JP6935383B2 - 免疫不全マウス - Google Patents
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Description
い遺伝子改変免疫不全マウス、及び、該遺伝子改変免疫不全マウスにヒト細胞が顕著に高い割合で生着しているヒト細胞生着免疫不全マウス等に関する。
[1]IL−2受容体γ鎖遺伝子に変異が導入されて、IL−2受容体γ鎖が欠損し、かつ、T細胞及びB細胞の抗原受容体遺伝子の再構成に関わる遺伝子の変異が両対立遺伝子座位にあり、さらにFcgRが機能的に発現しないことを特徴とする遺伝子改変免疫不全マウス。
[2]T細胞及びB細胞の抗原受容体遺伝子の再構成に関わる遺伝子の変異が、SCID変異又はRAG変異であることを特徴とする上記[1]記載の遺伝子改変免疫不全マウス。
[3]NOG−FcgR KOマウスであることを特徴とする上記[1]又は[2]記載
の遺伝子改変免疫不全マウス。
[4]FcgRの遺伝子が、Fcer1g及びFcgr2bを含むことを特徴とする上記[1]〜[3]のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウス。
[5]腫瘍に対する抗体依存性の細胞傷害活性を示さないことを特徴とする上記[1]〜[4]のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウス。
[6]上記[1]〜[5]のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに由来する組織。[7]上記[1]〜[5]のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに由来する体細胞。
[8]上記[1]〜[5]のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに由来する生殖細胞。
[9]上記[1]〜[5]のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに、ヒト細胞が顕著に高い割合で生着していることを特徴とするヒト細胞生着免疫不全マウス。
[10]ヒト細胞が、ヒト末梢血単核球であることを特徴とする上記[9]記載のヒト細
胞生着免疫不全マウス。
[11]上記[9]又は[10]記載のヒト細胞生着免疫不全マウスに由来するヒト細胞が生着した組織。
[12]上記[9]又は[10]記載のヒト細胞生着免疫不全マウスに由来するヒト体細胞。
[13]上記[9]又は[10]記載のヒト細胞生着免疫不全マウスに由来する生殖細胞。
[14]上記[1]〜[5]のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスと、ヒトIL−15遺伝子を導入した遺伝子改変免疫不全マウス(I)とを交配することにより、作出された遺伝子改変免疫不全マウス(II)。
[15]遺伝子改変免疫不全マウス(I)が、ヒトNK細胞を増幅・維持できるNOG−hIL−15 Tgマウスであることを特徴とする上記[14]記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)。
[16]上記[14]又は[15]記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に由来する組織。
[17]上記[14]又は[15]記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に由来する体細胞。
[18]上記[14]又は[15]記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に由来する生殖細胞。
[19]上記[14]又は[15]記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に、ヒト細胞が顕著に高い割合で生着していることを特徴とするヒト細胞生着免疫不全マウス(II)。[20]ヒト細胞が、ヒト末梢血単核球であることを特徴とする上記[19]記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)。
[21]上記[19]又は[20]記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)に由来する組織。
[22]上記[19]又は[20]記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)に由来する体細胞。
[23]上記[19]又は[20]記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)に由来する生殖細胞。
[24]上記[9]又は[10]記載のヒト細胞生着免疫不全マウスを用いて、ヒト細胞に対する抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の活性や作用機序を評価する方法。
[25]上記[14]又は[15]記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)を用いて、ヒトNK細胞のADCC活性を評価する方法。
[26]上記[19]又は[20]記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)を用いて、ヒトNK細胞のADCC活性を評価する方法。
[27]遺伝子改変免疫不全マウスに、ヒト免疫細胞とヒト腫瘍細胞とを共存させることにより、抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の機能を評価できることを特徴とするヒト細胞生着免疫不全マウス(III)。
[28]ヒト細胞生着免疫不全マウス(III)を用いて、ヒト細胞に対する抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の機能を評価する方法。
[29]ヒト細胞生着免疫不全マウス(III)を用いて、ヒト免疫細胞に対する抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の機能を評価する方法。
a)雄のNOD−Fcer1gnull/nullFcgr2bnull/nullマウスと、雌のNOGマウスとを交配する工程;
b)雌のNOD−scid/+,il2rgnull/+−Fcer1gnull/+F
cgr2bnull/+マウスを選択する工程;
c)b)において選択されたマウスと雄のNOGマウスとを戻し交配する工程;
d)雄のNOD−scid,il2rgnull/Y−Fcer1gnull/+Fcgr2bnull/+マウスと、雌のNOD−scid,il2rgnull/null−Fcer1gnull/+Fcgr2bnull/+マウスとを選択する工程;
e)d)で選択された雄のマウスと雌のマウスとを兄妹交配する工程;
f)1)雄のNOD−scid,il2rgnull/Y−Fcer1gnull/null,Fcgr2bnull/nullと、2)雌のNOD−scid,il2rgnull/null−Fcer1gnull/null,Fcgr2bnull/nullとを「NOG−FcgR KO/KOマウス」として選択する工程;
[NOG−FcgR KO/KOマウスの作出]
NOGマウスを実験動物中央研究所から入手した。NOD−Fcer1gnull/nullFcgr2bnull/nullマウス(NOD−FcgR KO/KOマウス)の凍結保存胚(RBRC02330)を、RIKEN BRCを介して入手した。
上記NOGマウスと、上記NOD−Fcer1gnullFcgr2bnullマウスとから、NOG−FcgR KO/KOマウスを、以下の工程により作出した。
凍結保存胚から個体復元した雄のNOD−FcgR KO/KOマウスを、雌のNOGマウスと交配することにより、4匹の雌のNOD−scid/+,il2rgnull/+−Fcer1gnull/+Fcgr2bnull/+マウス(F=1)を得た。
(2)(第1世代〜第2世代)
かかる4匹の雌の各マウスについて、NOGマウスと戻し交配し、2匹の雄のNOD−scid,il2rgnull/Y−Fcer1gnull/+Fcgr2bnull/+マウス、2匹の雌のNOD−scid,il2rgnull/null−Fcer1gnull/+Fcgr2bnull/+マウス(以下「NOG−FcgR KO/+マウス(遺伝子型)」と総称する)を得た。
(3)(第2世代〜第3世代))
かかるNOG−FcgR KO/+マウス同士を兄妹交配し、雄のNOD−scid,il2rgnull/Y−Fcer1gnull/null,Fcgr2bnull/nullと、雌のNOD−scid,il2rgnull/null−Fcer1gnull/null,Fcgr2bnull/nullを選択し、「NOG−FcgR KO/KOマウス(遺伝子型)、NOG−FcgR KOマウス(表現型)」を得た。
5’−CTCGTGCTTTACGGTATCGCC−3’(配列番号1)(Fcer1g検査用プライマー1)
5’−CCTACTCTACTGTCGACTCAAG−3’(配列番号2)(Fcer1g検査用プライマー2)
5’−GGCTGGCTATAGCTGCCTTTC−3’(配列番号3)(Fcer1g検査用プライマー3)
12.5μL Go−Taq用 ×2 buffer
1.0μL Fcer1g検査用プライマー1 (5μM)
1.0μL Fcer1g検査用プライマー2 (5μM)
1.0μL Fcer1g検査用プライマー3 (5μM)
8.0μL Distilled H2O
1.5μL ゲノムDNA(組織溶解液)
上記の試薬を混合して、PCR反応液を調製した。
25μLの上記PCR反応液を用い、94℃にて3分の加熱処理;94℃にて30秒、63℃にて30秒、72℃にて1分を1サイクルとして35サイクル;その後72℃にて3分加熱処理;の条件で増幅処理が行われた。上記PCRにより得られたPCR産物を2%アガロースゲル中で電気泳動に供し、目的のバンドサイズ付近の増幅産物バンドの有無を確認することにより、各マウスにおける標的遺伝子が野生型かKO型かを判定した。すなわち、上記PCR産物が、240bpサイズであればFcer1g KOと判定し、198bpサイズであればFcer1g野生型(wild type)(+)と判定した。
5’−CTCGTGCTTTACGGTATCGCC−3’(配列番号4)(Fcgr2b検査用プライマー1)
5’−AAACTCGACCCCCCGTGGATC−3’(配列番号5)(Fcgr2b検査用プライマー2)
5’−TTGACTGTGGCCTTAAACGTGTAG−3’(配列番号6)(Fcgr2b検査用プライマー3)
12.5μL Go−Taq用 ×2 buffer
1.0μL Fcgr2b検査用プライマー1 (5μM)
1.0μL Fcgr2b検査用プライマー2 (5μM)
1.0μL Fcgr2b検査用プライマー3 (5μM)
8.0μL Distilled H2O
1.5μL ゲノムDNA(組織溶解液)
上記の試薬を混合して、PCR反応液を調製した。
25μLの上記PCR反応液を用い、94℃にて3分の加熱処理;94℃にて30秒、63℃にて30秒、72℃にて1分を1サイクルとして35サイクル;その後72℃にて3分加熱処理;の条件で増幅処理が行われた。上記PCRにより得られたPCR産物を2%アガロースゲル中で電気泳動に供し、目的のバンドサイズ付近の増幅産物バンドの有無を確認することにより、各マウスにおける標的遺伝子が野生型かKO型かを判定した。すなわち、上記PCR産物が、232bpサイズであればFcgr2b KOと判定し、161bpサイズであればFcgr2b wild type(+)と判定した。
5’−CTGCTCAGAATGCCTCCAATTCC−3’(配列番号7)(IL−2rg検査用プライマー1)
5’−CCTCCGTGCAATCCATCTTGTTCAAT−3’(配列番号8)(IL−2rg検査用プライマー2)
5’−GATCCAGATTGCCAAGGTGAGTAG−3’(配列番号9)(IL−2rg検査用プライマー3)
7.5μL PCRバッファー(with dNTP, MgCl2) ×2 buffer
0.15μL IL−2rg検査用プライマー1 (20μM)
0.15μL IL−2rg検査用プライマー2 (20μM)
0.15μL IL−2rg検査用プライマー3 (20μM)
0.3μL Tks Gflex DNAポリメラーゼ (1.25U/μL)
5.25μL Distilled H2O
1.5μL ゲノムDNA(組織溶解液)
上記の試薬を混合して、PCR反応液を調製した。
25μLの上記PCR反応液を用い、94℃にて3分の加熱処理;98℃にて10秒、65℃にて15秒、68℃にて30秒を1サイクルとして30サイクル;その後68℃にて3分加熱処理;の条件で増幅処理が行われた。上記PCRにより得られたPCR産物を2%アガロースゲル中で電気泳動に供し、目的のバンドサイズ付近の増幅産物バンドの有無を確認することにより、各マウスにおける標的遺伝子の野生型がKO型かを判定した。すなわち、上記PCR産物が、340bpサイズであればIL−2rg KOと判定し、660bpサイズであればIL−2rg wild type(+)と判定した。
5’−GCTAGAGAGCTGTTCCAGTT−3’(配列番号10)(scid検査用プライマー1)
5’−TTTGAACACACACTGATTCTG−3’(配列番号11)(scid検査用プライマー2)
5’−ACGCTAAGC−3’(配列番号12)(scid検査用プライマー3)
5’−CGCTATGCT−3’(配列番号13)(scid検査用プライマー4)
5.0μL CycleavePCR Reaction Mix×2 buffer
0.2μL scid検査用プライマー1(10μM)
0.2μL scid検査用プライマー2(10μM)
0.4μL scid検査用プライマー3(5μM)
0.4μL scid検査用プライマー4(5μM)
0.2μL ROX Reference DyeII (50x)
3.1μL Distilled H2O
0.5μL ゲノムDNA(組織溶解液)
上記試薬を混合して、PCR反応液を調製した。
10μLの上記PCR反応液を用い、multiplex real−time PCR assayを実施した。95℃にて10秒の加熱処理;95℃にて5秒、55℃にて10秒、72℃にて31秒を1サイクルとして45サイクル;の条件で増幅処理が行われた。増幅反応のThreshold cycles (Ct)値から、このscid検査用プライマー1・2・3を組み合わせて、Real-time PCRを行った場合に増幅反応が認められた場合をScid変異あり、scid検査用プライマー1・2・4を組み合わせて、Real-time PCRを行った場合に増幅反応が認められた場合をScid変異なし(wild type(+))と判定した。
[NOG−FcgR KO/KOマウスの特性]
(IgG抗体受容体FcgRの欠損)
上記作出されたNOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、FcgR分子の発現が消失しているか否かについて検証を行った。NOG−FcgR KO/KOマウスの末梢血を採取し、赤血球溶血反応液で反応させて赤血球を除去することにより白血球分画を得た。かかる白血球分画を以下に示す蛍光色素標識抗原特異抗体を用いて抗体染色をした後、フローサイトメトリー(装置名:BD LSRFortessaTM X-20、Becton Dickinson社製)により蛍光強度を測定することにより、mouse CD45(mCD45)+白血球中における、mouse FcgRIII/II(mCD16/32)の有無、及びmFceRI分子の発現及びmCD45+白血球中における割合を検証した。上記NOG−FcgR KO/+マウス及びNOGマウスについても同様の実験を行い、比較対象とした。結果を図1及び図2に示す。
PE/Cy7標識抗マウスCD16/32(FcgRIII/II)抗体(BioLegend社)
これ以降、実施例の記載や図面において、NOGマウスを「+/+」:NOD−scid,il2rgnull−Fcer1gnull/+Fcgr2bnull/+(NOG−FcgR KO/+)マウスを「KO/+」;NOD−scid,il2rgnull−Fcer1gnull/null,Fcgr2bnull/null(NOG−FcgR KO/KO)マウスを「KO/KO」と表すことがある。
(ヒトIgG抗体結合能)
NOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、FcgR分子の発現が消失していることにより、ヒトIgG抗体への結合能が消失しているか否かについて検証を行った。NOG−FcgR KO/KOマウスに、ヒトIgG型抗体医薬トラスツズマブ100μgを腹腔内へ投与した後、3日目に末梢血を採取し、実施例2と同様の方法で白血球分画を得た。かかる白血球分画を以下に示す蛍光色素標識抗原特異抗体を用いて抗体染色をした後、前記装置を用いてフローサイトメトリーにより蛍光強度を測定することにより、mCD45+白血球中のF4/80+CD11b+単球/マクロファージ分画における、FcgRIII/II(mCD16/32)の発現及びヒトIgG抗体の結合の有無を検証した。上記NOG−FcgR KO/+マウスについても同様の実験を行い、比較対象とした。さらに、NOG−FcgR KO/+マウスに上記ヒトIgG型抗体医薬を投与しないものをネガティブコントロールとした。結果を図3に示す。
AlexaFluor488標識抗ヒトIgG Fc抗体(BioLegend社)、
PE標識抗マウスCD11b抗体(BioLegend社)、
PE/Cy7標識抗マウスCD16/32(FcgRIII/II)抗体(BioLegend社)、
APC標識抗マウスF4/80抗体(eBioscience社)
APC/Cy7標識抗マウスCD45抗体(BioLegend社)
図3(c)から明らかなとおり、ヒト抗体投与NOG−FcgR KO/KOマウスでは、mCD45+白血球中のF4/80+CD11b+単球/マクロファージ分画において、ヒトFcgRIII/IIの陽性分画、及びヒトIgG抗体は検出されず、ヒトIgGとマウスFcgRの結合は確認されなかった。一方、図3(b)から明らかなとおり、ヒトIgG抗体投与NOG−FcgR KO/+マウスでは、mCD45+F4/80+CD11b+単球/マクロファージ分画において、FcgRIII/IIが陽性である細胞の中にヒトIgG+の分画が検出され、投与されたヒトIgGはマウスFcgRに結合していることが確認された。他方、ネガティブコントロールにおいては、FcgRIII/IIは陽性であったが、ヒトIgG抗体は検出されなかった(図3(a))。以上より、NOG−FcgR KO/KOマウスでは、ヒトIgG型抗体に対する抗体結合能が喪失していることが確認された。
(マウス抗体代謝能)
上記NOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、FcgR分子の欠損により、マウス抗体の代謝能が変化するかを検証した。NOG−FcgR KO/KOマウスに、マウスIgG1モノクローナル抗体(mIgG1、clone MOPC−21)をマウスの腹腔内へ100μgもしくは20μg投与した後、12週間にわたり継時的に血液を採取し、血漿分画を得た。得られた血漿中のマウスIgG抗体の濃度を、Mouse IgG ELISA Quantitation set(Bethyl laboratories, Inc社製)を用いてELISA法により測定した。NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスについても同様の実験を行い、比較対象とした。結果を図4に示す。
図4(b)から明らかなとおり、NOG−FcgR KO/KOマウスにマウスIgG1抗体を100μg投与した場合、マウスIgG1抗体は、投与後1週目で血漿中での濃度が最大値となり、その後徐々に減少したが、12週目でも検出された。NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスと比較した場合においても、抗体濃度に違いは認められなかった(図4(a))。したがって、NOG−FcgR KO/KOマウスにおけるFcgR分子の欠損は、マウス抗体の代謝速度に影響を与えないことが確認された。また、NOG−FcgR KO/KOマウスのみに着目し、マウスIgG1の100μg投与群と20μg投与群を比較すると、20μg投与群の方が血漿中の抗体濃度が低値であることから、血漿中のマウスIgG濃度は抗体投与量に依存的であることが確認された(図4(c))。
(ヒト抗体代謝能)
上記NOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、FcgR分子の欠損によりヒト抗体の代謝能が変化するかを検証した。NOG−FcgR KO/KOマウスに、ヒトIgGモノクローナル抗体として以下に示す市販の抗体医薬3種類をマウスの腹腔内へそれぞれ100μg投与した後、28日間にわたり継時的に血液を採取し、血漿分画を得た。得られた血漿中の各ヒトIgG抗体の濃度を、Human IgG ELISA Quantitation set (Bethyl laboratories, Inc社製)を用いてELISA法により測定した。NOG−FcgR KO/+マウス及びNOGマウスについても同様の実験を行い、比較対象とした。結果を図5に示す。
リツキシマブ(Rituximab):抗CD20モノクローナル抗体:Rituxan(中外製薬株式会社製);
トラスツズマブ(Trastuzumab):抗HER2ヒト化モノクローナル抗体ハーセプチン(Herceptin)(Her2特異的抗体医薬品)(中外製薬株式会社製);
モガムリズマブ(Mogamulizumab):ヒト化抗CCR4モノクローナル抗体ポテリジオ(Poteligeo)(協和発酵キリン株式会社製);
図5(a)〜(c)から明らかなとおり、NOG−FcgR KO/KOマウスに上記3種類のヒトモノクローナル抗体をそれぞれ100μg投与した場合、いずれのヒトIgG抗体も投与後2週間以内にほぼ消失した。NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスにおいても上記3種類のいずれの抗体についても同じ傾向が認められた。したがって、NOG−FcgR KO/KOマウスにおけるFcgR欠損は、ヒト抗体の代謝速度にも影響を与えないことが確認された。
(マウス貪食細胞によるADCC活性の消失(1))
NOGマウスに投与した抗原特異的抗体が、マウスFcgRを介してマウス貪食細胞に認識されることで、貪食反応が誘導されることが知られている。そこで、ヒト固形がん細胞株を用いて、NOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、マウスFcgRが欠損することにより、マウス貪食細胞によるADCC活性が消失するか否かを検証した。
図6(b)から明らかなとおり、4−1ST皮下移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、トラスツズマブを投与した場合22日目の腫瘍サイズは平均850mm3であった。一方、4−1ST皮下移植NOG−FcgR KO/+マウスにおいては、トラスツズマブを投与した場合22日目の腫瘍サイズは平均150mm3であって、4−1ST皮下移植NOG−FcgR KO/KOマウスと比較して、トラスツズマブ抗体投与による腫瘍抑制効果が確認された。かかる結果は、マウスFcgRを介して作用するマウス貪食細胞が、がん抗原特異的なヒト抗体に結合した腫瘍(ヒト固形がん)を認識して傷害し、腫瘍塊の成長を抑制していること、また、NOG−FcgR KO/KOマウスにおいてはマウス貪食細胞によるADCC活性が惹起されないことを示している。
図6(a)から明らかなとおり、PBS投与コントロール群(saline)においては、4−1ST皮下移植NOG−FcgR KO/+マウスと4−1ST皮下移植NOG−FcgR KO/KOマウスとの間で腫瘍塊の成長度合いに違いは認められず、マウスFcgRの有無が腫瘍の成長度合いに影響を与えることはないことが確認された。
(マウス貪食細胞によるADCC活性の消失(2))
ヒト浮遊系がん細胞株を用いて、NOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、マウスFcgRが欠損することにより、マウス貪食細胞によるADCC活性が消失するか否かを検証した。ヒト浮遊系がん細胞株の一種であるCD20+バーキットリンフォーマ株Daudi、2.4x106個を、NOG−FcgR KO/KOマウスの尾静脈より移植し、Daudi移植NOG−FcgR KO/KOマウスを調製した。NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスについても同様の処理を行い、Daudi移植NOGマウス及びDaudi移植NOG−FcgR KO/+マウスを調製して比較対象とした。
図7(b)から明らかなとおり、Rituximabを投与したDaudi移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、血液中のCD20+Daudi細胞は総白血球中1〜2%の割合で検出された。一方、Rituximabを投与したDaudi移植NOG−FcgR KO/+マウスにおいては、血液中のCD20+Daudi細胞は総白血球中0.2%以下まで減少した。他方、図7(a)から明らかなとおり、PBS投与コントロール群では、Daudi移植NOG−FcgR KO/KOマウス、Daudi移植NOG−FcgR KO/+マウス及びDaudi移植NOGマウスのいずれにおいても、血液中のCD20+Daudi細胞は総白血球中約1.5%〜約4%の頻度で検出された。
(マウス貪食細胞によるADCC活性の消失(3))
上記Rituximab又はPBSを投与したDaudi移植NOG−FcgR KO/KOマウス、Daudi移植NOG−FcgR KO/+マウス、及びDaudi移植NOGマウスについて、Daudi移植後23日目に剖検し、Daudi細胞が集積する腎臓を摘出し、臓器重量を測定することによりマウス貪食細胞のADCC活性が機能しているか否かを評価した。結果について、各マウスの腎臓の写真を図8(a)に、各マウスの腎臓の重量のグラフを図8(b)に示す。
図8(a)及び(b)から明らかなとおり、Rituximab投与群(Rit.)において、Daudi移植NOG−FcgR KO/KOマウスでは、腎臓の重量は0.5g前後にまで増加した。一方、Daudi移植NOG−FcgR KO/+マウスでは、腎臓の重量は0.2g前後と腎臓の肥大化が抑制されていた。PBS投与コントロール群においては、Daudi移植NOG−FcgR KO/+マウス、Daudi移植NOG−FcgR KO/KOマウスともに腎臓の重量は0.5g前後まで増加した。また、Daudi移植NOGマウスの腎臓の重量は0.57g程度にまで増加しており、いずれにおいてもDaudi集積による腎臓の肥大化が認められた。なお、成体NOGマウスの腎臓は、一般的には0.2g前後であることが知られている。以上の結果は、抗原特異抗体Rituximabを投与しても、NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、マウス貪食細胞がマウスFcgRを介してがん細胞Daudi細胞を認識・攻撃できないことを示している。
実施例6〜8の結果より、NOG−FcgR KO/KOマウスでは、マウスFcgRを欠損することにより、マウス貪食細胞のADCC活性が機能しないことが示唆されている。
(ヒト造血幹細胞生着能の検証1)
NOG−FcgR KO/KOマウスにおけるヒト造血幹細胞の生着能について検証した。
7週齢以上の成体NOG−FcgR KO/KOマウスにX線を照射することで骨髄を抑制した(Day0)。X線照射後1日以内に50000個のhCD34+ヒト造血幹細胞を尾静脈より移植することにより、ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスを調製した。NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスについても上記同様の調製処理を行うことにより、ヒト造血幹細胞移植NOGマウス及びヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/+マウスを調製し、比較対象とした。
上記各マウスについて、ヒト造血幹細胞移植後4週、8週、12週、16週及び20週経過時に末梢血を採取し、実施例2と同様の方法で白血球分画を得た。さらに、かかる白血球分画を以下に示す蛍光色素標識抗原特異抗体を用いて抗体染色をした後、フローサイトメトリーにより蛍光強度を測定することにより、ヒト免疫細胞hCD45+細胞の割合を測定した。結果を図9に示す。
BUV395標識抗hCD33抗体(Becton Dickinson社)
Brilliant Violet421標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD19抗体(BioLegend社)
APC/R700標識抗hCD56抗体(Becton Dickinson社)
APC/Cy7標識抗マウスCD45抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet510標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
図9(a)及び(b)から明らかなとおり、ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウス、ヒト造血幹細胞移植NOGマウス、及びヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/+マウスの雄(a)、雌(b)いずれにおいても、総白血球中のhCD45+細胞の割合は時間の経過とともに増加し、hCD45+細胞の生着が確認された。ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、hCD45+細胞の生着率は比較対象のマウスよりも8〜16週にわたり有意に大きく、また、ヒト造血幹細胞移植後20週経過時に75%前後の値を示し、比較対象としたマウスよりも有意に高い値を示した。一方、NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスにおいては、ヒト造血幹細胞移植後20週経過時においてもhCD45+細胞の割合は60%前後の値にとどまった。
(ヒト造血幹細胞生着能の検証2)
上記ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウス、ヒト造血幹細胞移植NOGマウス、及びヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/+マウスについて、ヒト造血幹細胞移植後4週から20週経過時までの、総白血球中のhCD45+細胞の詳細を調べた。結果を図10に示す。
図10から明らかなとおり、上記各マウスでは、hCD33+ミエロイド系細胞(雄(a)、雌(d))、hCD19+B細胞(雄(b)、雌(e))、hCD3+T細胞(雄(c)、雌(f))の分画がそれぞれ検出された。したがって、マウスFcgRが欠損していても、ヒト免疫細胞の分化能に影響を与えないことが確認された。
(ヒト造血幹細胞生着能の検証3)
上記ヒト造血幹細胞移植した、NOG−FcgR KO/KOマウス、NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスについて、ヒト造血幹細胞移植後26週経過時に剖検し、造血臓器(骨髄・脾臓・血液)中に、hCD45+細胞がどの程度生着しているかを、フローサイトメトリーにより蛍光強度を測定することにより調べた。結果を図11に示す。
図11(a)〜(f)から明らかなとおり、ヒト造血幹細胞移植後26週経過時において、骨髄(BM)((a)(d))・脾臓(Spl)((b)(e))・血液(PB)((c)(f))におけるhCD45+細胞の割合(Human CD45+ in MNC(%))、及び細胞数(Abs. cell number (x 106 cells)もしくは Abs. cell number (x 103 cells/μL))は、ヒト造血幹細胞移植したNOG−FcgR KO/KOマウス、NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウス間で、有意差は認められなかった。
(ヒト造血幹細胞生着能の検証4)
ひきつづき、剖検した各マウスについて、造血臓器(骨髄・脾臓・血液)中のhCD45+細胞の中でhCD3+T細胞、hCD19+B細胞、hCD33+ミエロイド細胞、hCD56+NK細胞の占める割合(Freq. of hCD45 (%))、及び血液1μL中の各細胞の細胞数(Abs. cell number (x 103 cells/μL))を調べた。2−way ANOVA解析を行った結果を図12に示す。
図12から明らかなとおり、上記ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウス、ヒト造血幹細胞移植NOGマウス、及びヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/+マウスでは、hCD33+ミエロイド系細胞、hCD19+B細胞、hCD3+T細胞、hCD56+NK細胞のいずれの分画も検出されたが、特に脾臓のhCD19+B細胞(e)については、ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、NOGマウスの2.5倍以上、KO/+マウスの1.2倍以上という顕著に多い細胞数が検出された。
(T細胞亜集団の分化)
一般的に、hCD3+T細胞は、さらにCD4+T細胞・CD8+T細胞・CD4+CD8+二重陽性(double positive:DP)T細胞の亜集団に分けられることが知られている。そこで、上記ヒト造血幹細胞を移植した、NOG−FcgR KO/KOマウス、NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスについて、末梢血採取試料について以下に示す蛍光色素標識抗原特異抗体を用いて抗体染色をした後、フローサイトメトリーにより蛍光強度を測定することにより、T細胞亜集団の分化の状況を評価した。結果を図13に示す。
PE標識抗hCD4抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD8a抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet421標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet510標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet605標識抗ヒトPD−1(CD279)抗体(BioLegend社)
図13から明らかなとおり、ヒト造血幹細胞移植した、NOG−FcgR KO/KOマウス、NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスのいずれにおいても、hCD4+T細胞・hCD8+T細胞・hCD4+hCD8+hDP T細胞の亜集団が正常に分化しており、血液免疫系の再構築が確認された(図13(a))。さらに、ヒトT細胞に発現するProgrammed cell death 1(PD−1)タンパク分子hPD−1の発現を見たところ、hCD4+分画においてさらにhPD−1分子が発現していることが確認された(図13(b))。
したがって、FcgRの欠損によってもこれらの機能は影響を受けないことを確認した。
(ヒト血液免疫系が再構築されたNOG−FcgR KO/KOマウスにおけるヒト免疫細胞に対するマウスのADCC活性の検証)
7週齢以上の成体NOG−FcgR KO/KOマウスにX線を照射することで骨髄を抑制し、X線照射後1日以内に50000個のヒト造血幹細胞を尾静脈より移植することにより、ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスを調製した。ヒト造血細胞移植後16週経過時に、hCD3+T細胞の分化を確認したマウスについて、ヒトT細胞に発現するPD−1タンパク分子を特異的に認識する抗ヒトPD−1抗体(OPDIVO) (Bristol-Myers Squibb社製)を、ヒト造血幹細胞移植後18週、19週、及び20週経過時に週1回計3回、各100μg投与した後、マウスを剖検し、骨髄・脾臓・血液の各造血組織中の、ヒトT細胞を含めたヒト免疫細胞の増減を、フローサイトメトリーにより解析した。ヒト造血幹細胞移植NOGマウス、及びヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/+マウスについても同様の処理を行い、比較対象とした。結果を図14に示す。
PE標識抗hCD4抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD8a抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD19抗体(BioLegend社)
APC−R700標識抗hCD19抗体(Becton Dickinson社)
APC−R700標識抗hCD56抗体(Becton Dickinson社)
Brilliant Violet421標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet510標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet605標識抗ヒトPD−1(CD279)抗体(BioLegend社)
BUV395標識抗hCD33抗体(Becton Dickinson社)
APC/Cy7標識抗マウスCD45抗体(BioLegend社)
図14(a)〜(c)から明らかなとおり、OPDIVOを投与した各マウスの骨髄・脾臓・血液におけるhCD45+細胞の割合(hCD45+in MNC (%))に関しては、いずれの臓器でも有意差は認められなかった。一方、図14(e)から明らかなとおり、脾臓においては、OPDIVOを投与したヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、OPDIVOを投与した、ヒト造血幹細胞移植NOGマウスの4.2倍、ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/+マウスの2.2倍以上のhCD45+細胞数(Abs. cell number (x10 6 cells))が検出され、NOG−FcgR KO/KOマウスにおいてhCD45+細胞数が減少することなく生着したことが示された。
上記OPDIVOを投与した各ヒト造血幹細胞移植マウスを解析して、hCD45+細胞の詳細を調べた。結果を図15に示す。
図15から明らかなとおり、上記OPDIVOを投与した各マウスのいずれにおいてもhCD3+T細胞、hCD19+B細胞、hCD33+ミエロイド系細胞、hCD56+NK細胞の各分画が検出された。また、OPDIVO投与ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスは、脾臓(図15(b))及び末梢血(図15(c))においてhCD3+T細胞が減少することなく生着し、hCD3+T細胞の割合がNOGマウスの2倍以上多かった。また、脾臓(図15(e))において、hCD3+T細胞数がNOGマウスの3倍以上であり、hCD19+B細胞もNOGマウスの3倍以上であった。
上記検出された脾臓のhCD45+細胞中のhCD3+T細胞について、さらに、T細胞のサブセットを検証した。結果を図16に示す。
図16から明らかなとおり、OPDIVO投与ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスは、OPDIVOを投与した、ヒト造血幹細胞移植NOG及びヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/+マウスと比較して、脾臓においてhCD45+細胞中のhCD4+T細胞の割合が有意に高く、NOGマウスやNOG−FcgR KO/+マウスの3倍以上であった。hCD4+T細胞数もNOGマウスやNOG−FcgR KO/+マウスの8倍以上であり、hCD8+T細胞数もNOGマウスやNOG−FcgR KO/+マウスの4倍以上であり、T細胞サブセット細胞数も有意に多かった。
これらの結果は、NOGマウス及びNOG−FcgR KO/+マウスでは、マウスFcgR分子が存在するので抗PD−1抗体によりhPD−1+T細胞がマウス生体から除去されるが、NOG−FcgR KO/KOマウスではFcgR分子が欠損しているので、抗PD−1抗体依存性のヒトT細胞の除去が起こらないことを示唆する。
(ヒト末梢血由来単核球分画(Peripheral blood derived monoclonal cells:PBMC)生着能の検証)
NOG−FcgR KO/KOマウスにおけるヒトPBMCの生着能について検証した。7週齢以上の成体NOG−FcgR KO/KOマウスに、1500000個又は2500000個のヒトPBMCをマウス尾静脈より移植することにより、ヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウスを調製した。NOGマウスについても上記同様の調製処理を行うことにより、ヒトPBMC移植NOGマウスを調製し、比較対象とした。
上記各マウスについて、ヒトPBMC移植後2週、4週、5週及び/又は6週経過時に採血を行い、実施例2と同様の方法で白血球分画を得た。さらに、白血球分画を以下に示す蛍光色素標識抗原特異抗体を用いて抗体染色をした後、フローサイトメトリーにより蛍光強度を測定することにより、ヒト免疫細胞hCD45+細胞の割合を測定した。結果を図17に示す。
FITC標識抗hCD33抗体(BioLegend社)
PE標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD19抗体(BioLegend社)
APC標識抗マウスCD45抗体(BioLegend社)
APC/Cy7標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
FITC標識抗hCD4抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD19抗体(BioLegend社)
APC標識抗hCD19抗体(BioLegend社)
APC−R700標識抗hCD56抗体(Becton Dickinson社)
APC/Cy7標識抗マウスCD45抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet421標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet510標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
図17(a)及び(b)から明らかなとおり、ヒトPBMCを2500000個移植したNOG−FcgR KO/KOマウス及びヒトPBMC移植NOGマウスのいずれにおいても、hCD45+細胞の生着を確認したが、細胞生着率はヒトPBMC移植NOGマウスでは4週目ではほぼ平均10%前後であったのに対し、ヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウスでは、4週目に平均48%となっており、4週目という早い時期でNOGマウスと比較して3.5倍以上の値を示した。また、移植細胞数を減らしてヒトPBMCを1500000個移植して2週目で評価を行った場合、図17(c)から明らかなとおり、細胞生着率は、ヒトPBMC移植NOGマウスでは0.5%未満であったのに対し、ヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウスでは1〜8%であってNOGマウスの2〜16倍であった。また、図17(d)から明らかなとおり、生着細胞数は、ヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウスは50−200/μLであるのに対し、ヒトPBMC移植NOGマウスでは10/μL前後であることから、ヒトPBMC移植NOGマウスと比較してヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウスでは、特にPBMC移植後早い時期において、また、PBMCの移植数が通常行われているよりも少ない数でも、NOGマウスと比較して有意に高いことが確認された。
(ヒトPBMC生着能)
上記ヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウス及びヒトPBMC移植NOGマウスについて、ヒトPBMC移植後4週経過時に、末梢血におけるhCD45+細胞の詳細を調べた。結果を図18に示す。
FITC標識抗hCD4抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
APC/Cy7標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD19抗体(BioLegend社)
APC標識抗hCD8a抗体(BioLegend社)
APC−R700標識抗hCD56抗体(Becton Dickinson社)
APC/Cy7標識抗マウスCD45抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet421標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet510標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
図18(a)及び(c)から明らかなとおり、上記ヒトPBMC移植NOG−FcgRKO/KOマウスにおいてhCD45+細胞の97%以上は、hCD3+T細胞で占められていることが確認された。1500000個のヒトPBMC移植NOGマウスでは、hCD3+T細胞の割合は75%程度であった。図18(b)及び(d)から明らかなとおり、T細胞亜集団については、上記いずれのヒトPBMC移植マウスにおいてもCD4+T細胞、CD8+T細胞、CD4+CD8+DP T細胞のいずれの分画も検出された。
(ヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおけるヒト免疫細胞に対する抗体反応性)
hCD3+T細胞のフローサイトメトリーによる解析により、ヒトPBMC移植NOGマウス及びヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/+マウスにおいて増殖したヒトPBMC由来hCD3+細胞は、大部分がPD−1分子を発現しており、ヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいても同様にPD−1分子が発現していることが示された(図19(a))。さらに、抗ヒトPD−1抗体(マウスIgG1タイプ(clone J116))を、PBMC移植後5週目、6週目、7週目に上記各マウスに50μgずつ投与することにより、ヒトPD−1+T細胞に対する細胞傷害が誘導されるか否かを検証した。結果を図19(b)に示す。
図19(b)から明らかなとおり、NOG−FcgR KO/KOマウスでは抗ヒトPD−1抗体(マウスIgG1タイプ)を投与しても、hCD45+細胞中のヒトT細胞の割合の減少は起こらなかった。一方、ヒトPBMC移植NOGマウス及びヒトPBMC移植NOG−FcgR KO/+マウスでは、hCD45+細胞中のヒトT細胞の割合が非常に低くなった。したがって、NOG−FcgR KO/KOマウスでは、FcgR分子が欠損しているので、抗ヒトPD−1抗体依存性のヒトT細胞の除去が起こらないことが確認された。
(ハイブリッド型動物モデルの樹立)
NOG−FcgR KO/KOマウスに、マウス生体内でヒトNK細胞を増幅・維持することができるNOG-hIL−15 Tgマウスを掛け合わせることにより、両者の特性を有する動物モデルの作製を試みた。すなわち、NOG−FcgR KO/KOマウスとNOG−hIL−15 Tgマウスを交配し、NOG−FcgR KO/KO,hIL−15 Tgマウスを作製した。
(in vitro培養して増幅させたヒト末梢血由来NK細胞(Expanded NK細胞)の生着能の検証)
NOG−FcgR KO/KO,hIL−15 TgマウスにおけるヒトExpanded NK細胞の生着能について検証した。7週齢以上の成体NOG−FcgR KO/KO,hIL−15 Tgマウスに、3850000個のヒトExpanded NK細胞をマウス尾静脈より移植することにより、ヒトExpanded NK細胞移植NOG−FcgR KO/KO, hIL−15 Tgマウス(FcgR KO/KO,hIL−15 Tg)を調製した。NOG−hIL−15 Tgマウスについても上記同様の調製処理を行うことにより、ヒトExpanded NK細胞移植NOG−hIL−15 Tgマウス(FcgR+/+,hIL−15 Tg)を調製し、比較対象とした。
APC−R700標識抗hCD56抗体(Becton Dickinson社)
APC/Cy7標識抗マウスCD45抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet421標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet510標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
図20(a)から明らかなとおり、上記いずれのヒトExpanded NK細胞移植マウスにおいてもhCD45+細胞の生着が認められた。また、図20(b)から明らかなとおり、hCD45+細胞の80%以上は、hCD56+NK細胞で占められていることが確認された。これらの結果は、NOG−FcgR KO/KO hIL−15Tgマウスは、NOG−hIL−15 Tgマウスの特性である、ヒト末梢血由来のヒトNK細胞を移植後に、hCD56+細胞がインビボで長期に検出できるという、ヒトNK細胞の生着性を保有していることを示唆している。
結果を図21に示す。
なくヒトNK細胞のみをエフェクター細胞として、がん抗原特異的なヒト抗体に結合した腫瘍に対するADCC活性を評価することができることを示唆している。
以下、遺伝子改変免疫不全マウスに、ヒト免疫細胞とヒト腫瘍細胞を共存させ、さらに抗ヒト抗体の生理活性を評価できるかどうかを検討した。すなわち、ヒト細胞生着免疫不全マウスを用いて、免疫チェックポイント阻害剤として働く抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の活性や作用機序の評価を行った。
ヒト血液免疫系が再構築されたNOG−FcgR KO/KOマウスにおける、ヒト免疫チェックポイント阻害剤の機能の評価を行った。免疫チェックポイント阻害剤として、抗ヒトPD−1抗体、ニボルマブ(Nivolumab)(ブリストルマイヤーズ・スクイーブ社製)を用いた。8週齢以上の成体NOG−FcgR KO/KOマウスにX線を照射することで骨髄を抑制し、X線照射後1日以内に50000個のヒト造血幹細胞を尾静脈より移植することにより、ヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスを調製した。ヒト造血幹細胞移植後16週以上経過し、ヒトCD3+T細胞の分化を確認したヒト造血幹細胞移植NOG−FcgR KO/KOマウスについて、ヒト造血幹細胞移植後24週経過時にヒト頭頸部扁平上皮がん細胞株HSC−4(1500000個)を皮下移植することにより、HSC−4移植NOG−FcgR KO/KOマウスを調製した(図22におけるday0)。
図22(b)から明らかなとおり、HSC−4移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、PBSを投与した場合28日目の腫瘍サイズは平均1300mm3であった。一方、ニボルマブを投与した場合28日目の腫瘍サイズは平均600mm3であって、PBS投与群と比較して、ニボルマブ抗体投与による腫瘍抑制効果が確認された。他方、図22(a)から明らかなとおり、HSC−4移植NOG−FcgR+/+マウスにおいては、28日目の腫瘍サイズはPBSを投与した場合もニボルマブを投与した場合も平均1000mm3であって、ニボルマブ抗体投与による腫瘍抑制効果は確認されなかった。この結果は、HSC−4移植NOG−FcgR KO/KOマウスでは、免疫チェックポイント阻害剤による腫瘍抑制反応を亢進させる機能が検出されたが、HSC−4移植NOG(−FcgR+/+)マウスでは、腫瘍抑制反応を亢進させる機能が検出されなかったことを示し、上記ヒト免疫細胞とヒト腫瘍細胞を共存するHSC−4移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいて、腫瘍抑制反応を亢進させる機能等の生理活性を評価できることが確認された。
(ヒト免疫チェックポイント阻害剤のT細胞浸潤の亢進機能の検証)
上記HSC−4移植NOG−FcgR KO/KOマウスについて、ヒト造血幹細胞移植後28週経過時に採血を行い、ヒト造血細胞移植後28週経過時(抗ヒトPD−1抗体(ニボルマブ)の最終投与を行った翌日)にマウスを剖検し、脾臓と腫瘍を採取した。腫瘍・脾臓・血液の各組織中の、ヒトT細胞を含めたヒト免疫細胞の増減を、フローサイトメトリーにより解析した。さらに血液と脾臓に関しては、実施例2と同様の方法で白血球分画を得た。HSC−4移植NOG(−FcgR+/+)マウスについても同様の処理を行い、比較対象とした。
FITC標識抗hCD44抗体(BioLegend社)
PE標識抗hPD−1抗体(BioLegend社)
PE/Cy7標識抗hCD8a抗体(BioLegend社)
PerCP−Cy5.5標識抗mCD45抗体(BioLegend社)
APC標識抗hCD69抗体(BioLegend社)
Alexa Fluor−R700標識抗hCD19抗体(Becton Dickinson社)
APC−Cy7標識抗hCD4抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet421標識抗hCD3抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet510標識抗hCD45抗体(BioLegend社)
Brilliant Violet605標識抗ヒトPD−1(CD279)抗体(BioLegend社)
図23(a)から明らかなとおり、HSC−4皮下移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、PBSを投与した場合、腫瘍内に浸潤した単核球分画中でヒトT細胞が占める割合は平均12%だが、ニボルマブを投与した場合のヒトT細胞が占める割合は30%であって、PBS投与群と比較して、ニボルマブ抗体投与による腫瘍内へのヒトT細胞浸潤の亢進が確認された。一方、HSC−4皮下移植NOG−FcgR+/+マウスにおいては、PBSを投与した場合、腫瘍内に浸潤した単核球分画中でヒトT細胞が占める割合は平均2.3%だが、ニボルマブを投与した場合のヒトT細胞が占める割合は0.7%であって、PBS投与群と比較して、ニボルマブ抗体投与による腫瘍内へのヒトT細胞の減少が確認された。また、図23(b)及び(c)から明らかなとおり、HSC−4皮下移植NOG−FcgR KO/KOマウスの脾臓及び血液において、ニボルマブを投与した場合のヒトT細胞が占める割合は、脾臓では平均31.5%、末梢血では平均20.8%だが、PBSを投与した場合の脾臓は平均9.8%、末梢血は平均11.6%であり、PBS投与群と比較して多く、ニボルマブ抗体投与により、ヒトT細胞の割合の増加が確認された。HSC−4皮下移植NOG−FcgR+/+マウスにおいては、ニボルマブを投与した場合のヒトT細胞が占める割合は、脾臓では平均6.0%、末梢血では平均1.8%だが、PBSを投与した場合の脾臓では平均9.2%、末梢血では平均2.8%であり、ニボルマブ抗体投与によるヒトT細胞数の減少が確認された。
図23(d)から明らかなとおり、HSC−4皮下移植NOG−FcgR KO/KOマウスにおいては、PBSを投与した場合、腫瘍内のヒトT細胞数は平均600000個だが、一方、ニボルマブを投与した場合の腫瘍内のヒトT細胞数は平均2100000個であって、PBS投与群と比較して、ニボルマブ抗体投与による腫瘍内のヒトT細胞数が増加していた。しかし、HSC−4皮下移植NOG−FcgR+/+マウスにおいては、PBSを投与した場合、腫瘍内のヒトT細胞数は平均140000個だが、ニボルマブを投与した場合の腫瘍内のヒトT細胞数は平均36000個であって、PBS投与群と比較して、ニボルマブ抗体投与による腫瘍内へのヒトT細胞数の減少が確認された。また、図23(e)及び(f)から明らかなとおり、HSC−4皮下移植NOG−FcgR KO/KOマウスの脾臓及び血液において、ニボルマブを投与した場合のヒトT細胞数は、脾臓では平均12400000個であり、末梢血では平均1270000個/mLだが、PBSを投与した場合の脾臓では平均2600000個であり、末梢血では平均350000個/mLであり、PBS投与群と比較して多く、ニボルマブ抗体投与により、ヒトT細胞数の増加が確認された。HSC−4皮下移植NOG−FcgR +/+マウスにおいては、ニボルマブを投与した場合のヒトT細胞数は、脾臓では平均800000個であり、末梢血では平均60000個/mLだが、PBSを投与した場合の脾臓では平均2000000個であり、末梢血では平均190000個/mLであり、ニボルマブ抗体投与によるヒトT細胞数の減少が確認された。
Claims (29)
- IL−2受容体γ鎖遺伝子に変異が導入されて、IL−2受容体γ鎖が欠損し、かつ、T細胞及びB細胞の抗原受容体遺伝子の再構成に関わる遺伝子の変異が両対立遺伝子座位にあり、さらにFcgRが機能的に発現しないことを特徴とする遺伝子改変免疫不全マウス。
- T細胞及びB細胞の抗原受容体遺伝子の再構成に関わる遺伝子の変異が、SCID変異又はRAG変異であることを特徴とする請求項1記載の遺伝子改変免疫不全マウス。
- NOG−FcgR KOマウスであることを特徴とする請求項1又は2記載の遺伝子改変
免疫不全マウス。 - FcgRの遺伝子が、Fcer1g及びFcgr2bを含むことを特徴とする請求項1〜3のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウス。
- 腫瘍に対する抗体依存性の細胞傷害活性を示さないことを特徴とする請求項1〜4のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウス。
- 請求項1〜5のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに由来する組織。
- 請求項1〜5のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに由来する体細胞。
- 請求項1〜5のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに由来する生殖細胞。
- 請求項1〜5のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに、ヒト細胞が顕著に高い割合で生着していることを特徴とするヒト細胞生着免疫不全マウス。
- ヒト細胞が、ヒト末梢血単核球であることを特徴とする請求項9記載のヒト細胞生着免疫不全マウス。
- 請求項9又は10記載のヒト細胞生着免疫不全マウスに由来するヒト細胞が生着した組織。
- 請求項9又は10記載のヒト細胞生着免疫不全マウスに由来するヒト体細胞。
- 請求項9又は10記載のヒト細胞生着免疫不全マウスに由来する生殖細胞。
- 請求項1〜5のいずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスと、ヒトIL−15遺伝子が導入された遺伝子改変免疫不全マウス(I)とを交配することにより、作出された遺伝子改変免疫不全マウス(II)。
- 遺伝子改変免疫不全マウス(I)が、ヒトNK細胞を増幅・維持できるNOG−hIL−15 Tgマウスであることを特徴とする請求項14記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)。
- 請求項14又は15記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に由来する組織。
- 請求項14又は15記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に由来する体細胞。
- 請求項14又は15記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に由来する生殖細胞。
- 請求項14又は15記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)に、ヒト細胞が顕著に高い割合で生着していることを特徴とするヒト細胞生着免疫不全マウス(II)。
- ヒト細胞が、ヒト末梢血単核球であることを特徴とする請求項19記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)。
- 請求項19又は20記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)に由来する組織。
- 請求項19又は20記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)に由来する体細胞。
- 請求項19又は20記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)に由来する生殖細胞。
- 請求項9又は10記載のヒト細胞生着免疫不全マウスを用いて、ヒト細胞に対する抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の活性や作用機序を評価する方法。
- 請求項14又は15記載の遺伝子改変免疫不全マウス(II)を用いて、ヒトNK細胞のADCC活性を評価する方法。
- 請求項19又は20記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(II)を用いて、ヒトNK細胞のADCC活性を評価する方法。
- 請求項1〜5いずれか記載の遺伝子改変免疫不全マウスに、ヒト免疫細胞とヒト腫瘍細胞とを共存させることにより、抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の機能を評価できることを特徴とするヒト細胞生着免疫不全マウス(III)。
- 請求項27記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(III)を用いて、ヒト細胞に対する抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の機能を評価する方法。
- 請求項27記載のヒト細胞生着免疫不全マウス(III)を用いて、ヒト免疫細胞に対する抗ヒト細胞表面タンパク分子抗体の機能を評価する方法。
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