JP2007000863A - 塩分含有廃液の処理装置及び処理方法、並びに微生物 - Google Patents
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Abstract
【解決手段】塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体と、該担体に塩分含有廃液を接触させる接触手段とを有することを特徴とする塩分含有廃液の処理装置である。塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体に、塩分含有廃液を接触させることを特徴とする塩分含有廃液の処理方法である。前記処理装置及び処理方法の少なくともいずれかに使用されることを特徴とする塩分含有液中で生育可能な微生物である。
【選択図】図1
Description
<1> 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体と、該担体に塩分含有廃液を接触させる接触手段とを有することを特徴とする塩分含有廃液の処理装置である。該<1>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記接触手段により、前記塩分含有廃液が前記微生物を固定した担体と接触される。このとき、該塩分含有廃液は、前記微生物の作用によって、そこに含まれる蛋白質等の有機物が廃棄処分可能なレベルにまで効率的に分解される。その結果、該塩分含有廃液の処理装置は、いわゆるバイオリアクターとして機能し、該塩分含有廃液の処理装置によると、クラゲ類等の蛋白質等を含む塩分含有廃液が、低コストで効率的に、しかも特別な装置を要せず、環境汚染を生ずることなく分解廃棄し得るようになる。該塩分含有廃液の処理装置は、一般のバイオリアクターと同様に、(1)連続処理が可能である、(2)微生物や酵素を包括固定化し、単位体積あたりの処理能力を高めることができる、(3)高速処理できる、(4)装置をコンパクト化できる、(5)硝化細菌などの廃水処理の目的に応じた微生物を固定できる、などの利点を有する。
<2> 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定した担体が、多糖類、蛋白質、合成高分子、及び無機物のいずれかで形成された前記<1>に記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<2>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記担体が、多糖類等で形成されているので、前記微生物が容易にかつ効率的に固定され、かつ容易に該担体から脱離することがない。このため、該担体に対して処理対象となる塩分含有廃液を接触させるだけで、該塩分含有廃液の分解処理が可能である。
<3> 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定した担体が、多孔質構造を有する前記<1>から<2>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<3>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記担体が多孔質構造を有するため、処理対象である前記塩分含有廃液が前記担体中を透過可能であり、該担体中に固定された前記微生物との接触面積が大きいため、効率的に前記塩分含有廃液の分解処理が行われる。
<4> 塩分含有液中で生育可能な微生物が、汚泥中の耐塩性有機物廃液利用微生物群を含む前記<1>から<3>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<4>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記耐塩性有機物廃液利用微生物群の作用により、効率的に前記塩分含有廃液が分解処理される。
<5> 塩分含有液中で生育可能な微生物が、付着法、架橋法及び包括法の少なくともいずれかにより、担体に固定された前記<1>から<4>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<5>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記微生物が前記担体に付着法等によって固定されているので、該微生物が前記担体から容易に脱離することがなく、効率的に前記塩分含有廃液の分解処理が行われる。
<6> 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定した担体が容器内に収容され、接触手段が、前記容器内に塩分含有廃液を送液する送液装置である前記<1>から<5>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<6>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記容器が、バイオリアクターの反応槽として機能し、前記送液手段により、前記担体が収容された前記容器内に前記塩分含有廃液が送液される。その結果、不連続的に又は連続的に前記塩分含有廃液の分解処理が行われる。
<7> 送液装置が、塩分含有廃液を導送する管と、該塩分含有廃液を担体に向けて送液する送液ポンプとを有する前記<6>に記載の塩分含有廃液の処理装置である。前記<7>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記送液ポンプの作用によって前記管を介して前記塩分含有廃液が送液される。
<8> 容器が、内部に収容される塩分含有廃液中の溶存酸素濃度を調整する溶存酸素濃度調整手段を備えた前記<6>から<7>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<8>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記溶存酸素濃度調整手段により、前記容器の内部に収容される前記塩分含有廃液中の溶存酸素濃度が一定にコントロールされる。このため、前記担体に固定された前記微生物による該塩分含有廃液の分解活性が常に安定にかつ一定に維持される。その結果、前記塩分含有廃液の分解処理効率に優れる。
<9> 接触手段により担体に接触させられた塩分含有廃液に対して殺菌処理を行う殺菌手段を更に有する前記<1>から<8>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<9>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記殺菌手段により、廃棄処分される前記塩分含有廃液中に前記担体から脱離した微生物等が効果的に殺菌される。
<10> 接触手段により担体に接触させられた塩分含有廃液に対して脱塩処理を行う脱塩手段を更に有する前記<1>から<9>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。
<11> 殺菌手段及び脱塩手段の少なくともいずれかが、容器から排出される塩分含有廃液に対し電圧を印加する電圧印加装置である前記<9>から<10>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<11>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記電圧印加装置により、廃棄処分される前記塩分含有廃液に電圧が印加され、該塩分含有廃液中に含まれる微生物等が効果的に殺菌され、また該塩分含有廃液が効果的に脱塩される。この結果、例えば、廃棄処分される前記塩分含有廃液を、肥料等として使用することができる。
<12> 塩分含有廃液が有機物廃液である前記<1>から<11>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<12>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記塩分含有廃液が有機物廃液であるため、該塩分含有廃液をそのまま廃棄処分すると、環境汚染の原因となるが、該塩分含有廃液中の前記有機物が分解されてから廃棄処分されるため、環境汚染等を生ずるおそれがない。
<13> 有機物廃液がクラゲ分解液である前記<12>に記載の塩分含有廃液の処理装置である。該<13>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記有機物廃液が前記クラゲ分解液であるため、有機物と塩分とを含むが、前記担体に固定化された前記微生物の作用により、効率的に前記有機物が分解除去される。
<14> 塩分含有廃液中の塩分濃度が1質量%以上である前記<1>から<13>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置である。前記<14>に記載の塩分含有廃液の処理装置においては、前記塩分含有廃液中の塩分濃度が比較的高濃度であるが、前記単体に固定化された前記微生物の作用により、効率的に前記塩分含有廃液中に含まれる有機物等が分解される。
<15> 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体に、塩分含有廃液を接触させることを特徴とする塩分含有廃液の処理方法である。該<15>に記載の塩分含有廃液の処理方法においては、前記微生物を固定化した担体に、前記塩分含有廃液を接触させる。このとき、該塩分含有廃液中に含まれる有機物等が、前記微生物の作用により、効率的に分解除去される。このため、該塩分含有廃液の処理方法によれば、クラゲ類等の蛋白質等を含む塩分含有廃液が、低コストで効率的に、しかも特別な装置を要せず、環境汚染を生ずることなく分解廃棄することができる。
<16> 塩分含有液中で生育可能であり、前記<1>から<14>のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置、及び、前記<15>に記載の塩分含有廃液の処理方法の少なくともいずれかに使用されることを特徴とする微生物である。
<17> 汚泥中の耐塩性有機物廃液利用微生物群を含む前記<16>に記載の微生物である。
<18> 酵母を含む前記<16>から<17>のいずれかに記載の微生物である。
<19> 更に、細菌群を含む前記<18>に記載の微生物である。
<20> 酵母が、ロドトルーラ ムシラギノーサ(Rhodotorula mucilaginosa)である前記<18>から<19>のいずれかに記載の微生物である。
<21> 酵母が、ロドトルーラ ムシラギノーサ(Rhodotorula mucilaginosa)126−Aege株(受託番号FERM P−20896)である前記<18>から<20>のいずれかに記載の微生物である。
<22> 細菌群が、スフィンゴバクテリウム(Sphingobacterium)属に属する細菌、シュードモナス(Pseudomonas)属に属する細菌、フラボバクテリウム(Flavobacterium)属に属する細菌、及び、バチルス(Bacillus)属に属する細菌からなる群より選択される少なくとも1種からなる細菌群である前記<19>から<21>のいずれかに記載の微生物である。
<23> スフィンゴバクテリウム(Sphingobacterium)属に属する細菌が、スフィンゴバクテリウム マルチボーラム(Sphingobacterium multivorum)、及び、スフィンゴバクテリウム スピリチボーラム(Sphingobacterium spiritivorum)から選択される少なくともいずれかである前記<22>に記載の微生物である。
<24> バチルス(Bacillus)属に属する細菌が、バチルス パミルス(Bacillus pumilus)である前記<22>から<23>のいずれかに記載の微生物である。
<25> 汚泥中の耐塩性有機物廃液利用微生物群を、処理対象となる塩分含有廃液中で集積培養することにより得られる前記<16>から<24>のいずれかに記載の微生物である。
本発明の塩分含有廃液の処理装置は、塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体と、該担体に塩分含有廃液を接触させる接触手段とを有してなり、更に必要に応じて適宜選択したその他の手段、例えば、殺菌手段等を有してなる。
本発明の塩分含有廃液の処理方法は、塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体に、塩分含有廃液を接触させる接触工程を含み、更に必要に応じて適宜選択したその他の処理、例えば殺菌工程等を含む。該塩分含有廃液の処理方法は、本発明の前記塩分含有廃液の処理装置を用いて好適に実施することができる。即ち、前記接触工程は、前記接触手段により、前記殺菌工程は、前記殺菌手段により、前記その他の処理は、前記その他の手段により、それぞれ好適に実施することができる。
以下、本発明の塩分含有廃液の処理装置について説明するが、その説明を通じて本発明の塩分含有廃液の処理方法についても説明する。
また、本発明の微生物は、前記処理装置、及び、前記処理方法の少なくともいずれかに使用されるものである。以下の本発明の塩分含有廃液の処理装置の説明を通じて、本発明の微生物についても説明する。
前記微生物としては、前記塩分含有液中で生育可能である限り特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができるが、例えば、耐塩性有機物廃液利用微生物群を含むのが好ましい。前記微生物が前記耐塩性有機物廃液利用微生物群を含んでいると、前記塩分含有廃液の分解効率に優れ、連続処理、繰返し処理等が可能である点で有利である。
前記汚泥としては、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができるが、例えば、海底汚泥が好ましく、更に、海底表面に近い層(例えば、海底表面から5〜20cm程度、好ましくは5〜10cm程度)から採取した海底汚泥がより好ましい。海底表面に近い層から採取された海底汚泥であると、好気条件下でより効率的にCOD等を低減可能である点で、有利である。
なお、前記耐塩性有機物廃液利用微生物群は、例えば、クラゲ分解液等の前記塩分含有廃液を用いて順次、馴養を繰り返すことにより、更にCOD成分等の分解除去能の高い微生物群を選択しかつ集積することができる。
前記微生物として酵母を少なくとも使用することにより、廃液処理時に発生する汚泥量をより効率的に低減可能である点や、COD等をより効率的に低減可能である点、また、廃液処理装置をよりコンパクト化できる点などで、有利である。
前記酵母として前記ロドトルーラ ムシラギノーサを使用することにより、他の微生物、例えばバクテリア(細菌類)等との併用に好適である点や、COD等をより効率的に低減可能である点で有利である。
なお、前記酵母は、例えば、前記汚泥中の耐塩性有機物廃液利用微生物群から分離することにより得ることも可能である。
前記スフィンゴバクテリウム属に属する細菌としては、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができ、例えば、スフィンゴバクテリウム マルチボーラム(Sphingobacterium multivorum)、スフィンゴバクテリウム スピリチボーラム(Sphingobacterium spiritivorum)などが挙げられる。
前記バチルス属に属する細菌としては、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができ、例えば、バチルス パミルス(Bacillus pumilus)などが挙げられる。
前記微生物を固定する担体としては、特に制限はなく、前記微生物の種類、目的等に応じて適宜、その形状、構造、大きさ、材質等について選択することができる。
前記担体の形状としては、例えば、球状、粒状、塊状(ペレット状)、シート状、柱状、網状、カプセル状、などが挙げられる。これらは、1種単独で使用してもよいし、2種以上を併用してもよい。
前記担体の構造としては、1種単独の部材で形成されていてもよいし、2以上の部材で形成されていてもよく、また、単層構造であってもよいし、積層構造であってもよい。これらは、1種単独で使用してもよいし、2種以上を併用してもよい。
また、前記担体の微細構造としては、例えば、該担体に固定化された前記微生物が前記塩分含有廃液と接触可能な構造であれば特に制限はないが、例えば、多孔質構造、網状構造などが好ましい。前記担体がこれらの構造を有すると、該担体に固定化された微生物と前記塩分含有廃液との接触面積を大きくすることができるため、前記塩分含有廃液の分解処理効率に優れる点で有利である。
前記担体の大きさとしては、該担体を収容する容器等の大きさ、前記微生物の種類等に応じて適宜選択することができる。前記担体の大きさとしては、均一(一定)であってもよいし、互いに異なっていてもよい。
前記多糖類としては、例えば、セルロース、デキストラン、アガロース、アルギン酸ナトリウム、寒天、カラギーナンなどが挙げられ、これらの中でも、各種微生物を高濃度に保持可能であるとともに廃液中の成分の透過性に優れ、造粒操作が容易であり、毒性が少なく、処理や処分が容易であるという点で、寒天が好ましい。
前記蛋白質としては、例えば、不活性化されたものが好ましく、その中でも、ゼラチン、アルブミン、コラーゲン、などが挙げられる。
前記合成高分子としては、例えば、アクリルアミド、ポリビニルアルコール、ポリエチレングリコール、ポリアクリル酸ナトリウム、ポリビニルクロリド、ポリスチレン、ポリウレタン、及び光硬化性樹脂などが挙げられる。
前記無機物としては、例えば、シリカゲル、活性炭、砂、ゼオライト、多孔性ガラス、アンスラサイト、ゼオライト、発泡煉石、溶融スラグ、などが挙げられ、これらの中でも多孔質材であるシリカゲル、及び活性炭がより好ましい。
前記付着法(担体結合法)は、水に不溶性の前記担体の表面に前記微生物を固定化させる方法である。前記架橋法は、2個以上の官能基を持つ試薬と架橋させる方法である。前記包括法は、前記微生物をゲルの格子内に包み込むか(格子型)又はポリマーの皮膜によって被覆する方法(マイクロカプセル)である。
前記寒天は、例えば、固定化した微生物の漏出や、内部への侵入が少なく、耐久性に優れ、寿命が長く、安定性が高い濃度である3質量%で担体の造粒を行なうのが好ましい。
前記寒天を3質量%になるように水を混合し、60℃以上で撹拌しながら寒天を溶解する。その後、熱耐性のない前記微生物群を安定に固定化するために、固化しない範囲で可能な限り低温(例えば55℃以下)で前記微生物と混合することが好ましい。
前記微生物は、例えば、遠心分離などの操作によって集菌されたものを用いることができる。
前記微生物を混合した前記寒天を、室温まで冷却させ固化させたのち、成型容器に入れ所望の形状に切断することにより、前記微生物固定化担体が得られる。
前記微生物を固定した担体(以下、「微生物固定化担体」ということがある)は、前記塩分含有廃液と接触させる際に容器中に収容されているのが好ましい。前記担体が前記容器に収容されていることにより、前記担体と前記塩分含有廃液との接触を効率よく、かつ制御しつつ行うことができる等の点で好ましい。
前記容器としては、特に制限はなく、その形状、構造、大きさ、材質等について目的に応じて適宜選択することができる。
前記容器の形状としては、例えば、円筒状などが好適に挙げられる。
また、前記容器の材質としては、耐塩性材料で形成されているのが好ましく、ガラス、樹脂、ステンレスなどで形成されているのがより好ましく、これらの中でも、該容器の内部を視認可能であるものが好ましい。
前記容器内における前記微生物固定化担体の充填率としては、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができ、100%であってもよく、100%未満であってもよい。
また、前記容器は、塩分含有廃液の負荷に応じて、複数を並列又は直列に接続しても良い。
前記容器としては、その内部に収容される前記塩分含有廃液中の溶存酸素濃度を調整する溶存酸素濃度調整手段を備えているのが好ましい。この場合、該容器内に収容した前記担体に固定化された前記微生物の生育条件を好適な条件に常に維持することができる点で有利であり、特に溶存酸素濃度の変化により、前記塩分含有廃液に対する分解活性等の変動を効果的に抑制することができる点で有利である。
前記接触手段としては、前記担体に前記塩分含有廃液を接触させることができる限り、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができるが、例えば、前記容器内に塩分含有廃液を送液する送液装置、などが好適に挙げられる。
前記送液装置としては、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができるが、例えば、塩分含有廃液を導送する管と、該塩分含有廃液を担体に向けて送液する送液ポンプとを有してなるものなどが挙げられる。なお、前記管の形状、構造、大きさ、材質等については特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができる。前記送液ポンプの駆動は、コンピュータ等の制御手段により制御可能に設計してもよい。
前記その他の手段としては、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができ、例えば、殺菌手段、脱塩手段、温度調節手段、照明手段、凝集沈殿手段、ろ過手段などが挙げられる。
前記殺菌手段としては、例えば、前記接触手段により前記担体に接触させられ、分解処理された前記塩分含有廃液に対して殺菌処理を行うことができればよく、例えば、前記塩分含有廃液に対し、電圧を印加する電圧印加装置、オゾンを接触させるオゾン接触装置、紫外線を照射する紫外線照射装置、などが挙げられる。これらは、1種単独で使用してもよいし、2種以上を併用してもよい。
前記脱塩手段としては、例えば、前記接触手段により前記担体に接触させられ、分解処理された前記塩分含有廃液に対して脱塩処理を行うことができればよく、例えば、前記塩分含有廃液に対し、電圧を印加する電圧印加装置などが挙げられる。なお、前記塩分含有廃液の処理装置が、前記殺菌手段としての電圧印加装置を備える場合、該電圧印加装置により脱塩を達成することができる。
前記温度手段としては、前記接触手段により前記微生物固定化担体に接触させられる前記塩分含有廃液を、前記微生物の生育及び分解反応を阻害しないような温度に調節可能であればよく、例えば、サーモスタット、ヒーター、送風機等を適宜組合せたものなどが挙げられる。
前記照明手段を備えることにより、前記微生物の中でも明反応を示す好気性微生物群の増殖を増進し、前記塩分含有廃液をより効果的に分解処理することができる。
前記照明手段としては、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができ、白熱灯、蛍光灯などが挙げられる。また、屋外光の採光手段であってもよい。
前記凝集沈殿手段としては、例えば、前記接触手段により前記塩分含有廃液が前記微生物固定化担体に接触させられ、処理された後に、発生した懸濁物質を凝集させ、沈殿させることができるような手段であれば特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができ、例えば、水酸化カルシウム、酸化カルシウム、アルミン酸ナトリウム等の試薬を利用したものなどが挙げられる。
前記ろ過手段としては、例えば、前記凝集沈殿手段により形成された沈殿を除去できるような手段であれば特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができ、例えば、活性炭を利用したカラムなどが挙げられる。
本発明の塩分含有廃液の処理装置及び処理方法において、分解処理する対象である前記塩分含有廃液としては、塩分を含んでおり、そのまま廃棄処分をすることができない程度に有機物等を含んでいるものであれば、特に制限はなく、目的に応じて適宜選択することができるが、例えば、有機物廃液などが挙げられる。
前記有機物廃液としては、前記担体に固定化された前記微生物が分解しやすい態様であることが好ましく、例えば、蛋白質であれば蛋白質分解酵素などによって、アミノ酸にまで切断された状態であることが好ましい。
前記有機物廃液の発生過程において、塩分濃度が減少した場合には、例えば、新たに塩分を追加することによって、前記微生物による分解効率を維持することができる。
また、前記有機物廃液中の有機物濃度が低い場合は、適宜ブドウ糖などの糖類、硫酸アンモニウム、塩化アンモニウムなどの窒素源、塩化カリウム、リン酸ナトリウムなどの無機塩類の1種又は2種以上を、前記有機物廃液に混合することによって、前記担体に固定化した前記微生物の活発な増殖に資することができる。
前記有機物廃液としては、各種存在し、これらのいずれであってもよいが、本発明においては、クラゲ分解液であるのが特に好ましい。該クラゲ分解液中には、アミノ酸〜ペプチドレベルの有機物分子が存在し、この程度にまで低分子化された有機物分子を更に分解することは技術的にもコスト的にも極めて難しいのであるが、本発明によれば、このようなクラゲ分解液中に含まれる有機物等も効果的に分解処理することができる点で有利である。
前記プリオナーゼ酵素は、本発明者により開発された酵素であり、ウシ海綿状脳症(狂牛病)、スクレイピー(羊)、クロイツフェルト・ヤコブ病など、プリオン病の原因となる異常プリオン蛋白質を分解する酵素プリオナーゼ産生微生物から得た酵素である。一般に、前記異常プリオン蛋白質は、各種の蛋白質分解酵素、消毒薬やオートクレーブ処理に対し非常に安定で、処理法も限定されているが、前記プリオナーゼ酵素によれば、前記異常プリオン蛋白質を37℃、5分間で分解することができ、また、東京湾で採取したミズクラゲを至適条件下において30分間以内で完全に分解できる。
前記エスピー種放線菌としては、例えば、以下のA〜C、好ましくはA〜Dの菌学的性質を有するものが好適に挙げられ、99−GP−2D−5株(FERM P−19336)及びその誘導菌株から選択されるものがより好適に挙げられる。
A.形態的性質
(1)分枝した基生菌糸より、比較的長い波状の気菌糸を伸長し、まれにかぎ状あるいはル−プ状を呈する。
(2)成熟した胞子鎖は10〜50個の卵円形の胞子を連鎖し、胞子の大きさは約0.6〜0.7×0.8〜1.0ミクロンである。
(3)胞子の表面は平滑である。
(4)輪生枝、菌束糸、胞子のうおよび運動性胞子は認められない。
B.細胞壁組成としてLL型の2,6−ジアミノピメリン酸を含有する。
C.16SリボゾームRNA遺伝子の部分塩基配列(400〜500bp)によるストレプトミセス属放線菌に対する相同性90%以上、好ましくは95%以上。
D.各種培地における生育状態
(1)イ−スト・麦芽寒天培地(ISP−培地2、27℃培養)、うす黄[2ea, LtWheat]の発育上に、灰白[1 dc, Putty]〜明るいオリーブ灰[1 1/2 ge,Lt Olive Gray]の気菌糸をわずかに着生し、可溶性色素は認められない。
(2)オートミール寒天培地(ISP−培地3、27℃培養)、無色〜うす黄[1 1/2 ca, Cream]の発育上に、白の気菌糸をわずかに着生し、可溶性色素は認められない。
(3)スタ−チ・無機塩寒天培地(ISP−培地4、27℃培養)、無色の発育上に、白の気菌糸をわずかに着生し、可溶性色素は認められない。
(4)グリセリン・アスパラギン寒天培地(ISP−培地5、27℃培養)、発育は無色、気菌糸は着生せず、可溶性色素は認められない。
(5)シュクロ−ス・硝酸塩寒天培地(27℃培養)、無色の発育上に、白の気菌糸をうっすらと着生し、可溶性色素は認められない。
前記クラゲ分解装置は、サイフォンを利用したクラゲ分解装置であり、(1)分解槽の中に攪拌装置を必要としない、(2)ポンプが1台で運転が可能なのでランニングコストを抑え、保守管理を容易にすることができる、(3)分解槽から分解液が溢れることがない、(4)分解の様子が容易に観察できる、(5)装置を簡単に大型化できる、及び(6)連続的に分解できる、などの特長を有する。
前記塩分含有廃液の処理方法としては、例えば、後述する実施例に示すように、図1に示す本発明の塩分含有廃液の処理装置を用い、前記微生物が最良の増殖を示し、前記有機物の除去を行なうことができる温度に調節された前記微生物固定化担体を備える前記容器内に、前記塩分含有廃液を送液し、循環させることによって行うことができる。必要に応じて前記の工程を繰り返すことにより、前記塩分含有廃液中の有機物は、所望の程度まで分解処理される。
(1)塩分含有廃液(クラゲの有機物廃液)の調製
クラゲを90℃以上の熱水で約1時間加熱し、完全に溶解した後に室温まで冷却し、クラゲの廃液を調製した。
前記(1)で得たクラゲ由来の塩分含有廃液のうち100mLを、500mL容三角フラスコに入れ、海底底泥を10g混合した。さらに27℃、毎分180回転の条件下で海底低泥に含まれる、耐塩性有機物利用微生物群を馴養した。
前記(2)で得た前記耐塩性有機物利用微生物群を含む溶液1mLを、前記(1)と同様にして調製したクラゲの有機物廃液と混合し、同様に馴養を繰り返した。馴養を数回繰り返すことによって、より高活性の塩分含有廃液の処理方法に好適な微生物を高濃度に集積することが出来る。
前記(3)で得た耐塩性有機物廃液利用微生物群は、遠心分離(10分間、10,000×g)によって微生物菌体を集菌した。100℃で溶解した後、50℃以下までに冷却した3%寒天(DIFCO社製)と、遠心分離によって集菌した微生物菌体を1%濃度になるように混合し、シリコンチューブ(内径6mm)へシリンジで注入した。シリコンチューブ内に注入した微生物群を固定化した寒天が固化したら、シリコンチューブの内径より細い棒状の押し出し器で押し出した後に、3mmの長さになるように固化した寒天を切断し、微生物群固定化担体を調製した。
図1に示す装置を用いて、処理を行った。図1において、1は廃水槽、2は移送ポンプ、3は三方コック、4は通気装置(溶存酸素濃度調整手段)、5はバイオリアクター(容器)、6は電気分解槽(殺菌手段)、7は仕切弁をそれぞれ示す。
実施例1において、分解対象物である塩分含有廃液(クラゲの有機物廃液)を、図4に示す装置を用い、分解酵素としてプリオナーゼを用いて以下の方法によりクラゲを分解して調製した以外は、実施例1と同様にして前記塩分含有廃液の処理を行った。
分解槽10内に流入した前記クラゲ分解用組成物の一部は、分解槽10の下部に設けられた前記液状物流出口からサイフォン管30内に流出する。そして、分解槽10内に流入する前記クラゲ分解用組成物の液量の増量(水位の上昇)と共に、分解槽10における前記液状物流出口に接続され、該液状物流出口付近から上方に向けて延設され、分解槽10の上部付近で下方に向けて湾曲するサイフォン管30内において前記クラゲ分解用組成物の液量も同様の速度で増量(水位が上昇)する。そして、サイフォン管30内において前記クラゲ分解用組成物の液量(水位)がサイフォン管30の湾曲部に達すると、サイフォンの原理により、分解槽10内の前記クラゲ分解用組成物が、前記液状物流出口からサイフォン管30を通して外部に連続的に移送され、サイフォン管30の先端170から循環・加温槽50内に連続的に移送される。このとき、仕切槽20内においては、前記クラゲ分解用組成物の減量と共に前記クラゲが自重で落下していき、該クラゲ分解用組成物が総て外部に移送された際には、仕切槽20の底面に衝突し、その際の衝撃等により破損等し小片化する。
実施例3では、本発明の塩分含有廃液の処理に好適な微生物の探索を行った。具体的には、クラゲ廃液を培地として増殖するクラゲ廃液利用微生物群を以下(1)〜(2)のようにして探索し、次に、得られたクラゲ廃液利用微生物群中の酵母及び細菌群をそれぞれ以下(3)〜(4)のようにして同定した。
<クラゲのサンプリング>
東京湾で採取したミズクラゲを使用した。船上でたも網を使ってクラゲを採取し、クラゲ解凍後のクラゲ体成分組織崩壊を防止するため、エチレングリコールにクラゲを浸漬し、ビニール袋に小分け保存後、ドライアイスで冷凍保存した。その後、3時間以内に実験室へ運搬し、−60℃で保存した。
−60℃で凍結保存しておいたビニール袋入りのミズクラゲを、流水で解凍した。次に、ホットスターラー上にビーカーを設置し、ビーカー内に2Lの淡水と、0.1〜0.2%になるようにタンパク質分解酵素(粗プリオナーゼ)を混合した。その後、50℃に加温し、解凍したミズクラゲを入れた1mmメッシュ籠をビーカー内に入れ、常時低速で撹拌しながら、ミズクラゲの分解を行った。
分解を行った後のクラゲの溶解液(クラゲ廃液)は、ポリタンクに移し、6℃で保存した。
ポリタンクに3〜4ヶ月間、保存しておいたクラゲ廃液にオゾン発生機を用いて、オゾン発生量(2g/hL)、オゾン濃度(0.5w%)、クラゲ廃液温度(10℃)の条件で4時間のオゾン処理を行った。その後、最高圧力(2.3bar)、排気量(9.2L/min)の条件でクラゲ廃液の曝気を行い、残留オゾンを除去した。本実施例3、及び、後述する実施例4〜5では、特別に記す場合を除き、プリオナーゼによりクラゲを分解した後、このオゾン処理した廃液を、塩分含有廃液のモデルとした。
100ml容のロータリーフラスコに、海底汚泥を0.5g入れた。海底汚泥は佐竹式コアサンプラー(離合社)で、主として東京湾内の沿岸海域(例えば、東京都江東区の東雲運河・有明)から船舶で採取した。海底汚泥は海底方向へ層状(コア状)に採取した。クラゲ廃液利用微生物群の生育を活性化する目的で、0.1gのグルコースを混合し、更にクラゲ廃液を50ml加え、振盪培養(180r.p.m.,27℃)を行い、海底汚泥中に存在するクラゲ廃液利用微生物群の集積培養を行った。
クラゲ廃液を培地として増殖し、廃液中のCODを効率よく減じる海底汚泥中の微生物群を探索するために、培養開始から7日目のCOD減少率と海底汚泥の採取深度(海底からの深さ)との関係について検討した。結果を図5に示す。
結果、最もCOD減少率が高かったのは、海底から5cmの深さで採取した海泥で、40.2%(4,480ppm→2,680ppm)の減少率であった。また、海泥を採取したコア層が深いほど、COD減少率は低減した(図5)。
この結果から、海底表面には海底深くよりもクラゲ廃液のCODを低減可能な微生物がより多く存在していることが認められた。海底からの深さが深いほど海泥は嫌気状態になっていると考えられ、本実施例で設定した好気条件での培養では、海底表面試料で高いCOD減少率が観察されたものと推察される。以上の結果から、クラゲ廃液処理に好適な微生物の採取は、海底表面(例えば、海底から5cm程度の深さ)から行うことがより望ましいことが判った。
Yeast Malt extract Agar(Becton Dickinson社)培地(以下、YMA培地と称する場合がある)のプレートを調製し、前記(2)での7日間の振盪培養の結果、COD減少率が最大であった試料(海底から5cmの深さで採取した海泥を、クラゲ廃液で7日間集積培養したもの)について、更にクラゲ廃液で3〜4日間繰り返し集積培養した培養液(クラゲ廃液利用微生物群を多く含む)を検体として、火炎滅菌した白金耳でYMAプレート培地へ画線培養を行った。2日後、YMAプレート培地に出現した酵母のコロニーを無菌的条件下において、YMAのスラント培地に分離し、9℃で保存を行った。スラント保存酵母は約1ヶ月おきに継代培養を行った。
前記保存酵母をYMAプレート培地に接種し、27℃で3日間から1ヶ月間の培養を行い、コロニー性状の観察を肉眼及び実体顕微鏡SZH10で行った。また、検体の微視的特徴の観察は、プレートから菌体を直接採取してプレパラートを作製し、微分干渉顕微鏡BX50F4で観察した。
また、YMプレート培地上において湿性のコロニーを形成した(図7、図8)。各コロニーの周縁部は平滑で、コロニーの色調は赤橙色を呈していた。また、有機物廃液をロータリーフラスコに入れ振盪培養(180r.p.m.,27℃)を行った結果、有機物廃液の色調も白濁色から薄い赤橙色へ変化した(図9)。
前記酵母の生理・生化学性状試験は、炭素源資化性試験、糖類発酵性試験、窒素源資化性試験、ビタミン要求性試験、温度耐性試験、薬剤耐性試験の各項目について行った。なお、温度耐性試験以外の前記酵母の培養温度は、25℃で行った。
前記生理・生化学性状試験の結果は、以下の表1〜2に示す通りである。
前記保存酵母を、YMAプレート培地を用いて25℃で7日間培養し、採取したコロニーからDNeasy Plant Mini Kit(QIAGEN社)を用いてゲノムDNAを抽出した。このゲノムDNAをテンプレートとして、18SrDNA3’末端〜28SrDNA−D1/D2領域DNAフラグメントのPCR増幅を行った。
PCRはpuReTaq Ready−To−Go PCR beads(Amersham Biosciences社)と、プライマーITS5(Whiteら,1990;PCR protocols,a guide to methods and applications,Academic Press,New York,USA,pp.315−322参照)及びNL4(O’Donnell,1993;The Fungal Holomorph:Mitotic,Meiotic and Pleomorphic Speciation in Fungal Systematics,CAB International,Wallingford参照)とを用い、GeneAmp PCR System 9600(Applied Biosystems社)上でサーマルサイクルを行った。得られたDNAフラグメントはQIAquick PCR Purification Kit(QIAGEN社)を用いて精製し、サイクルシークエンシング反応に供した。サイクルシークエンシング反応はABI PRISM BigDye Terminator Kit(Applied Biosystems社)を用い、GeneAmp PCR System 9600(Applied Biosystems社)上で反応を行った。28SrDNA−D1/D2領域の配列解析には、プライマーNL1、NL2、NL3及びNL4(O’Donnell,1993;The Fungal Holomorph:Mitotic,Meiotic and Pleomorphic Speciation in Fungal Systematics,CAB International,Wallingford参照)を用いた。
[使用プライマー]
PCRプライマー;
ITS5(Forward):5’―GGAAGTAAAAGTCGTAACAAGG―3’(配列番号1)
NL4 (Reverse):5’―GGTCCGTGTTTCAAGACGG―3’(配列番号2)
シーケンスプライマー;
NL1 (Forward):5’―GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG―3’(配列番号3)
NL2 (Reverse):5’―CTCTCTTTTCAAAGTTCTTTTCATCT―3’(配列番号4)
NL3 (Forward):5’―AGATGAAAAGAACTTTGAAAAGAGAG―3’(配列番号5)
NL4 (Reverse):5’―GGTCCGTGTTTCAAGACGG―3’(配列番号6)
得られた配列は、以下の表3に示す通り(配列番号7)であった。
作成した分子系統樹を、図10に示す。なお、図10中、前記検体から分離された酵母の28SrDNA−D1/D2塩基配列(表3、前述)は「表3」として示した。
なお、本実施例3にて前記検体から分離、保存したRhodotorula mucilaginosa 126−Aege株は、独立行政法人産業技術総合研究所内特許生物寄託センター(IPOD)に平成18年4月21日付で、受託番号FERM P−20896として寄託した。
<DGGE解析>
前記(2)での7日間の振盪培養の結果、COD減少率が最大であった試料(海底から5cmの深さで採取した海泥をクラゲ廃液で7日間集積培養したもの)について、更にクラゲ廃液で3〜4日間繰り返し集積培養した培養液(クラゲ廃液利用微生物群を多く含む)を検体として、該検体に含まれる細菌群を、DGGE(変性剤濃度勾配ゲル電気泳動)を用い、以下のようにして解析した。
前記検体から、15,000rpm、20分の遠心分離により沈殿物を回収した。この沈殿物を用いて、前記検体中の細菌由来のDNAを、長島らの方法(Food Sci.Technol.Res.2000,6,115−118参照)に基づいて抽出した。
抽出したDNAを鋳型として、PCR法により16SrDNAの約200bp(E.coli No.341−534)(Food Sci.Technol.Res.2000,6,115−118参照)を増幅した。使用したプライマーは以下の通りである。
GC−341f:5’−GCクランプ−CCTACGGGAGGCAGCAG−3’(配列番号:8)
534r :5’−ATTACCGCGGCTGCTGG−3’ (配列番号:9)
(GCクランプ:CGCCCGCCGCGCGCGGCGGGCGGGGCGGGGGCACGGGGGG)
DGGE解析は、Dcode DGGEコンプリートシステム(BIORAD社)を用いて行った。変性剤濃度勾配は電気泳動方向に30%→60%とし、ポリアクリルアミドゲル濃度は10%とした。ゲル変性剤には尿素(BIORAD社)とホルムアミド(BIORAD社)とを用い、泳動条件は電圧200V、泳動時間3.5時間とした。
泳動後、変性剤濃度勾配ゲルをSyber Green(タカラバイオ社)で染色し、染色されたDNAがUV(310nm)照射下で発する励起光をCCDカメラで撮影した。得られたDGGE電気泳動像を、図11に示す。
DGGE解析の結果、前記検体に含まれる細菌群のDNA断片を示すバンドが6種類(図11、a〜f)検出された。各バンドを、更に、以下の塩基配列解析、及び分子系統解析に供した。
前記DGGE解析で得られたa〜fの6バンド(図11)の各DNA断片に対して塩基配列解析を行い、各バンドが由来する菌株の帰属分類群を推定した。
まず、再度DGGE解析を行うことにより、各バンドの純度確認を行った。DGGE条件は前記と同様とした。次いで、以下の解析ツールを使用して、公知の手法により各バンドの塩基配列を解読し、得られた塩基配列について、相同性検索を行った。
サイクルシークエンス:BigDye Terminator v3.1 Cycle Sequencing Kit(Applied Biosystems社)
シークエンス:ABI PRISM 3100 Genetic Analyzer System(Applied Biosystems社)
使用プライマー:前記GC−341f、534r(Appl.Environ.Microbiol.1993,59,695−700参照)
解析ソフトウエア:Auto Assembler(Applied Biosystems社)、DNASIS Pro(日立ソフトウエアエンジニアリング社)
相同性検索:国際塩基配列データベース(GenBank/DDBJ/EMBL)
表5の結果から、バンドbは、Sphingobacteriumに帰属する菌株に由来する配列と推定した。
表6の結果から、バンドcは、Pseudomonasに帰属する菌株に由来する配列と推定した。
表7の結果から、バンドdは、Bacteroidetes門に帰属する菌株に由来する配列と推定した。
表8の結果から、バンドeは、Bacteroidetes門に帰属する菌株に由来する配列と推定した。
表9の結果から、バンドfは、Bacillusに帰属する菌株に由来する配列と推定した。
前記塩基配列解析結果から、各バンドa〜fで示された菌株に近縁であることが示唆された菌種の近縁群の16SrDNAを用いて、分子系統解析を行い、各バンドの帰属分類群を更に推定した。
国際塩基配列データベース(GenBank/DDBJ/EMBL)及び細菌基準株データベース(テクノスルガ社)より、a〜fの6バンドの塩基配列解析の結果から推定された近縁群における基準株由来の16SrDNAを取得し、分子系統樹を作成した。また、系統樹作成に使用した領域は、前記DGGE解析で用いたプライマーの増幅範囲と合致させるため、16SrDNAの約200bp(E.Coli No.341−534)とした。解析ソフトフェアとしては、DNASIS Pro(日立ソフトウエアエンジニアリング社)、CLUSTAL W(例えば、Nucleic Acids Research,1994,22:4673−4680参照)、MEGA ver3.1(例えば、Briefings in Bioinfomatics,2004,5,150−163参照)を用いた。
なお、図12〜14中、枝の分岐付近の数字はブートストラップ値(例えば、Evolution,1985,39:783−791参照)、左下の線はスケールバーを示す。株名の末尾のTはその種の基準株(Type strain)であることを示す。
また、バンドc及びdは、それぞれPseudomonas及びBacillusへの帰属が示唆されていることから、Pseudomonas及びBacillusに帰属する多くの基準株由来の16SrDNAデータを取得し、分子系統樹を作成した(図13、14)。
また、バンドbの16SrDNAは基準種であるSphingobacterium spiritivorum ATCC33861T(M58778)の16SrDNAと系統枝を形成したことから、Sphingobacterium spiritivorumと近縁であると推定された(図12)。
これら2つのバンドとも、系統枝(分岐)の信頼性を示すブートストラップ値(Evolution,1985,39:783−791参照)は100%と高いことから、系統樹の安定性は高いと考えられる。
また更に、前記スフィンゴバクテリウム属に属する細菌としては、スフィンゴバクテリウム マルチボーラム(Sphingobacterium multivorum)、及び、スフィンゴバクテリウム スピリチボーラム(Sphingobacterium spiritivorum)の少なくともいずれかが含まれ、前記バチルス属に属する細菌としては、バチルス パミルス(Bacillus pumilus)が含まれることが判った。
実施例4では、前記実施例3で同定された塩分含有廃液の処理に好適な微生物、即ち、前記酵母及び前記細菌群を、それぞれ別々に、或いは混合して担体に固定化し、以下の(1)〜(3)のようにして、各微生物群固定化担体の廃液処理能力についての基礎検討を行った。
本実施例4において比較検討を行った組合せは、以下のI)〜IV)の通りである。なお、「酵母+細菌群」とは、酵母と細菌群とを両方共に固定化した担体を使用したことを示す。
I) 酵母 ― 細菌群
II) 酵母+細菌群 ― 酵母
III) 酵母+細菌群 ― 細菌群
IV) オゾン処理 ― オゾン未処理(微生物としては、いずれも酵母+細菌群を使用した)
各微生物群固定化担体(ペレット)の調製は、以下のようにして行った。包括固定化する微生物としては、細菌群(前記実施例3の(2)で、海底から5cmの深さで採取した海泥をクラゲ廃液で7日間集積培養したものについて、更にクラゲ廃液で3〜4日間繰り返し集積培養して得られた、細菌を中心としたクラゲ廃液利用微生物群)と、酵母(前記実施例3で分離、保存した酵母(Rhodotorula mucilaginosa)を更にクラゲ廃液で3〜4日間培養したクラゲ廃液利用酵母)とを、それぞれ単独、或いは混合して用いた。
500ml容のロータリーフラスコにクラゲ廃液(100ml)を入れた。次にクラゲ廃液利用酵母を、前記実施例3の(2)で分離し、保存しておいたスラント培地から、無菌的条件下において、火炎滅菌をした白金耳で、上記のクラゲ廃液に植菌した。その後3〜4日間、振盪培養(180r.p.m.,27℃)を行い、増菌した。
次に培養液を遠沈管に移し、遠心分離(10,000r.p.m.,10min,4℃)し、上清を除去した。上清除去後、遠沈管に蒸留水(20ml)を入れ、クラゲ廃液利用酵母を含む沈殿と混合し、懸濁した。次に、200ml容のビーカーに寒天(6g)と蒸留水(180ml)を撹拌混合し、加熱溶解した。
寒天溶解後、混合した微生物の死滅を防ぐため寒天溶解液の温度を55℃まで下げ、クラゲ廃液利用酵母を含む沈殿の混合液(20ml)を加えて撹拌した。撹拌後、内径6mmのシリコンのチューブ(36本)に10ml容のシリンジを用いて、酵母を懸濁した寒天を注入した。注入後、寒天を迅速に固化させるために6℃の低温室に10分間放置した。放置後、ステンレス製の棒を用いてシリコンチューブから寒天(細い紐状)を押し出し、ステンレスのへらを用いて約3mm間隔に切断した。切断した寒天(以後、ペレットと記載)はビーカーにクラゲ廃液を入れ、4℃で保存した。
なお、酵母及び細菌群を両方共に包括固定化する場合には、その両者を、寒天に加える前記混合液の量として、等量となるようにして調製した。
実施例3と同様にして得られたクラゲ廃液を、2本の1L容三角フラスコに500ml入れ、綿栓をし、オートクレーブによる滅菌を行い、クラゲ廃液の調製を行った。本実施例では、クラゲ廃液中に最初から存在する微生物の影響を排除するために、前記のようにしてクラゲ廃液のオートクレーブ処理を行った。また、IV)のオゾン未処理の検討以外の項目については、実施例3の(1)に記載の方法に従い、クラゲ廃液にあらかじめオゾン処理を行った。
CODの測定は日本工業規格(JIS)に準拠した、デジタルリアクターブロック・DRB200型(以後、デジタルブロックと記載)で測定を行った。測定試料をエッペンドルフチューブに1ml取り、遠心分離(15,000r.p.m.,10min,4℃)をして固形物を除去した。遠心分離後、試験管に遠心分離で、得られた試料上清を30μl入れ、さらにミリQ水を5,970μl加え、試料原液の200倍希釈試料を調製した。希釈試料を調製後、テストチューブ(COD測定用キット、キャップ付ガラスチューブ)に希釈試料(5ml)を入れ、更に試薬A液(COD測定用キット、KMnO4溶液)(0.5ml)を加え、キャップを閉じ転倒混和を行った。転倒混和後、100℃になったデジタルブロックで反応を行った。
30分後、デジタルブロックからテストチューブを取り出し、氷冷した。テストチューブの冷却を確認し、遠心分離(3,500r.p.m.,5min)を行いチューブ内の固形物を除去した。そして、水質分析計(DR/2400型)でミリQ水を対照とし、ゼロ点調整を行った。次に測定試料の入ったテストチューブのCOD測定を行った。
T−Nの測定は日本工業規格(JIS)に準拠した、デジタルブロックで測定を行った。測定試料をテストチューブ(T−N測定用キット、ガラスチューブ)に0.5ml入れた。ミリQ水0.5mlを対照とした。測定試料に、全窒素過硫酸塩試薬パウダーピロー(T−N測定用キット試薬)を混合し、チューブの転倒混和を行った。105℃になったデジタルブロックで反応を行った。
30分後、デジタルブロックからテストチューブを取り出し、室温になるまで放置した。その後、窒素試薬〔A〕(T−N測定用キット試薬)を入れ、キャップを閉めチューブを転倒混和した。3分後、全窒素試薬〔B〕(T−N測定用キット試薬)を入れ、キャップを閉めチューブを転倒混和した。2分後、TN試薬Cバイアル(T−N測定用キット、テストチューブ)に、上記において全窒素試薬〔A・B〕を加えた試料(2ml)を混合した。その後、TN試薬Cバイアルをよく転倒混和した。そして対照でゼロ点調整を行い、測定試料のT−Nを測定した。
T−Pの測定は日本工業規格(JIS)に準拠した、デジタルブロックで測定を行った。測定試料をテストチューブ(T−P測定用キット、ガラスチューブ)に5ml入れた。ミリQ水5mlを対照とした。測定試料混合後、リン酸塩用過硫酸カリウムパウダーピロー(T−P測定用キット試薬)を加え、チューブの転倒混和を行った。そして、150℃になったデジタルブロックで反応を行った。
30分後、デジタルブロックからテストチューブを取り出し、室温になるまで放置した。1.54N NaOH(2ml)を加えて転倒混和を行った。1分後、モリブデンバナジウム酸試薬(0.5ml)を混合し、転倒混和を行った。その後対照でゼロ点調整を行い、7分間放置しテストチューブの遠心分離(3,500r.p.m.,5min)を行い、懸濁物質を沈殿させた測定試料のT−Pを測定した。
Clの測定は日本工業規格(JIS)に準拠した、デジタルブロックで測定を行った。測定試料をガラスチューブに10ml入れた。また、対照とするため上記の測定試料をもう1本ずつガラスチューブに10ml入れた。その後、測定試料にDPD遊離塩素パウダー(Cl測定用キット試薬)を加え、チューブの転倒混和を行った。そして、ゼロ点調整はDPD遊離塩素パウダーを混合しない対照で行い、測定試料のClを測定した。
pHメーターでpHを測定した。
I) 酵母 ― 細菌群
[COD減少率]
酵母をクラゲ廃液で培養した時の最大COD減少率は7日目の53.1%(2,560ppm→1,200ppm)であった。それに対し細菌群のみの減少率は7日目の46.2%(2,600ppm→1,400ppm)であった。7日間では酵母と細菌群それぞれを培養した時のCOD減少率の差は6.9%であった。培養開始3日後でのCOD減少率は酵母23.4%に対し細菌群は4.6%であった(図15)。
[全窒素(T−N)減少率]
酵母をクラゲ廃液で培養した時の最大T−N減少率は7日目の64.3%(73ppm→26ppm)であった。それに対し細菌群のみの減少率は7日目の56%(72ppm→32ppm)であった。7日間では酵母と細菌群それぞれを培養した時のT−N減少率の差は8.3%であった(図16)。培養開始2日後でのT−N減少率は酵母41.1%に対し細菌群は19.4%であった。
[全リン(T−P)減少率]
酵母をクラゲ廃液で培養した時の最大T−P減少率は7日目の100%(26ppm→0ppm)であった。同様に、細菌群のみの減少率も100%(25.9ppm→0ppm)であった。7日間では酵母と細菌群それぞれを培養した時のT−P減少率の差はなかった。培養開始2日後でのT−P減少率は酵母の39.61%に対し細菌群は17.7%であった(図17)。
[残留塩素(Cl)減少率]
酵母をクラゲ廃液で培養した時の最大Cl減少率は7日目の37.7%(0.61ppm→0.38ppm)であった。細菌群のみの最大減少率は2日目の32.8%(0.67ppm→0.45ppm)であった。7日間では酵母と細菌群それぞれを培養した時の差は43.6%であった(図18)。
[pH]
運転開始後のpHの変化を経日的に測定した(図19)。酵母のpHは5.89から4.52へと変化した。一方、細菌群のpHは5.74から4.56へと変化した。両方とも同様に酸性側に変化し、最終pHはほぼ同じ値を示した。
[汚泥発生量]
また、各組合せ要素条件別ペレットによる廃液の処理時の汚泥発生量を、以下の表11に示す。I)の酵母−細菌群では、酵母の方が細菌群に比べて汚泥発生量は89.8%少なかった(表11)。
[COD減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大COD減少率は7日目の48.8%(1,620ppm→830ppm)であった。7日目の酵母のみの減少率は46.1%(1,650ppm→890ppm)であった。7日間では酵母+細菌群と酵母の差は2.7%であった(図20)。培養開始1日後でのCOD減少率は酵母+細菌群の31.5%に対し酵母は52.7%であった。
[全窒素減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大T−N減少率は3日目の4.6%(24ppm→22.9ppm)であった。酵母のみでは2日目の24.9%(23.7ppm→17.8ppm)であった。(図21)。培養開始2日後でのT−N減少率は酵母+細菌群の0%に対し酵母は24.9%であった。
[全リン減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大T−P減少率は7日目の100%(13.6ppm→0ppm)であった。同様に酵母のみでの減少率も100%(11.3ppm→0ppm)であった。7日間では酵母+細菌群と酵母の差はなかった(図22)。培養開始3日後でのT−P減少率は酵母+細菌群の46.9%に対し酵母は4.6%であった。
[残留塩素減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大Cl減少率は1日目の100%(0.25ppm→0.00ppm)であった。同様に酵母のみでは減少率は1日目で100%(0.5ppm→0ppm)であった(図23)。培養開始1日後でのCl減少率は酵母+細菌群の100%に対し酵母も100%で差はなかった。
[pH測定]
運転開始後のpHの変化を経日的に測定した(図24)。酵母+細菌群のpHは7.26から7.44へと変化した。一方、酵母のpHは7.01から7.42へと変化した。両方ともほぼ中性付近のpHとなった。
[汚泥発生量]
酵母+細菌群 ― 酵母では酵母のみの方が酵母+細菌群に比べて汚泥発生量は42.4%少なかった(表11、前述)。
[COD減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大COD減少率は3日目の41.4%(1,400ppm→820ppm)であった。細菌群のみの減少率は7日目の41.8%(1,340ppm→780ppm)であった(図25)。培養開始3日後でのCOD減少率は酵母+細菌群41.4%なのに対し細菌群は3.0%であった。
[全窒素減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大T−N減少率は3日目の97.5%(80ppm→2.0ppm)であった。細菌群のみの減少率は2日目の88.5%(61ppm→7.0ppm)であった(図26)。培養開始3日後でのT−N減少率は酵母+細菌群97.5%なのに対し細菌群は77.0%であった。
[全リン減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大T−P減少率は3日目の100%(21.3ppm→0ppm)であった。細菌群のみの減少率は7日目の100%(21.3ppm→0ppm)であった。7日間では酵母+細菌群と細菌群の差はなかった(図27)。培養開始3日後でのT−P減少率は酵母+細菌群100%なのに対し細菌群は62.0%であった。
[残留塩素減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大Cl減少率は1日目の100%(0ppm→0ppm)であった。同様に細菌群のみの減少率は100%(0.26ppm→0.00ppm)であった。7日間では酵母+細菌群と細菌群の差は30.8%であった(図28)。培養開始2日後でのCl減少率は酵母+細菌群100%なのに対し細菌群は53.8%であった。
[pH測定]
運転開始後のpHの変化を経日的に測定した(図29)。酵母+細菌群のpHは4.27から6.13へと変化した。そして、細菌群のpHは4.26から5.65へと変化した。両方ともにアルカリ性側に変化し、最終pHはほぼ同じ値を示した。
[汚泥発生量]
酵母+細菌群 ― 細菌群では酵母+細菌群の方が細菌群に比べて汚泥発生量は52.5%少なかった(表11、前述)。
[COD減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大COD減少率はオゾン処理区が6日目の74.9%(3,920ppm→985ppm)であった。同様にオゾン未処理区の減少率は69.0%(3,480ppm1→1,080ppm)であった。6日間ではオゾン処理区と未処理区の差は5.9%であった(図30)。
[全窒素減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大T−N減少率はオゾン処理区が6日目の100%(148ppm→0ppm)であった。同様にオゾン未処理区の減少率も100%(156ppm→0ppm)であった。6日間ではオゾン処理区と未処理区の差はなかった(図31)。
[全リン減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大T−P減少率はオゾン処理区が6日目の100%(42.7ppm→0ppm)であった。オゾン未処理区の減少率は73.6%(43.6ppm→11.5ppm)であった。6日間ではオゾン処理区と未処理区の差は26.4%であった(図32)。培養開始2日後でのT−P減少率はオゾン処理区が12.4%なのに対し未処理区は2.3%であった。
[残留塩素減少率]
酵母+細菌群をクラゲ廃液で培養した時の最大Cl減少率はオゾン処理区が2日目の100%(0.99ppm→0ppm)であった。同様にオゾン未処理区の減少率も100%(0.79ppm→0ppm)で、オゾン処理区と未処理区の差はなかった(図33)。
[pH測定]
運転開始後のpHの変化を経日的に測定した(図34)。オゾン処理のpHは4.99から6.82へと変化した。そして、オゾン未処理のpHは5.06から6.21へと変化した。また、両方ともにアルカリ側に変化し、最終pHはほぼ同じ値を示した。
[汚泥発生量]
オゾン処理 ― オゾン未処理ではオゾン未処理の方がオゾン処理に比べて汚泥発生量は31.2%少なかった(表11、前述)。
また、表11の結果から、前記酵母は細菌群に比べてクラゲ廃液処理で発生する汚泥量を著しく低減可能であることが観察され(I)、また、酵母+細菌群では、細菌群単独に比べて汚泥を約50%低減可能であることが観察された(IV)。Rhodotorula mucilaginosaは、菌体外に粘性物質である多糖類マンナンを生成することから、マンナンにより廃液中の無機物や浮遊物質を凝集させ、廃液処理の効果を高めていることが推測される。前記無機物や浮遊物質が凝集してフロックを形成することにより、処理工程から微生物の流出を防止することができ、更に処理槽内部、バイオリアクター内にバイオフィルムの形成も行われ、処理系内での微生物表面積を格段に大きくすることができると考えられる。
(1)酵母+細菌群固定化担体の調製
実施例4と同様にして、前記酵母及び前記細菌群を両方共に包括固定化したペレットを作成した。なお、酵母と細菌群との量比は、前記同様、寒天に加える前記混合液の量がそれぞれ等量となるようにして調整した。
<装置>
図1に示す本発明の装置を用いて、処理を行った。図1において、1は廃水槽、2は移送ポンプ、3は三方コック、4は通気装置(溶存酸素濃度調整手段)、5はバイオリアクター(容器)、6は電気分解槽(殺菌手段)、7は仕切弁をそれぞれ示す。
バイオリアクター内には、ペレットを保持するステンレス(SUS304)製の籠(1mmメッシュ)を設置した。バイオリアクター内に、前記(1)で調製したペレットを、ペレット全体に通気が行われるように、あらかじめバイオリアクター内に配置した籠に90%量充填した。
また、実施例3(1)と同様にして調製したクラゲ廃液に、クラゲ廃液量の0.1%量のグルコースと海水の塩分濃度と同条件になるように3.0%(w/v)量の人工海水を加え、微生物群が活発に増殖する温度に廃水槽の温度を設定(32℃)した。
クラゲ廃液の処理は以下の工程で行った。廃水槽から移送ポンプによってクラゲ廃液を、三方コックの操作によってバイオリアクター内に移送した。また、各バイオリアクターをシリコンチューブにより連結し、3本全てのバイオリアクター内をクラゲ廃液が通過するようにした。そして、一旦バイオリアクター内を通過した廃液は廃液槽に戻り、再びバイオリアクター内へ移送する循環処理により廃液の処理を行った。更に、バイオリアクター内を好気条件にするためエアポンプ(通気装置)で発生させた空気をバイオリアクター内に通気した(図1)。バイオリアクターによるクラゲ廃液の処理は、連続運転で7日間行った。
前記装置の運転条件を、以下に示す。
[運転条件]
ポンプ型式:CAS−1
電気使用:100V 50/60Hz
消費電流値:1.8/1.4A
無負荷時流量:9.2/11LPM
最大圧力:2.3bar以上
最大真空度:292mbar以上
接続口径:8mm
7日後、前記廃液処理を終了した8L容のクラゲ廃液を凝集沈殿装置に移し、20gの水酸化カルシウムを加えた。1時間後、凝集沈殿の上清を集めた。そして、凝集沈殿によって得られた上清を活性炭カラムに通過させ、クラゲ廃液のろ過を行った。
前記実施例4と同様にして、以下の各項目について評価した。結果を以下に示す。
なお、懸濁物質(SS)の測定は、日本工業規格(JIS)に準拠した、デジタルブロックを用いて行った。測定試料をSS測定専用のガラスチューブに25ml入れた。ミリQ水を対照試料とし、ゼロ点調整を行い、測定試料のSSを測定した。
[COD測定結果]
バイオリアクターによる1次処理4日目で86.2%(2,320ppm→320ppm)、7日間で88.7%(2,320ppm→260ppm)CODが低下した(図35)。また、2次処理として、凝集沈殿を行った結果、減少率は89.7%となり、活性炭ろ過を行った結果、減少率は99.9%となった(図35)。
また、バイオリアクター運転開始後、1週間おきに廃液を交換し、7日目以降のCOD減少率を調べた。その結果、第1週目が86.0%(1,680ppm→235ppm)、第2週目が88.5%(3,440ppm→395ppm)、第3週目が88.7%(2,320ppm→260ppm)と、繰り返しの回数が増えるごとにCOD減少効率が高くなっていった。(図36)。
[全窒素(T−N)測定結果]
バイオリアクターによる1次処理2日目に92.7%(31ppm→3ppm)、4日間で90.2%(41ppm→4ppm)T−Nが低下した(図37)。また、凝集沈殿、活性炭ろ過による2次処理により減少率は100%となった(図37)。
[全リン(T−P)測定結果]
バイオリアクターによる1次処理4日目に90%(40.1ppm→4ppm)、7日間で80.5%(40.1ppm→7.8ppm)T−Pが低下した(図38)。また、2次処理として凝集沈殿、活性炭ろ過を行った結果、減少率は98.8%となった(図38)。
また、毎回ほぼ100%の減少率が認められた。
[残留塩素(Cl)測定結果]
バイオリアクターによる1次処理3日目に100%(0.85ppm→0ppm)、7日間で83.5%(0.85ppm→0.14ppm)Clが低下した(図39)。また、2次処理として凝集沈殿、活性炭ろ過を行った結果、減少率は82.4%となった(図39)。
[懸濁物質(SS)測定結果]
バイオリアクターによる1次処理7日間で19%(100ppm→81ppm)SSが低下した(図40)。また、2次処理として凝集沈殿、活性炭ろ過を行った結果、減少率は100%となった(図40)。
[pH測定結果]
pH変化の平均値(10ヶ月)を求めた(図41)。また、1次処理における凝集沈殿でpHがアルカリ性となったのは水酸化カルシウムで凝集沈殿を行ったためである。
運転1ヶ月後、リアクター内のペレットは半透明から微生物の増殖を示す白濁化が認められた(図42)。また、顕微鏡観察の結果では、包括固定化したペレット内の微生物に酵母やバクテリア、更には原生動物がバランスよく存在していた(図43)。
[各工程別廃液の外見]
また、図44には、左から順にオゾン処理後クラゲ廃液(処理前)、バイオリアクター処理後廃液(一次処理)、凝集沈殿処理後廃液(凝集沈殿)、活性炭ろ過後廃液(活性炭ろ過)を示す。凝集沈殿廃液はわずかに着色した液体であったが、活性炭ろ過により完全に透明な液体となった。
[凝集沈殿処理に用いる凝集剤の検討]
なお、図45〜46には、凝集沈殿処理に用いる凝集剤の予備検討を行った結果を示した。凝集沈殿剤として酸化カルシウム(生石灰)(図45、右から2つ目)、水酸化カルシウム(消石灰)(図45、右端)、アルミン酸ナトリウム(図45、左から4つ目)を加えた場合には、上層廃液は透明になり、アルミン酸ナトリウムは沈殿するまでに時間を要した。
また、図36の結果から、バイオリアクターを連続運転しても、COD減少率が劣ることはなく、逆に、運転回数を繰り返すほど、COD減少率が高くなったことが判る。これはペレット内の微生物が廃液中の有機成分により馴化されたものと推察される。
また、本実施例5(プリオナーゼ酵素処理クラゲ廃液の処理)におけるCOD測定結果(図35)と、前記実施例1(熱水処理クラゲ廃液の処理)におけるCOD測定結果(図2)とを比較することにより、本実施例5では、バイオリアクター処理前のクラゲ廃液中のCOD値がより高い(2,320ppm)のにもかかわらず、前記実施例1とほぼ同様なCOD低減作用が認められた。したがって、前記バイオリアクターは酵素処理クラゲ廃液の処理により好適であることが認められた。
前記実施例4〜5で使用した細菌群(微生物群)は、クラゲ廃液を培地として増殖する汚泥中の微生物を集積培養して得られた微生物群(酵母を含む)であり、この場合、培養日数の経過とともにクラゲ廃液中の各成分は顕著に減少した(図15〜41)。しかしながら、本実施例6において、汚泥中の微生物を集積培養する培地を、クラゲ廃液から、微生物の培養に通常用いる培地(S培地:バクトソイトン;1.0%,ガラクトース;2.0%,コーンスティープリキュール;0.5%,デキストリン;2.0%,硫酸アンモニウム;0.2%,炭酸カルシウム;0.2%,pH6.5)に置き換え、汚泥中の微生物の集積培養を行った場合には、得られた微生物群(酵母を含む)によるクラゲ廃液処理時のCODの減少率は、培養開始3日後においても10%に満たなかった。結果を図47に示す。
このことから、本発明における廃液処理に利用する微生物群の集積培養は、処理対象となる廃液(塩分含有廃液、例えば、クラゲ廃液)を培地として行い、分解液中の栄養成分を資化させることが望ましく、馴養においても栄養成分を極端に変動させないことが望ましいことが判った。
2 移送ポンプ
3 三方コック
4 通気装置(溶存酸素濃度調整手段)
5 バイオリアクター(容器)
6 電気分解槽(殺菌手段)
7 仕切弁
10 分解槽
20 仕切槽
30 サイフォン管
40 送液ポンプ
50 循環・加温槽
60 仕切弁
70 仕切弁
80 加温管
90 ヒーター
100 オゾン発生装置
110 仕切弁
120 逆止弁
130 仕切弁
140 仕切弁
150 活性炭処理筒
160 クラゲ分解処理水
170 サイフォン管通過処理液出口
180 活性炭処理筒通過清浄排水
Claims (25)
- 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体と、該担体に塩分含有廃液を接触させる接触手段とを有することを特徴とする塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定した担体が、多糖類、蛋白質、合成高分子、及び無機物のいずれかで形成された請求項1に記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定した担体が、多孔質構造を有する請求項1から2のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有液中で生育可能な微生物が、汚泥中の耐塩性有機物廃液利用微生物群を含む請求項1から3のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有液中で生育可能な微生物が、付着法、架橋法及び包括法の少なくともいずれかにより、担体に固定された請求項1から4のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定した担体が容器内に収容され、接触手段が、前記容器内に塩分含有廃液を送液する送液装置である請求項1から5のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 送液装置が、塩分含有廃液を導送する管と、該塩分含有廃液を担体に向けて送液する送液ポンプとを有する請求項6に記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 容器が、内部に収容される塩分含有廃液中の溶存酸素濃度を調整する溶存酸素濃度調整手段を備えた請求項6から7のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 接触手段により担体に接触させられた塩分含有廃液に対して殺菌処理を行う殺菌手段を更に有する請求項1から8のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 接触手段により担体に接触させられた塩分含有廃液に対して脱塩処理を行う脱塩手段を更に有する請求項1から9のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 殺菌手段及び脱塩手段の少なくともいずれかが、容器から排出される塩分含有廃液に対し電圧を印加する電圧印加装置である請求項9から10のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有廃液が有機物廃液である請求項1から11のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 有機物廃液がクラゲ分解液である請求項12に記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有廃液中の塩分濃度が1質量%以上である請求項1から13のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置。
- 塩分含有液中で生育可能な微生物を固定化した担体に、塩分含有廃液を接触させることを特徴とする塩分含有廃液の処理方法。
- 塩分含有液中で生育可能であり、請求項1から14のいずれかに記載の塩分含有廃液の処理装置、及び、請求項15に記載の塩分含有廃液の処理方法の少なくともいずれかに使用されることを特徴とする微生物。
- 汚泥中の耐塩性有機物廃液利用微生物群を含む請求項16に記載の微生物。
- 酵母を含む請求項16から17のいずれかに記載の微生物。
- 更に、細菌群を含む請求項18に記載の微生物。
- 酵母が、ロドトルーラ ムシラギノーサ(Rhodotorula mucilaginosa)である請求項18から19のいずれかに記載の微生物。
- 酵母が、ロドトルーラ ムシラギノーサ(Rhodotorula mucilaginosa)126−Aege株(受託番号FERM P−20896)である請求項18から20のいずれかに記載の微生物。
- 細菌群が、スフィンゴバクテリウム(Sphingobacterium)属に属する細菌、シュードモナス(Pseudomonas)属に属する細菌、フラボバクテリウム(Flavobacterium)属に属する細菌、及び、バチルス(Bacillus)属に属する細菌からなる群より選択される少なくとも1種からなる細菌群である請求項19から21のいずれかに記載の微生物。
- スフィンゴバクテリウム(Sphingobacterium)属に属する細菌が、スフィンゴバクテリウム マルチボーラム(Sphingobacterium multivorum)、及び、スフィンゴバクテリウム スピリチボーラム(Sphingobacterium spiritivorum)から選択される少なくともいずれかである請求項22に記載の微生物。
- バチルス(Bacillus)属に属する細菌が、バチルス パミルス(Bacillus pumilus)である請求項22から23のいずれかに記載の微生物。
- 汚泥中の耐塩性有機物廃液利用微生物群を、処理対象となる塩分含有廃液中で集積培養することにより得られる請求項16から24のいずれかに記載の微生物。
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