는 본 발명의 일 실시예 및 종래 방법에 따라 제조된 탈세포화 조직의 세포외기질 단백질(collagen) 및 조직의 미세구조 유지 여부를 관찰한 것이다.
도 5는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 생쥐 신장(kidney) 조직에서의 콜라겐과 글리코사미노글리칸(GAG) 유지 여부를 관찰한 것이다.
도 6은 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 종류를 나타낸 것이다.
도 7a는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 세포 배양용 지지체로서의 효능을 관찰한 것이다.
도 7b는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직에 세포를 배양한 결과를 관찰한 것이다.
도 8a는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 이식 실험을 도식화한 것이다.
도 8b는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 생쥐 신장 조직의 이식 1주, 7주 후 혈관 생성 여부를 확인한 것이다.
도 8c는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 생쥐 간 조직의 이식 3주 후 혈관 생성 여부를 확인한 것이다.
도 8d는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 인간 간 조직의 이식 3주 후 혈관 생성 여부를 확인한 것이다.
도 8e는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직 내 새로 생성된 혈관과 섬유아세포를 확인한 것이다.
도 8f는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 이식 1주, 3주 및 7주 후의 조직 내 세포 깊이를 나타내는 이미지이다.
도 8g는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 인간 간, 생쥐 신장 조직의 분열하는 세포를 확인한 것이다.
도 9a는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 이식 3주 및 7주 후의 세포외기질단백질과 조직섬유화 및 면역거부반응의 변화를 나타내는 그래프이다.
도 9b는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 이식 후 3주 및 7주의 세포외기질단백질과 조직섬유화 관련 단백질의 mRNA 발현 레벨의 변화를 나타내는 그래프이다.
도 9c는 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 이식 3주 및 7주 후의 면역거부반응을 관찰한 결과를 나타내는 것이다.
도 10은 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 영상학적 특성을 확인한 것이다.
도 11은 본 발명의 일 실시예에 따라 제조된 탈세포화 조직의 관리 특성을 확인한 것이다.
도 12a는 절단 가능한 가교제(cleavable crosslinker)를 이용한 조직 내 하이드로겔 제거 방법을 도식화한 것이다.
도 12b는 절단 가능한 가교제를 이용하여 탈세포화된 생쥐의 장기 조직 및 돼지(porcine)의 장기 조직 내 하이드로겔을 제거한 결과를 나타내는 것이다.
도 13은 다양한 하이드로겔 단량체 및 이들의 조합의 사용에 따라 제조된 탈세포화 조직을 나타내는 이미지이다.FIG. 1 is a schematic view illustrating a method of manufacturing a degassed tissue according to an embodiment of the present invention.
FIG. 2A is an image before and after de-fattening of a hepatocyte liver prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 2B is data for confirming the removal of cellular components after de-saturation of liver liver tissue.
3 compares the size and shape of pre- and post-defatting tissue produced according to one embodiment of the present invention and conventional methods.
FIG. 4 is a graph showing the maintenance of the microstructure of extracellular matrix proteins and collagen tissues of the hypothetical tissue prepared according to one embodiment of the present invention and the conventional method.
FIG. 5 is a graph showing the maintenance of collagen and glycosaminoglycan (GAG) in degenerated mouse kidney tissues prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 6 shows the types of de-saturated tissue prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 7A is a graph showing the effect of the de-saturated tissue prepared according to an embodiment of the present invention as a support for cell culture.
FIG. 7B is a graph showing the results of culturing cells in the hypothetical tissue prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 8A is a schematic representation of a transplantation experiment of de-saturated tissue prepared according to one embodiment of the present invention.
FIG. 8B is a graph showing blood vessel formation after 1 week and 7 weeks of transplantation of the neoplastic tissue of the hypotetreated mice prepared according to one embodiment of the present invention.
FIG. 8C is a graph showing blood vessel formation after 3 weeks of transplantation of the hypothetical mouse liver tissue prepared according to one embodiment of the present invention.
FIG. 8D is a graph showing blood vessel formation after 3 weeks of transplantation of the hypothetical human liver tissue prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 8E shows newly formed blood vessels and fibroblasts in the degenerated tissue prepared according to one embodiment of the present invention.
FIG. 8f is an image showing the depth of cells in tissue after one week, three weeks, and seven weeks after transplantation of the hypothetical tissue prepared according to one embodiment of the present invention.
FIG. 8g shows the cleaved cells of degenerated human liver and mouse kidney tissues prepared according to one embodiment of the present invention.
FIG. 9A is a graph showing changes in extracellular matrix proteins, tissue fibrosis, and immune rejection at 3 weeks and 7 weeks after transplantation of the hypothetical tissue prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 9B is a graph showing changes in mRNA expression levels of extracellular matrix proteins and tissue fibrosis-related proteins at 3 weeks and 7 weeks after transplantation of the hypothetical tissue prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 9c shows the results of observing immunoreactivity at 3 and 7 weeks after transplantation of the hypothetical tissue prepared according to one embodiment of the present invention.
FIG. 10 is a graph showing the imaging characteristics of the hypothetical tissue prepared according to an embodiment of the present invention.
FIG. 11 shows the management characteristics of the degassed tissue produced according to an embodiment of the present invention.
12A is a schematic illustration of a method for removing hydrogels in tissue using a cleavable crosslinker.
Fig. 12B shows the results of removing the organ tissues of the deteriorated mice and the hydrogel of the porcine organ tissues using a cleavable crosslinking agent.
Figure 13 is an image showing de-saturated tissue prepared according to the use of various hydrogel monomers and combinations thereof.

이하에서, 첨부된 도면을 참조하여 실시예들을 상세하게 설명한다. 각 도면에 제시된 동일한 참조 부호는 동일한 부재를 나타낸다.In the following, embodiments will be described in detail with reference to the accompanying drawings. Like reference symbols in the drawings denote like elements.

아래 설명하는 실시예들에는 다양한 변경이 가해질 수 있다. 아래 설명하는 실시예들은 실시 형태에 대해 한정하려는 것이 아니며, 이들에 대한 모든 변경, 균등물 내지 대체물을 포함하는 것으로 이해되어야 한다.Various modifications may be made to the embodiments described below. It is to be understood that the embodiments described below are not intended to limit the embodiments, but include all modifications, equivalents, and alternatives to them.

실시예에서 사용한 용어는 단지 특정한 실시예를 설명하기 위해 사용된 것으로, 실시예를 한정하려는 의도가 아니다. 단수의 표현은 문맥상 명백하게 다르게 뜻하지 않는 한, 복수의 표현을 포함한다. 본 명세서에서, "포함하다" 또는 "가지다" 등의 용어는 명세서 상에 기재된 특징, 숫자, 단계, 동작, 구성 요소, 부품 또는 이들을 조합한 것이 존재함을 지정하려는 것이지, 하나 또는 그 이상의 다른 특징들이나 숫자, 단계, 동작, 구성 요소, 부품 또는 이들을 조합한 것들의 존재 또는 부가 가능성을 미리 배제하지 않는 것으로 이해되어야 한다.The terms used in the examples are used only to illustrate specific embodiments and are not intended to limit the embodiments. The singular expressions include plural expressions unless the context clearly dictates otherwise. In this specification, the terms "comprises" or "having" and the like refer to the presence of stated features, integers, steps, operations, elements, components, or combinations thereof, But do not preclude the presence or addition of one or more other features, integers, steps, operations, elements, components, or combinations thereof.

다르게 정의되지 않는 한, 기술적이거나 과학적인 용어를 포함해서 여기서 사용되는 모든 용어들은 실시예가 속하는 기술 분야에서 통상의 지식을 가진 자에 의해 일반적으로 이해되는 것과 동일한 의미를 가지고 있다. 일반적으로 사용되는 사전에 정의되어 있는 것과 같은 용어들은 관련 기술의 문맥 상 가지는 의미와 일치하는 의미를 가지는 것으로 해석되어야 하며, 본 출원에서 명백하게 정의하지 않는 한, 이상적이거나 과도하게 형식적인 의미로 해석되지 않는다.Unless defined otherwise, all terms used herein, including technical or scientific terms, have the same meaning as commonly understood by one of ordinary skill in the art to which this embodiment belongs. Terms such as those defined in commonly used dictionaries are to be interpreted as having a meaning consistent with the contextual meaning of the related art and are to be interpreted as either ideal or overly formal in the sense of the present application Do not.

또한, 첨부 도면을 참조하여 설명함에 있어, 도면 부호에 관계없이 동일한 구성 요소는 동일한 참조 부호를 부여하고 이에 대한 중복되는 설명은 생략하기로 한다. 실시예를 설명함에 있어서 관련된 공지 기술에 대한 구체적인 설명이 실시예의 요지를 불필요하게 흐릴 수 있다고 판단되는 경우 그 상세한 설명을 생략한다.In the following description of the present invention with reference to the accompanying drawings, the same components are denoted by the same reference numerals regardless of the reference numerals, and redundant explanations thereof will be omitted. In the following description of the embodiments, a detailed description of related arts will be omitted if it is determined that the gist of the embodiments may be unnecessarily blurred.

본 발명의 일 실시예에 따르면, 분리된 조직에 하이드로겔(hydrogel) 단량체 용액을 주입하는 단계; 상기 하이드로겔 단량체를 중합시켜 하이드로겔-조직을 형성하는 단계; 및 상기 하이드로겔-조직 내 세포를 제거하는 단계;를 포함하는, 탈세포화 조직의 제조방법이 제공된다.According to an embodiment of the present invention, there is provided a method of preparing a polymer electrolyte membrane, comprising: injecting a hydrogel monomer solution into a separated tissue; Polymerizing the hydrogel monomer to form a hydrogel-tissue; And removing the cells in the hydrogel-tissue. ≪ IMAGE >

본 명세서에서 사용되는 용어 “하이드로겔-조직”은 하이드로겔 중합체에 의해 조직이 지지될 수 있도록, 하이드로겔 중합체와 조직이 결합한 상태의 복합체를 의미한다.The term " hydrogel-tissue " as used herein refers to a complex in which the hydrogel polymer and the tissue are bonded such that the tissue can be supported by the hydrogel polymer.

본 명세서에서 사용된 용어 "하이드로겔(hydrogel)"은 물을 분산매로 하는 겔(gel) 형태의 물질을 의미하며, 상기 하이드로겔 내부는 친수성 화합물 간 형성된 네트워크 구조로 이루어져 있다.As used herein, the term "hydrogel " refers to a gel-like material comprising water as a dispersion medium, and the inside of the hydrogel has a network structure formed between hydrophilic compounds.

상기 분리된 조직은, 포유동물의 장기로부터 분리된 조직, 또는 포유동물의 배아 및 포유동물의 사후 조직으로부터 선택되는 것일 수 있다. 상기 포유동물은 소, 말, 낙타, 라마, 당나귀, 야크, 양, 돼지, 염소, 사슴, 알파카, 개, 너구리, 족제비, 여우, 고양이, 토끼, 햄스터, 모르모트, 생쥐, 다람쥐, 미국너구리 등을 들 수 있으나, 이에 한정되는 것은 아니며, 바람직하게는 생쥐 또는 돼지일 수 있다.The isolated tissue may be selected from tissue isolated from an organ of a mammal, or embryo of a mammal and post-tissues of a mammal. The mammal may be a mammal such as a cow, horse, camel, llama, donkey, yak, sheep, pig, goat, deer, alpaca, dog, raccoon, weasel, fox, cat, rabbit, hamster, guinea pig, But it is not limited thereto, and preferably it can be a mouse or a pig.

상기 분리된 조직은 세포 외 매트릭스 구조를 가짐으로써 탈세포화 처리가 가능한 조직일 수 있다. 예를 들어, 상기 조직은 간장, 신장, 뇨관, 방광, 요도, 혀, 편도, 식도, 위, 소장, 대장, 항문, 췌장, 심장, 혈관, 비장, 폐, 뇌, 뼈, 척수, 연골, 정소, 자궁, 난관, 난소, 태반, 각막, 골격근, 근육, 신경 및 피부로 이루어진 군에서 선택되는 하나 이상일 수 있고, 바람직하게는 뇌, 심장, 간, 폐, 신장 또는 비장일 수 있으나, 이에 한정되는 것은 아니다. 조직을 분리하는 방법은 공지의 방법을 사용할 수 있다.The separated tissue may be a tissue capable of de-saturating treatment by having an extracellular matrix structure. For example, the tissue may be a liver, kidney, ureter, bladder, urethra, tongue, tonsil, esophagus, stomach, small intestine, large intestine, anus, pancreas, heart, blood vessels, spleen, lung, brain, spinal cord, cartilage, But it may be at least one selected from the group consisting of uterus, ovary, ovary, placenta, cornea, skeletal muscle, muscle, nerve and skin, preferably brain, heart, liver, lung, kidney or spleen It is not. A known method can be used for separating the tissue.

종래 SDS(sodium dodecyl sulfate)와 같은 강력한 세정제를 처리하거나 고강도의 물리적 처리를 이용하여 조직의 탈세포화를 수행하는 경우, 세포외기질(ECM) 단백질의 손실이 발생하거나 조직의 구조가 붕괴되는 문제가 있었다. 특히, 이러한 한계로 인해 배아, 뇌와 같이 골격의 강도가 약한 조직에서는 효율적으로 탈세포화를 수행할 수 없었다.Conventionally, when a strong detergent such as sodium dodecyl sulfate (SDS) or a high-intensity physical treatment is used to degasify the tissue, there is a problem that the loss of extracellular matrix (ECM) protein occurs or the structure of the tissue collapses there was. In particular, such limitations have not been able to efficiently perform de-saturation in tissues with weak skeletal strength such as embryo and brain.

이에 본 발명자들은 탈세포화 효율을 향상시키고 다양한 조직에 적용할 수 있는 탈세포화 방법을 개발하기 위해 예의 노력한 결과, 하이드로겔을 전처리하여 조직의 지지체로 사용함으로써 위와 같은 목적을 달성할 수 있음을 확인하였다.Accordingly, the present inventors have made intensive efforts to develop a deaeration method capable of improving deaeration efficiency and applying to various tissues, and as a result, it has been confirmed that the above object can be achieved by using a hydrogel as a support of a tissue by pretreatment .

하이드로겔 전처리를 위해 상기 조직에 하이드로겔 단량체를 주입할 수 있다. 상기 하이드로겔 단량체의 주입은 조직을 하이드로겔 단량체 용액에 침지시킴으로써 수행할 수 있다.Hydrogel monomers may be injected into the tissue for hydrogel pretreatment. The injection of the hydrogel monomer can be performed by immersing the tissue in the hydrogel monomer solution.

상기 하이드로겔 단량체는 친수성 화합물인 아크릴아마이드(acrylamide), 메타크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide), 폴리아닐린, N-N-디메틸아크릴아마이드(DMA), N,N'-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA), N,N-메틸렌비스아크릴아마이드, 아크릴산, 메타크릴산, 비닐술폰산, 스티렌술폰산, 폴리아크릴산, 폴리에틸렌글리콜(PEG), 폴리비닐알코올(PVA), 폴리에틸렌옥사이드(PEO), 글리시딜아크릴레이트, 메틸메타크릴레이트(MMA), 소듐 폴리아크릴레이트, 2-히드록시에틸메타크릴레이트(HEMA), 글리세롤 메타크릴레이트, N-비닐피롤리돈, N-아클로일피페리딘, N-아크로일피롤리딘, 시스타민비스아크릴아마이드(cystamine bisacrylamide), 프로필렌글리콜(PPG), 에틸렌 글리콜(ethylene glycol) 디아세톤 아크릴아마이드(DAA, diacetone acrylamide) 또는 이들의 혼합물일 수 있다. 이와 같이 하이드로겔 단량체의 다양한 조합을 사용하는 경우, 탈세포화된 조직에 하이드로겔 중합체의 특성이 반영될 수 있다. 예를 들어, 도 13에 나타낸 바와 같이, 폴리아크릴레이트를 사용하는 경우 조직의 부피가 8배 이상 커지거나 작아지게 할 수 있으며, 폴리아크릴산을 사용하는 경우 탄성이 높은 조직을 얻을 수 있다. The hydrogel monomers can be selected from the group consisting of hydrophilic compounds such as acrylamide, methacrylamide, bis-acrylamide, polyaniline, NN-dimethyl acrylamide (DMA), N, N ' Acrylic acid, methacrylic acid, vinylsulfonic acid, styrenesulfonic acid, polyacrylic acid, polyethylene glycol (PEG), polyvinyl alcohol (PVA), polyethylene oxide (PEO), glycidyl acrylate, methyl methacrylate (MMA), sodium polyacrylate, 2-hydroxyethyl methacrylate (HEMA), glycerol methacrylate, N-vinylpyrrolidone, N- (N-acylpyrrolidone, cystamine bisacrylamide, propylene glycol (PPG), ethylene glycol diacetone acrylamide (DAA), or a mixture thereof One can. When such various combinations of hydrogel monomers are used, the properties of the hydrogel polymer may be reflected in the de-saturatedized tissue. For example, as shown in Fig. 13, when the polyacrylate is used, the volume of the tissue can be made 8 times or more larger, and when polyacrylic acid is used, a highly elastic tissue can be obtained.

조직으로 하이드로겔 단량체의 주입이 완료되면, 상기 하이드로겔 단량체를 중합시켜 하이드로겔-조직을 형성할 수 있다. 하이드로겔-조직의 형성은 열중합 개시제, 광중합 개시제 또는 촉매의 존재 하에 수행되거나, 방사선 조사 또는 pH 변화에 의해 수행될 수 있다. 열중합 개시제(thermal initiator) 존재 하에 하이드로겔을 중합하는 경우 온도 변화만으로 비교적 간단하게 단량체의 중합 개시 시점을 조절할 수 있으며, 구체적으로, 상기 열중합 개시제는 2,2'-아조비스[2-(2-이미다졸린-2-일)프로판]디하이드로클로라이드일 수 있으나, 이에 한정되는 것은 아니다.When the injection of the hydrogel monomer into the tissue is completed, the hydrogel monomer can be polymerized to form a hydrogel-tissue. The formation of the hydrogel-structure may be carried out in the presence of a thermal polymerization initiator, a photopolymerization initiator or a catalyst, or may be carried out by irradiation with light or change of pH. When the hydrogel is polymerized in the presence of a thermal initiator, the start point of polymerization of the monomer can be controlled relatively simply by the temperature change. Specifically, the thermal polymerization initiator is 2,2'-azobis [2- ( 2-imidazolin-2-yl) propane] dihydrochloride, but is not limited thereto.

하이드로겔-조직이 형성되어 상기 조직의 지지가 완료되면, 조직 내 세포를 제거하는 탈세포화 과정을 수행할 수 있다. 이 때, 상기 탈세포화는 세정액(detergent) 처리, 고정수압 관류 또는 초음파 인가에 의해 수행될 수 있다. 이 때, 상기 세정액은 소듐 도데실 설페이트(SDS, sodium dodecyl sulfate),소듐 데옥시콜레이트(SD, sodium deoxycholate), 트리톤X-100 (Triton X-100) 또는 이들의 혼합물과 같은 강력한 세정제일 수 있으나 이에 한정되는 것은 아니다. 또한, 상기 고정수압은 3,000atm 내지 10,000atm일 수 있으나 이에 한정되는 것은 아니다.When the hydrogel-tissue is formed and the support of the tissue is completed, a de-saturation process may be performed to remove the cells in the tissue. At this time, the de-saturation can be carried out by a detergent treatment, a fixed hydraulic pressure perfusion or an ultrasonic wave application. The cleaning solution may be a strong detergent such as sodium dodecyl sulfate (SDS), sodium deoxycholate (SD), Triton X-100 or a mixture thereof But is not limited thereto. The fixed water pressure may be 3,000 to 10,000 atm, but is not limited thereto.

조직에 결합된 하이드로겔 중합체가 탈세포화에 따른 세포외기질 단백질의 손실이나 세포 구조의 붕괴를 방지하므로, 조직의 종류나 탈세포화 강도에 관계없이 조직의 원형을 유지하면서 효율적으로 탈세포화 조직을 제조할 수 있다. 특히, 관류(perfusion) 처리가 불가능한 손상 조직이나 대형 조직도 신속하게 탈세포화할 수 있다. 이와 같은 방법으로 제조된 탈세포화 조직은 고유의 탄성 등 물리적 특성 또한 유지될 수 있다.The hydrogel polymer bound to the tissue prevents the loss of the extracellular matrix protein and the collapse of the cell structure due to the de-saturation, so that the de-saturated tissue is efficiently produced while maintaining the original shape of the tissue regardless of the type of tissue or the de- can do. In particular, damaged tissue or large tissue that can not be perfused can quickly degrade. The de-saturated tissue produced by this method can also maintain physical properties such as inherent elasticity.

나아가, 상기 탈세포화 조직은 종래 3차원 영상화 기술이 적용된 조직과 달리 굴절률 보정 없이도 투명성을 유지할 수 있다. 특히, 뼈 또는 혈관과 같은 구조 관찰이나 조직 내 세포외기질 단백질의 3차원 분포 정보의 획득이 용이할 수 있다.Further, the de-saturated tissue can maintain transparency without the correction of the refractive index, unlike the tissue to which the conventional three-dimensional imaging technique is applied. Particularly, it may be easy to observe structures such as bone or blood vessels or acquire three-dimensional distribution information of extracellular matrix proteins in tissues.

상기 탈세포화 조직은 세포 제거에 의해 내부에 빈 공간이 형성되어 세포 배양에 적합한 구조를 제공할 수 있고, 이를 통해 체외 질병모델, 기전연구 등에도 활용될 수 있다.The de-saturated tissue can form a hollow space in the inside of the cell by removing the cell, thereby providing a structure suitable for cell culture, and thus can be utilized for an extracorporeal disease model and a mechanism research.

한편, 분리된 조직에 주입되는 상기 하이드로겔 단량체 용액은, 절단 가능한 가교제(cleavable crosslinker)를 포함할 수 있다. 절단 가능한 가교제는 일반적으로 단량체와 공중합하여 가교 결합된 중합체 네트워크를 형성하나, 열, UV, pH 변화와 같이 외부 환경 변화에 의해 절단 될 수 있는 화합물을 의미한다. 절단 가능한 가교제로서는 N,N′-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA) 또는 시스타민 비스아크릴아마이드(BAC)를 사용할 수 있으나, 이에 한정되는 것은 아니다. 구체적으로는, N,N′-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA) 를 가교제로서 하이드로겔 단량체 용액에 혼합하여 조직의 탈세포화를 수행하는 경우, pH를 12로 높여 가교제를 절단시킴으로써 조직으로부터 하이드로겔을 제거할 수 있다(도 12a, b 참조).On the other hand, the hydrogel monomer solution injected into the separated tissues may include a cleavable crosslinker. A cleavable crosslinking agent generally refers to a compound that is copolymerized with a monomer to form a crosslinked polymer network, but which can be cleaved by external environmental changes such as heat, UV, and pH changes. As the cleavable cross-linking agent, N, N '- (1,2-dihydroxyethylene) bisacrylamide (DHEBA) or cystamine bisacrylamide (BAC) may be used. Specifically, when deaeration of tissue is performed by mixing N, N '- (1,2-dihydroxyethylene) bisacrylamide (DHEBA) as a crosslinking agent in a hydrogel monomer solution, the pH is increased to 12, The hydrogel can be removed from the tissue (see Figs. 12 (a) and 12 (b)).

따라서, 본 발명의 다른 일 실시예는, 조직 및 상기 조직을 지지하는 하이드로겔 중합체를 포함하고, 상기 조직 내 세포가 제거된 탈세포화 조직으로서, 상기 하이드로겔 중합체는 아크릴아마이드(acrylamide), 메타크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide), 폴리아닐린, N-N-디메틸아크릴아마이드(DMA), N,N'-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA), N,N-메틸렌비스아크릴아마이드, 아크릴산, 메타크릴산, 비닐술폰산, 스티렌술폰산, 폴리아크릴산, 폴리에틸렌글리콜(PEG), 폴리비닐알코올(PVA), 폴리에틸렌옥사이드(PEO), 글리시딜아크릴레이트, 메틸메타크릴레이트(MMA), 소듐 폴리아크릴레이트, 2-히드록시에틸메타크릴레이트(HEMA), 글리세롤 메타크릴레이트, N-비닐피롤리돈, N-아클로일피페리딘, N-아크로일피롤리딘, 시스타민비스아크릴아마이드(cystamine bisacrylamide), 프로필렌글리콜(PPG), 에틸렌 글리콜(ethylene glycol) 디아세톤 아크릴아마이드(DAA, diacetone acrylamide) 또는 이들의 혼합물이 중합된, 탈세포화 조직을 제공한다. Accordingly, another embodiment of the present invention is a de-saturated tissue comprising a tissue and a hydrogel polymer supporting the tissue, wherein cells in the tissue are removed, wherein the hydrogel polymer is selected from the group consisting of acrylamide, methacryl Amide, bis-acrylamide, polyaniline, NN-dimethyl acrylamide (DMA), N, N '- (1,2-dihydroxyethylene) bishacrylamide (DHEBA) (Meth) acrylic acid, methacrylic acid, vinylsulfonic acid, styrenesulfonic acid, polyacrylic acid, polyethylene glycol (PEG), polyvinyl alcohol (PVA), polyethylene oxide (PEO), glycidyl acrylate, methyl methacrylate ), Sodium polyacrylate, 2-hydroxyethyl methacrylate (HEMA), glycerol methacrylate, N-vinylpyrrolidone, N-chloropiperidine, N-acroylpyrrolidine, cystamine bisacryl Maya (Cystamine bisacrylamide), propylene glycol (PPG), ethylene glycol (ethylene glycol) of diacetone acrylamide (DAA, diacetone acrylamide), or provides these are polymerized, evasion saturated tissue mixture.

한편, 본 발명의 탈세포화 조직은 세포 재증식(reproduction)을 통해 이식용 인공장기 내지 조직뿐만 아니라, 이식 후 장기간 구조를 유지할 수 있고 혈관 생성 및 세포 침투가 용이하므로 광범위한 이식용 소재로 적용될 수 있다. 또한, 본 발명의 탈세포화 조직은 건조, 에탄올 멸균 등의 처치가 용이하므로, 이식체 제조를 위한 공정을 단순화할 수 있다.On the other hand, the de-saturated tissue of the present invention can be applied not only to artificial organs or tissues for transplantation through reproduction of cells, but also to a wide range of transplantation materials because it can maintain a long-term structure after transplantation, . In addition, since the de-saturated tissue of the present invention can be easily treated by drying and sterilization with ethanol, the process for manufacturing the implant can be simplified.

이에 따라, 상기 탈세포화 조직은, 세포 배양용 지지체, 조직 이식용 소재, 수복재 또는 인공 장기용 소재로 이용될 수 있다.Accordingly, the de-saturated tissue can be used as a support for cell culture, a material for tissue grafting, a restorative material, or a material for an artificial organ.

이하, 실시예를 통하여 본 발명을 보다 상세히 설명하기로 한다. 하기 실시예는 본 발명을 예시하기 위한 목적으로 기술된 것으로서, 본 발명의 범위가 이에 한정되는 것은 아니다.Hereinafter, the present invention will be described in more detail with reference to Examples. The following examples are provided for the purpose of illustrating the present invention, and the scope of the present invention is not limited thereto.

실시예Example 1: 탈세포화 조직 제조 1: Production of hypothetical saturated tissue

생쥐의 간을 적출하여 생리식염수로 세정한 후, 전체 용액 기준 아크릴아마이드(acrylamide) 10중량%, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide) 0.1중량% 및 열중합 개시제 0.05중량%를 포함하는 혼합 용액에 첨가하여 4℃에서 1일 동안 유지하였다. 이 때, 상기 열중합 개시제로는 2,2'-아조비스[2-(2-이미다졸린-2-일)프로판]디하이드로클로라이드를 사용하였다.The mouse liver was removed and washed with physiological saline. To the mixture solution containing 10% by weight of acrylamide as an entire solution, 0.1% by weight of bis-acrylamide and 0.05% by weight of a thermal polymerization initiator ≪ / RTI > and kept at 4 C for 1 day. At this time, 2,2'-azobis [2- (2-imidazolin-2-yl) propane] dihydrochloride was used as the thermal polymerization initiator.

이후, 혼합 용액을 37℃로 승온하여 중합 반응을 개시하고 2시간 동안 반응을 유지시킴으로써 아크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드와 간 조직의 중합 반응으로 형성된 복합체를 수득하였다.Thereafter, the temperature of the mixed solution was raised to 37 캜 to initiate the polymerization reaction, and the reaction was maintained for 2 hours to obtain a complex formed by the polymerization reaction of acrylamide and bis-acrylamide with liver tissue.

상기 복합체 주변의 하이드로겔을 제거하고, 4% SDS(sodium dodecyl sulfate)용액에 투입하여 1~3일 동안 37℃에서 반응시킴으로써 최종적으로 탈세포화 조직을 제조하였다.The hydrogels around the complex were removed and added to 4% SDS (sodium dodecyl sulfate) solution for 1 to 3 days at 37 ° C to finally produce a degummed tissue.

현미경을 이용하여 탈세포화 과정 전, 후의 간 조직을 관찰하였고, 조직 내 핵 정보를 확인할 수 있는 염색시약(Hoechst)을 이용하여 세포 성분의 제거여부를 확인하였다. 간 조직의 관찰 결과와 세포 성분의 제거 여부를 각각 도 2와 도 3에 나타내었다. 도 2의 이미지 및, 도 3의 DNA 정량분석, 웨스턴 블롯, 면역조직화학법을 이용한 결과를 통해 탈세포화 과정으로 간 조직 내 세포 성분이 제거되었음을 확인할 수 있다.The liver tissues were observed before and after the decarburization process using a microscope, and the removal of cellular components was confirmed by using a dyeing reagent (Hoechst) to confirm nuclear information in the tissues. Observations of liver tissue and removal of cellular components are shown in FIGS. 2 and 3, respectively. The results of the image of FIG. 2 and the results of DNA quantitative analysis, Western blot and immunohistochemistry of FIG. 3 show that the cell components in the liver tissue were removed by the de-saturation process.

실시예Example 2: 탈세포화 방법에 따른  2: According to deaeration method 세포외기질Extracellular matrix 단백질 및 세포 구조 특성 관찰 Observation of protein and cell structure characteristics

상기 실시예 1에 따라 탈세포화 조직을 제조하는 경우 효과적으로 세포외기질(ECM) 단백질의 손실을 방지하고 세포 구조를 유지할 수 있는지 확인하기 위해, 기존의 탈세포화 방법과의 비교 실험을 수행하였다.In order to confirm that it is possible to effectively prevent the loss of the extracellular matrix (ECM) protein and maintain the cell structure in the case of preparing the degummed tissue according to Example 1, a comparative experiment with the conventional degasification method was performed.

구체적으로, 트립신(trypsin), 1% SDS 및 2% Triton X-100 용액을 처리하는 효소적 방법 및 4% SDS 용액을 처리하는 화학적 방법을 이용하되, 하이드로겔 단량체와의 중합 반응 없이 탈세포화된 생쥐 간 조직을 제조하였다.Specifically, an enzymatic method of treating trypsin, 1% SDS and 2% Triton X-100 solution, and a chemical method of treating 4% SDS solution were used, and the reaction was carried out without polymerization reaction with the hydrogel monomer Mouse liver tissue was prepared.

이러한 효소적 방법과 화학적 방법에 의해 제조된 탈세포화 조직과 상기 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 조직 각각에 대해 탈세포화 전, 후의 조직 크기 및 형태를 관찰하였고, 그 결과를 도 3에 나타내었다.The tissue size and shape before and after de-aeration of each of the de-saturated tissue prepared by the enzymatic method and the chemical method and the de-saturated tissue prepared according to the Example 1 were observed, and the results are shown in Fig. 3 .

도 3을 참고하면, 효소적 방법은 조직의 탈세포화가 효과적으로 이루어지지 않았고 화학적 방법은 강한 세정제로 인해 조직의 크기가 현저히 감소하였음을 확인할 수 있다. 반면, 상기 실시예 1에 따라 하이드로겔 단량체와의 중합 반응 후 탈세포화를 진행하는 경우 강한 세정제를 사용함에 따른 조직 크기의 축소가 발생하지 않으면서도 우수한 탈세포화 효율을 나타낼 수 있음을 알 수 있다.Referring to FIG. 3, it can be seen that the enzymatic method did not effectively degrade the tissue, and the chemical method significantly reduced the size of the tissue due to the strong detergent. On the other hand, according to Example 1, when the depolymerization is proceeded after the polymerization reaction with the hydrogel monomers, it can be seen that excellent deaeration efficiency can be obtained without reducing the size of the tissue due to the use of the strong detergent.

또한, 각각의 탈세포화 조직을 대상으로 세포외기질 단백질 및 조직의 미세구조 유지 여부를 확인하였고, 그 결과를 도 4에 나타내었다. 도 4를 참고하면, 기존의 방법과 달리 상기 실시예 1의 방법에 따라 탈세포화 조직을 제조하는 경우, 세포외기질 단백질인 Ⅳ형 콜라겐(collagen type Ⅳ)과 조직의 미세구조를 원형에 가깝게 유지할 수 있음을 확인할 수 있다.In addition, it was confirmed whether or not the microcellular structure of extracellular matrix proteins and tissues was maintained in each of the degassed tissues, and the results are shown in FIG. Referring to FIG. 4, when the degummed tissue is prepared according to the method of Example 1, unlike the conventional method, the collagen type IV collagen type protein, which is an extracellular matrix protein, and the microstructure of the tissue are kept close to a circle .

한편, 상기 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 조직에서 Ⅳ형 콜라겐 외 세포외기질 단백질도 손실 없이 유지되는지 생쥐 신장 조직에 대한 면역염색을 통해 확인하였고, 그 결과를 도 5에 나타내었다. 도 5를 참고하면, Ⅰ형, Ⅲ형 콜라겐, 파이브로넥틴(fibronectin), HSPG, 라미닌, 니도겐(Nidogen) 등 다양한 세포외기질 단백질도 손실 없이 유지되는 것을 확인할 수 있다. 한편, 대표적인 세포외기질단백질인 콜라겐 및 글리코사미노글리칸(glycosaminogltcan, GAG)의 탈세포화 전, 후 단백질 양을 비교하는 경우에도 차이가 매우 적은 것을 확인할 수 있다.Meanwhile, in the hypothetical tissue prepared according to Example 1, the extracellular matrix protein type IV collagen extracellular matrix protein was also maintained without loss and was confirmed by immunostaining for mouse kidney tissue. The results are shown in FIG. 5, it can be confirmed that various extracellular matrix proteins such as type I, type III collagen, fibronectin, HSPG, laminin, and Nidogen are maintained without loss. On the other hand, it can be confirmed that the difference in the amount of protein before and after de-saturation of collagen and glycosaminoglucan (GAG), which are representative extracellular matrix proteins, is very small.

실시예Example 3: 조직의 종류에 따른 탈세포화 정도 관찰 3: Observation of de-saturation degree according to tissue type

상기 실시예 1의 탈세포화 방법이 간 조직에만 국한되는 것인지 확인하기 위해, 생쥐의 배아, 뇌, 심장 등을 대상으로 상기 실시예 1과 동일한 탈세포화 방법을 수행하였고, 그 결과를 도 6에 나타내었다.In order to confirm whether the degasification method of Example 1 was limited to liver tissue, the same deaeration method as that of Example 1 was performed on a mouse embryo, brain, heart, etc. The results are shown in FIG. 6 .

도 6을 참고하면, 상기 실시예 1의 방법은 간 조직 외에도 배아, 뇌 심장, 폐, 신장, 비장 등의 탈세포화를 효율적으로 진행할 수 있음을 알 수 있다. 특히, 기존의 방법으로는 효율적인 탈세포화를 달성할 수 없었던 약한 조직인 배아, 뇌에서도 효과적으로 탈세포화가 진행되었음을 확인할 수 있다.Referring to FIG. 6, it can be seen that the method of Example 1 can efficiently perform de-saturation of embryo, brain heart, lung, kidney, spleen, etc. in addition to liver tissue. Particularly, it can be confirmed that the deaeration of the embryo and the brain, which are weak tissues which can not attain effective de-fatigating by the conventional method, effectively proceeded.

실시예Example 4: 세포 배양용 지지체로서의 효능 관찰 4: Observation of efficacy as a support for cell culture

상기 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 조직이 세포 배양용 지지체로 적용될 수 있는지 확인하기 위해, 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 신장 조직에 헬라세포(HeLa cell)을 배양하고, 관찰 결과를 도 7a에 나타내었다. 또한, 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 뇌, 간, 폐 및 신장 조직에 헬라 세포, HT-22, 일차세포(primary cell) 등의 다양한 세포를 배양하여 관찰 결과를 도 7b에 나타내었다.Hela cells (HeLa cells) were cultured in the degenerated kidney tissues prepared according to Example 1 in order to confirm whether the defatted tissue prepared according to Example 1 could be applied as a support for cell culture, 7a. In addition, various cells such as Hela cells, HT-22, and primary cells were cultured in the hypothetical brain, liver, lung and kidney tissues prepared according to Example 1, and the observation results are shown in FIG.

도 7a를 참고하면, 세포의 성장 속도, 세포 사멸 등의 지표는 일반 세포 배양과 큰 차이가 없었으며, 특히, 탈세포화 조직에서 배양된 세포가 시간이 지남에 따라 점점 조직 내로 침투하여 깊이(Depth)가 깊어지는 것을 확인할 수 있다. 도 7b를 참고하면, 간 조직 내 HT-22 세포가 이탈 없이 안정적으로 존재하였고, 뇌 조직의 경우 성상교세포(astrocyte) 및 뉴런(neuron)이 안정적으로 존재하는 것을 확인할 수 있다. 이러한 결과는 상기 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 조직이 세포배양 지지체로 우수한 효능을 나타낼 수 있음을 시사한다.Referring to FIG. 7A, the growth rate and cell death index of the cells were not significantly different from those of the normal cell cultures. Particularly, the cells cultured in the degenerated tissues gradually penetrated into the tissues over time, ) Is deepened. Referring to FIG. 7B, it can be seen that HT-22 cells stably exist in liver tissues without releasing, astrocytes and neurons stably exist in brain tissues. These results suggest that the degummed tissue prepared according to Example 1 can exert excellent efficacy as a cell culture support.

실시예Example 5: 조직 이식용 소재로서의 효능 관찰 5: Observation of efficacy as a material for tissue grafting

상기 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 조직이 이식용 소재로서 적용될 수 있는지 확인하기 위해, 실시예 1과 동일한 방법으로 제조된 탈세포화 생쥐 신장, 간 및 인간 간 조직을 이식한 후 1주, 3주 및 7주 경과 시점에 각각의 조직을 관찰하였고, 그 결과를 도 8b 내지 8d에 나타내었다.In order to confirm whether the de-saturated tissue prepared according to Example 1 can be applied as a material for transplantation, de-fatified mouse kidney, liver and human liver tissues prepared in the same manner as in Example 1 were transplanted for 1 week, 3 Each of the tissues was observed at week and week 7, and the results are shown in Figs. 8B to 8D.

도 8b 내지 8d를를 참고하면 탈세포화 생쥐 신장 및 간 조직뿐만 아니라 인간 간 조직을 이식하는 경우에도 이식 후 혈관이 생성되었음을 확인할 수 있다.. 또한, 도 8e를 참고하면 탈세포화 조직 내 혈관(CD31) 및 섬유아세포(αSMA)가 생성되었음을 확인할 수 있고, 도 8g를 참고하면 분열하는 세포(Ki67)을 확인할 수 있다. 도 8f를 참고하면, 이식 후 시간이 경과에 따라 점차적으로 탈세포화 조직 내부 깊이 세포가 생성된 것을 알 수 있다.8b to 8d, it can be confirmed that blood vessels were formed after transplantation in the case of transplantation of human hepatic tissue as well as kidney and hepatic tissue of the hypotetreated mice. Also, referring to FIG. 8e, blood vessel (CD31) And fibroblast (αSMA) were produced. Referring to FIG. 8G, it is possible to confirm the dividing cells (Ki67). Referring to FIG. 8F, it can be seen that deeper tissue inside the tissue is gradually formed with time after transplantation.

이러한 결과는 상기 실시예 1에 따라 제조된 탈세포화 조직이 이식용 소재로서 우수한 효능을 나타낼 수 있음을 시사한다.These results suggest that the degummed tissue prepared according to Example 1 may exhibit excellent efficacy as a material for transplantation.

실시예Example 6: 이식된 탈세포화 조직의 조직 재생 효과 6: Tissue Regeneration Effect of Transplanted Undegraded Tissue

상기 실시예 5에서 이식된 탈세포화 조직이 정상적인 조직의 재생과정 단계를 진행하고 있는지 여부를 확인하기 위해, 이식 후 3주 및 7주 경과 시점의 조직에 대해 마이크로어레이 분석을 수행하고, 그 결과를 도 9a 내지 9c에 나타내었다. 도 9a 및 9b를 참고하면, 조직섬유화와 관련된 단백질의 mRNA 발현 은 이식 후 3주 대비 7주차에 감소하였고, 세포외기질단백질 관련 mRNA 발현은 종류에 따라 증가하거나 감소하였다. 이러한 결과를 통해, 혈관이 새로 형성되거나 조직 재생이 진행됨에 따라 세포외기질단백질이 증가한 것임을 유추할 수 있다. 또한, 도 9c를 참고하면, 이식된 조직의 면역거부반응은 이식 후 3주 대비 7주차에 전염증성(pro-inflammatory) mRNA 발현은 감소하고, 항염증성(anti-inflammatory) mRNA 발현은 증가하는 것을 확인할 수 있다.Microarray analysis was performed on tissues at 3 weeks and 7 weeks after transplantation in order to confirm whether or not the degummed tissue grafted in Example 5 is proceeding with the regeneration step of normal tissue, 9A to 9C. 9A and 9B, mRNA expression of the protein associated with tissue fibrosis was decreased at week 7 compared to 3 weeks after transplantation, and mRNA expression of extracellular matrix protein was increased or decreased depending on the type. From these results, it can be deduced that the extracellular matrix protein increases as blood vessel is newly formed or tissue regeneration proceeds. In addition, referring to FIG. 9C, the immunoreactivity of transplanted tissues shows that pro-inflammatory mRNA expression decreases and anti-inflammatory mRNA expression increases at week 7 compared to 3 weeks after transplantation Can be confirmed.

실시예Example 7: 탈세포화 조직의  7: 영상학적Imaging 특성 및 관리 특성 확인 Identifying Attributes and Administrative Characteristics

상기 실시예 1과 동일한 방법으로 생쥐 배아를 탈세포화 한 뒤 뼈를 염색한 후 육안으로 관찰하였고, 그 결과를 도 10에 나타내었다. 도 9를 참고하면, 하이드로겔 중합체를 전처리하여 조직을 지지한 뒤 탈세포화를 진행하는 경우, 종래 조직 투명화와 같이 굴절률 보정을 거치지 않아도 뼈 구조를 육안으로 명확하게 관찰할 수 있음을 알 수 있다.The mouse embryos were depleted in the same manner as in Example 1, and the bones were stained and observed with naked eyes. The results are shown in FIG. Referring to FIG. 9, it can be seen that the bone structure can be clearly observed with the naked eye even if the refractive index correction is not performed as in the case of conventional tissue transparency, when the hydrogel polymer is pretreated and the tissue is supported and degassed.

한편, 상기 탈세포화 생쥐 배아를 탈수화(dehydration)한 뒤 재수화(rehydration)하면서 각 단계별 배아 형태를 육안으로 관찰하고, 면적을 비교하여, 그 결과를 도 11에 나타내었다. 도 11을 참고하면, 탈수화 및 재수화를 반복하여도 조직이 변형되지 않으므로 멸균, 보관, 운반과 같은 관리 특성을 향상시킬 수 있음을 알 수 있다.On the other hand, the embryoid morphology was visually observed at each step while dehydration and rehydration of the de-saturated mouse embryo was performed, and the area was compared. The results are shown in FIG. Referring to FIG. 11, it can be seen that the maintenance characteristics such as sterilization, storage and transportation can be improved because the tissue is not deformed even if dehydration and rehydration are repeated.

실시예Example 8: 탈세포화 조직의 멸균 8: Sterilization of hypothetical saturated tissue

돼지의 간을 적출하여 생리식염수로 세정한 후, 전체 용액 기준 아크릴아마이드(acrylamide) 10중량%, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide) 0.1중량%, N,N′-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA) 0.1중량% 및 열중합 개시제 0.05중량%를 포함하는 혼합 용액에 첨가하여 4℃에서 1일 동안 유지하였다. 이 때, 상기 열중합 개시제로는 2,2'-아조비스[2-(2-이미다졸린-2-일)프로판]디하이드로클로라이드를 사용하였다.The liver of the pigs was removed and washed with physiological saline. Then, 10% by weight of acrylamide as an entire solution, 0.1% by weight of bis-acrylamide, N, N ' Hydroxyethyl) bisacrylamide (DHEBA) and 0.05% by weight of a thermal polymerization initiator, and the mixture was maintained at 4 캜 for 1 day. At this time, 2,2'-azobis [2- (2-imidazolin-2-yl) propane] dihydrochloride was used as the thermal polymerization initiator.

이후, 혼합 용액을 37℃로 승온하여 중합 반응을 개시하고 2시간 동안 반응을 유지시킴으로써 아크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드와 간 조직의 중합 반응으로 형성된 복합체를 수득하였다. 상기 복합체 주변의 하이드로겔을 제거하고, 4% SDS(sodium dodecyl sulfate)용액에 투입하여 1~3일 동안 37℃에서 반응시킴으로써 최종적으로 탈세포화 조직을 제조하였다. Thereafter, the temperature of the mixed solution was raised to 37 캜 to initiate the polymerization reaction, and the reaction was maintained for 2 hours to obtain a complex formed by the polymerization reaction of acrylamide and bis-acrylamide with liver tissue. The hydrogels around the complex were removed and added to 4% SDS (sodium dodecyl sulfate) solution for 1 to 3 days at 37 ° C to finally produce a degummed tissue.

상기 제조된 탈세포화 조직의 pH를 12로 조정하여 조직 내 하이드로겔의 가교제를 절단하였다. 가교제의 절단을 통해 조직 내 하이드로겔을 제거(de-gel)함으로써 탈세포화 조직을 멸균하고, 그 결과를 도 12b에 나타내었다. The pH of the prepared degassed tissue was adjusted to 12 to cut the cross-linking agent in the tissue hydrogel. The de-saturated tissue was sterilized by de-geling the tissue hydrogel through cleavage of the cross-linking agent, and the result is shown in Fig. 12B.

이상과 같이 실시예들이 비록 한정된 실시예와 도면에 의해 설명되었으나, 해당 기술분야에서 통상의 지식을 가진 자라면 상기의 기재로부터 다양한 수정 및 변형이 가능하다. 예를 들어, 설명된 기술들이 설명된 방법과 다른 순서로 수행되거나, 및/또는 설명된 구성요소들이 설명된 방법과 다른 형태로 결합 또는 조합되거나, 다른 구성요소 또는 균등물에 의하여 대치되거나 치환되더라도 적절한 결과가 달성될 수 있다.While the present invention has been particularly shown and described with reference to exemplary embodiments thereof, it is to be understood that the invention is not limited to the disclosed exemplary embodiments. For example, if the techniques described are performed in a different order than the described methods, and / or if the described components are combined or combined in other ways than the described methods, or are replaced or substituted by other components or equivalents Appropriate results can be achieved.

그러므로, 다른 구현들, 다른 실시예들 및 청구범위와 균등한 것들도 후술하는 청구범위의 범위에 속한다.Therefore, other implementations, other embodiments, and equivalents to the claims are also within the scope of the following claims.

Claims (13)

분리된 조직에 하이드로겔(hydrogel) 단량체 용액을 주입하는 단계;
상기 하이드로겔 단량체를 중합시켜 하이드로겔-조직을 형성하는 단계; 및
상기 하이드로겔-조직 내 세포를 제거하는 단계;를 포함하는, 탈세포화 조직의 제조방법.
Injecting a hydrogel monomer solution into the separated tissue;
Polymerizing the hydrogel monomer to form a hydrogel-tissue; And
And removing the hydrogel-tissue-containing cells.
제1항에 있어서,
상기 분리된 조직은, 포유동물의 장기로부터 분리된 조직, 또는 포유동물의 배아 및 포유동물의 사후 조직으로부터 선택되는 것인, 탈세포화 조직의 제조방법.
The method according to claim 1,
Wherein the isolated tissue is selected from a tissue isolated from an organ of a mammal, or an embryo of a mammal and a post-tissue of a mammal.
제1항에 있어서,
상기 하이드로겔 단량체는 아크릴아마이드(acrylamide), 메타크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide), 폴리아닐린, N-N-디메틸아크릴아마이드(DMA), N,N'-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA), N,N-메틸렌비스아크릴아마이드, 아크릴산, 메타크릴산, 비닐술폰산, 스티렌술폰산, 폴리아크릴산, 폴리에틸렌글리콜(PEG), 폴리비닐알코올(PVA), 폴리에틸렌옥사이드(PEO), 글리시딜아크릴레이트, 메틸메타크릴레이트(MMA), 소듐 폴리아크릴레이트, 2-히드록시에틸메타크릴레이트(HEMA), 글리세롤 메타크릴레이트, N-비닐피롤리돈, N-아클로일피페리딘, N-아크로일피롤리딘, 시스타민비스아크릴아마이드(cystamine bisacrylamide), 프로필렌글리콜(PPG), 에틸렌 글리콜(ethylene glycol) 디아세톤 아크릴아마이드(DAA, diacetone acrylamide) 또는 이들의 혼합물인, 탈세포화 조직의 제조방법.
The method according to claim 1,
The hydrogel monomers may be selected from the group consisting of acrylamide, methacrylamide, bis-acrylamide, polyaniline, NN-dimethylacrylamide (DMA), N, N '-( 1,2-dihydroxyethylene Acrylic acid, vinylsulfonic acid, styrenesulfonic acid, polyacrylic acid, polyethylene glycol (PEG), polyvinyl alcohol (PVA), polyethylene oxide (PEO), acrylic acid, , Glycidyl acrylate, methyl methacrylate (MMA), sodium polyacrylate, 2-hydroxyethyl methacrylate (HEMA), glycerol methacrylate, N-vinylpyrrolidone, N- Which is a deasphalting agent, which is a compound selected from the group consisting of N-acylpyrrolidone, cystamine bisacrylamide, propylene glycol (PPG), ethylene glycol diacetone acrylamide (DAA) The method of manufacture.
제1항에 있어서,
상기 하이드로겔-조직 형성 단계는 열중합 개시제, 광중합 개시제 또는 촉매의 존재 하에 수행되는, 탈세포화 조직의 제조방법.
The method according to claim 1,
Wherein the hydrogel-tissue forming step is carried out in the presence of a thermal polymerization initiator, a photopolymerization initiator or a catalyst.
제1항에 있어서,
상기 하이드로겔-조직 형성 단계는 방사선 조사 또는 pH 변화에 의해 수행되는, 탈세포화 조직의 제조방법.
The method according to claim 1,
Wherein the hydrogel-tissue forming step is carried out by irradiation or pH change.
제4항에 있어서,
상기 열중합 개시제는 2,2'-아조비스[2-(2-이미다졸린-2-일)프로판]디하이드로클로라이드인, 탈세포화 조직의 제조방법.
5. The method of claim 4,
Wherein the thermal polymerization initiator is 2,2'-azobis [2- (2-imidazolin-2-yl) propane] dihydrochloride.
제1항에 있어서,
상기 조직 내 세포를 제거하는 단계는 세정액(detergent) 처리, 고정수압 관류, 효소 처리, 동결/해동 반복 사이클 처리 또는 초음파 인가에 의해 수행되는, 탈세포화 조직의 제조방법.
The method according to claim 1,
Wherein the step of removing cells in the tissue is carried out by a detergent treatment, a fixed hydraulic perfusion, an enzyme treatment, a freeze / thaw cyclic cycle treatment or an ultrasonic application.
제7항에 있어서,
상기 세정액은 소듐 도데실 설페이트(SDS, sodium dodecyl sulfate),소듐 데옥시콜레이트(SD, sodium deoxycholate), 트리톤X-100 (Triton X-100) 또는 이들의 혼합물인, 탈세포화 조직의 제조방법.
8. The method of claim 7,
Wherein the cleaning liquid is sodium dodecyl sulfate (SDS), sodium deoxycholate (SD), Triton X-100, or a mixture thereof.
제1항에 있어서,
상기 하이드로겔 단량체 용액은, 절단 가능한 가교제(cleavable crosslinker)를 포함하는, 탈세포화 조직의 제조방법.
The method according to claim 1,
Wherein the hydrogel monomer solution comprises a cleavable crosslinker. ≪ RTI ID = 0.0 > 8. < / RTI >
제1항 내지 제9항에 따른 방법으로 제조된, 탈세포화 조직.
10. A hypothetical tissue produced by the method of any one of claims 1 to 9.
제9항에 따른 방법으로 제조된 탈세포화 조직을 준비하는 단계;
상기 가교제를 절단하는 단계; 및
상기 탈세포화 조직의 하이드로겔을 제거하는 단계;를 포함하는, 탈세포화 조직의 멸균방법.
Preparing a de-saturated tissue prepared by the method according to claim 9;
Cutting the cross-linking agent; And
And removing the hydrogel of the de-saturated tissue.
조직 및 상기 조직을 지지하는 하이드로겔 중합체를 포함하고,
상기 조직 내 세포가 제거된 탈세포화 조직으로서,
상기 하이드로겔 중합체는 아크릴아마이드(acrylamide), 메타크릴아마이드, 비스-아크릴아마이드(bis-acrylamide), 폴리아닐린, N-N-디메틸아크릴아마이드(DMA), N,N'-(1,2-디하이드록시에틸렌)비스아크릴아마이드(DHEBA), N,N-메틸렌비스아크릴아마이드, 아크릴산, 메타크릴산, 비닐술폰산, 스티렌술폰산, 폴리아크릴산, 폴리에틸렌글리콜(PEG), 폴리비닐알코올(PVA), 폴리에틸렌옥사이드(PEO), 글리시딜아크릴레이트, 메틸메타크릴레이트(MMA), 소듐 폴리아크릴레이트, 2-히드록시에틸메타크릴레이트(HEMA), 글리세롤 메타크릴레이트, N-비닐피롤리돈, N-아클로일피페리딘, N-아크로일피롤리딘, 시스타민비스아크릴아마이드(cystamine bisacrylamide), 프로필렌글리콜(PPG), 에틸렌 글리콜(ethylene glycol) 디아세톤 아크릴아마이드(DAA, diacetone acrylamide) 또는 이들의 혼합물이 중합된, 탈세포화 조직.
And a hydrogel polymer that supports the tissue and the tissue,
As the de-saturated tissue in which the cells in the tissue have been removed,
The hydrogel polymer may be selected from the group consisting of acrylamide, methacrylamide, bis-acrylamide, polyaniline, NN-dimethylacrylamide (DMA), N, N '-( 1,2-dihydroxyethylene Acrylic acid, vinylsulfonic acid, styrenesulfonic acid, polyacrylic acid, polyethylene glycol (PEG), polyvinyl alcohol (PVA), polyethylene oxide (PEO), acrylic acid, , Glycidyl acrylate, methyl methacrylate (MMA), sodium polyacrylate, 2-hydroxyethyl methacrylate (HEMA), glycerol methacrylate, N-vinylpyrrolidone, N- Deacetylated N-acylpyrolidine, cystamine bisacrylamide, propylene glycol (PPG), ethylene glycol diacetone acrylamide (DAA), or mixtures thereof. Tue organization.
제12항에 있어서,
상기 탈세포화 조직은, 세포 배양용 지지체, 조직 이식용 소재, 수복재 또는 인공 장기용 소재로 이용되는, 탈세포화 조직.
13. The method of claim 12,
The de-saturated tissue is used as a support for cell culture, a material for tissue grafting, a restorative material, or a material for an artificial organ.
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