FR3041629A1 - DEVICE FOR PRODUCING HYDROGEN - Google Patents
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Abstract
La présente invention se rapporte à un dispositif de production d'hydrogène à partir d'un effluent liquide de fermentation de substrat, ainsi qu'à l'utilisation de ce dispositif pour la production d'hydrogène. Le dispositif de l'invention comprend notamment un réacteur membranaire (2) comprenant une enveloppe définissant un volume intérieur (20), ledit volume intérieur comprenant deux compartiments étanches entre eux, à savoir un collecteur de sortie de gaz (26 bis) et un compartiment à effluent (24) destiné à être rempli par l'effluent liquide de fermentation de substrat ; des fibres creuses (28) formées chacune par une paroi tubulaire entourant un jour de fibre, ladite paroi tubulaire étant étanche aux liquides et perméable aux gaz, les fibres creuses étant logées dans ledit compartiment à effluent et agencées de manière à ce que leur jour de fibre communique avec ledit collecteur de sortie de gaz de manière étanche par rapport à l'effluent liquide lorsqu'il est présent dans le compartiment à effluent ; et une sortie de gaz (30) communiquant entre ledit collecteur de sortie de gaz et ledit moyen d'extraction d'hydrogène (4 ; 104) ; l'ensemble étant agencé de manière à ce que le passage d'un gaz ou d'un mélange de gaz provenant de l'effluent liquide lorsqu'il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d'extraction d'hydrogène se fasse librement ou au moyen d'un gaz de balayage.The present invention relates to a device for producing hydrogen from a liquid substrate fermentation effluent, and to the use of this device for the production of hydrogen. The device of the invention comprises in particular a membrane reactor (2) comprising an envelope defining an interior volume (20), said interior volume comprising two compartments sealed together, namely a gas outlet manifold (26a) and a compartment effluent (24) to be filled by the liquid substrate fermentation effluent; hollow fibers (28) each formed by a tubular wall surrounding a fiber day, said tubular wall being liquid tight and gas permeable, the hollow fibers being accommodated in said effluent compartment and arranged so that their day of fiber communicates with said gas outlet manifold sealingly with respect to the liquid effluent when present in the effluent compartment; and a gas outlet (30) communicating between said gas outlet manifold and said hydrogen extraction means (4; 104); the assembly being arranged in such a way that the passage of a gas or a mixture of gases from the liquid effluent when it is in the effluent compartment via the fiber day of the hollow fibers into said hydrogen extraction means is done freely or by means of a flushing gas.
Description
DISPOSITIF DE PRODUCTION D’HYDROGÈNE DESCRIPTION
Domaine technique
La présente invention se rapporte à un dispositif de production d’hydrogène à partir d’un effluent liquide de fermentation de substrat, ainsi qu’à l’utilisation de ce dispositif et à un procédé pour la production d’hydrogène.
La présente invention trouve son application industrielle dans la production même d’hydrogène, mais aussi dans la fabrication des dispositifs permettant cette production.
Les références entre crochet ([..]) renvoient à la liste des références à la fin de la partie « Exemples ».
Art antérieur
Actuellement, la perspective d’une économie de l’hydrogène présente beaucoup d’intérêt, tant au niveau scientifique qu’industriel ou politique. Ceci grâce aux propriétés de l’hydrogène, molécule non carbonée avec une densité énergétique forte. L’hydrogène est d’abord un réactif pçur l’industrie, qui consomme actuellement la quasi-totalité de l’hydrogène produit dans le monde, la moitié étant utilisé par l’industrie pétrolière pour le raffinage du pétrole [1], et 40% pour la production d’ammoniac [2], Mais il est également de plus en plus perçu comme un vecteur énergétique, soit par combustion directe, qui n’est pas le procédé optimal, soit par son utilisation dans des piles à combustible pour la production électrique, ou la production de biocarburant conventionnel, permettant la capture des molécules de dioxyde de carbone.
Le rapport réalisé par l’office parlementaire d’évaluation des choix scientifiques et technologiques du parlement français [3] donne de bonnes perspectives à l’introduction de l’hydrogène comme vecteur énergétique. Les applications variées de l’hydrogène y sont soulignées, ainsi que le potentiel des unités de production décentralisée pour la réduction des coûts de transport.
La production d’hydrogène ou dihydrogène s'obtient généralement par des procédés de reformage catalytique d’hydrocarbures fossiles. Le dihydrogène est par exemple généré à partir du gaz naturel, ou à partir d'autres hydrocarbures avec des degrés divers d’efficacité. On retient de ces procédés les nombreux désavantages en termes de coût et de pollution de l’écosystème.
Le dihydrogène peut également être extrait de l'eau par des procédés de réduction chimique ou de thermolyse.
Le dihydrogène peut également être produit par des procédés biologiques, par exemple au moyen d’algues. Toutefois, cette méthode très peu polluante par rapport aux extractions chimiques à partir d’hydrocarbures, n’est pas adaptée actuellement à une production industrielle.
Au-delà de ces considérations de production, le transport de l’hydrogène implique des coûts importants. Chaque année, la France produit environ 920 000 tonnes d’hydrogène dont la majorité est directement consommé sur le site de production. Une partie importante (40%) est produite par vaporeformage du méthane, celui-ci étant plus facile à transporter de site en site [1]. L’utilisation de procédés de production renouvelable sur site, à partir de déôhets, permettrait d’alimenter les procédés consommateurs d’hydrogène en limitant la consommation d’énergie et la production de gaz à effet de serre.
Des analyses du cycle de vie des procédés de production d’hydrogène montrent que les procédés de production par voie biologique peuvent potentiellement être compétitifs par rapport aux procédés thermochimiques de conversion de la biomasse, par exemple par gazéification, pyrolyse, liquéfaction hydrothermale, avec un impact environnemental positif [4].
Les coûts de production sont à mettre en parallèle avec le véritable coût de l’hydrogène à l’achat, comprenant conditionnement et transport du produit. Les grandes unités centralisées de production industrielle de reformage catalytique ne permettent pas le transport de l’hydrogène en petite quantité à l’échelle locale sans observer une explosion des coûts de transport. Llutilisation de systèmes de production à plus petite échelle, adaptés au contexte énergétique et industriel local permettrait d’optimiser les coûts et l’efficacité énergétique du réseau de distribution de l’hydrogène.
Il existe donc dans ce contexte général un réel besoin de trouver des moyens alternatifs à ceux de l’art antérieur permettant notamment de résoudre les problèmes précités et de produire localement, à coût réduit et avec un procédé écologique, de l’hydrogène en quantité industrielle afin de pouvoir utiliser d’avantage l’hydrogène, notamment pour la production d’énergie propre.
Exposé de l’invention
Les présents inventeurs répondent précisément à ce besoin en fournissant un dispositif et son utilisation qui apporte une solution aux nombreux problèmes précités de l’art antérieur.
Il s’agit d’un dispositif, son utilisation et d’un procédé de production biologique d’hydrogène par fermentation d’une biomasse couplée à une séparation de type membranaire.
La présente invention se rapporte notamment à un dispositif notamment de production d’hydrogène à partir d’un effluent liquide de fermentation de substrat, ledit dispositif comprenant un réacteur membranaire ou « module membranaire », le réacteur membranaire étant connecté directement ou indirectement à un moyen d’extraction d’hydrogène, ledit réacteur membranaire comprenant : une enveloppe définissant un volume intérieur, ledit volume intérieur comprenant deux compartiments étanches entre eux, à savoir un collecteur de sortie de gaz (26 bis) et un compartiment à effluent (24) destiné à être rempli par l’effluent liquide de fermentation de substrat, des fibres creuses formées chacune par une paroi tubulaire entourant un jour de fibre, ladite paroi tubulaire étant étanche aux liquides et perméable aux gaz, les fibres creuses étant logées dans ledit compartiment à effluent et agencées de manière à ce que leur jour de fibre communique avec ledit collecteur de sortie de gaz de manière étanche par rapport à l’effluent liquide lorsqu’il est présent dans le compartiment à effluent, et une sortie de gaz communiquant entre ledit collecteur de sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène, ledit compartiment à effluent, lesdites fibres creuses, ledit collecteur de sortie de gaz, ladite sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène étant agencés de manière à ce que le passage d’un gaz ou d’un mélange de gaz provenant de l’effluent liquide lorsqu’il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d’extraction d’hydrogène se fasse librement ou au moyen d’un gaz de balayage.
La présente invention permet de mettre en oeuvre un processus biochimique de transformation de la biomasse en hydrogène, moins énergivore que les processus thermochimiques de l’art antérieur, tels que la gazéification, la pyrolyse, etc., ou d’autres processus biochimiques, pour la production et l’extraction d’hydrogène ou bio-hydrogène par fermentation. Le rendement énergétique maximum du procédé de fermentation obscure est de 67%, en pratique de 15 à 33%, valeur bien supérieure par exemple à celle du procédé de photolyse de l’eau.
Le dispositif de la présente invention est particulièrement utile pour mettre en oeuvre une production d’hydrogène par fermentation obscure. On entend par « fermentation obscure » au sens de la présente invention, la fermentation anaérobie qui consiste en la transformation par fermentation de substrats organiques en bio-hydrogène. Il s’agit d’un processus complexe réalisé par diverses communautés de microorganismes, impliquant une série de réactions biochimiques utilisant trois étapes similaires de la digestion anaérobie. Le procédé de fermentation obscure diffère de la photo-fermentation en ce qu’elle se déroule en l’absence de lumière.
Ainsi, sans contrainte d’apport de lumière et en conditions anaérobie, le processus de fermentation obscure correspond à la dégradation de composés organiques par un consortium microbien anaérobie, permettant de produire de l’hydrogène en continu, par exemple à partir de déchets fermentescibles, par exemple lors d’une fermentation autorégulée.
La présente invention permet par exemple avantageusement la production et l’extraction d’hydrogène à partir de déchets organiques à basse température, par exemple de 35 à 39°C ou sur une gamme plus étendue, par exemple de 20°C jusqu’à 70°C [5], à partir de biomasses, y compris de boues de station d’épuration et de boues industrielles. Une biomasse d’origine agricole a par exemple été utilisée pour alimenter en continu le biecéacteur membranaire de la présente invention avec des résultats qui ont confirmé les très nombreux avantages de la présente invention.
Parmi les processus biochimiques connus pour la production d’hydrogène, seuls trois permettent une production directe d’hydrogène : la photo-fermentation, la photolyse de J’eau et la fermentation obscure. La fermentation obscure est le seul de ces processus ne nécessitant pas d’énergie lumineuse, ce qui réduit la demande énergétique de la mise en fonctionnement en continu du système. De plus, la fermentation obscure est le processus qui permet d’obtenir les meilleures productivités en hydrogène, jusqu’à 25 mmolH2/Lmiiieu/h contre 2,5 mmolH2/Lmiiieu/h pour la photolyse de l’eau et 10 mmolH2/Lmiiieu/h pour la photo-fermentation [6].
Selon l’invention, par « effluent liquide de fermentation de substrat », on entend tout effluent liquide d’origine naturelle ou non pouvant comprendre notamment les éléments nutritifs qui sont nécessaires à un consortium microbien pour lui permettre de produire de l’hydrogène par un processus de fermentation ; les éléments nutritifs pouvant provenir d’une biomasse, et d’autre part, pouvant comprendre un consortium microbien capable de produire de l’hydrogène par ce processus de fermentation.
Les éléments relatifs à l’effluent liquide de fermentation de substrat dans le cadre de la présente invention sont développés ci-dessous, en référence à l’utilisation du dispositif de l’invention pour la fabrication d’hydrogène, son utilisation, et au procédé de l’invention.
Le substrat ou biomasse quant à lui constitue la « nourriture » de ce consortium bactérien. Par « substrat » ou « biomasse » au sens de la présente invention, on entend toute matière liquide, solide, semi-solide, suspension, boues, déchets fermentes cibles utilisable par le consortium bactérien, présent dans le substrat lui-même et/ou complémenté, pour générer un processus de fermentation permettant de produire de l’hydrogène. Le substrat ou biomasse constitue un effluent liquide de fermentation de substrat. Il peut s’agir par exemple d’une boue de station d’épuration, de déchets organiques d’origine naturelle ou non, d’origine animale, végétale ou humaine, de déchets ultimes issus par exemple de l’industrie agricole, par exemple vinicole ou vitivinicole, ou alimentaire, de déchets organiques fermentescibles peu valorisables par d’autres voies, etc. L’un des nombreux avantages de la présente invention apparaissant ici est qu’elle peut avantageusement être mise en œuvre à partir de déchets organiques métabolisables disponibles localement, pour une production locale d’hydrogène.
Par exemple, la biomasse peut être avantageusement issue de la filière vitivinicole, qu’elle qu’en soit l’origine géographique. Il peut s’agir par exemple de bourbes, marcs, gâteaux de filtration, lies, marcs épuisés, eaux de rinçage des matériels de récolte, de tri et de vinification. La génération de déchets organiques, y compris les souS-produits tels que les marcs de raisin, les bourbes, les lies, les rafles et boues déshydratées, les eaux de rinçage des pressoirs, les eaux de rinçage des cuves de débourbage, est considérée comme l’un des problèmes les plus importants auxquels doit faire face l’industrie mondiale du vin. Le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention apportent également une solution à ce problème. En outre, l’avantage de cette biomasse, est qu’elle ne nécessite pas d’apport d’inoculum microbien, ni d’apport nutritionnel, ni de prétraitement thermique tendant à supprimer l’activité des microorganismes consommant de l’hydrogène.
Le dispositif de l’invention est ainsi dédié à la valorisation de biomasses pour la production d’hydrogène et permet d’optimiser la production et l’extraction d’hydrogène à partir de cette biomasse, quelque soit le milieu dans lequel la biomasse est cultivée ou duquel la biomasse provient.
Selon l’invention, le réacteur membranaire ou bioréacteur membranaire (BRM) comprend les éléments essentiels précités. Les éléments du réacteur membranaire sont décrits ci-après et les exemples de réacteurs membranaires selon l’invention sont également décrits ci-dessous et dans la partie « Exemples » ci-dessous. A titre d’exemple, on peut citer un réacteur membranaire de la marque SEPAREL (marque déposée) et Liqui-Cel (marque déposée).
Le réacteur de la présente invention est donc de toute préférence obscure, c’est-à-dire qu’il ne laisse pas passer la lumière jusqu’à l’effluent. Cela s’applique au réacteur membranaire et également aux réacteurs supplémentaires dans lesquel l’effluent de fermentation de substrat est présent, en statique ou en circulation.
Selon l’invention, les fibres creuses peuvent avantageusement être des microfibres. Selon l’invention, le diamètre des fibres peut être choisi en fonction du diamètre et/ou de longueur du réacteur membranaire. Par exemple, les fibres peuvent avoir un diamètre interne de 0,2 à 15 mm, par exemple de 0,2 à 10 mm, par exemple de 0,2 à 5 mm, par exemple de 0,4 à 0,5 mm, avec, indépendamment ou respectivement, par exemple un diamètre externe de 0,3 à 20 mm, par exemple de 0,3 à 15 mm, par exemple de 0,3 à 10 mm, par exemple de 0,3 à 5 mm, par exemple de 0,7 à 0,9 mm. La longueur des fibres dépend bien sûr de la longueur du réacteur membranaire, ces fibres parcourant de préférence toute la longueur du réacteur membranaire. A titre purement illustratif, pour un diamètre interne de l’enveloppe de 50 mm par exemple, la longueur des fibres peut être de 30 cm.
Selon l’invention, les fibres creuses peuvent avantageusement être en matériau polymère ayant une perméabilité sélective ou non sélective aux gaz. Lorsque la perméabilité est sélective, elle peut permettre préférentiellement le passage d’hydrogène dans le jour de fibre des fibres creuses pour sa collecte. Lorsque la perméabilité est non sélective, l’ensemble des gaz, par exemple C02 et H2 traversent la paroi des fibres creuses et se retrouvent dans le jour de fibre de ces fibres.
Il peut s’agir par exemple de fibres constituées de tout matériau connu de l’homme du métier et permettant cette perméabilité aux gaz et imperméabilité à l’effluent. Selon l’invention, il peut s’agir par exemple d’un matériau utilisable comme matériau d’ultrafiltration. Il peut s’agir d’un matériau choisi parmi du polytétrafluoroéthylène (PTFE), polysulfone, matrimid/polybenzimidazole, polyméthylsilane, etc.
Selon l’invention, les parois des fibres peuvent comprendre par exemple des pores de 0,05 à 0,15 micromètre, par exemple de 0,08 à 0,12 micromètre, par exemple d’environ 0,1 micromètre, en particulier pour une extraction non sélective des gaz issus de la fermentation. Selon l’invention, les parois des fibres peuvent non poreuse ou comprendre par exemple des pores de 0,5 à 20 nm, par exemple 0,5 à 10 nm, par exemple de 0,5 à 2 nm, par exemple de 2 à 5 nm pour une extraction sélective de l’hydrogène.
Dans ce cas, de manière générale, il pourra s’agir d’une fibre constituée d’un matériau membranaire de perméation.
Selon l’invention, le réacteur membranaire peut comprendre par exemple un nombre de fibres dépendant du diamètre dudit réacteur et/ou de la longueur et/ou du diamètre des fibres. En fonction du volume d’effluent présent ou passant dans le réacteur et du volume de gaz produit par la fermentation, le nombre de fibres est de préférence suffisant pour permettre une récupération optimale du gaz produit par la fermentation, et donc de l’hydrogène. A titre d’exemple uniquement, le volume des fibres creuses peut occuper environ 5 à 30% du volume du réacteur, par exemple de 7 à 10%. Ce nombre est choisi notamment afin d’optimiser la surface de contact entre l’effluent et les gaz dans le jour de fibre des fibres creuses et pour permettre un écoulement optimal de l’effluent dans le réacteur pour la production de gaz, donc de l’hydrogène. Par exemple, pour un réacteur d’environ 5 cm de diamètre, le nombre peut être par exemple de 200 à 500 fibres, par exemple d’environ 220 à 260 fibres creuses de dimension telles qu’exemplifiées ci-dessus.
Selon l’invention, ledit compartiment à effluent du réacteur membranaire, lesdites fibres creuses, ledit collecteur de sortie de gaz, ladite sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène sont agencés de manière à ce que le passage d’un gaz ou d’un mélange de gaz provenant de l’effluent liquide de substrat de fermentation lorsqu’il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d’extraction d’hydrogène se fasse librement ou au moyen d’un gaz de balayage.
Par exemple, les fibres peuvent être maintenues ensemble au niveau du collecteur de sortie de gaz, dans un manchon étanche qu’elles traversent, laissant en communication libre le jour de fibre creuse avec le collecteur de sortie de gaz, tout en préservant l’étanchéité par rapport au compartiment à effluent. Le manchon étanche peut être par exemple en résine ou en tout autre matériau permettant d’être traversé de manière étanche par les fibres sans les écraser.
De préférence, le réacteur membranaire est positionné verticalement dans le dispositif de la présente invention lors de son utilisation. Ainsi, selon l’invention, lorsque le dispositif de l’invention est utilisé, un ciel de gaz se forme dans la partie supérieure du réacteur membranaire, au niveau du collecteur de sortie de gaz.
Dans le dispositif de la présente invention, le volume intérieur défini par l’enveloppe du réacteur membranaire peut comprendre par exemple un collecteur d’entrée, le compartiment à effluent étant logé entre ledit collecteur d’entrée et ledit collecteur de sortie, ledit collecteur d’entrée étant séparé de manière étanche dudit compartiment à effluent, chaque fibre creuse étant agencée de manière à traverser ledit compartiment à effluent et de manière à ce que lesdits collecteurs communiquent entre eux via ledit jour de fibre.
De la même manière, selon l’invention, les fibres peuvent également être maintenues ensemble au niveau du collecteur d’entrée, dans un manchon étanche qu’elles traversent, laissant en communication libre le jour de fibre creuse avec le collecteur d’entrée, tout en préservant l’étanchéité par rapport au compartiment à effluent. Le manchon étanche peut être par exemple constitué d’une résine, par exemple une résine époxy ou en tout autre matériau permettant d’être traversé de manière étanche par les fibres sans les écraser.
Selon l’invention, le réacteur membranaire peut comprendre : une entrée d’effluent de fermentation de substrat communiquant entre l’extérieur de ladite enveloppe et ledit compartiment à effluent, une sortie d’effluent de fermentation de substrat communiquant entre ledit compartiment à effluent et l’extérieur de ladite enveloppe, ledit dispositif pouvant comprendre une boucle de recirculation hydraulique de l’effluent connectée d’un côté à la sortie d’effluent et de l’autre à l’entrée d’effluent.
Dans le dispositif de la présente invention, la boucle de recirculation peut être agencée de manière à permettre une recirculation « directe » ou « indirecte » de l’effluent de fermentation de substrat entre ladite sortie d’effluent et ladite entrée d’effluent.
Selon l’invention, par recirculation « directe », on entend le fait que le dispositif peut être muni d’une communication hydraulique permettant de faire circuler l’effluent à l’extérieur du réacteur membranaire, à partir de la sortie d’effluent de fermentation de substrat, par exemple pour améliorer l’homogénéité entre l’effluent de sortie et l’effluent de fermentation de substrat à l’entrée dudit compartiment à effluent, par exemple pour permettre d’analyser les paramètres de pH, de pression, d’activité de fermentation, de température de l’effluent, etc., par exemple pour réguler la température de l’effluent, par exemple pour enrichir l’effluent en consortium microbien, avant sa réinjection par l’entrée d’effluent de fermentation. Ce circuit peut être muni des éléments nécessaires aux analyses et/ou régulation de température et/ou ajout de compléments précités, et, avantageusement des éléments nécessaires à la régulation de ces paramètres pour maintenir à un niveau optimisé la production d’hydrogène.
Selon l’invention, par recirculation « indirecte », on entend le fait que le dispositif peut comprendre en outre un réservoir destiné à accueillir l’effluent de fermentation de substrat et agencé en communication hydraulique avec le compartiment à effluent du réacteur membranaire. Cette communication hydraulique peut être une communication avec la sortie de l’effluent du réacteur membranaire d’upgjDart et avec l’entrée de l’effluent du réacteur membranaire d’autre part. Ce réservoir peut être destiné à contenir l’effluent de fermentation de substrat avant son injection dans le réacteur membranaire et à recevoir, de manière continue ou discontinue, l’effluent sortant du réacteur membranaire. Ce réservoir peut être par exemple un réacteur double enveloppe, par exemple munis d’un système d’agitation, par exemple aussi munis de moyens de chauffage et/ou de refroidissement, par exemple aussi, munis de moyens de régulation de la température et des autres paramètres précités, de préférence automatiques, par exemple aussi de moyens permettant d’ajouter des nutriments utiles au consortium bactérien pour optimiser son activité de production d’hydrogène, par exemple aussi pour ajouter du consortium bactérien, afin d’entretenir les conditions optimales de fermentation opérée pour produire de l’hydrogène selon la présente invention. Ainsi, ces moyens de chauffage, refroidissement, régulation et autres, peuvent être ceux connus de l’homme du métier pour la culture et/ou l’entretien d’une fermentation. Ce réservoir ou réacteur peut également être muni d’un système de dégazage de l’effluent avant son injection dans le réacteur membranaire, système de dégazage qui peut être par exemple un système par bullage d’azote dans le réservoir. Ce réservoir ou réacteur supplémentaire peut être utile notamment pour préparer l’effluent de fermentation de substrat avant son entrée dans le réacteur membranaire, par exemple pour l’homogénéiser, pour l’acclimatation du consortium bactérien utilisé, pour l’addition éventuelle de composés nutritifs et/ou de consortium bactérien permettant d’initier ou de renouveler le milieu initial et éviter un appauvrissement du consortium microbien, pour ajouter de l’eau, par exemple lorsque l’effluent ne pourrait pas circuler autrement, et plus généralement pour le contrôle de l’effluent et la régulation de sa qualité pour la production d’hydrogène dans le réacteur membranaire. Il peut comprendre des moyens d’agitation en continu de l’effluent, en vue de son injection dans le réacteur membranaire. Ces moyens peuvent par exemple être sous la forme de pales mécaniques de mélange, dont la résistance est adaptée à la viscosité de l’effluent.
Selon l’invention, la circulation de l’effluent entre ladite sortie d’effluent et ladite entrée d’effluent peut se faire sans connexion.
Selon l’invention, les compartiments du réacteur membranaire peuvent être agencés successivement de bas en haut selon l’ordre suivant : le collecteur d’entrée, le compartiment à effluent, puis le collecteur de sortie.
Dans le dispositif de la présente invention, on peut aussi avantageusement prévoir des moyens d’injection d’un gaz de balayage à l’intérieur des fibres creuses via ledit collecteur d’entrée. L’application d’un gaz de balayage selon l’invention permet d’augmenter de manière inattendue de près de 35% le rendement en d’hydrogène. Les inventeurs ont constaté que la vitesse d’extraction des gaz produits joue un rôle important sur la production d’hydrogène. Selon l’invention, les moyens d’injection d’un gaz de balayage peuvent comprendre un réservoir de gaz à injecter et des moyens de contrôle et de régulation du gaz injecté. Il peuvent également comprendre des moyens de récupération du gaz issu de l’extraction de l’hydrogène à partir du gaz produit par la fermentation, ou gaz recyclé, et éventuellement de filtration de ce gaz recyclé, afin de réinjecter ce gaz recyclé en tant que gaz de balayage dans les fibres creuses du réacteur membranaire.
Selon l’invention, le réacteur membranaire peut également être muni d’un moyen de chauffage et/ou de refroidissement de son contenu, en particulier de l’effluent qui s’y trouve, ainsi qu’un moyen de contrôle et de régulation de la température de cet effluent.
Selon l’invention, le moyen d’extraction d'hydrogène peut avantageusement comprendre un moyen de séparation de l’hydrogène du gaz provenant du réacteur membranaire via les fibres creuses, et un moyen d’évacuation de l’hydrogène séparé, ce moyen d’évacuation étant de préférence apte à être branché à un dispositif de stockage de gaz. Ce moyen de séparation de l’hydrogène peut être un moyen classique connu de l’homme du métier. Il peut s’agir par exemple d’un moyen d’élimination du dioxyde de carbone par adsorption par des éthanolamides ou par dissolution à chaud dans une solution de carbonates, par exemple de potassium. Il peut s’agir également d’une adsorption sélective sur un lit de tamis moléculaire (« PSA » pour « Pressure Swing Adsorption » ou «TSA» pour «Thermal Swing Adsorption») [7], [8]]. It peut s’agir également d’une technologie membranaire, par exemple de perméation [9]-
Selon l’invention, le dispositif peut avantageusement comprendre des moyens de chauffage et des moyens de refroidissement, ainsi que des moyens de contrôle et de régulation de la température, ces moyens devant permettre de réguler la température de manière à ce qu’elle soit optimale, notamment pour l’activité du consortium microbien en présence, tel que défini ci-dessous, pour la production d’hydrogène. Ces différents moyens peuvent être positionnés au niveau du réacteur membranaire et/ou au niveau du ou des réacteur(s) supplémentaire(s), le cas échéant.
Selon l’invention, le dispositif peut comprendre en outre un container de stockage de substrat ou de biomasse, qui peut s’ajouter au réservoir supplémentaire, le cas échéant, et être en communication hydraulique avec ce dernier. Un tel container peut être dédié par exemple au stockage du substrat ou de la biomasse, en attendant son utilisation vja le réservoir supplémentaire. Il peut s’agir d’un réacteur permettant de maintenir une température de stockage, telle que décrite dans la présente, ou d’augmenter cette température en vue de l’utilisation du substrat pour la production d’hydrogène selon l’invention. Une préparation de la fermentation peut avoir lieu dans ce container, et un effluent de fermentation de substrat peut être produit pour être injecté dans le réservoir supplémentaire, pour régulation et acclimatation en vue de son injection dans le réacteur membranaire.
Les différents éléments du dispositif de l’invention peuvent être reliés entre eux, pour la régulation des communications hydrauliques, par un ensemble de vannes, et, le cas échant de systèmes de contrôle et<le régulation de l’ouverture et de la fermeture de ces vannes.
La présente invention se rapporte également à l’utilisation d’un dispositif selon l’invention pour la fabrication d’hydrogène, ainsi qu’à un procédé de fabrication d’hydrogène qui peut avantageusement être mis en œuvre grâce au dispositif de l’invention. L’effluent liquide de fermentation de substrat, pouvant servir d’inoculum microbien, utilisable pour mettre en œuvre la présente invention, contient un ensemble de microorganismes ou « consortium microbien » à l’origine du phénomène de fermentation producteur de gaz, dont l’hydrogène. Ce consortium existe déjà dans les déchets d’origine naturelle ou peut être constitué ou complémenté artificiellement à partir d’un mélange de microorganismes connus de l’homme du métier pour produire de l’hydrogène. Par exemple, dans des déchets issus de la filière vitivinicole, comme décrits ci-dessous, le consortium microbien a été isolé et comprend majoritairement une flore microbienne appartenant aux genres Enterobacter/Klebsiella/Kluyvera/Buttiauxella pour les marcs, par exemple marcs de raisin et aux espèces Clostridium saccharobutylicum, Clostridium spp. (saccharoperbutylacetonicum, beijerinckii, puniceum, diolis, roseum), Streptococcus spp. (lutetiensis, infantarius, equinus, luteciaé), Clostridium butyncum pour les bourbes. Ce consortium peut par exemple être utilisé pour la production d’hydrogène par fermentation obscure de biomasses agricoles, par exemple car il pré-existe dans le substrat ou la biomasse utilisée, ou parce qu’il est inoculé dans ladite biomasse pour l’enrichir en microorganismes actifs pour la production d’hydrogène.
Pour la mise en œuvre du procédé de l’invention, on peut en effet noter que le consortium microbien présent dans la biomasse peut contenir des microorganismes hydrogénotrophes qui vont consommer H2 pour la synthèse de méthane, par exemple archées méthanogènes hydrogénotrophes, ou de l’acétate, par exemple bactéries homoacétogènes. Plusieurs stratégies de prétraitement du consortium existent et peuvent être utilisées lors de la mise en œuvre du procédé de l’invention afin de limiter l’activité de ces bactéries, par exemple par aération, traitement acido-basique, traitement thermique ou chimique [10]. D’un point de vue thermodynamique, la présence de H2 dans le milieu réactionnel, inhibe la réaction de production de ce gaz. Cet effet mène ainsi à l’utilisation du substrat pour d’autres voies métabiques, par exemple pour la production d’autres métabolites comme l’éthanol ou le lactate [12]. Il a été montré qu’il est possible de limiter l’impact négatif lié à une pression partielle de H2 élevée sur la production d’hydrogène par notamment l’utilisation de souches pures tolérantes à l’hydrogène [13]. L’extraction de l’hydrogène produit du milieu réactionnel est un paramètre important du fonctionnement du bioréacteur afin de limiter sa consommation par les microorganismes et d’augmenter son rendement [11], [14]. Le dispositif de l’invention permet cette extraction de manière très avantageuse, tout au long de la production d’hydrogène dans le bioréacteur membranaire, soit librement, soit, avantageusement, selon l’invention, par entrainement au moyen d’un gaz de balayage, par exemple l’azote de l’air ou le dioxyde de carbone.
Selon l’invention, l’effluent de fermentation de substrat est liquide. Si la biomasse est trop épaisse, on ajoutera de l’eau, sans qu’il y ait nécessité que cette eau soit propre. Il peut s’agir par exemple d’eaux issues d’un processus de nettoyage de cuves ou d’eaux de rivière ou de processus d’épuration d’eaux usées. Ce mélange de la biomasse avec de l’eau peut par exemple être réalisé dans un réacteur supplémentaire tel que défini ci-dessus, l'effluent obtenu étant ensuite injecté dans le réacteur membranaire pour la production d’hydrogène.
La température de fermentation utilisée peut également avoir un impact important sur les espèces bactériennes actives dans le milieu réactionnel. En culture pure, la performance du bloréacteur est ainsi liée aux conditions optimales de l’espèce ou des espèces bactériennes utilisées pour la production d’hydrogène, par exemple les mésophiles, les thermophiles, et les hyperthermophiles. Dans le cas d’utilisation de cultures mixtes, ce sont les conditions opératoires qui permettent l’émergence d’espèces bactériennes adaptées, parmi les espèces présentes dans le consortium global. L’utilisation d’un même inoculum permettra donc dans des conditions de température différentes, le développement d’espèces différentes, plus ou moins performantes pour la production d’hydrogène. Ainsi, en fonction des microorganismes potentiellement présents dans l’inoculum mixte, la température optimale de fermentation est adaptée. La température optimale de l’effluent pendant la mise en oeuvre du procédé de l’invention peut aisément être adaptée en fonction de l’origine de la biomasse ou du substrat, par exemple à partir d’une identification des microorganismes en présence et/ou en partant d’une température d’effluent à environ 35 à 39°C et en recherchant par variation progressive de température la température à laquelle la production d’hydrogène est optimale. A titre d’exemple, lorsque la biomasse est d’origine vitivinicole et/ou lorsque le consortium microbien en est issu ou est similaire à celui-ci, la température optimale se situe autour de 37°C +/- 2°C. La régulation de température peut être réalisée, comme décrit ci-dessus, par des moyens de régulation de la température, de chauffage et/ou de refroidissement. S’agissant de microorganismes, le pH de l’effluent peut également influencer le processus de fermentation, et donc la production d’hydrogène. Le pH de l’effluent se trouve de préférence à des valeurs optimales pour la fermentation. Selon l’invention, le pH de l’effluent présent dans le compartiment à effluent lors de l’étape de fermentation peut par exemple être avantageusement maintenu à un pH allant de 5 à 7. A titre d’exemple, lorsque la biomasse est d’origine vitivinicole et/ou lorsque le consortium microbien en est issu ou est similaire à celui-ci, le pH optimal se situe autour de 5,5 +/- 0,2. L’homme du métier saura déterminer, à partir de milieux de culture réalisés sur différentes boîtes de pétrie ou en suspension, par exemple en condition d’anaérobie stricte ou non, et à différents pH déterminer la zone de pH la plus appropriée pour la mise en œuvre du procédé de l’invention.
Selon l’invention, lors de l’utilisation du dispositif ou de la mise en œuvre du procédé, l’hydrogène produit qui se retrouve dans le jour de fibre des fibres creuses peut être entraîné librement vers le moyen d’extraction d’hydrogène par la poussée de gaz produit dans le jour des fibres creuses ou, avantageusement au moyen d’un gaz de balayage, de préférence neutre, c’est-à-dire ne réagissant pas chimiquement dans les conditions de fonctionnement du réacteur avec l’hydrogène produit, par exemple l’azote, ou par exemple le dioxyde de carbone, pouvant provenir du recyclage des gaz produits. Le flux du gaz de balayage est choisi de manière à entraîner les gaz produits ayant traversé la paroi desdites fibres creuses. La différence de pression transmembranaire permet le transfert des gaz produits dudit compartiment à effluent vers le jour des fibres creuses.
Selon l’invention, le gaz de balayage peut être injecté dans le jour de fibre des fibres creuses à une pression ou un débit juste suffisant(e) pour pousser les gaz, produits par la fermentation dans le réacteur membranaire, qui se retrouve dans le jour de fibre des fibres creuses. Cela évite de produire trop de gaz à traiter pour l’extraction de l’hydrogène en sortie du réacteur membranaire selon l’invention. Le flux de gaz de balayage est donc réglé en fonction de la production de gaz de fermentation grâce à la présente invention.
Le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention permettent ainsi, par la séparation des gaz produit à partir de l’effluent grâce aux parois des fibres creuses, et avantageusement avec en plus un balayage par un gaz de balayage, d’éviter la présence de H2 au contact de l’effluent ou dissous dans l’effluent, ce gaz inhibant la production de ces gaz. Le rendement de production d’hydrogène est ainsi notablement amélioré grâce à la présente invention.
En outre, grâce au procédé d’invention, de manière inattendue, les inventeurs ont constaté également une optimisation de production des acides organiques, par exemple d’acide acétique, d’acide butyrique, d’acide lactique, d’acide fumarique, d’acide succinique, ainsi qu’une optimisation de production d’alcools, par exemple de d’éthanol, de butanol, etc. Ainsi, au même titre que l’hydrogène, la présente invention se rapporte également à l’utilisation du dispositif de l’invention et au procédé correspondant pour la fabrication d’acides organiques et/ou d’alcools. Dans le cas où la production d’acides organiques et/ou d’alcools est l’objectif de mise en oeuvre de la présente invention, les éléments relatifs à l’extraction d’hydrogène ne sont pas utiles, et peuvent être utilisés optionnellement ou incidemment. Les conditions d’optimisation de la fermentation pour cette production organique sont par exemple celles développées dans la présente, axée pour la production de ces produits, y compris avec le balayage du jour de fibre des fibres creuses par un gaz de balayage. L’utilisation et le procédé de l’invention peuvent ainsi comprendre les étapes suivantes : immersion de fibres creuses telles que définies dans la présente dans un effluent liquide de fermentation de substrat tel que défini dans la présente, l’immersion étant réalisée dans un compartiment à effluent tel que défini dans la présente, fermentation du substrat de manière à générer un mélange gazeux, récupération du mélange gazeux via le jour de fibre des fibres creuses, extraction de l’hydrogène à partir du mélange gazeux récupéré via le jour de fibre des fibres creuses.
En d’autres termes, selon l’invention, la fabrication d’hydrogène suivant le procédé ou l’utilisation du dispositif de la présente invention peut comprendre : une étape de remplissage du compartiment à effluent par un effluent liquide de fermentation de substrat, de manière à ce que les fibres creuses logées à l’intérieur du compartiment à effluent soit immergées dans ledit effluent, une étape de fermentation du substrat à l’intérieur du réacteur membranaire, une étape de collecte des gaz produits lors de l’étape de fermentation.
Selon l’invention, l’étape de fermentation et ladite étape de collecte peuvent avantageusement être poursuivies en laissant s’accumuler des dépôts de particules et/ou de microorganismes à la surface extérieure des fibres et entre celles-ci. Les inventeurs ont en effet constaté de manière inattendue que l’accumulation de ces dépôts de particules et/ou microorganismes concourrait à immobiliser les microorganismes dans le réacteur membranaire et apporter un bénéfice à la production d’hydrogène par rapport à un réacteur agité en fonctionnement continu.
Selon l’invention, lorsque le dispositif de l’invention comprend un réservoir supplémentaire en communication hydraulique avec ledit compartiment à effluent, ladite utilisation ou ledit procédé peut avantageusement comprendre : une étape de remplissage dudit réservoir avec ledit effluent liquide de fermentation de substrat, une étape de mise en communication du réservoir avec le compartiment à effluent, suivie de ladite étape de remplissage du compartiment à effluent avec l’effluent liquide de fermentation de substrat, une étape d’alimentation en continu du compartiment à effluent en effluent liquide de fermentation de substrat depuis ledit réservoir.
Ainsi, selon l’invention, le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention permettent une production en continu d’hydrogène, incluant, le cas échéant une circulation en continu de l’effluent de fermentation de substrat dans le réacteur membranaire.
Selon l’invention, la température interne dudit réservoir supplémentaire, lorsqu’il est utilisé pour stocker l’effluent ou la biomasse avant son utilisation, est de préférence contrôlée de manière à être inférieure à 10°C, de préférence inférieure à 5°C, par exemple d’environ 4°C. Ceci permet de ne pas enclencher le processus de fermentation dans ledit réservoir supplémentaire, c’est-à-dire avant pénétration dans le réacteur membranaire ou bioréacteur.
Selon l’invention, le procédé ou l’utilisation peut comprendre également ou en outre : une étape d’arrêt de production d’hydrogène, puis une étape dans laquelle le réacteur membranaire est purgé de l’effluent liquide de fermentation de substrat, puis une étape de nettoyage du compartiment à effluent et des fibres creuses, réalisée de manière à conserver un film microbien vivant sur la surface externe de ces fibres creuses, puis une nouvelle étape de remplissage du compartiment à effluent par l’effluent liquide de fermentation de substrat avec les mêmes fibres creuses et ledit film bactérien conservé.
Selon l’invention, l’étape de nettoyage du compartiment à effluent, en particulier des fibres creuses, est un nettoyage qui de préférence n’abîme pas les fibres creuses. Ce rinçage peut être réalisé avec de l’eau, par exemple avec un pH qui peut être ajusté pour la préservation du biofilm formé par le consortium bactérien sur les fibres.
Cette eau peut contenir un détergeant doux, type RBS, de préférence bien dilué, ou bien de l’eau de javel avec du chlore à 1 ppm.
Des tests de fermentation de substrat ont été ainsi réalisés, sans apport d’inoculum bactérien microbien extérieur, en utilisant un biofilm créé à la surface des fibres creuses en contact avec l’effluent au cours des tests de fermentation précédents, avec des résultats tout aussi satisfaisants que ceux obtenus avec un ensemencement initial. La fermentation a rapidement débuté puis s’est stabilisée pour une production continue d’hydrogène. Un rendement et une productivité en hydrogène importants ont été obtenus, très compétitifs avec les tests utilisant un inoculum bactérien fraîchement prélevé à la station d’épuration, ce qui révèle l’intérêt du dispositif membranaire de la présente invention pour la stabilisation du consortium bactérien, et plus largement microbien, producteur d’hydrogène sur les fibres creuses. De plus, ces résultats montrent une simplicité de mise en oeuvre à grande échelle du procédé de l’invention, en limitant les besoins de réensemencement du milieu réactionnel.
Selon l’invention, l’utilisation ou le procédé peut avantageusement comprendre une étape de dégazage de l’effluent liquide de fermentation de substrat avant son introduction dans le compartiment à effluent, notamment lorsque l’effluent ou la biomasse se trouve dans un réacteur supplémentaire tel que décrit ci-dessus.
Selon l’invention, l’utilisation ou le procédé peut avantageusement comprendre un temps d’acclimatation de la biomasse et/ou de l’effluent de fermentation de substrat contenant un consortium bactérien ou microbien dans le dispositif de l’invention, notamment dans le réacteur membranaire et/ou, le cas échéant dans le réacteur supplémentaire tel que décrit ci-dessus, par exemple de 5 heures. Il s’agit notamment d’une phase initiale d’acclimatation des microorganismes dans le dispositif de l’invention, phase qui est par exemple préférable au démarrage de fermentations en continu afin d’atteindre rapidement une production optimisée d’hydrogène. L’homme du métier saura aisément déterminer la durée de ce temps d’acclimatation qui précède en quelque sorte la phase de production d’hydrogène, par exemple en suivant l’activité fermentaire dans l’effluent de fermentation de substrat. Cette phase peut correspondre par exemple à la phase initiale d’un test de référence en mode de fonctionnement « semi-batch », une fois la fermentation à son maximum de production, par exemple au bout d’environ 4 à 6 heures dans le bioréacteur, le réacteur de fermentation contenant l’effluent de fermentation de substrat acclimaté peut ensuite être alimenté en continu en substrat ou biomasse.
Selon l’invention, un tel dégazage et/ou un tel temps d’acclimatation a (ont) avantageusement permis d’améliorer encore les performances du dispositif, de son utilisation et du procédé de l’invention, notamment en permettant une production continue et efficace d’hydrogène pendant plus de 400 heures.
Les inventeurs ont ainsi développé un dispositif et une méthode économique et propre de production d’hydrogène qui permettra certainement d'accélérer la mise en place d'une « économie hydrogène ».
Le dispositif, son utilisation et le procédé de la présente invention permettent d’obtenir un gain énergétique très satisfaisant à partir de déchets ultimes, peu valorisables par d’autres voies. L’alimentation réussie en éléments nutritifs avec des déchets de biomasse agricole permet de valider une utilisation industrielle.
La production de H2 par la fermentation obscure en utilisant le dispositif ou le procédé de la présente invention, est moins énergivore et peut être réalisée dans des conditions non stériles, en utilisant des cultures mixtes et des déchets organiques peu coûteux comme substrats.
La mise en fonctionnement en continu du dispositif de l’invention a été réalisée avec succès et a permis le passage au fonctionnement du module membranaire, non seulement en couplage avec un réacteur supplémentaire, mais aussi seul en tant que bioréacteur membranaire.
En outre, l’utilisation du bioréacteur membranaire (BRM) de la présente invention seul offre d’excellentes perspectives puisqu’elle montre une meilleure stabilité de la production d’hydrogène que des dispositifs de l’art antérieur, notamment avec réacteur agité continu (RAC).
En outre, l’utilisation de la biomasse agricole utilisée par les inventeurs de la présente, dont la production annuelle française est de 850 000 tonnes, permettrait de produire 20 000 000 m3 d’hydrogène par an.
Egalement, le dispositif, son utilisation et le procédé de l’invention peuvent facilement et avantageusement s’adapter aux flux de boues de station d’épuration et de déchets organiques métabolisables disponibles localement. D’autres avantages pourront encore apparaître à l’homme du métier à la lecture des exemples, illustrés par les figures annexées, donnés à titre illustratif.
Brève description des figures
La figure 1 représente schématiquement une vue en coupe longitudinale d’un exemple de réacteur membranaire utilisable dans le dispositif de l’invention et/ou pour la mise en oeuvre du procédé de l’invention.
La figure 2 représente schématiquement une vue d’ensemble d’un premier exemple de dispositif de la présente invention.
La figure 3 représente schématiquement une vue d’ensemble d’un second exemple de dispositif de la présente invention.
EXEMPLES
Exemple 1 : exemple de réacteur membranaire utilisable dans le dispositif de l’invention et/ou pour la mise en œuvre du procédé de l’invention
Dans cet exemple, on décrit un réacteur membranaire, ci-après « module membranaire », à fibres creuses utilisable pour l’extraction des gaz à partir d’un effluent selon l’invention.
Ce réacteur est schématisé sur la figure 1 annexée. Il comprend: une enveloppe 20 définissant un volume intérieur, ledit volume intérieur comprenant deux compartiments étanches entre eux, à savoir un collecteur de sortie de gaz 26 bis et un compartiment à effluent 24, également appelé calandre, destiné à être rempli par l’effluent liquide de fermentation de substrat ; des fibres creuses 28 formées chacune par une paroi tubulaire entourant un jour de fibre, ladite paroi tubulaire étant étanche aux liquides et perméable aux gaz, les fibres creuses étant logées dans ledit compartiment à effluent et agencées de manière à ce que leur jour de fibre communique avec ledit collecteur de sortie de gaz de manière étanche par rapport à l’effluent liquide lorsqu’il est présent dans le compartiment à effluent, et une sortie de gaz 30 communiquant entre ledit collecteur de sortie de gaz et ledit moyen d’extraction d’hydrogène. une entrée d’effluent 34 de fermentation de substrat communiquant entre l’extérieur de ladite enveloppe 20 et ledit compartiment à effluent 24, et une sortie d’effluent 38 de fermentation de substrat communiquant entre ledit compartiment à effluent 24 et l’extérieur de ladite enveloppe.
Le compartiment à effluent, les fibres creuses, le collecteur de sortie de gaz, la sortie de gaz et le moyen d’extraction d’hydrogène sont agencés de manière à ce que le passage d’un gaz ou d’un mélange de gaz provenant de l’effluent liquide lorsqu’il se trouve dans le compartiment à effluent via le jour de fibre des fibres creuses jusque dans ledit moyen d’extraction d’hydrogène (non représenté sur la figure 1) se fasse librement ou au moyen d’un gaz de balayage. L’enveloppe 20, incluant le compartiment à effluents 24, est constituée d’une matière plastique Elle peut notamment comprendre une calandre métallique, ou formée d’un autre matériau tel que le PVC.
Cette enveloppe 20 est opaque afin de permettre la fermentation obscure dans le compartiment à effluent 24.
Le module membranaire utilisé est composé de 238 fibres creuses en polytétrafluoroéthylène (PTFE), d’un diamètre interne de 0,45 mm et d’un diamètre externe de 0,87 mm et dont le diamètre des pores est de l’ordre de 0,1 pm.
Celles-ci sont disposées dans un volume utile avec un taux de remplissage de 8,5%. Selon un exemple de réalisation ce volume utile est de 478 mL.
Dans l’exemple illustré, le volume intérieur de l’enveloppe 20 comprend un collecteur d’entrée 22 bis. Le compartiment à effluent 24 est logé entre le collecteur d’entrée 22 bis et le collecteur de sortie 26 bis, le collecteur d’entrée 22 bis étant séparé de manière étanche dudit compartiment à effluent 24.
Le collecteur d’entrée de gaz comprend une entrée de gaz 32, permettant notamment la connexion à un moyen d’injection de gaz.
Chaque fibre creuse 28 est agencée de manière à traverser le compartiment à effluent 24 et de manière à ce que les collecteurs 22 bis et 26 bis communiquent entre eux via le jour de fibre.
Les fibres creuses sont maintenues ensemble d’une part par un premier manchon 22 au niveau du collecteur d’entrée 22 bis d’un gaz de balayage, d’autre part un deuxième manchon 26 au niveau du collecteur de sortie 26 bis de gaz. Ces deux manchons 22 et 26 sont en résine époxy et assurent l’étanchéité au niveau des fibres qui les traversent, afin de ne pas laisser passer l’effluent liquide au niveau des collecteurs d’entrée et de sortie de gaz, tout en laissant en communication libre le jour de fibre creuse avec le collecteur de d’entrée 22 bis et le collecteur de sortie 26 bis de gaz.
Le flux de liquide pouvant circuler dans le compartiment à effluent 24 de ce module, ce module étant délimité par la calandre, de bas en haut, entre l’entrée d’effluent 34 et sa sortie 38, permet la relative mise en suspension des matières solides potentiellement présentes dans l’effluent liquide de fermentation de substrat.
Comme on peut l’observer en figure 1, l’entrée d’effluent 34 et la sortie d’effluent 38 sont transversales, à savoir qu’elles débouchent sur les côtés du compartiment à effluent.
Ici l’entrée d’effluent 34 est proche du manchon 22 séparant le compartiment à effluent 24 du collecteur d’entrée 22bis. La distance entre cette entrée d’effluent 34 et ce manchon 22 définit un volume mort sous la hauteur à laquelle arrive l’effluent. Il y a peu, voire pas, de circulation d’effluent dans ce volume mort. Ce volume mort peut être mis à profit pour laisser la possibilité d’un dépôt de particules solides contenus dans l’effluent ou pour permettre le développement d’un consortium bactérien également à ce niveau.
Dans une réalisation alternative, non représentée, au lieu d’arriver transversalement, la sortie d’effluent et/ou l’entrée d’effluent arrive(nt) respectivement par le haut et/ou par le bas.
Par exemple, la sortie d’effluent arrive en haut de la calandre, à côté de la sortie de gaz mais sans communiquer avec elle. Dans ce cas, la sortie d’effluent comprend une conduite qui traverse le collecteur de sortie de gaz, tout en étant étanche avec l’intérieur du collecteur de sortie de gaz. Cette conduite traverse ensuite le manchon séparant ce collecteur de sortie de gaz et le compartiment à effluent et débouche dans le compartiment à effluent, soit à ras de ce manchon, soit à distance de celui-ci.
De même, l’entrée d’effluent peut arriver en bas de la calandre, à côté de l’entrée de gaz mais sans communiquer avec elle. Dans ce cas, l’entrée d’effluent comprend une conduite qui traverse le collecteur d’entrée de gaz, tout en étant étanche avec l’intérieur du collecteur de d’entrée de gaz. Cette conduite traverse ensuite le manchon séparant le collecteur d’entrée de gaz et le compartiment à effluent et débouche dans le compartiment à effluent, soit à ras tfe-ce manchon 26, soit à distance de celui-ci, ménageant dans ce dernier cas un volume mort.
Placé en position verticale, un ciel gazeux se forme dans la cavité supérieure du réacteur membranaire, au-dessus de la sortie liquide 38. Par exemple, ce ciel gazeux a un volume moyen de 55 mL dans l’exemple de réalisation où le volume utile est de 478 mL. Un volume de liquide de 423 ± 5 mL est donc présent dans le volume prévu pour l’effluent dans la calandre du module membranaire de cet exemple.
Le chauffage du compartiment à effluent à la température de fermentation est réalisé par la circulation d’eau d’un bain thermostaté (Polystat 5A - Bioblock Scientific) dans un serpentin compact composé d’un tube flexible vinyle entourant la calandre.
Ce module ou bioréacteur membranaire (BRM) selon l’invention a été testé dans plusieurs dispositifs conformes à la présente invention. Des exemples sont présentés ci-après.
Exemple 2 : exemple d’un premier dispositif selon la présente invention
Le système utilisé est défini afin de pouvoir fonctionner en mode continu. Il est représenté sur la figure 2 annexée.
Il comprend un réservoir d’alimentation 10 en verre à double parois thermostaté Scilabware (marque de commerce), pouvant contenir une solution ou milieu de fermentation de substrat. Il est utilisé pour alimenter le réacteur membranaire de l’exemple 1, ou bioréacteur membranaire (BRM) 2, à un débit régulé par une pompe péristaltique 70 (Ismatec IP, marque de commerce).
Une mise en circulation du milieu est réalisée avec une seconde pompe péristaltique 61 dans une boucle de recirculation 6 sur laquelle est réalisé l’ajout de la solution de substrat ou biomasse et une évacuation 75 à débit équivalent de l’effluent excédentaire sortant, dans le but de réguler le volume du milieu au sein du BRM 2. Afin de conserver les conditions d’anoxies strictes dans le milieu réactionnel, un dégazage continu du substrat ou biomasse est réalisé par bullage d’azote (non représenté) dans le réservoir 10 de solution d’alimentation.
Afin d’éviter la fermentation du substrat dans le réservoir d’alimentation 10, un liquide de refroidissement provenant d’un bain thermostaté 56 (Cryostat TC40 - Huber couplé à un Polystat 5A - Bioblock Scientific) circule entre les doubles parois du réservoir d’alimentation 10. Le bain thermostaté peut être relié à un moyen de régulation thermique 58, permettant de maintenir la température de ce bain à 4°C.
Cela permet que la fermentation du substrat débute essentiellement, voire exclusivement, dans le bioréacteur membranaire BRM 2. Le réservoir d’alimentation 10 est rélié en série à la boucle de recirculation 6 via une canalisation d’alimentation 73. Cette canalisation d’alimentation 73 rejoint donc la canalisation 60 de la boucle de recirculation 6, qui joint la sortie d’effluent 38 à l’entrée d’effluent 34, permettant ainsi l’arrivée de nouveau substrat dans le compartiment à effluent 24.
La canalisation d’alimentation comprend une vanne d’alimentation 72 et la pompe péristaltique 70, dont respectivement l’ouverture et le débit sont contôlés de manière à alimenter en continu le bioréacteur membranaire 2 en effluent, substrat ou biomasse.
Pour réguler le pH à l’intérieur du compartiment à effluent 24, la canalisation 60 de la boucle de recirculation est reliée à un contenant 64 rempli d’une solution basique, par exemple une solution de soude (NaOH). Une sonde 62 de pH mesure la valeur du pH dans la canalisation 60. Une pompe péristaltique 66 permet de contrôler le débit de solution basique dans la boucle de recirculation 6, en fonction des mesures reçues par la sonde 62 de pH. Ce contrôle peut être par exemple automatisé.
Un sonde de pression 68 mesure la différence de pression dans la canalisation 60 de la boucle de récirculation 6, entre la sortie d’effluent 38 et l’entrée d’effluent 34.
Dans cet exemple, une vanne d’échantillonnage 74 sur la canalisation 60 de la boucle de recirculation 6 permet éventuellement de réaliser des prélèvements pour analyse microbiologique. Une vanne d’échantillonnage 74 bis sur la canalisation de l’évacuation de flux 75 permet éventuellement de réaliser des prélèvements de l’effluent sortant, par exemple pour mesurer la teneur en sucre.
La canalisation 60 peut comprendre également l’évacuation de flux 75 agencée pour évacuer le surplus de liquide dans la boucle de recirculation 6. Par exemple, une sortie libre par trop plein permet d’évacuer le surplus d’effluent de fermentation de substrat.
Un liquide ou liquide caloporteur, par exemple de l’eau, provenant d’un autre bain thermostaté 52 (Polystat 5A - Bioblock Scientific - commercialisée par Fisher Scientific ) circule dans un serpentin entourant la calandre 24 du BRM 2. Ce bain thermostaté 52 est relié à un moyen de régulation thermique 54, permettant de maintenir la température de ce bain entre 35°C et 39°C.Le serpentin peut être formé par un tube flexible en vinyle. Il peut être agencé de manière compacte autour de la calandre, notamment avec ses spires jointives.
Le moyen d’injection du gaz de balayage 8 est branché sur l’entrée de gaz 32 du collecteur d’entrée 22 bis. Ce moyen d’injection 8 comprend une source en azote 48, ainsi qu-’ene vanne et un débimètre massique 50 (Brooks Instrument - Modèle 5850E) couplés à un régulateur (Brooks Instrument - Modèle 0254) pour contrôler le débit de l’azote.
Le gaz de balayage, ici l’azote, circule du collecteur d’entrée 22 bis au collecteur de sortie 26 bis, via les jours de fibres. Il s’évacue ensuite par la sortie de gaz 30, qui est branché à un moyen d’extraction de gaz 4.
Le nombre de pièges à froids ou pièges froids n’est pas limitatif, et le moyen d’extraction 44 peut comprendre deux pièges froids, opérant notamment entre 2 et 3°C et un séparateur gaz/liquide à membrane est installé en série sur la ligne de sortie des gaz du BRM 2.
Les pièges froids plongent dans un bain dont la température est réglée par exemple par un Cryostat TC40 de la marque Huber. Le séparateur peut être par exemple un EIF 3S5SEC25 commercialisé par CTB Choffel. Ils sont, de préférence, agencés de manière à condenser les liquides avant l’arrivée du flux de gaz vers l’analyse en ligne par pGC-TCD.
Le moyen d’extraction de gaz 4 comprend un piège froid 44 et un cryostat 42 agencés pour piéger les éventuels condensats.
Le moyen d’extraction 4 comprend également éventuellement un moyen de séparation de l’hydrogène d’autres gaz, notamment du dioxyde de carbone.
Le moyen d’extraction 4 comprend un moyen d’évacuation de l’hydrogène séparé, notamment un évent 12, apte à être, notamment, branché à un dispositif de stockage de gaz.
Un chromatographe en phase gazeuse 46, par exemple un microchromatographe en phase gazeuse constitué de deux modules équipés de détecteurs à conductivité thermique (encore appelé GC-TCD, pour « Gas Chromatography - Thermal Conductivity Detector »), est branché en amont du moyen d’évacuation 12 et en aval du moyen de séparation (non représenté) pour permettre d’analyser le gaz produit. Ledit microchromatographe peut par exemple être de la marque Agilent.
Les modèles et marques, notamment d’appareils, de dispositifs de mesure et réservoir utilisés dans cet exemple sont cités à titre non limitatif. Ils correspondent aux modèles utilisés dans les essais réalisés en laboratoire pour cet exemple.
Exemple 3 : exemple d’un deuxième dispositif selon la présente invention
Selon un autre exemple, illustré en figure 3, la boucle de recirculation 106 est agencée de manière à permettre une recirculation indirecte du substrat entre ladite sortie d’effluent 38 et ladite entrée d’effluent 34.
Dans cet exemple 3, le réservoir d’alimentation 10 et son moyen de refroidissement (non représenté en figure 3), le bioréacteur membranaire (BRM) 2 et ses moyens de régulation thermique 52, 54, et le moyen d’injection de gaz 8 sont identiques à ceux de l’exemple 2. Leurs références sont donc identiques et leur description ne sera pas reprise en détail.
Dans l’exemple 3, la boucle de recirculation 106 comprend un réacteur supplémentaire 103 en communication hydraulique avec le BRM 2. Ce réacteur est destiné à accueillir l’effluent de fermentation de substrat.
Cette communication hydraulique peut être une communication avec la sortie de l’effluent 38 du BRM 2 d’une part, et une communication hydraulique avec l’entrée de l’effluent 34 du BRM 2, d’autre part. Ce réacteur supplémentaire 103 peut être destiné à contenir l’effluent avant son injection dans le BRM 2 et à recevoir, de manière continue ou discontinue, l’effluent sortant du BRM 2.
Ce réacteur supplémentaire 103 est, dans cet exemple un réacteur double enveloppe muni d’un agitateur 101 avec des pales afin d’agiter en continu l’effluent, en vue de son injection dans le BRM 2. Le réacteur supplémentaire 103 forme donc un réacteur agité en continu (RAC).
Par exemple, le réacteur supplémentaire 103 peut être un réacteur de la marque Büchi AG. Par exemple, pour un BRM 2 de 478 mL, le réacteur supplémentaire 103 peut avoir un volume interne de 1,0 à 1,5 L.
Un liquide caloporteur provenant d’un bain thermostaté 156 circule entre les doubles parois du réacteur supplémentaire 103. Le bain thermostaté est relié à un moyen de régulation thermique 158, permettant de maintenir la température de ce bain entre 35°C et 39°C.
Le réacteur supplémentaire 103 peut comprendre une sonde thermique 159, par exemple connectée à un moyen de régulation thermique 158.
Pour réguler le pH à l’intérieur du réacteur supplémentaire 103, et par conséquent dans la boucle de recirculation 106 et dans le BRM 2, le réacteur supplémentaire 103 est relié à un contenant 164 rempli d’une solution basique, par exemple une solution de soude (NaOH). Une sonde 162 de pH mesure la valeur du pH dans la canalisation reliant la sortie d’effluent 38 du BRM 2 au réacteur supplémentaire 103. Un régulateurautomatique de pH 166 actionne une vanne branchée entre le contenant 164 et le réacteur supplémentaire 103.
Comme régulateur de pH on peut utiliser, par exemple, le modèle BL 7916 commercialisé par la société HANNA Instruments.
Afin d’améliorer l’homogénéisation du milieu de fermentation avant sont injection dans le réacteur, une mise en circulation du milieu réactionnel, à savoir de l’effluent de fermentation de substrat, est réalisée avec une pompe péristaltique 161 dans la boucle de recirculation 106, sur laquelle est réalisé l’ajout de substrat ou de biomasse. Cette pompe 161 est branchée en communication hydraulique en entrée au réacteur supplémentaire 103 et en sortie à l’entrée d’effluent 34 du BRM 2. La vanne 160 sur la boucle de recirculation 106 permet de couper cette communication hydraulique. Cette vanne de recirculation 160 et la pompe péristaltique 161 permettent ainsi, par le contrôle respectivement de l’ouverture de la vanne et du débit de la pompe 161 de contrôler la recirculation.
Un sonde de pression 168 mesure la différence de pression dans les canalisations de la boucle de recirculation 106, entre la sortie d’effluent 38 et l’entrée d’effluent 34.
Dans cet exemple, deux vannes d’échantillonnage 174 agencées respectivement sur le réacteur supplémentaire 103 et sur la canalisation reliant la pompe 161 de la boucle de recirculation 106 à l’entrée d’effluent 34, par exemple pour mesurer la teneur en sucre.
La boucle de recirculation 106 peut comprendre également une évacuation de flux agencée entre le BRM 2 et le réacteur supplémentaire 103, pour évacuer le surplus de liquide dans la boucle de recirculation 106. Par exemple, une vanne (non représentée) reliée à une pompe péristaltique 163 peut contrôler cette évacuation à un débit équivalent de l’effluent ou milieu de fermentation de substrat excédentaire, dans le but de réguler le volume du milieu au sein du BRM 2 et dans le réacteur supplémentaire 103.
Une autre vanne d’échantillonnage 174 bis sur la canalisation permettant l’évacuation de flux permet éventuellement de réaliser des prélèvements de l’effluent sortant, par exemple pour mesurer la teneur en sucre.
Ce réacteur supplémentaire 103 peut également être muni d’un système de dégazage de l’effluent de fermentation de substrat avant son injection dans le BRM 2, système de dégazage qui peut être par exemple un système 147 et 150 par bullage d’azote dans le réservoir. Ce système comprend par exemple une source en azote 147, ainsi qu’une vanne et un débimètre massique 150 pour contrôler le débit de l’azote.
Le réservoir d’alimentation 10 alimente le BRM 2 à un débit régulé par une pompe péristaltique 170 (Ismatec IP, marque de commerce). Ce réservoir d’alimentation 10 peut également être muni d’un système de dégazage (non représenté) du substrat ou biomasse avant son injection dans la canalisation 173.
Le réservoir d’alimentation 10 est relié en série à la boucle de recirculation 106 via une canalisation d’alimentation 173. Cette canalisation d’alimentation 173 rejoint donc la canalisation de la boucle de recirculation 106, dans cet exemple entre la pompe de recirculation 161 et l’entrée d’effluent 34, permettant ainsi l’arrivée de substrat ou biomasse dans le compartiment à effluent 24.La canalisation d’alimentation comprend une vanne d’alimentation 172 et la pompe péristaltique 170, dont respectivement l’ouverture et le débit sont contrôlés de manière à alimenter en continu le BRM 2 en substrat ou biomasse.
Le moyen d’injection de gaz de balayage 8 est branché sur l’entrée de gaz 32 du collecteur d’entrée 22 bis de la même manière que pour l’exemple 2 et ne sera pas davantage décrit.
Un moyen d’extraction de gaz 104 est relié à la sortie de gaz 30 du BRM 2 et à une sortie de gaz du réacteur supplémentaire 103, via deux circuits de gaz correspondants 141 et 143. On peut ainsi également récupérer de l’hydrogène qui serait produit dans le réacteur supplémentaire 103.
Ce moyen d’extraction de gaz 104 comprend un ensemble de pièges froids 144 et un cryostat 142 agencés pour piéger les éventuels composés condensables (« condensais » une fois piégés) dans les circuits de gaz correspondant 141 et 143.
Le moyen d’extraction 104 comprend également éventuellement un ou des moyens de séparation (non représentés) de l’hydrogène des autres gaz produits, notamment du dioxyde de carbone.
Le moyen d’extraction 104 comprend un moyen d’évacuation de l’hydrogène séparé, notamment un évent 112, apte à être, notamment, branché à un dispositif de stockage de gaz.
Dans cet exemple, chacun des circuits de circulation de gaz débouche sur ce moyen d’évacuation 112, de sorte que l’hydrogène provenant du BRM 2 et du réacteur supplémentaire 103 peuvent être collectés à un unique moyen d’évacuation 112.
Deux chromatographes en phase gazeuse à détecteur de conductivité thermique 146 et 147 sont branchés en amont du moyen d’évacuation 112 et en aval des moyens de séparation^ pour permettre d’analyser les gaz produits.
Les modèles et marques, notamment d’appareils, de dispositifs de mesure, réacteur et réservoir utilisés dans cet exemple sont cités à titre non limitatif. Ils correspondent aux modèles utilisés dans les essais réalisés en laboratoire pour cet exemple.
Exemple 4' Exemples de biomasses et d’utilisation d’un dispositif selon l’invention L’apport de composés nutritifs au milieu réactionnel ou effluent de fermentation de substrat a permis de renouveler le milieu initial (ou aclimaté), et d’éviter un appauvrissement en nutriments préjudiciable à la production d’hydrogène. Il a été réalisé, soit par ajout ponctuel directement sur la boucle de recirculation, soit par ajout continu dans la solution d’alimentation de substrat ou de biomasse. L’utilisation de bourbes issues de la filière ou vitivinicole comme substrat réel ou biomasse d’alimentation du consortium bactérien ou microbien a été réalisé avec le module membranaire de l’exemple 1.
Lors de l’utilisation d’un milieu riche en glucides et en nutriments (mélange modèle ou bourbes), un développement bactérien ou microbien est observé dans le réservoir d’alimentation 10 en substrat à température ambiante. C’est pourquoi, une réduction de la température du réservoir a été réalisée à environ 4°C. De plus, un nettoyage complet du réservoir est réalisé ponctuellement en cas de suspicion de contamination, par brossage avec détergent et rinçage à l’éthanol 70%. Cette intervention est réalisée en cours de fermentation, sans interruption d’alimentation, grâce à l’utilisation d’un volume tampon de substrat ou biomasse.
En plus de la procédure de nettoyage après utilisation, le nettoyage du bioréacteur membranaire est réalisé par vidanges et rinçages répétés de la calandre avec de l’eau de javel (1 ppm de chlore actif). Ce nettoyage permet de supprimer les particules présentes dans la calandre, mais son but n’est pas de détruire le biofilm qui peut s’établir sur les fibres creuses pendant la fermentation, afin de conserver son potentiel d’activité. Un réensemencement du réacteur membranaire 2 peut cependant être réalisé au début de chaque test de fermentation avec des boues activées de station d’épuration acclimatées, par exemple dans , dans cet exemplele réacteur supplémentaire 103. Un test de fermentation sans apport d’inoculum extérieur a été réalisé, avec apport de substrat d’alimentation contenant des nutriments, afin d’observer le potentiel de ce biofilm de production pour la production d’hydrogène par fermentation obscure.
Exemple 5 : Mise en fonctionnement d’un réacteur agité en continu (RAC)
Une phase d’acclimatation du consortium bactérien ou microbien s’est montrée avantageuse avant la mise en continu du dispositif de production d’hydrogène de l’invention. L’acclimatation des boues activées est effectuée dans un réacteur agité en mode de fonctionnement semi-batch (RASB) avec les paramètres optimisés en fonction des microorganismes en présence. La durée d’acclimatation est de 5 heures, durée correspondante au temps nécessaire au test réalisé sur la biomasse pour atteindre son maximum de production de gaz. Puis, une fois le palier de production en hydrogène atteint, le RAC est alimenté en continu par l’effluent de fermentation de substrat issu d’un réservoir, et une extraction continue de l’effluent sortant du réacteur est réalisée pour compenser l’alimentation en conservant un volume d’effluent dans le (RAC) sensiblement constant. Le mode de fonctionnement de cet exemple est non représenté. Une boucle de recirculation est mise en place, sur laquelle l’effluent sortant est prélevé et le substrat est ajouté, ce qui améliore l’homogénéisation du milieu réactionnel dans le réacteur membranaire. L’azote est utilisé comme gaz de balayage avec un débit de 10 mL/min pour l’extraction des gaz produits lors de la fermentation.
Un test de fermentation RAC-a a été réalisé dans le RAC avec un débit d’alimentation en substrat (DAS) de 0,62 ghexose/Lmiiieu/h et un temps de séjour hydraulique (TSH) de 73 heures. Ce test a permis la production de H2 sur une durée supérieure à 240 heures.
Une diminution de la production de H2est observée après environ 60 h, suivie d’une remontée importante vers un palier de production relativement stable. Cependant, une augmentation significative de la production en C02 est observée, celle-ci étant nettement supérieure à celle de H2à partir 140 h. Le profil de production a ainsi été divisé en trois phases de production stables dont les paramètres de production correspondants sont donnés dans le Tableau 1 ci-dessous.
Tableau 1 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose en fonctionnement RAC pour le test RAC-a
* la première valeur correspond à la moyenne du rendement d’hydrogène par mole d’hexose en faisant l’hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; la seconde valeur correspond à la moyenne du rendement d’hydrogène par mole d’hexose en faisant l’hypothèse d’un régime permanent. ** la première valeur correspond à la moyenne de la consommation en hexose en faisant l’hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; la seconde valeur correspond à la moyenne de la consommation en hexose en faisant l’hypothèse d’un régime permanent.
La première phase de fermentation étudiée, entre 7 h et 60 h, présente le rendement en hydrogène le plus élevé obtenu avec 1,95 molH2/molhexose consommé avec une productivité de 158 mLH2/Lrriiiieu/h. Cette première phase de fonctionnement présente de plus un rapport H2/C02 important 1,13, supérieur aux résultats observés lors des tests de fermentation en mode de fonctionnement en réacteur agité semi-batch (RASB).
La seconde phase de production identifiée se situe entre 70 h et 108 h de fermentation après, une baisse importante du rendement et de la productivité en hydrogène (respectivement -46-54% et -57%) dont la valeur minimale correspond à peu près au TSH appliqué au système (73 h) soit un renouvellement total du milieu réactionnel.
Enfin, une troisième phase, plus longue, s’établit après 160 h avec un rendement et une productivité similaire à ceux de la deuxième phase et un rapport H2/C02 stabilisé autour de 0,65, réduit de plus de 30% par rapport aux deux phases précédentes.
La baisse de productivité en hydrogène entre les deux phases peut s’expliquer par le fait qu’aucun nutriment hormis le glucose n’est additionné au milieu réactionnelà l’effluent de fermentation de substrat (pas de source d’azote ou de phosphore) et qu’une partie du consortium ou microbien est extrait du (RAC) par la régulation du volume dans celui-ci. La solution de substrat étant stockée sous air statique, l’hypothèse selon laquelle le milieu réactionnel se trouve en condition de microaérobie peut être également avancée ; l’introduction d’oxygène dans le bioréacteur RAC pouvant induire une modification du consortium bactérien ou microbien, expliquant La réduction de la production de H2 au profit de celle du C02. Enfin une troisième hypothèse, concerne l’accumulation de métabolites de fermentation dans le milieu réactionnel, avec des concentrations environ 10 fois plus élevés en éthanol, acide acétique et acide butyrique par rapport à un fonctionnement du réacteur agité en semi-batch. La présence de métabolites en concentration importante limite thermodynamiquement leur production et donc la coproduction d’hydrogène.
Dans l’optique d’améliorer les résultats de production en limitant la baisse de la productivité en hydrogène et du rapport H2/C02, un test de fermentation RAC-b a été réalisé avec une modification de la configuration par l’utilisation d’un TSH global de 12 h, réalisée par l’augmentation du débit volumique d’alimentation en substrat. Pour ce test RAC-b, la concentration de la solution d’alimentation a été réduite à 12 ghexose/L contre 50 ghexose/L pour le test RAC-a, afin d’obtenir un DAS d’environ 1 9hexose/Lmiiieu/h, donc augmenté de 60% par rapport au DAS de 0,62 9hexose/Lmîiieu/h du test RAC-a. La réduction du TSH doit permettre une amélioration, notammentd’augmenter le renouvellement du milieu réactionnel, en limitant l’accumulation des métabolites et leur impact potentiellement négatif sur la production d’hydrogène. La microaérobie, pouvant être générée par un apport faible mais continu d’oxygène dissous dans le substrat, crée des conditions favorables à l’émergence de voies métaboliques ou concurrentes. Afin d’éviter l’apport d’oxygène dans le milieu réactionnel, un dégazage continu est réalisé dans le réservoir du substrat.
Afin de mieux appréhender l’impact du TSH sur la fermentation, une augmentation par étape (12 h, 18 h puis 23 h) est réalisée au fur et à mesure du test de fermentation RAC-b. La modification du TSH est exécutée par modification de la concentration en substrat de la solution d’alimentation et du débit volumique d’alimentation, afin de conserver un DAS stable (environ 1 ghexose/Lmiiieu/h). Pour conserver un taux de recirculation fixe, le débit de recirculation est modifié de manière identique à celui de l’alimentation.
Le profil de production obtenu pendant le test de fermentation RAC-b est globalêtnent plus stable que pour le test de fermentation RAC- a, malgré les modifications de TSH effectuées. Le débit de production de H2 et de CO2 reste proche pendant toute la fermentation, sans inversion significative, ce qui permet de confirmer l’impact positif des conditions opératoires mises en oeuvre.Le Tableau 2 suivant donne les résultats obtenus pour l’utilisation des différents TSH utilisés avec le RAC. Il est à noter que les résultats obtenus pour un TSH de 73 h, testé lors du test de fermentation RAC-a, ne correspondent qu’à la période initiale du test (de 7 à 60 h) et ne prennent donc pas en compte la baisse de production de H2.
Tableau 2 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation erchexose efrfonction de temps de séjour hydraulique (TSH) pour le RAC
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Sur les trois TSH testés au cours du test de fermentation RAC-fa, le TSH de 12 h permet d’obtenir les meilleurs résultats de production de H2, avec un rendement de 0,93 moWmolhexose consommé et une productivité de 47 ml_H2/Lmiiieu/h· Cependant, une part relativement faible de l’h.gxose ajouté est consommée par la fermentation (38%). L’augmentation du TSH à 18 h résulte d’une baisse importante (-43%) de la productivité en H2, avec une légère diminution de la consommation en hexose à 32%, conduisant à une chute du rendement en hydrogène par moles d’hexose consommé (-30%). Une nouvelle baisse de ce rendement de 17% est observée lors de l’augmentation du TSH à 23 h, la consommation d’hexose (35%) restant relativement faible. Le rapport H2/CO2 est bon (1,0) pour le TSH de 12 h, et reste important (0,88) pour les TSH de 18 et 23 h, même après 160 h de fonctionnement. Comparé au résultat obtenu sur la phase initiale du test RAC-a, le rendement en hydrogène est 52% plus faible avec un TSH de 12 het la productivité en hydrogène est considérablement réduite de 158 à 47 rnL^/Lmiiieu/h. Ceci s’explique par le renouvellement rapide du milieu réactionnel avec un TSH court, la population bactérienne initialement présente dans l’inoculum bactérien est lessivé et n’a pas le temps de se développer suffisamment pour consommer la totalité du substrat, comme dans le cas du test RAC-b pour lequel le milieu réactionnel n’a pas été renouvelé (TSH de 73h).
Une analyse microbiologique du consortium bactérien présent dans le milieu réactionnel du RAC a été réalisée, pour trois échantillons : avec un TSH de 73 h (RAC-a) à 29 h (phase initiale) et à 241 h de fermentation (phase finale stable), et avec un TSH de 12 h (RAC-b) à 68 h de fermentation (Tableau 3). Ces résultats montrent que la majorité du consortium bactérien est composé de bactéries du phylum Firmicutes, avec plus de 75% des séquences analysées. Sur la phase de fermentation initiale, avec un TSH de 73 ou 12 h, le profil du consortium bactérien est très similaire, avec une large majorité de bactéries des genres Clostridium sensu stricto 1 et 10 (environ 91% des séquences analysées) avec l’espèce majoritaire commune Clostridium butyricum (29,2% et 52,8% respectivement pour les TSH de 73 h et 12 h).
Tableau 3 : Résultats obtenues par séquençage des échantillons de biomasses des tests de fermentation RAC-a et RAC-b - groupes ayant une abondance >1% pour au moins un des échantillons
Cependant, les autres espèces de bactéries de genre Clostridium présentent dans ces deux échantillons diffèrent dans leur répartition, avec une part importante de Clostridium barati (26,9%) pour le TSH de 73 h et une espèce indéterminée Clostridium (subterminale / thiosulfatireducens / sulfidigenes) pour le TSH de 12 h. Cette variabilité peut s’expliquer par l’évolution du consortium en fonction du temps, en effet l’échantillon du test RAC-a est prélevé à 29 h tandis que le celui du test RAC-b est prélevé à 68 h. Sachant que l’espèce majoritairement identifiée lors des tests RASB est Clostridium barati, celle-ci pouvant rester encore importante à 29 h de fermentation, alors que moins de la moitié du milieu réactionnel a été renouvelé. Tandis que dans le cas de l’échantillon utilisant un TSH de 12 h, le prélèvement à 68 h est réalisé après plusieurs renouvellements du milieu réactionnel, les bactéries présentes sont donc les mieux adaptées au mode de fonctionnement continu. L’espèce Clostridium barati semble donc être moins bien adaptée au mode de fonctionnement continu et sa population diminue au fur et à mesure du renouvellement du milieu réactionnel, pour devenir relativement minoritaire (3,2% dans l’échantillon RAC-b à 68 h). En revanche, l’espèce Clostridium butyricum, dont la population représentait moins de 10% en mode de fonctionnement RASB, est en évolution dans la phase initiale du RAC-a (29,2%) et devient l’espèce majoritaire après établissement du mode de fonctionnement continu dans l’échantillon du RAC-b (52,8%). Un raisonnement similaire peut être réalisé concernant l’apparition des espèces Clostridium subterminale et (subterminale / thiosulfatireducens / sulfidigenes) et la disparition de l’espèce non identifiée de Clostridium sp. (n° accession : LC020510). L’échantillon obtenu à 241 h de fermentation lors du test de fermentation RAC-a, donc après l’augmentation relative dë la production de CO2 par rapport à celle de H2, présente une diversité microbiologique plus importante, avec la présence d’espèces issues d’autres phylum (Actinobacteria et Bacteroidetes) en quantité importante (>10%) et la réduction importante des espèces majoritaires dans l’échantillon prélevé à 29 h de fermentation : Clostridium butyricum (2%) et Clostridium barati (0,6%). En revanche, d’autres bactéries du genre Clostridium ont émergé par rapport à l’échantillon de la phase initiale, en particulier l’espèce indéterminée Clostridium (subterminale / thiosulfatireducens / sulfidigenes) dont la représentativité augmente de 0,3 à 12,0%. L’émergence d’autres espèces du phylum Firmicutes est également observée, avec des espèces des genres Ruminiclostridium (16,4%), Sporolactobacillus (13,5%) et Ethanoligenens (10,9%).
Exemple 6 : Exemple de mise en fonctionnement du bioréacteur membranaire (BRM) selon l’invention avec un réacteur agité en continu (RAC) comme dans l’exemple précédent - mode de fonctionnement RAC/BRM
Après avoir identifié des conditions permettant un fonctionnement en continu efficace dans le RAC, décrit dans l’exemple 5, l’ajout du bioréacteur membranaire (BRM) au système a été expérimenté pour vérifier l’amélioration de l’extraction du gaz produit, et potentiellement augmenter la production d’hydrogène.
Dans un premier temps, le module membranaire a été ajouté sur la boucle de recirculation du RAC, afin de coupler ces deux dispositifs, de manière à correspondre au dispositif de la figure 3, décrit dans l’exemple 3. De la même façon que pour le RAC (exemple 5), une acclimatation des boues activées de station d’épuration est effectuée dans le réacteur agité en mode de fonctionnement semi-batch (RASB), puis une fois le palier de production en H2 atteint, une partie des boues acclimatées est transférée vers la calandre 24 du module membranaire 2. Ce test a permis d’améliorer et stabiliser le fonctionnement du module membranaire en bioréacteur membranaire.
Le bioréacteur membranaire (BRM) ou module membranaire 2 de la présente invention a été couplé avec un réacteur supplémentaire 103 qui est un réacteur agité continu (RAC) formant le dispositif avec couplage de la figure 3 (RAC/BRM).
Dans cette configuration avec couplage, une recirculation de l’effluent de fermentation de substrat s’effectue entre tes deux parties du système : le RAC 103 et le BRM 2. Les deux parties du système sont équipées d’une arrivée de gaz de balayage (provenant des sources de gaz 147 et 48) avec un débit de 10 mL/min et d’une sortie de gaz avec analyse en ligne (par les microchromatographes 147 et 146). Dans le cas du BRM 2, l’azote circule à l’intérieur des fibres creuses 28, le milieu réactionnel étant situé à l’extérieur, dans la calandre24. Les échantillons de milieu réactionnel prélevées par la vanne 174 de fond du RAC 103 correspondent à la sortie du RAC et donc à l’entrée du BRM, tandis que les échantillons prélevés en sortie de l’effluent par la vanne 174 bis correspondent à l’entrée du RAC. De même que le test RAC-a (exemple 5), ce test préliminaire RAC/BRM a été réalisé sans dégazage continu du réservoir d’alimentation 10 de substrat.
Un volume initial de boues activées de 1200 mL est utilisé comme inoculum ou microbien afin de permettre le remplissage de la calandre 24 du BRM 2 tout en conservant dans le RAC 103 un volume de liquide permettant le contrôle du pH et sa régulation. Le volume d’effluent de fermentation de substratdans la calandre 24 lors du fonctionnement est d’environ 440 mL, tandis qu’un volume moyen de 670 mL est maintenu dans le RAC 103 sur la durée du test. L’ajout de substrat est réalisé sur la boucle de recirculation 106, avant l’entrée dans la calandre 24 , ce qui permet d’envisager une production plus importante dans cette partie du système. Le temps de séjour hydraulique (TSH) global du système est de 99 h, tandis que les TSH sur les parties RAC 103 et BRM 2 sont plus courts avec respectivement 12 h et 7 h. Cette différence importante s’explique par l’utilisation d’un débit de recirculation de la pompe 161 important par rapport au débit d’alimentation en substrat de la pompe 170, taux de recirculation de 4,9.
Cette configuration permet de réaliser une production de H2 dans le BRM, avec une réserve de milieu réactionnel de volume relativement important dans le RAC, dans le but d’augmenter l’inertie du fonctionnement pour éviter le lessivage du consortium bactérien ou microbien présent dans le milieu réactionnel. Un débit d’alimentation en substrat (DAS) similaire à celui des tests réalisés lors du test du RAC-b (exemple 5) est utilisé pour alimenter la partie BRM du système (1,1 ghexose/L-BRM/h) ce qui correspond en fait à un DAS réduit sur la totalité du système (RAC/BRM) avec 0,5 ghexose/Lmiiieu/h. La régulation du pH du milieu réactionnel du système est exclusivement réalisée par l’ajout d’une solution de NaOH à 3 mol/L dans le RAC 103 par le système de régulation automatique 164-166. Une mesure du pH est réalisée directement en sortie du BRM 2 par la sonde 162 sur la ligne de recirculation 106 du milieu réactionnel. La production d’hydrogène étant principalement réalisé dans le BRM 2, la valeur de régulation du pH dans le RAC 103 est modifiée afin d’obtenir un pH d’environ 5,5 en sortie de la calandre 24.
Les profils de production des gaz (H2 et C02) ont été étudiés pour le RAC 103. Après transfert des boues dans le module membranaire, le profil de production de H2 dans le RAC 103 est proche de celui d’un test RASB pendant les 7 h suivantes. En effet, le consortium présent dans le RAC 103 continue de produire des gaz à partir du substrat introduit au temps initial (to), mais ne reçoit pas directement de substrat en continu. Après 13h30, une augmentation de la production en hydrogène est observée, ce qui correspond, approximativement à la période du TSH du milieu réactionnel dans le BRM 2 depuis le début de la mise en continu de l’alimentation en substrat. Le substrat résiduel non consommé dans la calandre 24 arrive, en effet, dans le RAC 103 et alimente le consortium bactérien ou microbien. Réacteur agité continu 103 (RAC) :
La période de production entre 20 h et 116 h est utilisée pour le calcul des paramètres de production (Tableau 4).
Tableau 4 :
Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose pour le test RAC/BRM
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Cette phase présente une production de C02 relativement constante, tandis que celle de H2, plus variable, fluctue entre 0,8 mLH2/Lmiiieu/min et 0,2 mL^/Lmiiieu/min. La productivité en hydrogène pendant cette période est faible avec 39 rnL/Lmjiieu/h), le consortium bactérien ou microbien ne reçoit en effet qu’une partie résiduelle du substrat introduit dans le système (partie non consommée dans le BRM 2). Un rendement en hydrogène de 0,95 molH2/molhexose consommé est calculé sur la phase de production du RAC, en prenant en compte les mesures de quantité de glucose ajouté (sortant du BRM 2) et résiduel (sortant du RAC 103). Ce rendement est relativement élevé compte tenu des conditions défavorables de pH régulé à 6,8 à partir de 29 h dans le RAC 103. Une consommation de 95% de l’hexose introduit dans le RAC est mesurée. De
même, le rapport molaire H2/CO2 calculé sur cette phase est relativement bon avec 0,93. L’évolution de la production de gaz dans le RAC 103 peut également s’expliquer par le pH appliqué dans celui-ci, nécessairement élevé (6,8) pour permettre l’obtention d’un pH de 5,5 en sortie du BRM 2. Le TSH moyen du milieu réactionnel dans le BRM 2 étant de 7 h, l’impact d’une modification du pH dans le RAC 103 n’est pas immédiatement observé en sortie du BRM 2, où est mesuré le pH ; les modifications de la valeur de régulation ont été réalisées en plusieurs étapes successives. Un pH de régulation de 6,8 dans le RAC 103 a finalement permis d’atteindre un pH de 5,4 en sortie de calandre 24. Le fonctionnement à un pH de 6,8 n’est pas impossible pour le consortium bactérien de production de H2, mais cela ne correspond pas aux conditions optimales. Le TSH moyen du milieu réactionnel dans le RAC 103 étant de 12 h, les bactéries de production d’hydrogène sont potentiellement impactées négativement par ces conditions de fermentation. De plus le pH étant d’environ 5 en sortie du BRM 2, un choc basique relatif est soumis aux bactéries arrivant dans le RAC 103. Bien que l’utilisation d’un choc acido-basique puisse permettre une sélection de bactéries sporulantes, l’utilisation en continu de ce procédé semble inadaptée. Ceci est une explication possible de modification dans le consortium bactérien, avec un impact négatif sur certaines bactéries productrices d’hydrogène.
Bioréacteur membranaire 2 (BRM) :
La production de gaz générée en parallèle par le BRM 2 est globalement plus importante. Après le transfert des boues acclimatées du RAC 103 vers le BRM 2 et le début de l’alimentation en substrat à to + 5 h, une zone de production stable est observée entre 8 h et 36 h. Un rendement de 1,70 moWmolhexose consommé est atteint, bien supérieur au rendement obtenu sur la période initiale du test RAC-b avec un TSH de 12 h (exemple 5). Le DAS utilisé ici, calculé sur la partie BRM est de 1,1 ghexose/Lmilieu/h, proche de celui utilisé pour le test RAC-b (1 ghexose/Lmiiieu/h). Dans les deux cas, le consortium bactérien ou microbien ne métabolise pas tout le substrat ; mais la consommation est plus importante avec le BRM, 53-58% contre 29-38% avec le RAC. De plus, avec le système couplé RAC/BRM, la partie résiduelle de substrat est transférée au RAC 103 qui en consomme la quasi-totalité. Le rendement du système global est donc amélioré. La valeur de la productivité (149 rnLH2/Lmiiieu/h) est trois fois plus importante sur cette période que sur celle du RAC-b avec un TSH de 12 h (47 mLh2/Lmiiieu/h). Le rapport H2/C02 (1,11) est élevé et comparable à ceux obtenus en phases initiales lors des tests dans le RAC (exemple 5).
Après cette première phase de production stabilisée, la production en H2 et en C02 décroît assez fortement jusqu’à 68 h (respectivement -55% et -27%), puis la production remonte. Cette baisse de production est accompagnée d’une inversion des courbes de production de H2 et de C02, avec une baisse du rapport H2/C02 de 1,11 à 0,68, la production de C02 étant moins impactée que celle de H2. Ces effets négatifs sur la production d’hydrogène semblent plus liés à l’accumulation d’acides, en particulier organiques, dans le milieu réactionnel qu’au pH lui même.
Cette accumulation aurait pour effet l’apparition de voies fermentaires secondaires, non productrices de H2, mais de C02. En effet, malgré les modifications de la valeur de régulation du pH dans le RAC 103, le pH en sortie du BRM 2 reste inférieur à 5,3 jusqu’à to + 68 h, correspondant au moment où la production commence à remonter.
Une troisième phase de production stabilisée s’établit dans le BRM 2 après la remontée de la production entre 90 h et 145 h. La valeur de rendement obtenue sur cette période est relativement faible (0,79 molH2/molhexose consommé) et peut être expliquée par l’empreinte de voies métaboliques non productrices de H2, mais de C02, puisque la consommation en hexose est elle en augmentation (+31% entre les phases 1 et 3). La microaérobie du milieu réactionnel liée à l’alimentation en substrat non dégazé peut être à l’origine de ce phénomène. En revanche, la valeur de productivité en H2 est importante, comparée à celles observées lors du test en RAC-a (exemple 5), en deuxième et troisième phase stabilisée (autour de 70 mLH2/Lmjiieu/h). Un rapport H2/CO2 de 0,58 est calculé sur cette zone, cette valeur est comparable à celle observée à la fin du test RAC-a (H2/C02 = 0,65) après inversion des courbes de production de H2 et de CO2, comme pour ce test RAC/BRM.
Des échantillons de biomasse prélevés à 145 h en sortie du RAC 103 et du BRM 2 ont été analysés par séquençage à haut débit (Tableau 5). Une prédominance du phylum Firmicutes est à nouveau observée avec plus de 55% des séquences analysées, mais avec une présence significative du phylum Bacteroidetes à plus de 30%. Une diversité importante d’espèces bactériennes différentes observée par rapport à celle obtenue précédemment dans le RAC seul (exemple 5). Les différences de conditions de fermentation, dans les deux parties du système, RAC 103 et BRM 2, peuvent être à l’origine du développement de bactéries différentes, ensuite homogénéisées par la recirculation du milieu réactionnel via la boucle de recirculation 106, expliquant pourquoi la diversité bactérienne des deux milieux est assez proche. Les bactéries des genres Clostridium sensu stricto sont assez peu représentées dans le milieu fermentaire, avec 16% dans le RAC 103 et 8% dans le BRM 2, Clostridium butyricum étant l’espèce majoritaire dans le milieu (avec respectivement 6,3% et 3,1%).
Tableau 5 :Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 145 h de fermentation dans le RAC 103 et le BRM 2 lors du test RAC/BRM- groupes ayant une abondance >2% pour au moins un des échantillons
Les conditions de fermentation étant globalement relativement proches de celles de RAC-a, ces résultats peuvent être mis en relation .. avec ceux obtenus pour l’échantillon RAC-a de 241 h, obtenus après évolution du consortium bactérien ou microbien vers une production accrue de C02. La répartition bactérienne (phylum) est similaire, dans cet échantillon, bien que moins diversifiée, avec 75,6% de bactéries du phylum Firmicutes et 10% de Bacteroidetes. Les bactéries du genre Prevotella, sont présentes à environ 10% dans les deux échantillons du test en couplage RAC/BRM et dans l’échantillon à 241 h du test RAC-a. Leur développement semble ainsi lié à l’évolution des conditions de fermentation.
Malgré les difficultés de régulation du pH, une production d’hydrogène a pu être maintenue sur 145 h au sein du BRM. Un profil de production assez similaire au test en continu en RAC a été observé, avec une première phase de production importante, suivi d’un ralentissement, puis d’une reprise plus modérée de la production en hydrogène, avec une inversion des courbes de production de H2 et de C02, ce qui peut s’expliquer par le TSH global important (99 h) et l’absence de dégazage du réservoir d’alimentation 10 de substrat. En revanche, une amélioration des résultats de production d’hydrogène sur la partie initiale de la fermentation dans le BRM par rapport au RAC dans le test RAC-b (exemple 5) avec des conditions similaires (TSH de 12 h et DAS d’environ 1 g/Lmj|jeu/h). Ceci montre l’intérêt du BRM pour la production de H2. La suite de l’étude porte sur l’utilisation du BRM comme bioréacteur seul pour la production d’hydrogène selon la configuration de la figure 2, décrite dans l’exemple 2.
Exemple 7 : Exemple de mise en œuvre avec un bioréacteur membranaire (BRM) seul selon l’invention
Dans cette seconde configuration du BRM 2, une fois les boues acclimatées transférées dans celui-ci, le RAC est séparé de la boucle de recirculation. Ainsi, le BRM est utilisé seul pour la production d’hydrogène (figure 2). Le milieu réactionnel est mis en recirculation via la boucle de recirculation 6 où le pH est mesuré, le substrat et la soude sont ajoutés et le surplus de liquide est extrait. L’ajout de soude ne pouvant pas être réalisé automatiquement, il est réalisé par une pompe péristaltique 66 dont le débit est manuellement modifié au fur et à mesure du test. Le temps de séjour (TSH) du milieu réactionnel d’environ 6 h dans la calandre 24 diffère ainsi dans le temps, le contrôle du pH qui est donc réalisé étape par étape.
Le test BRM-a est réalisé avec un TSH global de 46 h, utilisant les débits d’alimentation et de recirculation utilisé pour le test RAC-a (exemple 5), mais avec un volume de milieu réactionnel réduit au volume du module membranaire, 440 mL. Un DAS de 0,9 ghexose/Lmineu/h a été utilisé pour ce test de fermentation. De même que pour les tests de fermentation RAC-a et RAC/BRM (exemple 5 et 6), le réservoir d’alimentation 10 de substrat n’a pas été dégazé pendant le test de fermentation. Au cours des premières heures de ce test, des augmentations temporaires de la pression ont été observées dans la calandre 24, suivie d’une chute de pression rapide. Ce phénomène est dû à une surpression dans la calandre liée à un déséquilibre entre la quantité de liquide injectée et la quantité de liquide extraite du BRM 2. Afin d’éviter ces variations de pression, une extraction libre du volume excédentaire du milieu réactionnel a été mise en place à partir de to + 29 h. Cette modification permet d’éviter les variations rapides de production dues aux montées et chutes de pression dans la calandre, observées en particulier à 16,5 h et 19,3 h. Il est à noter qu’aucune sortie de bdües ou de liquide n’a été observée dans les voies de gaz en aval du module membranaire, cela malgré les pressions importantes observées, ce qui atteste de l’efficacité du BRM 2 pour la séparation G/L dans cette configuration.
Des analyses de l’évolution de la production de H2 et C02 en fonction du temps pour le test de fermentation BRM-a ont été réalisées. Après transfert des boues acclimatées dans la calandre 24, la production dans le BRM 2 est ralentie durant une période correspondant environ au TSH du milieu réactionnel dans la calandre 24 (7 h) ce qui peut s’expliquer par une période d’adaptation du consortium au changement de conditions opératoirés (alimentation continue, réacteur non agité, extraction transmembranaire des gaz produits, etc...). Après cette période, une phase de production stable est observée avec un rendement en H2 de 0,77 molH2/molhexose ajouté (Tableau 6), ce qui est relativement faible (- 23%) par rapport à la production initiale dans le BRM lors du test en couplage RAC/BRM (exemple 6). La concentration en hexose en sortie du BRM 2 n’a pas pu être analysée avec exactitude car l’échantillonnage a été effectuée en sortie du BRM mais en aval du point d’alimentation (vanne 74), rendant difficile le calcul des rendements en tenant compte du taux de glucose consommé, l’approximation réalisé donnant des valeurs aberrantes. La productivité en hydrogène obtenue sur la phase initiale est de 97 mLH2/Lmiiieu/h, ce qui est 35% plus faible que pour le test RAC/BRM(exemple 6). Le rapport H2/C02 est bon (1,01) et similaire aux tests en mode RAC (exemple 5).
Tableau 6 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 pour le test de fermentation BRM-a en mode de
fonctionnement BRM
Une phase de fermentation stable, beaucoup plus longue, est observée entre 72 h et 169 h de fermentation, avec un rendement en H2 de 0,64 molH2/molhexose ajouté ce qui est équivalent au rendement obtenu sur la seconde phase de production du BRM 2 pendant le test en couplage RAC/BRM (0,62 molH2/mol hexose ajouté) (exemple 6). De même, les
productivités obtenues pour ces deux tests sont équivalentes avec 91 et 81 mLH2/Lmiiieu/h respectivement pour le test RAC/BRM et le test BRM-à. Le rapport H2/C02 est équivalent à ceux obtenus après inversion des productions d’H2 et de C02 en mode de fonctionnement continu lorsque le dégazage du réservoir de substrat n’est pas utilisé. Le phénomène de microaérobie du réacteur membranaire semble être la cause d’un rapport H2/C02 décroissant.
Un point important à noter par rapport au profil de fermentation obtenu lors de ce test est la quasi-stabilité du débit de production d’hydrogène sur toute la période de production, autour de 1,5 mLH2/Lmiiieu/min. En revanche, comme observé lors des tests précédents RAC-a et RAC/BRM (exemples 5 et 6), le débit de production de C02 augmente pendant le test et dépasse celui de H2, ici à partir de 48 h, ce qui est plus rapide que pour le test RAC-a, mais 12 h plus tard que pour le test en couplage RAC/BRM. Ces observations peuvent être corrélées au TSH, supérieur pour le fonctionnement en continu (73 h) par rapport au fonctionnement dans le module membranaire (46 h) et inférieur pour le test RAC/BRM sur la partie BRM (7 h).
Ces résultats de production valident la présente invention en ce qui concerne l’utilisation du module membranaire puisqu’ils montrent une meilleure stabilité de la production d’hydrogène que pour les tests avec RAC seul.
La mise en place d’un dégazage du réservoir d’alimentation 10 de substrat et le test de différents TSH ont en outre été réalisés à la suite de cette étude et permettent d’améliorer encore le rendement et la productivité en hydrogène de ce mode de fonctionnement sur des périodes plus longues.
Amélioration du fonctionnement : test BRM-b
Dans l’optique d’améliorer encore les résultats, de production obtenu grâce à la présente invention, la configuration du BRM a été modifiée par l’utilisation d’un TSH de 12 h, réalisée par l’augmentation du débit de la pompe péristaltique 70 d’alimentation en substrat avec réduction de la concentration de celle-ci de 50 à 12 ghexose/L, afin d’obtenir un débit d’alimentation en substrat (DAS) équivalent. La réduction du TSH permet une amélioration du renouvellement du milieu réactionnel, en limitant l’accumulation des métabolites produits par la fermentation et leur impact potentiellement négatif ouinhibiteur sur la production d’hydrogène. La mise en place d’un taux de recirculation de 1 est également testée.
Contrairement au RAC (exemple 5), où la réduction du temps de séjour (TSH) provoque un lavage du consortium bactérien non fixé, la configuration verticale du BRM 2, sans agitation, permet aux matières en suspension de sédimenter dans une certaine mesure dans la partie inférieure de la calandre 24, sans être évacuées à la sortie d’effluent 38, ni lavées par le renouvellement du milieu. De plus, le développement bactérien sur la paroi des fibres membranaires 28 permet la réalisation d’un biofilm stable qui ne pourra être évacué par la réduction possible du TSH. Afin d’éviter l’apport d’oxygène dans le milieu réactionnel, qui est une source de microaérobie, créant des conditions favorables à l’émergence de voies métaboliques parasites, un dégazage continu est réalisé dans le réservoir d’alimentation 10 de substrat.
Un test de fermentation similaire à celui utilisé pour le test de fermentation RAC-b (exemple 5) est utilisé ici avec l’utilisation de différents TSH successif (11 h, 17 h et 20 h) afin d’évaluer leur impact. L’étude approfondie de ce paramètre est présentée ci-dessous, l’exemple présent consistant en une évaluation du procédé membranaire comparé au RAC pour une production efficiente d’hydrogène. L’analyse des résultats a été réalisée en établissant un profil de production de H2 et C02 en fonction du temps pour le test de fermentation BRM-b. Une stabilité importante de la production de gaz a été observée, avec un rapport H2/C02 restant proche de 1, sans inversion des courbes de production, après plus de 250 h de fonctionnement. Une coupure de l’alimentation inopinée en substrat a eu lieu vers 82 h pendant environ 10 h. La reprise de l’alimentation a été accompagnée d’une reprise rapide de la production de gaz. Les résultats exprimés pour la zone de fermentation avec un TSH de 17 h correspondent à la moyenne des résultats obtenus avant et après la phase de coupure puis reprise de fermentation. La présente invention offre donc un moyen stable et efficace pour la production d’hydrogène.
Une comparaison des résultats de production obtenus avec les tests de fermentation RAC-b et BRM-b est réalisé dans le Tableau 7 ci-dessous pour des TSH d’environ 12 h et 18 h. Une amélioration significative de la production d’hydrogène est observée avec l’utilisation du BRM, avec une amélioration de 93% du rendement en hydrogène (mol h 2/ mO I hexose consommé ) et une multiplication par trois de la productivité en H2 à un TSH d’environ 12 h. De manière similaire, le TSH d’environ 18 h permet une forte augmentation du rendement et de la productivité en hydrogène avec respectivement + 146-168% et +399-417%.
Tableau 7 :
Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose en fonction du mode de fonctionnement RAC et BRM pour deux TSH (environ 12 h et environ18 h).
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Une amélioration significative (>19%) du rapport H2/C02 est également observée. Le substrat introduit dans Te bioréacteur est plus consommé dans le cas du BRM, avec 59% contre 35% pour le RAC. Cette
augmentation est directement liée à l’augmentation de la productivité en hydrogène. Les bactéries s’étant développées en partie sur les fibres creuses et le lavage du milieu réactionnel étant réduit par la configuration du BRM, une concentration en bactéries plus importante peut être supposée, permettant une métabolisation plus rapide du substrat introduit dans le milieu réactionnel.
Des échantillons de biomasse prélevés à 68 h (TSH = 12 h) pendant les tests de fermentation en RAC-b et en BRM-b ont été analysés par séquençage à haut débit (Tableau 8). Une prédominance du phylum Firmicutes est à nouveau observée, mais avec une présence nettement moins importante dans le BRM (54,6%) que dans le RAC (96,3%). Une diversité plus importante de la composition du consortium bactérien est observée dans le BRM par rapport au RAC, avec en particulier la présence des phylums Bacteroidetes (11,4%) et Synergistetes (7,1 %).
Tableau 8 : Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 68 h de fermentation de test RAC et BRM avec un TSH de 12 h - groupes ayant une abondance >1% pour au moins un des échantillons
Les bactéries de type Clostridium sensu stricto restent présente en quantité importante, avec 30,5% dans le BRM, bien que cette proportion soit de 91,3% dans le RAC. Cette observation met le point sur l’importance de la diversité bactérienne dans le milieu réactionnel pour obtenir une production d’hydrogène efficace. L’espèce Clostridium butyricum est l’espèce majoritaire dans les deux configurations du bioréacteur, ce qui confirme son rôle important pour la production d’hydrogène, cependant elle ne représente que 10,7% des séquences analysées dans l’échantillon du BRM, contre 52,8% pour le RAC. L’espèce Clostridium barati, majoritaire en mode de fonctionnement RASB est ici présente à environ 3,5% dans les deux configurations. Cette espèce semble moins adaptée au mode de fonctionnement continu.
Les résultats de production obtenus valident la présente invention quant à l’intérêt de l’utilisation du BRM par rapport à celle du RAC seul pour une production efficace d’hydrogène, tant en rendement qu’en productivité. L’optimisation du procédé de production en mode de fonctionnement BRM est décrite expérimentalement ci-dessous.
Exemple 8 : Exemple d’optimisation lors de la mise en œuvre de la présente invention dans un bioréacteur membranaire (BRM) L’intérêt du mode de fonctionnement BRM étant établi, la configuration utilisée pour le test de fonctionnement BRM-b (exemple 7), a été conservée à titre d’exemple pour la suite de l’étude, avec un TSH de 12 h environ. L’impact de différents points de fonctionnement, concernant la recirculation du milieu, l’utilisation d’un séquençage de l’alimentation et, le TSH, ainsi que l’alimentation en substrat agrémenté de nutriments ou en biomasse, est testé. Enfin, un test de fermentation a été réalisé sans boues acclimatées (inoculum externe) et avec apport d’eflluent de fermentation de substrat contenant uniquement des sucres et des nutriments ; la production d’hydrogène ayant lieu grâce au biofilm établi sur les fibres creuses du BRM.
Reproductibilité des résultats :
Trois tests de fermentation en mode de fonctionnement BRM ont été réalisés afin d’évaluer la reproductibilité des résultats de production de gaz : BRM-b, BRM-c et BRM-d. Ces tests sont ensuite utilisés comme point de référence pour l’étude d’optimisation. Un TSH d’environ 12 h et un DAS d’environ 1 g/L/h sont utilisés. Les profils de production de H2 pour ces trois tests ont été analysés en établissant des courbes mettant en évidence le débit de H2 en fonction du temps. Une évolution relativement proche des trois profils a été observée, en particulier pour les tests BRM-b et BRM-d, le test BRM-c ayant un débit de production légèrement plus faible. Cette production plus faible dans le cas du test BRM-c peut être expliqué par un pH en sortie du BRM plus faible, environ 4,5 au lieu d’environ 5,0 pour les tests de fermentation BRM-b et BRM-d. Un rendement en hydrogène moyen de 1,0 ± 0,2 molH2/molhexose ajouté est calculé, le test de fermentation BRM-c étant majoritairement responsable de l’erreur de 20% sur la valeur (Tableau 9 ci-dessous). Au final, la productivité en hydrogène moyenne est de 128 ± 31 rnL^/Lmiiieu/h, toujours très supérieure à la productivité du test de fermentation RAC-b (47 mLH2/Lmiiieu/h) (exemple 5). Le rapport H2/C02 est de 1,2 ± 0,1 et correspond à une valeur élevée et reproductible sur les différents tests réalisés.
Tableau 9 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du
rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose pour trois tests de référence en mode de fonctionnement BRM
L’ensemble de ces résultats montre la reproductibilité des tests de fermentation réalisés. Une certaine sensibilité est notée, sans doute liée à certains paramètres de fonctionnement comme le pH, dont la régulation n’a pas été automatisée lors de ces tests, et directement liée à la performance de production ayant cours dans le bioréacteur.
Fonctionnement avec ou sans boucle de recirculation : L’ensemble des tests de fermentation réalisés précédemment l’a été avec une boucle de recirculation 6, réduisant le TSH local au niveau du BRM 2 de 6 h au lieu de 12 h ; le temps de séjour hydraulique global étant conservé à 12 h.
Un test BRM-e est réalisé sans cette boucle de recirculation 6, c'est-à-dire que la totalité de l’effluent sortant du BRM 2 est évacuée du système par la canalisation 75. Des profils de production de gaz pour ce test de fermentation ont été réalisés. Un débit de production de H2 globalement dans la gamme basse de celle des tests de fermentation avec boucle de recirculation est obtenu. Cette légère baisse de débit de H2 d’hydrogène dans la game basse semble directement liée à l’absence de recirculation, en effet, le milieu étant dans ce cas moins bien homogénéisé, la mise en contact des bactéries et du substrat est moins bien effectué, et une part plus importante de l’hexose ajouté est extraite de la calandre 24, directement vers la canalisation d’évacuation des flux 75 Dans la
configuration avec boucle de recirculation, le substrat, injecté dans le système par la canalisation 73 traverse en théorie deux fois la calandre 24 et la boucle de recirculation 6 avant d’être évacué, ce qui améliore la mise en contact avec les bactéries. Le débit de C02 reste bien inférieur à celui de H2 sur plus de 84 h de fermentation avec une différence de débit assez importante, situé entre 0,2 et 0,4 mL/Lmiiieu/min/.
Le Tableau 10 ci-dessous donne les résultats de production en H2 obtenus avec cette configuration, comparés aux résultats moyens obtenus avec la boucle de recirculation 6. Le rendement et la productivité en H2 ainsi que le rapport H2/C02, sont dans la moyenne des tests réalisés avec la boucle de recirculation 6. Sans recirculation, la consommation en hexose est de 55% contre 60% avec la boucle. Ceci corrobore l’hypothèse d’une moins bonne mise en contact du substrat avec les microorganismes, conduisant à une réduction de la consommation, et donc également de la productivité. Cependant, le rendement en hydrogène calculé par mole d’hexose consommé est très important, 1,79-2,85 mol^/mol hexose consommé, ce qui semble signifier que la part de substrat métabolisée par les voies productrices d’hydrogène est plus importante que pour l’autre configuration, avec recirculation de milieu réactionnel. Une seconde hypothèse peut être que la moindre homogénéisation du milieu est défavorable à certains microorganismes non producteurs d’hydrogène, et dont le métabolisme consomme une part importante du substrat, ce qui réduit le rendement observé par mole d’hexose consommé lorsque la boucle de recirculation est utilisée.
Tableau 10 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose en fonction du mode de fonctionnement avec/saiïs boucle de recirculation
Test de Mode de Rendement Rendement ...___. Ξ" n^°n,· <m ^m° <moWmo1. («**) CO, en lallUII nemem hexose ajouté / hexose consommé / * ' heXOSe
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Une analyse par séquençage haut débit a été réalisé sur un échantillon de biomasse prélevé dans l’effluent du BRM à 68 h de fermentation pour les tests avec et sans boucle de recirculation (BRM-c et BRM-e, respectivement). Les principaux résultats obtenus sont présentés dans le Tableau 11 ci-dessous. Une part plus importante du phylum Firmicutes est observée dans le cas du test sans boucle de recirculation, 72% contre 55%, dont l’écart est principalement due à la famille Clostridiaceae 1. Cette famille comporte les bactéries du genre Clostridium sensu stricto, dont le pourcentage est de 54% sans boucle de recirculation, contre 31% avec. L’espèce Clostridium subterminale est principalement responsable de cette augmentation, représentant 24,7% des séquences identifiées dans le consortium microbien du test sans boucle de recirculation, alors que celle-ci était de 1,1% avec recirculation. Cette évolution montre que les conditions de fermentation sans boucle de recirculation semblent plus favorables à cette bactérie qui pourrait être responsable, en partie, de l’amélioration du rendement en hydrogène. La population de Sporolactobacillus chute lorsque la boucle de recirculation n’est pas utilisée, ces bactéries sont généralement productrices d’acide lactique, voie non coproductrice de gaz, ce qui valide l’hypothèse d’une inhibition de bactéries utilisant le substrat pour des voies métaboliques concurrentes.
Tableau 11 Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 68 h de fermentation de test BRM-c et BRM-e - groupes ayant une abondance >2% pour au moins un des échantillons
Ces résultats montrent clairement l’intérêt de l’utilisation de la configuration du bioréacteur sans boucle de recirculation, permettant une meilleure utilisation du substrat, en quantité moins élevé mais plus spécifiquement vers la production d’hydrogène. Cette configuration est en revanche moins favorable à une productivité en H2 élevée, et limite l’homogénéisation du milieu réactionnel, dont l’évolution est plus difficilement suivie (pH) puisque le pH mesuré en sortie du BRM est le résultat d’une compensation par ajout de soude réalisé 12 h en amont, contre 6 h dans la configuration avec boucle de recirculation. Dans une optique d’optimisation paramétrique du système, l’homogénéisation et la possibilité d’un suivi rapproché des conditions de fermentation ont été préférées. Pour la suite de l’étude, la configuration avec boucle de recirculation a été utilisée. Dans une optique de production d’hydrogène, l’utilisation d’un système sans boucle de recirculation peut cependant être envisagée.
Ajout de nutriments dans l’effluent de fermentation de substrat :
Au cours des tests de fermentation mettant en œuvre la présente invention, un renouvellement perpétuel du milieu réactionnel dans la calandre 24 s’opère, jusqu’à cinq fois pendant 68 h de fermentation avec un TSH de 12 heures, avec l’ajout de substrat, ne contenant que du glucose. Les nutriments initialement présents dans les boues acclimatés sont donc rapidement consommés ou évacués vers la canalisation de l’évacuation de flux 75. Afin de renouveler le milieu en nutriments, nécessaires au métabolisme bactérien, un ajout d’une solution contenant du dihydrogénophosphate de potassium, du sulfate d’ammonium, du sulfate de fer, du sulfate de magnésium et du chlorure de nickel, est réalisé via la solution d’alimentation en substrat. Deux tests de fermentation, BRM-f et BRM-g, ont été réalisés en utilisant des conditions identiques à celles des tests de fermentation de référence décrits ci-dessus.
Des profils de production obtenus avec ajout de nutriments ont été réalisés. Les profils de ces deux tests sont assez similaires, et présentent un débit de production de H2 supérieur à ceux obtenus sans l’utilisation de nutriments dans les 40 premières heures de fonctionnement. Cependant, une baisse de régime apparaît par la suite avec une stabilisation de la production à 1,7 it)Lh2/ Lmiiieu/min vers 50 h. De plus, à cette période, une augmentation de la production de CO2 est observée, dépassant alors la production de H2. Une modification dans le métabolisme semble être à l’origine de cette inversion de la production, liée à l’utilisation de nutriments dans la solution d’alimentation en substrat.
Le Tableau 12 ci-dessous donne les résultats moyens obtenus avec les deux tests de fermentation avec nutriments (tests BRM-f, BRM-g) comparés à ceux obtenus sans l’utilisation de nutriments (tests BRM-b, BRM-c, BRM-d). Les résultats des tests de fermentation avec nutriments sont très proches, avec moins de variation que pour ceux obtenus avec les tests sans nutriments, cependant ces propos sont à moduler étant donné le nombre limité de tests de fermentation réalisés. L’ajout de nutriments peut dans une certaine mesure limiter les variations environnementales liées au substrat, permettant une meilleure reproductibilité des résultats. Le rendement en fonction de l’hexose ajouté et la production en H2 moyenne sur les 68 premières heures de fermentation sont compris dans l’écart-type calculé sur les valeurs obtenues sans l’utilisation de nutriments, bien qu’étant situés dans la gamme supérieure. La différence majeure ressortant de ces résultats est la consommation quasi-totale du substrat ajouté dans la calandre 24 avec l’utilisation de nutriments, 97% contre 60%. L’ajout de nutriments permet une meilleure consommation du substrat, mais le substrat n’est pas sensiblement plus utilisé pour la production d’hydrogène, comme l’indique le rendement en H2 par mole d’hexose consommé : 1,15 contre 1,81 sans l’utilisation-de nutriment. La présence des nutriments dans le milieu réactionnel semble donc permettre le développement de microorganismes non producteurs d’hydrogène et consommateurs du substrat, ou l’activation de voies métaboliques concurrentes, ces deux hypothèses étant liées. Un rapport H2/C02 de 1,05 est obtenu avec la présence de nutriments dans la solution de substrat. Ce rapport est bon, mais plus faible que celui obtenu pour les tests sans nutriments, ce qui dénotent d’une production de C02 plus importante, coproduit par des voies métaboliques secondaires comme la solvantogénèse.
Tableau 12 : Valeurs moyennes du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 et de la consommation en hexose pour les tests de fermentation avec et sans ajout de nutriments
Ces résultats montrent que la présence des nutriments sélectionnés dans cette étude et de leurs teneurs dans l’alimentation améliore la reproductibilité des résultats, mais également favorise l’émergence de voies métaboliques secondaires non désirées. Cependant, la production d’hydrogène reste importante et le substrat est totalement consommé, ainsi la composition du milieu réactionnel finale permettra de donner un avis définitif sur l’intérêt des nutriments, puisqu’une production de métabolites d’intérêt peut se révéler un point positif supplémentaire à la production d’hydrogène, dans une perspective de production industrielle.
Temps de séjour hydraulique (TSH) :
Le TSH est un paramètre majeur de la fermentation en mode de fonctionnement continu, plusieurs tests ont donc été réalisés pour analyser
une gamme assez large de TSH, allant de 6 h à 46 h. A la suite du test de fermentation BRM-g, utilisant le glucose avec nutriments comme substrat d’alimentation, une réduction du TSH de 12 h à 6 h a été réalisée pendant 70 h, puis un retour au TSH de 12 h a été effectué. Une réduction de la production de H2 et de CO2 est observée à la suite de la réduction du TSH. La production de H2 est réduite d’environ de moitié, tandis que celle de CO2 ne baisse que d’environ 20%. Le retour à un TSH à 12 h est suivi d’un remontée de la production de C02, mais celle de H2 reste basse. Un déséquilibre du consortium bactérien à un TSH de 6 h peut être à l’origine de la chute de la production de H2, irréversible après un retour aux conditions initiales.
Les résultats de production de H2, présentés dans le Tableau 13, montrent une chute du rendement moyen en H2de 66% à la suite de la réduction du TSH de 12 h à 6 h. Sur la même période, la productivité est réduite de 142 à 50 mLH2/Lmjiieu/h et le rapport H2/C02 baisse de 1,05 à 0,45. Une consommation quasi-totale de l’hexose introduit dans le milieu réactionnel est observée même après la baisse de production de H2. D’autres voies de production secondaires sont donc utilisées pour consommer le substrat, au détriment de la production de H2, ce qui peut s’expliquer par une variation des bactéries actives du consortium bactérien. Le retour à un TSH de 12 h ne permet pas de faire remonter la production d’hydrogène qui est globalement réduite à nouveau de 41% en moyenne sur toute la période, alors que la production de C02 remonte, expliquant la baisse du rapport H2/C02 à 0,24. Un taux de consommation d’hexose de 100% est conservé sur cette période, ce qui confirme l’établissement de voies métaboliques concurrentes dans le consortium bactérien.
Tableau 13 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 pour le test de fermentation BRM-g avec modification du TSH de 12 h à 6 h
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Ce test de fermentation a montré que l’utilisation d’un TSH de 6 h n’était pas favorable à la production d’hydrogène, par rapport à un TSH de 12 h. Le test suivant est le test de fermentation BRM-b, réalisé sans apport de nutriments, avec des TSH de 11, 17 et 20 h, déjà mentionné ci-dessus (exemple 7). Un DAS stable a été conservé au fur et à mesure des modifications du TSH. Une légère baisse du débit de production de H2 et de C02 est observée lors de l’augmentation du TSH à 17 h puis 20 h. Une coupure inopinée de l’alimentation en substrat a eu lieu vers 82 h pendant environ 10 h. La reprise de l’alimentation a été accompagnée d’une reprise rapide de la production de gaz. Les résultats exprimés pour la zone de fermentation avec un TSH de 17 h correspondent à la moyenne des résultats obtenus avant et après la phase de coupure puis reprise de fermentation.
Les résultats obtenus avec le test de fermentation BRM-a ci-dessus (exemple 7), utilisant un TSH de 46 h peuvent également être utilisés pour étudier l’impact du TSH sur les performances du bioréacteur membranaire. Le Tableau 14 ci-dessous récapitule l’ensemble des résultats obtenus avec différents TSH pour les différents tests de fermentation réalisés. Un optimum de TSH semble ressortir de ces
résultats entre 12 et 17 h, avec un rendement de 1,81 molH2/molhexose consommé et une productivité pouvant atteindre jusqu’à 153 mL^/Lmiiieu/h (test BRM-b). Le rapport H2/CO2 est optimal, supérieur à 1, et une consommation d’hexose d’environ 60% est observée. Avec l’augmentation du TSH, une diminution du rendement en H2 par mole d’hexose ajouté est observée, accompagnée d’une réduction de la consommation en hexose, ce qui augmente considérablement le rendement en H2 par mole d’hexose consommé, évalué à 2,77 mol^/molhexose consommé à un TSH de 20 h. Il semble donc que les bactéries productrices de H2 soit les plus favorisées dans ces conditions, cependant une baisse de la productivité est observée. L’utilisation d’un TSH de 46 h provoque une réduction du rendement à 0,77 molH2/molhexose ajouté et de la productivité à 97 mLH2/Lmjiieu/h.
Tableau 14 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 pour les tests de fermentation BRM avec différents
TSH
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Contrairement au RAC, pour lequel la réduction du TSH provoque un lavage du consortium bactérien, la configuration verticale du BRM 2, sans agitation, permet aux matières en suspension de sédimenter dans la partie inférieure de la calandre 24, sans être évacuées, ni lavées par le renouvellement du milieu d’une part, et d’autre part, la configuration BRM permet à un biofilm de se déposer sur la paroi externe des fibres creuses. C’est pourquoi un TSH réduit jusqu’à 12 h n’affecte pas négativement la production de H2. L’augmentation du TSH semble limiter l’activité des microorganismes consommateurs d’hexose et non producteurs de H2, ce qui permet de limiter la consommation de substrat pour des voies métaboliques non désirées. Cependant, l’augmentation du TSH au-delà de 20 h est également à l’origine d’une réduction de la productivité en H2. Un TSH de 12 h est conservé pour la suite de l’étude (utilisation d’un substrat réel) car ce TSH a été utilisé précédemment avec plusieurs conditions opératoires, ce qui permet d’avoir plus de recul pour l’étude de l’impact environnemental d’un paramètre comme l’utilisation d’un substrat réel. De plus, pour un même DAS, l’utilisation d’un TSH court permet de limiter la concentration de la solution d’alimentation utilisée, offrant une gamme plus large de matières organiques biodégradables potentiellement utilisables comme substrat ou biomasse.
Alimentation en bourbes :
Deux tests de fermentation ont été réalisés avec une biomasse d’origine agricole comme effluent de fermentation de substrat d’alimentation : des bourbes vitivinicoles. Le test de fermentation BRM-i a été réalisé dans des conditions identiques aux conditions initiales mises en place pour le test de fermentation BRM-b. Des bourbes issues, de la vinification de raisins du cépage Riesling du domaine Pfister ont été utilisées. Ces bourbes sont diluées dans l’eau de réseau de Strasbourg afin d’obtenir la concentration adéquate (12 ghexose/L), et ajustées à pH 7,0 avant d’être stockées à 4°C dans le réservoir d’alimentation 10 afin d’éviter tout développement bactérien.
Un profil de production de gaz obtenu avec l’utilisation de ces bourbes comme substrat a été réalisé, pour suivre le débit de H2 et de CO2 en fonction du temps. Trois phases de fermentation sont observées, avec une première phase d’acclimatation qui dure environ le temps nécessaire à deux renouvellements du milieu réactionnel, permettant une bonne acclimatation du consortium à cette solution d’alimentation complexe et à l’introduction potentielle de nouvelles bactéries présentent dans ces bourbes. Une production modérée de H2, avec environ 1,5 mL/Lmiiieu/min est observée sur la première phase, augmentant ensuite à environ 2,5 mL/Lmiiieu/min sur la phase 2 de production stable. Une déviation de la production avec diminution de la production de H2, accompagnée d’une légère augmentation de celle de C02 est cependant observée à partir d’à peu près 96 h, s’intensifiant sur la phase 3.
Le Tableau 15 ci-dessous présente les résultats de production obtenus sur ces trois phases de fonctionnement. Un rendement maximal de 1,66 molH2/molhexose consommé est observé sur la première phase, lié à une productivité modérée de 98 rnLH2/Lmiiieu/h. La consommation d’hexose augmente fortement sur la seconde phase de production de H2 passant de 51 à 83% d’hexose consommé, ce qui s’accompagne d’une augmentation de la productivité à 148 mL^/Lmiiieu/h, située dans la gamme haute des résultats obtenus avec un substrat modèle. Le rëndement en H2 par mole d’hexose ajouté augmente, de 50% alors que le rendement en H2 par mole d’hexose consommé est réduit de 20%. Ceci implique la consommation d’une part importante du substrat pour la production de métabolites secondaires. Enfin, sur la troisième phase, représentant la déviation de la production, un rendement diminué d’environ 20% est observé par rapport à la phase 2. Le rapport H2/CC>2 moyen final est de 0,64, soit 35% plus faible que celui de la phase de production 2. Une consommation importante du substrat est toujours observée (97%). Des voies métaboliques non coproductrices de H2 semblent être activées par l’alimentation en bourbes. Potentiellement, le développement des voies métaboliques secondaires est dû à l’introduction de bactéries non coproductrices d’hydrogène, s’adaptant aux conditions continues et consommant le substrat au détriment des bactéries productrices d’hydrogène.
Tableau 15 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/CO2 pour le test de fermentation BRM-i avec l’utilisation de bourbes comme biomasse d’alimentation
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Une part importante du substrat n’étant pas utilisée pour la production de H2, l’utilisation d’un DAS plus faible a été envisagée pour optimiser les résultats de production d’hydrogène en évitant la coproduction de métabolites non désirés. De plus, afin de limiter l’apport microbien issu des bourbes, en plus du traitement précédemment expliqué, les bourbes diluées ont été filtrées (diamètre de pores de 0,45 pm), limitant la présence de matières en suspension et de microorganismes. Ce test de fermentation, BRM-j, est réalisé à partir de bourbes différentes, issues d’un vignoble bourguignon de cépage Chardonnay du domaine des Poncétys conduit selon les consignes du plan ecophyto. Un DAS initial de 0,2
* ghexose/Lmiiieu/h est utilisé lors de ce test, augmenté à 0,4 puis 0,7 au cours de la fermentation, correspondant à 20, 40 et 70% du DAS utilisé précédemment, tout en conservant un TSH de 12 h.
Une production faible est observée avec un débit inférieur à 0,5 mLH2/Lmiiieu/min pendant les premières heures du test de fermentation, mais relativement importante compte tenu du faible DAS appliqué au système. Une production de C02 très faible est également observée, représentant environ la moitié de celle de H2, ce qui est remarquable. Avec l’augmentation du DAS à 0,4 ghexose/Lmiiieu/h, une inversion des courbes de H2 et C02 est cependant observée, accompagnée de l’augmentation attendue du débit de production de H2, bien que plus faible qu’espéré, limité à 0,5 mL/LmiiieU/min. Enfin, le changement de DAS à 0,7 ghexose/Lmiiieu/h à 149 h provoque une augmentation graduelle de la production de gaz pendant plusieurs dizaines d’heures, ce qui semble indiquer des variations dans le consortium bactérien, assez lentes à se mettre en place, pouvant être associée à la croissance de la population microbienne.
Les résultats montrent bien que le rapport H2/C02 très important, 2,22, obtenu avec le DAS de 0,2 ghexose/Lmiiieu/h, contraste avec ceux obtenus à des DAS plus élevés (environ 0,9) (Tableau 16 ci-dessous). Une consommation quasi complète du substrat est observée à 0,2 ghexose/Lmiiieu/h, tandis qu’elle diminue avec l’augmentation du DAS ; plus la quantité de substrat apporté est importante, plus il reste de substrat non consommé dans l’effluent sortant. Le rendement en H2 par mole d’hexose ajouté est relativement faible, maximal à 0,2 ghexose/Lmiiieu/h avec 0,88 molH2/molhexose ajouté et baisse jusqu’à 0,56 molH2/molhexose ajouté à 0,4 ghexose/Lmiiieu/h. Malgré les attentes, le rendement par mole d’hexose consommé n’est pas très élevé, avec un maximum de 1,14 moWmolhexose consommé avec un DAS de 0,7 ghexose/Lmiiieu/h. L’hypothèse selon laquelle la réduction du DAS permettrait de concentrer l’utifisation de substrat pour les voies de production de H2 n’est donc pas à retenir. Un partage du substrat a lieu, bien que les voies coproductrices de CO2 semblent défavorisées à un DAS faible. L’ajout de substrat étant limité, la productivité observée est faible, avec 23 mLH2/Lmiiieu/h à 0,2 ghexose/Lmiiieu/h, et 68 mLH2/Lmilieu/h à 0,7 9hexose/Lmilieu/h.
Tableau 16 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/C02 pour le test de fermentation BRM-j
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
Un échantillon de biomasse prélevé au cours de ce test de fermentation, à 68 h de fermentation a été analysé par séquençage à haut débit. Ces résultats sont comparés à ceux obtenus avec une alimentation classique (test BRM-c) (Tableau 17 ci-dessous). Dans ces deux échantillons, la majorité des séquences identifiées se rapporte à des bactéries du phylum Firmicutes (55 et 75% pour les tests BRM-c et BRM-j, respectivement). Cependant des modifications relativement importantes apparaissent entre ces deux échantillons, la part des bactéries de la famille des Clostridiaceae 1 est ainsi réduite de 30 à 18% des séquences, tandis que les familles Lachnospiraceae et Bacillaceae augmente fortement en
proportion pour le test utilisant des bourbes comme biomasse d’alimentation, avec respectivement 20 et 15% des séquences analysée, contre 1 et 5% pour le test alimenté en glucose. L’espèce bactérienne la plus abondante dans le test de fermentation alimenté en bourbes se trouve être Anaerobacillus {alkalidiazo-trophicus / alkalilacustris) avec 15,4% des séquences. Cette espèce était déjà présente dans le test alimenté en glucose avec 3,6% des séquences, ce qui ne permet donc pas de justifier d’un apport de cette bactérie via les bourbes, mais plutôt de la création de conditions favorables à leur développement. En revanche, d’autres espèces bactériennes identifiées en quantité assez importantes n’étaient pas présentes lors du test sans apport de bourbes, il s’agit de Vallitalea guaymasensis (11,3%), Stenotrophomonas (pavanii/maltophilia) (8,4%) et de l’espèce indéterminée Streptococcus sp. /Nostocoida limicola (7,4%).
Tableau 17 : Résultats obtenues par séquençage des échantillons à 68 h de fermentation de test BRM-c et BRM-e - groupes ayant une abondance >2% pour au moins un des échantillons
L’utilisation d’un déchet agricole riche en glucides et autres nutriments, tel que les bourbes, est attractif pour la production de biohydrogène. Cette biomasse s’est montré relativement efficace, bien que l’apport de nouvelles bactéries endogènes à la biomasse agricole, semble avoir modifié le consortium microbien actif et le métabolisme général de l’effluent de fermentation de substrat. Le renouvellement du consortium microbien en continu, accompagné d’un apport complet en nutriments permet cependant d’envisager une stabilité importante du procédé de production sur le long terme.
Fonctionnement à partir du biofilm du BRM
Le biofilm créé au fur et à mesure des tests de fermentation sur les fibres 28 du BRM 2 a été utilisé comme consortium microbien exclusif de la production de H2, donc sans apport externe d’inoculum bactérien ou microbien. La mise en place du test de fermentation diffère donc des tests réalisés précédemment puisque la phase d’acclimatation des boues activées de station d’épuration, pendant les 5 h précédent la mise en continu, n’est pas effectuée. Le BRM est directement mis en alimentation continu avec un substrat modèle contenant exclusivement du glucose, additionné de nutriments à partir du to de la fermentation avec un DAS de 1 9hexose/l-miiieu/h et un TSH de 12 h.
La production de H2 débute petit à petit sur les vingt premières heures du test de fermentation puis se stabilise 23 h après le début de l’alimentation du BRM 2. Un débit de production de H2 important est observé, jusqu’à 3,5 mL/Lmiiieu/min. Une inversion des profils de production de H2 et C02 a lieu entre 39 h et 60 h. La production de gaz se stabilise vers 80 h avec un débit de production de H2 à 2 mL/Lmiiieu/min et de C02 à 2,5 rnL/Lmiiieu/min.
Un très bon rendement en H2 par mole d’hexose consommé est observé sur la première phase de fonctionnement de 23 à 39 h, avec 2,24 molH2/molhexose consommé, avec un taux de consommation en substrat important, et une productivité de 204 mL^/Lmineu/h, valeur maximale de cette étude (Tableau 18 ci-dessous). Sur la seconde phase de production, une légère baisse de ces résultats est observée (globalement 15%), mais restant important, en particulier concernant la productivité avec 179 rnLH2/Lmiiieu/h. La baisse du rapport H2/CO2 est de 27% entre les deux phases.
Un rendement et une productivité en H2 importantes ont pu être obtenus, très compétitifs avec les tests utilisant un inoculum microbien fraîchement prélevé à la station d’épuration, ce qui révèle l’intérêt du BRM pour la stabilisation du consortium microbien producteur de H2 sur les fibres creuses. De plus, ces résultats laissent envisager une simplification du procédé à long terme, en limitant les besoins de réensemencement du milieu réactionnel.
Tableau 18 : Valeurs du rendement et de la productivité en hydrogène, du rapport molaire H2/0O2 pour le test de fermentation BRM-k
* première valeur : hypothèse d’une accumulation dans le réacteur ; seconde valeur : hypothèse d’un régime permanent.
La mise en fonctionnement en continu du BRM a été réalisée avec succès et a permis de valider la présente invention, que ce soit en fonctionnement du module membranaire en couplage (exemple 6 : RAC/BRM) ou seul en tant que bioréacteur membranaire (exemple 7 : BRM). L’utilisation du bioréacteur membranaire (BRM) seul offre d’excellents résultats puisqu’elle montre une meilleure stabilité de la production d’hydrogène que les tests avec RAC (exemple 5). Dans les conditions opératoires testées à titre illustratif uniquement, l’utilisation d’un TSH de 12 h et le dégazage de la solution d’alimentation en substrat a permis d’améliorer les performances de celui-ci en permettant une production efficace de H2 pendant plus de 400 h. Après avoir testé les modes de fonctionnement avec et sans gaz de balayage sur le module membranaire, l’utilisation du système de pompage mis au point sur le réacteur semi batch a été testée pour l’extraction des gaz produits par la fermentation montrant que la configuration avec gaz de balayage est la plus efficace. Un substrat réel issu de biomasse agricole a été utilisé comme solution d’alimentation continue du BRM avec des résultats prometteurs. Enfin un test de fermentation a pu être réalisé sans apport d’inoculum extérieur, en utilisant le biofilm créé sur les fibres creuses au cours des tests de fermentation précédents.
Exemple 8 : Méthodes analytiques utilisées pour mettre en œuvre les tests ci-dessus
L’analyse en ligne des gaz produits est assurée par un micro chromatographe en phase gazeuse (pGC) (Agilent M200), constitué de deux modules équipés de détecteurs à conductivité thermique (TCD) (46 figure 2 - 146 et 147 figure 3). Le Tableau 19 donne la configuration du pGC utilisé. Le premier module comporte une colonne de type zéolithe tamis moléculaire 5 Â permettant la séparation des gaz non polaires, tandis que le second module contient une colonne polymérique PoraPLOT U permettant la séparation des composés polaires, en particulier le C02 dans cette étude.
Tableau 19 : Description de la configuration des modules du pGC-TCD utilisé pour l’analyse des gaz
Une membrane gaz/liquide, placée en amont du pGC-TCD permet l’arrivée de toutes phases condensées sur le micro chromatographe. Une série de 3 analyses de 75 s est réalisée toutes les 10 min durant la fermentation.
Analyse des métabolites de fermentation :
Après prélèvement dans un tube de 15 mL par la vanne du réacteur, l’échantillon de biomasse est centrifugé à 4500 rpm, puis le
surnageant est transféré dans un second tube de 15 mL. Les deux tubes sont stockés à -20°C jusqu’à analyse.
Analyse par chromatographie en phase gazeuse
Les échantillons sont décongelés puis filtrés (diamètre des pores : 0,22 pm) pour supprimer toutes particules résiduelles. Une aliquote de solution d’acide trifluoroacétique (TFA) (3,42.10 2 mol/L) est ajoutée à l’échantillon afin de protoner les acides gras volatils à analyser (pH=2). L’analyse est effectuée par GC-FID (Agitent Technologies 7890A GC). La colonne chromatographique utilisée est de type DB-FFAP (15 m x 0,1 mm, 0,1 pm) spécifique à l’analyse des composés organiques polaires : alcools et acides organiques volatils dans notre cas.
Analyse par chromatographie en phase liquide
De même que pour l’analyse par GC-FID, les échantillons sont décongelés puis filtrés (diamètre des pores : 0,22 pm) pour supprimer toutes particules résiduelles. Le chromatographe (Agilent Technologies 1260 Sériés) couplée à la détection UV/visible est utilisé avec une colonne chromatographique Agilent Hi-Plex H, 7.7 * 300 mm, 8 pm (et pré-colonne Hi-Plex H, 7.7 x 50 mm) spécifique à la séparation des composés polaires comme les alcools et les acides organiques.
Analyse des glucides
La quantité totale de glucides présents dans les échantillons est évaluée par dosage colorimétrique. Dans des tubes à essai en verre, une aliquote (1 mL) de chaque échantillon est mélangé avec 2 mL de solution d’anthrone (2 g/L) dans H2S04 concentré (95%). Les tubes sont ensuite portés à 80°C pendant 20 min, puis refroidis et conservés dans la glace pendant 20 min. Chaque échantillon est ensuite analysé par spectroscopie UV-visible (spectrophotomètre Varian Cary 3) à une longueur d’onde de 625 nm. Une nouvelle courbe d’étalonnage est réalisée avec chaque lot d’échantillons à partir d’une gamme étalon : 0, 10, 20, 40, 60 et 80 ppm de glucose. Les résultats obtenus sont données en équivalent hexose. Cette méthode permet d’obtenir un résultat indépendant de la nature des sucres présents dans l’échantillon : réducteur ou non, simple ou complexe. L’analyse de la biomasse brutes donne la concentration totale en glucides, dissous ou non. La centrifugation de la biomasse permet la séparation du surnageant, contenant les glucides métabolisables de faible masse molaire, et du culot, contenant les glucides de masse molaire plus importante, non soluble, dont la majorité n’est pas métabolisable sans étape d’hydrolyse. La quantification des glucides dissous est réalisée par l’analyse du surnageant. Une dilution des échantillons de biomasse dans les bornes de la gamme d’étalonnage est réalisée avec de l’eau déminéralisée avant analyse.
Liste des références [1] A. Le Duigou, M. Miguet, Y. Amalric, « French hydrogen markets in 2008 - OverView and future pro-spects », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 36, no15,p. 8822-8830,2011.
[2] S. Giddey, S. P. S. Badwal, A. Kulkarni, « Review of electrochemical ammonia production technologies and materials », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 38, no 34, p. 14576-14594, nov. 2013.
[3] L. Kalinowski, J.-M. Pastor, « L’HYDROGÈNE : VECTEUR DE LA TRANSITION ÉNERGÉTIQUE ? », Office parlementaire d’évaluation des choix scientifiques et technologiques, France, Rapport parlementaire de l’Assemblée Nationale n°1672 et du Sénat n°253, 2013.
[4] F. Romagnoli, D. Blumberga, et I. Pilicka, « Life cycle assessment of biohydrogen production in photosynthetic processes », International Journal of Hydrogen Energy, vol. 36, no 13, p. 7866 7871,2011.
[5] Y. M. Wong, T. Y. Wu, et J. C. Juan, « A review of sustainable hydrogen production using seed sludge via dark fermentation », Renewable and Sustainable Energy Reviews, vol. 34, p. 471 482, juin 2014.
[6] M. Y. Azwar, M. A. Hussain, A. K. Abdul-Wahab, « Development of biohydrogen production by photobiological, fermentation and electrochemical processes: A review », Renew. Sustain. Energy Rev., vol. 31, p. 158-173, mars 2014.
[7] G. Bourbonneux, Production d’hydrogène, Le raffinage du Pétrole, T3 Procédés de transformation, (1998), 463-515.
[8] Memento de l’hydrogène, Fiche 3.2.1, AFH2.
[9] P. Petit, Séparation et liquéfaction des gaz, Techniques de séparation des gaz, Techniques de l’Ingénieur J3600 (1995).
[10] B. Pendyala, S. R. Chaganti, J. A. Lalman, S. R. Shanmugam, D. D. Heath, P. C. K. Lau, « Pretreating mixed anaérobie communities from different sources: Correlating the hydrogen yield with hydrogenase activity and microbial diversity », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 37, no 17, p. 12175-12186, sept. 2012.
[11] P C.' Hallenbeck, « Fermentative hydrogen production: Principles, progresS, and prognosis », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 34, no 17, p. 7379-7389, 2009.
[12] D. B. Levin, L. Pitt, M. Love, « Biohydrogen production: prospects and limitations to practical applica-tion », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 29, no 2, p. 173-185, févr. 2004.
[13] X. J. Wang, N. Q. Ren, W. Sheng Xiang, W. Qian Guo, « Influence of gaseous end-products inhibition and nutrient limitations on the growth and hydrogen production by hydrogen-producing fermentative bacte-rial B49 », Int. J. Hydrog. Energy, vol. 32, no 6, p. 748D754, mai 2007.
[14] V. Clion, C. Dumas, S. Collin, B. Ernst, “Key Factors for biohydrogen production by dark fermentation”,Canadien Journal of Chemical Engineering, 93(2) (2015) 309-316
DEVICE FOR PRODUCING HYDROGEN DESCRIPTION
Technical area
The present invention relates to a device for producing hydrogen from a liquid substrate fermentation effluent, as well as to the use of this device and to a process for the production of hydrogen.
The present invention finds its industrial application in the production of hydrogen itself, but also in the manufacture of devices for this production.
References between brackets ([..]) refer to the list of references at the end of the "Examples" section.
Prior art
Currently, the prospect of a hydrogen economy is of great interest, both scientifically and industrially or politically. This is due to the properties of hydrogen, a non-carbon molecule with a high energy density. Hydrogen is primarily a reagent for the industry, which currently consumes almost all the hydrogen produced in the world, half of which is used by the oil industry for petroleum refining [1], and 40 % for the production of ammonia [2], But it is also increasingly perceived as an energy carrier, either by direct combustion, which is not the optimal process, or by its use in fuel cells for the electric production, or conventional biofuel production, allowing the capture of carbon dioxide molecules.
The report produced by the Parliamentary Office for the Evaluation of Scientific and Technological Options of the French Parliament [3] gives good prospects for the introduction of hydrogen as an energy vector. Various applications of hydrogen are highlighted, as well as the potential of decentralized generation units for reducing transport costs.
The production of hydrogen or dihydrogen is generally obtained by catalytic reforming processes of fossil hydrocarbons. For example, dihydrogen is generated from natural gas, or from other hydrocarbons with varying degrees of efficiency. These processes have many disadvantages in terms of cost and pollution of the ecosystem.
Dihydrogen can also be extracted from water by chemical reduction or thermolysis processes.
Dihydrogen can also be produced by biological processes, for example by means of algae. However, this method very low pollution compared to chemical extractions from hydrocarbons, is not currently suitable for industrial production.
Beyond these production considerations, the transportation of hydrogen involves significant costs. Each year, France produces about 920,000 tons of hydrogen, the majority of which is directly consumed at the production site. A significant part (40%) is produced by steam reforming methane, which is easier to transport from site to site [1]. The use of on-site renewable production processes, from waste, would fuel hydrogen-consuming processes by limiting energy consumption and the production of greenhouse gases.
Life-cycle analyzes of hydrogen production processes show that bioprocessing processes can potentially be competitive with thermochemical biomass conversion processes, eg by gasification, pyrolysis, hydrothermal liquefaction, with an impact positive environmental impact [4].
The costs of production are to be compared with the true cost of hydrogen on purchase, including packaging and transportation of the product. The large, centralized industrial units of catalytic reforming do not allow small quantities of hydrogen to be transported locally without incurring an explosion in transport costs. The use of smaller scale production systems, adapted to the local energy and industrial context, would make it possible to optimize the costs and the energy efficiency of the hydrogen distribution network.
There is therefore in this general context a real need to find alternative means to those of the prior art, in particular to solve the aforementioned problems and produce locally, at reduced cost and with an ecological process, hydrogen in industrial quantities in order to use more hydrogen, especially for the production of clean energy.
Presentation of the invention
The present inventors respond precisely to this need by providing a device and its use which provides a solution to the many aforementioned problems of the prior art.
It is a device, its use and a process for the biological production of hydrogen by fermentation of a biomass coupled to a separation of membrane type.
The present invention relates in particular to a device in particular for producing hydrogen from a liquid fermentation effluent of substrate, said device comprising a membrane reactor or "membrane module", the membrane reactor being connected directly or indirectly to a means hydrogen extractor, said membrane reactor comprising: an envelope defining an interior volume, said interior volume comprising two sealed compartments therebetween, namely a gas outlet manifold (26a) and an effluent compartment (24) for to be filled by the liquid substrate fermentation effluent, hollow fibers each formed by a tubular wall surrounding a fiber day, said tubular wall being liquid-tight and gas-permeable, the hollow fibers being accommodated in said effluent compartment and arranged so that their fiber day communicates with said collector of gas outlet sealingly with respect to the liquid effluent when present in the effluent compartment, and a gas outlet communicating between said gas outlet manifold and said hydrogen extraction means, said compartment effluent, said hollow fibers, said gas outlet manifold, said gas outlet and said hydrogen extraction means being arranged in such a way that the passage of a gas or a mixture of gases from the liquid effluent when in the effluent compartment via the fiber day of the hollow fibers into said hydrogen extraction means is effected freely or by means of a flushing gas.
The present invention makes it possible to implement a biochemical process for transforming biomass into hydrogen, which consumes less energy than the thermochemical processes of the prior art, such as gasification, pyrolysis, etc., or other biochemical processes, for production and extraction of hydrogen or bio-hydrogen by fermentation. The maximum energy yield of the dark fermentation process is 67%, in practice from 15 to 33%, a much higher value, for example, than that of the water photolysis process.
The device of the present invention is particularly useful for carrying out hydrogen production by dark fermentation. For the purposes of the present invention, the term "obscure fermentation" is intended to mean anaerobic fermentation which consists of the fermentation transformation of organic substrates into biohydrogen. This is a complex process performed by various microorganism communities, involving a series of biochemical reactions using three similar stages of anaerobic digestion. The dark fermentation process differs from photo-fermentation in that it occurs in the absence of light.
Thus, without constraint of light supply and under anaerobic conditions, the obscure fermentation process corresponds to the degradation of organic compounds by an anaerobic microbial consortium, to produce hydrogen continuously, for example from fermentable waste, for example during a self-regulated fermentation.
The present invention advantageously allows, for example, the production and extraction of hydrogen from organic waste at low temperature, for example from 35 to 39 ° C or over a wider range, for example from 20 ° C to 70 ° C. ° C [5], from biomass, including sewage sludge and industrial sludge. Biomass of agricultural origin has, for example, been used to continuously supply the membrane biecractor of the present invention with results which have confirmed the many advantages of the present invention.
Of the known biochemical processes for hydrogen production, only three allow direct hydrogen production: photo-fermentation, water photolysis and dark fermentation. Dark fermentation is the only one of these processes that does not require light energy, which reduces the energy demand for the continuous operation of the system. In addition, the dark fermentation is the process which allows to obtain the best productivities in hydrogen, up to 25 mmolH2 / Lmiieu / h against 2.5 mmolH2 / Lmiiieu / h for the photolysis of water and 10 mmolH2 / Lmiiieu / h for photo-fermentation [6].
According to the invention, the term "liquid substrate fermentation effluent" is understood to mean any liquid effluent of natural or non-natural origin which may comprise in particular the nutrients which are necessary for a microbial consortium to enable it to produce hydrogen by means of a fermentation process; the nutrients that can come from a biomass, and secondly, may include a microbial consortium capable of producing hydrogen through this fermentation process.
The elements relating to the liquid fermentation effluent of substrate in the context of the present invention are developed below, with reference to the use of the device of the invention for the manufacture of hydrogen, its use, and the process of the invention.
Substrate or biomass is the "food" of this bacterial consortium. For the purposes of the present invention, the term "substrate" or "biomass" means any liquid, solid, semi-solid, suspension, sludge or target fermented waste material that can be used by the bacterial consortium, present in the substrate itself and / or complemented, to generate a fermentation process to produce hydrogen. The substrate or biomass constitutes a liquid effluent for fermentation of the substrate. It may be, for example, a sewage treatment plant sludge, organic waste of natural origin or not, of animal, plant or human origin, ultimate waste resulting for example from the agricultural industry, for example wine or wine, or food, fermentable organic waste little recoverable by other ways, etc. One of the many advantages of the present invention appearing here is that it can advantageously be implemented from locally available metabolizable organic waste for local production of hydrogen.
For example, biomass can be advantageously derived from the wine sector, whatever its geographical origin. It may be, for example, mud, marc, filter cakes, lees, spent marks, rinsing water for harvesting, sorting and vinification equipment. The generation of organic waste, including by-products such as grape marc, mud, lees, dehydrated stalks and sludges, rinsing water from presses, rinsing water from settling tanks, is considered as one of the most important issues facing the global wine industry. The device, its use and the method of the invention also provide a solution to this problem. In addition, the advantage of this biomass is that it does not require microbial inoculum intake, or nutritional intake, or heat pretreatment tending to suppress the activity of microorganisms consuming hydrogen.
The device of the invention is thus dedicated to the valorization of biomasses for the production of hydrogen and makes it possible to optimize the production and the extraction of hydrogen from this biomass, whatever the medium in which the biomass is grown. or from which the biomass comes.
According to the invention, the membrane reactor or membrane bioreactor (BRM) comprises the abovementioned essential elements. The elements of the membrane reactor are described below and the examples of membrane reactors according to the invention are also described below and in the "Examples" section below. By way of example, mention may be made of a membrane reactor of the trademark SEPAREL (registered trademark) and Liqui-Cel (registered trademark).
The reactor of the present invention is therefore most preferably obscure, i.e. it does not allow light to pass to the effluent. This applies to the membrane reactor and also to additional reactors in which the substrate fermentation effluent is present, static or circulating.
According to the invention, the hollow fibers may advantageously be microfibres. According to the invention, the diameter of the fibers can be chosen as a function of the diameter and / or the length of the membrane reactor. For example, the fibers may have an internal diameter of 0.2 to 15 mm, for example from 0.2 to 10 mm, for example from 0.2 to 5 mm, for example from 0.4 to 0.5 mm, with, independently or respectively, for example an outer diameter of 0.3 to 20 mm, for example from 0.3 to 15 mm, for example from 0.3 to 10 mm, for example from 0.3 to 5 mm, example of 0.7 to 0.9 mm. The length of the fibers depends, of course, on the length of the membrane reactor, these fibers preferably running the entire length of the membrane reactor. For purely illustrative purposes, for an inner diameter of the envelope of 50 mm for example, the length of the fibers may be 30 cm.
According to the invention, the hollow fibers may advantageously be made of a polymer material having a selective or non-selective permeability to gases. When the permeability is selective, it can preferentially allow the passage of hydrogen in the fiber day of the hollow fibers for its collection. When the permeability is non-selective, all the gases, for example CO 2 and H 2, pass through the wall of the hollow fibers and are found in the fiber day of these fibers.
It may be for example fibers consisting of any material known to those skilled in the art and allowing this permeability to gas and impermeability to the effluent. According to the invention, it may be for example a material that can be used as an ultrafiltration material. It may be a material selected from polytetrafluoroethylene (PTFE), polysulfone, matrimid / polybenzimidazole, polymethylsilane, etc.
According to the invention, the walls of the fibers may comprise, for example, pores of 0.05 to 0.15 micrometers, for example from 0.08 to 0.12 micrometers, for example about 0.1 micrometers, in particular for a non-selective extraction of the gases resulting from the fermentation. According to the invention, the walls of the fibers may be non-porous or comprise, for example, pores of 0.5 to 20 nm, for example 0.5 to 10 nm, for example from 0.5 to 2 nm, for example from 2 to 5 nm for selective extraction of hydrogen.
In this case, in general, it may be a fiber consisting of a membrane permeation material.
According to the invention, the membrane reactor may comprise, for example, a number of fibers depending on the diameter of said reactor and / or the length and / or diameter of the fibers. Depending on the volume of effluent present or passing through the reactor and the volume of gas produced by the fermentation, the number of fibers is preferably sufficient to allow optimal recovery of the gas produced by fermentation, and therefore hydrogen. By way of example only, the volume of the hollow fibers can occupy about 5 to 30% of the reactor volume, for example 7 to 10%. This number is chosen in particular in order to optimize the contact area between the effluent and the gases in the fiber day of the hollow fibers and to allow an optimal flow of the effluent in the reactor for the production of gas, thus the 'hydrogen. For example, for a reactor of about 5 cm in diameter, the number may be for example 200 to 500 fibers, for example about 220 to 260 hollow fibers of dimension as exemplified above.
According to the invention, said effluent compartment of the membrane reactor, said hollow fibers, said gas outlet manifold, said gas outlet and said hydrogen extraction means are arranged so that the passage of a gas or a mixture of gases from the liquid effluent of the fermentation substrate when in the effluent compartment via the fiber day of the hollow fibers into said hydrogen extraction means is made freely or by means of a flushing gas.
For example, the fibers can be held together at the gas outlet manifold, in a sealed sleeve that they pass through, leaving in free communication the hollow fiber day with the gas outlet manifold, while preserving the tightness compared to the effluent compartment. The sealed sleeve may be for example resin or any other material to be traversed in a sealed manner by the fibers without crushing.
Preferably, the membrane reactor is positioned vertically in the device of the present invention during its use. Thus, according to the invention, when the device of the invention is used, a gas sky is formed in the upper part of the membrane reactor, at the gas outlet manifold.
In the device of the present invention, the internal volume defined by the envelope of the membrane reactor may comprise for example an inlet manifold, the effluent compartment being housed between said inlet manifold and said outlet manifold, said manifold the inlet being sealed from said effluent compartment, each hollow fiber being arranged to pass through said effluent compartment and so that said collectors communicate with each other via said fiber day.
In the same way, according to the invention, the fibers can also be held together at the inlet manifold, in a sealed sleeve which they pass through, leaving in free communication the hollow fiber day with the inlet manifold, while preserving the tightness with respect to the effluent compartment. The waterproof sleeve may for example consist of a resin, for example an epoxy resin or any other material to be traversed in a sealed manner by the fibers without crushing them.
According to the invention, the membrane reactor may comprise: a substrate fermentation effluent inlet communicating between the outside of said envelope and said effluent compartment, a substrate fermentation effluent outlet communicating between said effluent compartment and outside said envelope, said device may comprise a hydraulic recirculation loop of the effluent connected on one side to the effluent outlet and the other to the effluent inlet.
In the device of the present invention, the recirculation loop may be arranged to allow a "direct" or "indirect" recirculation of the substrate fermentation effluent between said effluent outlet and said effluent inlet.
According to the invention, by "direct" recirculation means that the device can be provided with a hydraulic communication for circulating the effluent outside the membrane reactor, from the effluent outlet of substrate fermentation, for example to improve the homogeneity between the outlet effluent and the substrate fermentation effluent at the inlet of said effluent compartment, for example to enable analysis of the parameters of pH, pressure, d fermentation activity, temperature of the effluent, etc., for example to regulate the temperature of the effluent, for example to enrich the effluent in microbial consortium, before its reinjection by the entry of fermentation effluent. This circuit may be provided with the elements necessary for analysis and / or temperature control and / or addition of abovementioned complements, and advantageously elements necessary for the regulation of these parameters to maintain an optimized level of hydrogen production.
According to the invention, by "indirect" recirculation means that the device may further comprise a reservoir for receiving the substrate fermentation effluent and arranged in hydraulic communication with the effluent compartment of the membrane reactor. This hydraulic communication can be a communication with the outlet of the upgjDart membrane reactor effluent and with the entry of the effluent from the membrane reactor on the other hand. This reservoir may be intended to contain the substrate fermentation effluent before its injection into the membrane reactor and to receive, continuously or discontinuously, the effluent leaving the membrane reactor. This reservoir may for example be a jacketed reactor, for example provided with a stirring system, for example also provided with heating and / or cooling means, for example also provided with means for regulating the temperature and temperatures. other aforementioned parameters, preferably automatic, for example also means for adding useful nutrients to the bacterial consortium to optimize its hydrogen production activity, for example also to add bacterial consortium, in order to maintain the optimal conditions of fermentation operated to produce hydrogen according to the present invention. Thus, these heating, cooling, regulation and other means may be those known to those skilled in the art for the cultivation and / or maintenance of a fermentation. This reservoir or reactor may also be equipped with a system for degassing the effluent before it is injected into the membrane reactor, a degassing system that may be, for example, a system by bubbling nitrogen into the reservoir. This additional tank or reactor may be useful in particular for preparing the substrate fermentation effluent before it enters the membrane reactor, for example to homogenize it, for the acclimation of the bacterial consortium used, for the possible addition of nutrient compounds. and / or bacterial consortium to initiate or renew the initial medium and avoid depletion of the microbial consortium, to add water, for example when the effluent could not circulate otherwise, and more generally for the control of the effluent and the regulation of its quality for the production of hydrogen in the membrane reactor. It may comprise means for continuously stirring the effluent, with a view to its injection into the membrane reactor. These means may for example be in the form of mechanical mixing blades, whose resistance is adapted to the viscosity of the effluent.
According to the invention, the circulation of the effluent between said effluent outlet and said effluent inlet can be done without connection.
According to the invention, the compartments of the membrane reactor can be arranged successively from bottom to top in the following order: the inlet manifold, the effluent compartment, and then the outlet manifold.
In the device of the present invention, it is also advantageous to provide means for injecting a flushing gas into the interior of the hollow fibers via said inlet manifold. The application of a sweep gas according to the invention makes it possible to increase the yield of hydrogen by an unexpectedly 35%. The inventors have found that the rate of extraction of the gases produced plays an important role in the production of hydrogen. According to the invention, the means for injecting a flushing gas may comprise a gas reservoir to be injected and means for controlling and regulating the injected gas. It may also include means for recovering the gas resulting from the extraction of hydrogen from the gas produced by the fermentation, or recycled gas, and possibly of filtering this recycled gas, in order to reinject this recycled gas as sweep gas in the hollow fibers of the membrane reactor.
According to the invention, the membrane reactor may also be provided with means for heating and / or cooling its contents, in particular the effluent therein, as well as means for controlling and regulating the temperature of this effluent.
According to the invention, the hydrogen extraction means may advantageously comprise a means of separating hydrogen from the gas from the membrane reactor via the hollow fibers, and a means of evacuating the separated hydrogen. evacuation being preferably adapted to be connected to a gas storage device. This means of separating hydrogen can be a conventional means known to those skilled in the art. It may be for example a means of removing carbon dioxide by adsorption by ethanolamides or by hot dissolution in a solution of carbonates, for example potassium. It can also be a selective adsorption on a bed of molecular sieve ("PSA" for "Pressure Swing Adsorption" or "TSA" for "Thermal Swing Adsorption") [7], [8]]. It can also be a membrane technology, for example permeation [9] -
According to the invention, the device may advantageously comprise heating means and cooling means, as well as means for controlling and regulating the temperature, these means being able to regulate the temperature so that it is optimal. , in particular for the activity of the microbial consortium present, as defined below, for the production of hydrogen. These various means can be positioned at the membrane reactor and / or at the level of the additional reactor (s), if appropriate.
According to the invention, the device may further comprise a substrate or biomass storage container, which can be added to the additional reservoir, if necessary, and be in hydraulic communication with the latter. Such a container may be dedicated for example to the storage of the substrate or biomass, while waiting for its use in the additional tank. It may be a reactor for maintaining a storage temperature, as described herein, or increase this temperature for the use of the substrate for the production of hydrogen according to the invention. A fermentation preparation can take place in this container, and a substrate fermentation effluent can be produced to be injected into the additional tank for regulation and acclimation for injection into the membrane reactor.
The various elements of the device of the invention can be interconnected, for the regulation of hydraulic communications, by a set of valves, and, if necessary, control systems and <the regulation of the opening and closing of these valves.
The present invention also relates to the use of a device according to the invention for the manufacture of hydrogen, as well as to a hydrogen production process which can advantageously be implemented thanks to the device of the invention. . The liquid fermentation effluent of substrate, which can serve as a microbial inoculum, used to implement the present invention, contains a set of microorganisms or "microbial consortium" at the origin of the gas-producing fermentation phenomenon, of which the hydrogen. This consortium already exists in natural waste or can be artificially constituted or supplemented from a mixture of microorganisms known to those skilled in the art to produce hydrogen. For example, in waste from the wine sector, as described below, the microbial consortium has been isolated and comprises mainly a microbial flora belonging to the genera Enterobacter / Klebsiella / Kluyvera / Buttiauxella for the marcs, for example grape marcs and Clostridium saccharobutylicum, Clostridium spp. (saccharoperbutylacetonicum, beijerinckii, puniceum, diolis, roseum), Streptococcus spp. (lutetiensis, infantarius, equinus, luteciae), Clostridium butyncum for mud. This consortium can for example be used for the production of hydrogen by dark fermentation of agricultural biomasses, for example because it pre-exists in the substrate or the biomass used, or because it is inoculated into said biomass to enrich it. active microorganisms for the production of hydrogen.
For the implementation of the method of the invention, it may indeed be noted that the microbial consortium present in the biomass may contain hydrogenotrophic microorganisms that will consume H2 for the synthesis of methane, for example archaea methanogens hydrogenotrophic, or the acetate, for example, homoacetogenic bacteria. Several pre-treatment strategies of the consortium exist and can be used during the implementation of the method of the invention in order to limit the activity of these bacteria, for example by aeration, acid-base treatment, thermal or chemical treatment [10] . From a thermodynamic point of view, the presence of H2 in the reaction medium, inhibits the production reaction of this gas. This effect leads to the use of the substrate for other metabic pathways, for example for the production of other metabolites such as ethanol or lactate [12]. It has been shown that it is possible to limit the negative impact of a high hydrogen partial pressure on hydrogen production, in particular the use of pure hydrogen-tolerant strains [13]. The extraction of hydrogen produced from the reaction medium is an important parameter in the operation of the bioreactor in order to limit its consumption by microorganisms and to increase its yield [11], [14]. The device of the invention allows this extraction very advantageously, throughout the production of hydrogen in the membrane bioreactor, either freely or, advantageously, according to the invention, by entrainment by means of a sweep gas. for example, nitrogen from air or carbon dioxide.
According to the invention, the substrate fermentation effluent is liquid. If the biomass is too thick, add water, without the need for this water to be clean. This may be for example water from a process of cleaning tanks or river water or sewage treatment process. This mixture of the biomass with water may for example be carried out in an additional reactor as defined above, the effluent obtained being then injected into the membrane reactor for the production of hydrogen.
The fermentation temperature used can also have a significant impact on the bacterial species active in the reaction medium. In pure culture, the performance of the blister is thus linked to the optimal conditions of the species or bacterial species used for the production of hydrogen, for example mesophilic, thermophilic, and hyperthermophilic. In the case of using mixed cultures, it is the operating conditions that allow the emergence of adapted bacterial species, among the species present in the global consortium. The use of the same inoculum will therefore in different temperature conditions, the development of different species, more or less efficient for the production of hydrogen. Thus, depending on the microorganisms potentially present in the mixed inoculum, the optimal fermentation temperature is adapted. The optimum temperature of the effluent during the implementation of the process of the invention can easily be adapted depending on the origin of the biomass or the substrate, for example from an identification of the microorganisms in the presence and / or from an effluent temperature to about 35 to 39 ° C and by seeking by progressive temperature variation the temperature at which hydrogen production is optimal. For example, when the biomass is of vitivinicultural origin and / or when the microbial consortium is derived from or similar to it, the optimum temperature is around 37 ° C +/- 2 ° C. The temperature regulation can be carried out, as described above, by means of temperature regulation, heating and / or cooling. In the case of microorganisms, the pH of the effluent can also influence the fermentation process, and thus the production of hydrogen. The pH of the effluent is preferably at optimum values for fermentation. According to the invention, the pH of the effluent present in the effluent compartment during the fermentation step may, for example, be advantageously maintained at a pH ranging from 5 to 7. For example, when the biomass is the viticultural origin and / or when the microbial consortium is or is similar to it, the optimum pH is around 5.5 +/- 0.2. Those skilled in the art will be able to determine, from culture media made on different petri dishes or in suspension, for example under strict anaerobic conditions or not, and at different pHs determine the most appropriate pH zone for the setting. implementation of the method of the invention.
According to the invention, during the use of the device or the implementation of the method, the hydrogen produced which is found in the fiber day of the hollow fibers can be freely driven to the hydrogen extraction means by the thrust of gas produced in the hollow fiber day or, preferably by means of a purge gas, preferably neutral, that is to say not chemically reactive under the operating conditions of the reactor with the hydrogen produced for example nitrogen, or for example carbon dioxide, which can come from the recycling of the gases produced. The flow of the purge gas is selected to entrain the product gases passed through the wall of said hollow fibers. The difference in transmembrane pressure allows the transfer of the gases produced from said effluent compartment to the day of the hollow fibers.
According to the invention, the flushing gas may be injected into the fiber day of the hollow fibers at a pressure or flow rate just sufficient to push the gases produced by the fermentation into the membrane reactor, which is found in the reactor. fiber day hollow fibers. This avoids producing too much gas to be treated for the extraction of hydrogen at the outlet of the membrane reactor according to the invention. The flushing gas flow is thus regulated according to the production of fermentation gas by the present invention.
The device, its use and the method of the invention thus make it possible, by separating the gases produced from the effluent thanks to the walls of the hollow fibers, and advantageously with, in addition, a scanning gas sweep, to avoid the presence of H2 in contact with the effluent or dissolved in the effluent, this gas inhibiting the production of these gases. The hydrogen production efficiency is thus significantly improved by the present invention.
In addition, thanks to the process of the invention, the inventors unexpectedly have also found an optimization of the production of organic acids, for example acetic acid, butyric acid, lactic acid, fumaric acid, succinic acid, as well as an optimization of production of alcohols, for example ethanol, butanol, etc. Thus, in the same way as hydrogen, the present invention also relates to the use of the device of the invention and the corresponding process for the production of organic acids and / or alcohols. In the case where the production of organic acids and / or alcohols is the objective of implementation of the present invention, the elements relating to the extraction of hydrogen are not useful, and may be used optionally or incidentally. The fermentation optimization conditions for this organic production are, for example, those developed herein, directed to the production of these products, including with the fiber day sweep of the hollow fibers by a sweep gas. The use and the process of the invention may thus comprise the following steps: immersion of hollow fibers as defined herein in a liquid effluent for fermentation of substrate as defined herein, the immersion being carried out in a compartment with effluent as defined herein, fermentation of the substrate so as to generate a gaseous mixture, recovery of the gaseous mixture via the fiber day of the hollow fibers, extraction of the hydrogen from the gaseous mixture recovered via the fiber day of the hollow fibers.
In other words, according to the invention, the production of hydrogen according to the process or the use of the device of the present invention may comprise: a step of filling the effluent compartment with a liquid effluent for fermentation of the substrate, in such a way that the hollow fibers housed inside the effluent compartment are immersed in said effluent, a fermentation step of the substrate inside the membrane reactor, a step of collecting the gases produced during the fermentation step .
According to the invention, the fermentation step and said collection step can advantageously be continued by letting accumulate deposits of particles and / or microorganisms on the outer surface of the fibers and between them. The inventors have indeed unexpectedly found that the accumulation of these deposits of particles and / or microorganisms would help to immobilize the microorganisms in the membrane reactor and provide a benefit to the production of hydrogen compared to a stirred reactor in continuous operation .
According to the invention, when the device of the invention comprises an additional reservoir in hydraulic communication with said effluent compartment, said use or said method may advantageously comprise: a step of filling said reservoir with said liquid substrate fermentation effluent, a step of placing the reservoir in communication with the effluent compartment, followed by said step of filling the effluent compartment with the liquid fermentation effluent of a substrate, a step of continuously feeding the effluent compartment with liquid effluent from the fermentation of substrate from said tank.
Thus, according to the invention, the device, its use and the method of the invention allow a continuous production of hydrogen, including, where appropriate a continuous flow of the fermentation effluent of the substrate in the membrane reactor.
According to the invention, the internal temperature of said additional tank, when it is used to store the effluent or the biomass before its use, is preferably controlled so as to be less than 10 ° C., preferably less than 5 ° C. for example about 4 ° C. This makes it possible not to trigger the fermentation process in said additional tank, that is to say before penetration into the membrane reactor or bioreactor.
According to the invention, the process or the use may also include or in addition: a step of stopping production of hydrogen, then a step in which the membrane reactor is purged from the liquid effluent of fermentation of substrate, then a step of cleaning the effluent compartment and the hollow fibers, made in such a way as to keep a living microbial film on the outer surface of these hollow fibers, then a new step of filling the effluent compartment with the liquid substrate fermentation effluent with the same hollow fibers and said preserved bacterial film.
According to the invention, the cleaning step of the effluent compartment, in particular hollow fibers, is a cleaning which preferably does not damage the hollow fibers. This rinsing can be performed with water, for example with a pH that can be adjusted for the preservation of the biofilm formed by the bacterial consortium on the fibers.
This water may contain a mild detergent, RBS type, preferably well diluted, or bleach with chlorine at 1 ppm.
Substrate fermentation tests were thus performed without the addition of external microbial bacterial inoculum, using a biofilm created on the surface of the hollow fibers in contact with the effluent during previous fermentation tests, with similar results. satisfactory than those obtained with initial seeding. The fermentation quickly started and then stabilized for a continuous production of hydrogen. A significant yield and hydrogen productivity were obtained, very competitive with the tests using a bacterial inoculum freshly taken from the purification plant, which reveals the interest of the membrane device of the present invention for the stabilization of the bacterial consortium. and more broadly microbial, producer of hydrogen on hollow fibers. In addition, these results show a simplicity of large-scale implementation of the method of the invention, by limiting the reseeding requirements of the reaction medium.
According to the invention, the use or the process may advantageously comprise a step of degassing the liquid fermentation effluent from the substrate before it is introduced into the effluent compartment, especially when the effluent or the biomass is in an additional reactor as described above.
According to the invention, the use or the process may advantageously comprise a time for acclimation of the biomass and / or the fermentation effluent of substrate containing a bacterial or microbial consortium in the device of the invention, in particular in the membrane reactor and / or optionally in the additional reactor as described above, for example 5 hours. This is in particular an initial phase of acclimation of the microorganisms in the device of the invention, a phase which is for example preferable to the start of continuous fermentations in order to quickly reach an optimized production of hydrogen. Those skilled in the art will readily determine the duration of this acclimation time which precedes the hydrogen production phase, for example by following the fermentative activity in the substrate fermentation effluent. This phase may correspond, for example, to the initial phase of a reference test in "semi-batch" operating mode, once the fermentation has reached its maximum production, for example after about 4 to 6 hours in the bioreactor. the fermentation reactor containing the acclimated substrate fermentation effluent can then be continuously supplied with substrate or biomass.
According to the invention, such degassing and / or acclimation time has (have) advantageously made it possible to further improve the performance of the device, its use and the method of the invention, in particular by enabling continuous production and effective hydrogen for more than 400 hours.
The inventors have thus developed a device and an economic and clean method of hydrogen production that will certainly accelerate the establishment of a "hydrogen economy".
The device, its use and the method of the present invention make it possible to obtain a very satisfactory energy gain from ultimate waste, which can not be improved by other means. The successful nutrition of nutrients with agricultural biomass waste validates industrial use.
The production of H2 by the obscure fermentation using the device or method of the present invention is less energy consuming and can be performed under non-sterile conditions, using mixed cultures and inexpensive organic waste as substrates.
The continuous operation of the device of the invention has been successfully carried out and allowed the passage of the membrane module to operation, not only in coupling with an additional reactor, but also alone as a membrane bioreactor.
In addition, the use of the membrane bioreactor (BRM) of the present invention alone offers excellent prospects since it shows a better stability of the production of hydrogen than devices of the prior art, in particular with continuous stirred reactor ( RAC).
In addition, the use of agricultural biomass used by the inventors of the present, whose annual French production is 850 000 tons, would produce 20 000 000 m3 of hydrogen per year.
Also, the device, its use and the method of the invention can easily and advantageously adapt to flow of sewage sludge and metabolizable organic waste locally available. Other advantages may still appear to those skilled in the art on reading the examples, illustrated by the appended figures, given for illustrative purposes.
Brief description of the figures
FIG. 1 schematically represents a view in longitudinal section of an exemplary membrane reactor that can be used in the device of the invention and / or for implementing the method of the invention.
Figure 2 schematically shows an overview of a first exemplary device of the present invention.
Figure 3 schematically shows an overview of a second exemplary device of the present invention.
EXAMPLES
EXAMPLE 1 Example of Membrane Reactor Which Can be Used in the Device of the Invention and / or for the Implementation of the Process of the Invention
In this example, there is described a membrane reactor, hereinafter "membrane module", with hollow fibers that can be used for extracting gases from an effluent according to the invention.
This reactor is shown schematically in Figure 1 attached. It comprises: an envelope 20 defining an interior volume, said interior volume comprising two compartments sealed together, namely a gas outlet manifold 26a and an effluent compartment 24, also called calender, intended to be filled by the effluent substrate fermentation liquid; hollow fibers 28 each formed by a tubular wall surrounding a fiber day, said tubular wall being liquid-tight and gas-permeable, the hollow fibers being accommodated in said effluent compartment and arranged so that their fiber day communicates with said gas outlet manifold sealingly with respect to the liquid effluent when present in the effluent compartment, and a gas outlet communicating between said gas outlet manifold and said extracting means of hydrogen. a substrate fermentation effluent inlet 34 communicating between the outside of said shell 20 and said effluent compartment 24, and a substrate fermentation effluent outlet 38 communicating between said effluent compartment 24 and the outside of said effluent compartment 24; envelope.
The effluent compartment, the hollow fibers, the gas outlet manifold, the gas outlet and the hydrogen extraction means are arranged in such a way that the passage of a gas or a mixture of gases from of the liquid effluent when in the effluent compartment via the fiber day of the hollow fibers into said hydrogen extraction means (not shown in Figure 1) is done freely or by means of a sweep gas. The envelope 20, including the effluent compartment 24, is made of a plastic material It may include a metal shell, or formed of another material such as PVC.
This envelope 20 is opaque in order to allow the dark fermentation in the effluent compartment 24.
The membrane module used is composed of 238 hollow fibers made of polytetrafluoroethylene (PTFE), with an internal diameter of 0.45 mm and an external diameter of 0.87 mm, and whose pore diameter is of the order of 0 , 1 pm.
These are arranged in a useful volume with a fill rate of 8.5%. According to an exemplary embodiment, this useful volume is 478 ml.
In the example illustrated, the interior volume of the envelope 20 comprises an inlet manifold 22 bis. The effluent compartment 24 is housed between the inlet manifold 22a and the outlet manifold 26a, the inlet manifold 22a being sealingly separated from said effluent compartment 24.
The gas inlet manifold includes a gas inlet 32, in particular for connection to a gas injection means.
Each hollow fiber 28 is arranged to pass through the effluent compartment 24 and so that the collectors 22a and 26b communicate with each other via the fiber day.
The hollow fibers are held together on the one hand by a first sleeve 22 at the inlet manifold 22 bis of a purge gas, on the other hand a second sleeve 26 at the outlet manifold 26 bis gas. These two sleeves 22 and 26 are made of epoxy resin and seal at the level of the fibers passing through them, so as not to let the liquid effluent through the gas inlet and outlet manifolds, while leaving in free communication on hollow fiber day with 22a inlet manifold and 26a gas outlet manifold.
The flow of liquid that can flow in the effluent compartment 24 of this module, this module being delimited by the calender, from bottom to top, between the effluent inlet 34 and its outlet 38, allows the relative suspension of the materials. solids potentially present in the liquid substrate fermentation effluent.
As can be seen in FIG. 1, the effluent inlet 34 and the effluent outlet 38 are transverse, ie they open on the sides of the effluent compartment.
Here the effluent inlet 34 is close to the sleeve 22 separating the effluent compartment 24 from the inlet manifold 22a. The distance between this effluent inlet 34 and this sleeve 22 defines a dead volume below the height at which the effluent arrives. There is little or no circulation of effluent in this dead volume. This dead volume can be used to allow the possibility of deposition of solid particles contained in the effluent or to allow the development of a bacterial consortium also at this level.
In an alternative embodiment, not shown, instead of arriving transversely, the effluent outlet and / or the effluent inlet arrive (s) respectively by the top and / or bottom.
For example, the effluent outlet arrives at the top of the shell, next to the gas outlet but without communicating with it. In this case, the effluent outlet comprises a pipe that passes through the gas outlet manifold, while being sealed with the interior of the gas outlet manifold. This pipe then passes through the sleeve separating the gas outlet manifold and the effluent compartment and opens into the effluent compartment, either flush with the sleeve or at a distance from it.
Similarly, the effluent inlet may arrive at the bottom of the shell, next to the gas inlet but without communicating with it. In this case, the effluent inlet comprises a pipe that passes through the gas inlet manifold, while being sealed with the interior of the gas inlet manifold. This pipe then passes through the sleeve separating the gas inlet manifold and the effluent compartment and opens into the effluent compartment, either flush with said sleeve 26 or at a distance therefrom, leaving in this latter case a dead volume.
Placed vertically, a gaseous sky is formed in the upper cavity of the membrane reactor, above the liquid outlet 38. For example, this gaseous sky has an average volume of 55 ml in the embodiment where the useful volume is 478 mL. A volume of liquid of 423 ± 5 mL is therefore present in the volume provided for the effluent in the shell of the membrane module of this example.
The heating of the effluent compartment at the fermentation temperature is achieved by circulating water from a thermostatic bath (Polystat 5A - Bioblock Scientific) in a compact coil composed of a flexible vinyl tube surrounding the shell.
This module or membrane bioreactor (BRM) according to the invention has been tested in several devices according to the present invention. Examples are presented below.
Example 2: Example of a first device according to the present invention
The system used is defined so that it can operate in continuous mode. It is shown in Figure 2 attached.
It comprises a Scilabware (trademark) thermostated double-walled glass feed tank 10 which may contain a solution or substrate fermentation medium. It is used to feed the membrane reactor of Example 1, or Membrane Bioreactor (BRM) 2, at a rate regulated by a peristaltic pump 70 (Ismatec IP, trademark).
The circulation of the medium is carried out with a second peristaltic pump 61 in a recirculation loop 6 on which the addition of the substrate or biomass solution and an evacuation 75 with an equivalent flow rate of the outgoing excess effluent are carried out, in the In order to maintain the strict anoxia conditions in the reaction medium, a continuous degassing of the substrate or biomass is carried out by bubbling nitrogen (not shown) into the reservoir 10 of the reactor. feed solution.
In order to avoid the fermentation of the substrate in the feed tank 10, a cooling liquid coming from a thermostated bath 56 (Cryostat TC40 - Huber coupled to a Polystat 5A - Bioblock Scientific) circulates between the double walls of the reservoir of 10. The thermostated bath may be connected to a thermal control means 58, to maintain the temperature of the bath at 4 ° C.
This allows the fermentation of the substrate to begin essentially, if not exclusively, in the BRM 2 membrane bioreactor. The supply tank 10 is connected in series with the recirculation loop 6 via a supply pipe 73. This supply pipe 73 therefore joins the pipe 60 of the recirculation loop 6, which joins the effluent outlet 38 to the effluent inlet 34, thus allowing the arrival of new substrate in the effluent compartment 24.
The supply pipe comprises a supply valve 72 and the peristaltic pump 70, whose opening and flow rate are respectively controlled so as to continuously supply the membrane bioreactor 2 effluent, substrate or biomass.
To regulate the pH inside the effluent compartment 24, the pipe 60 of the recirculation loop is connected to a container 64 filled with a basic solution, for example a sodium hydroxide solution (NaOH). A pH probe 62 measures the pH value in the pipe 60. A peristaltic pump 66 controls the flow of basic solution in the recirculation loop 6, depending on the measurements received by the pH probe 62. This control can be for example automated.
A pressure sensor 68 measures the pressure difference in the pipe 60 of the recirculation loop 6, between the effluent outlet 38 and the effluent inlet 34.
In this example, a sampling valve 74 on the pipe 60 of the recirculation loop 6 possibly makes it possible to take samples for microbiological analysis. A sampling valve 74 bis on the pipe of the flow evacuation 75 possibly makes it possible to take samples of the outgoing effluent, for example to measure the sugar content.
The pipe 60 may also include the flow evacuation 75 arranged to remove the excess liquid in the recirculation loop 6. For example, a free outlet overflow allows to evacuate the surplus fermentation effluent substrate.
A liquid or coolant, for example water, from another thermostated bath 52 (Polystat 5A - Bioblock Scientific - marketed by Fisher Scientific) circulates in a coil surrounding the radiator 24 of the BRM 2. This thermostated bath 52 is connected to a thermal regulation means 54, to maintain the temperature of this bath between 35 ° C and 39 ° C.The coil can be formed by a flexible vinyl tube. It can be arranged in a compact manner around the shell, in particular with its contiguous turns.
The scanning gas injection means 8 is connected to the gas inlet 32 of the inlet manifold 22 bis. This injection means 8 comprises a nitrogen source 48, as well as a valve and a mass flow meter 50 (Brooks Instrument - Model 5850E) coupled to a regulator (Brooks Instrument - Model 0254) for controlling the flow of nitrogen. .
The flushing gas, in this case nitrogen, flows from the inlet manifold 22a to the outlet manifold 26a via the fiber days. It is then evacuated by the gas outlet 30, which is connected to a gas extraction means 4.
The number of cold traps or cold traps is not limiting, and the extraction means 44 can comprise two cold traps, operating in particular between 2 and 3 ° C and a membrane gas / liquid separator is installed in series on the BRM 2 gas exit line.
Cold traps dip into a bath whose temperature is regulated for example by a TC40 Cryostat brand Huber. The separator may be for example an EIF 3S5SEC25 marketed by CTB Choffel. They are preferably arranged so as to condense the liquids before the arrival of the gas stream to the on-line analysis by pGC-TCD.
The gas extraction means 4 comprises a cold trap 44 and a cryostat 42 arranged to trap any condensate.
The extraction means 4 also optionally comprises means for separating hydrogen from other gases, in particular carbon dioxide.
The extraction means 4 comprises a means for evacuating the separated hydrogen, in particular a vent 12 which can be connected, in particular, to a gas storage device.
A gas chromatograph 46, for example a gas phase microchromatograph consisting of two modules equipped with thermal conductivity detectors (also called GC-TCD, for "Gas Chromatography - Thermal Conductivity Detector"), is connected upstream of the means of discharge 12 and downstream of the separation means (not shown) to allow analysis of the product gas. Said microchromatograph may for example be of the Agilent brand.
The models and brands, including devices, measuring devices and tanks used in this example are cited in a non-limiting manner. They correspond to the models used in the laboratory tests for this example.
Example 3: Example of a second device according to the present invention
According to another example, illustrated in FIG. 3, the recirculation loop 106 is arranged to allow indirect recirculation of the substrate between said effluent outlet 38 and said effluent inlet 34.
In this example 3, the feed tank 10 and its cooling means (not shown in FIG. 3), the membrane bioreactor (BRM) 2 and its thermal regulation means 52, 54, and the gas injection means 8 are identical to those of Example 2. Their references are identical and their description will not be repeated in detail.
In Example 3, the recirculation loop 106 comprises an additional reactor 103 in hydraulic communication with the BRM 2. This reactor is intended to receive the substrate fermentation effluent.
This hydraulic communication can be a communication with the outlet of the effluent 38 of the BRM 2 on the one hand, and a hydraulic communication with the inlet of the effluent 34 of the BRM 2, on the other hand. This additional reactor 103 may be intended to contain the effluent before its injection into the BRM 2 and to receive, continuously or discontinuously, the effluent leaving the BRM 2.
This additional reactor 103 is, in this example, a jacketed reactor provided with a stirrer 101 with blades to continuously stir the effluent, for injection into the BRM 2. The additional reactor 103 therefore forms a reactor continuously agitated (RAC).
For example, the additional reactor 103 may be a reactor of the Büchi AG brand. For example, for a BRM 2 of 478 mL, the additional reactor 103 may have an internal volume of 1.0 to 1.5 L.
A heat transfer liquid from a thermostatic bath 156 flows between the double walls of the additional reactor 103. The thermostated bath is connected to a thermal regulation means 158, to maintain the temperature of this bath between 35 ° C and 39 ° C.
The additional reactor 103 may comprise a thermal probe 159, for example connected to a thermal regulation means 158.
To regulate the pH inside the additional reactor 103, and consequently in the recirculation loop 106 and in the BRM 2, the additional reactor 103 is connected to a container 164 filled with a basic solution, for example a solution of sodium hydroxide (NaOH). A pH probe 162 measures the pH value in the line connecting the effluent outlet 38 of the BRM 2 to the additional reactor 103. An automatic pH regulator 166 actuates a valve connected between the container 164 and the additional reactor 103.
As a pH regulator it is possible to use, for example, the BL 7916 model marketed by HANNA Instruments.
In order to improve the homogenization of the fermentation medium before being injected into the reactor, circulation of the reaction medium, namely the substrate fermentation effluent, is carried out with a peristaltic pump 161 in the recirculation loop 106. , on which the addition of substrate or biomass is performed. This pump 161 is connected in hydraulic communication input to the additional reactor 103 and output to the effluent inlet 34 of the BRM 2. The valve 160 on the recirculation loop 106 allows to cut this hydraulic communication. This recirculation valve 160 and the peristaltic pump 161 thus make it possible, by controlling respectively the opening of the valve and the flow rate of the pump 161 to control the recirculation.
A pressure sensor 168 measures the pressure difference in the pipes of the recirculation loop 106, between the effluent outlet 38 and the effluent inlet 34.
In this example, two sampling valves 174 respectively arranged on the additional reactor 103 and on the pipe connecting the pump 161 of the recirculation loop 106 to the effluent inlet 34, for example to measure the sugar content.
The recirculation loop 106 may also comprise a flow evacuation arranged between the BRM 2 and the additional reactor 103, to evacuate the excess liquid in the recirculation loop 106. For example, a valve (not shown) connected to a peristaltic pump 163 can control this evacuation at an equivalent flow rate of the effluent or excess substrate fermentation medium, in order to regulate the volume of the medium within the BRM 2 and in the additional reactor 103.
Another sampling valve 174 bis on the pipe allowing the evacuation of flow possibly makes it possible to take samples of the outgoing effluent, for example to measure the sugar content.
This additional reactor 103 may also be equipped with a degassing system for the fermentation effluent of the substrate before it is injected into the BRM 2, a degassing system which may be, for example, a system 147 and 150 by bubbling nitrogen into the reactor. tank. This system comprises for example a nitrogen source 147, as well as a valve and a mass flow meter 150 for controlling the flow rate of nitrogen.
The feed tank 10 supplies the BRM 2 at a rate regulated by a peristaltic pump 170 (Ismatec IP, trademark). This feed tank 10 may also be provided with a degassing system (not shown) of the substrate or biomass prior to its injection into the pipe 173.
The supply tank 10 is connected in series with the recirculation loop 106 via a supply pipe 173. This supply pipe 173 thus joins the pipe of the recirculation loop 106, in this example between the recirculation pump 161 and the inlet of effluent 34, thus allowing the arrival of substrate or biomass in the effluent compartment 24.The supply pipe comprises a supply valve 172 and the peristaltic pump 170, whose opening and Flow rates are controlled to continuously feed BRM 2 into substrate or biomass.
The purge gas injection means 8 is connected to the gas inlet 32 of the inlet manifold 22a in the same manner as in Example 2 and will not be further described.
A gas extraction means 104 is connected to the gas outlet 30 of the BRM 2 and to a gas outlet of the additional reactor 103, via two corresponding gas circuits 141 and 143. It is thus also possible to recover hydrogen which would be produced in the additional reactor 103.
This gas extraction means 104 comprises a set of cold traps 144 and a cryostat 142 arranged to trap any condensable compounds ("condensais" once trapped) in the corresponding gas circuits 141 and 143.
The extraction means 104 also optionally comprises one or more means (not shown) for separating the hydrogen from the other gases produced, in particular carbon dioxide.
The extraction means 104 comprises means for evacuating the separated hydrogen, in particular a vent 112, which can be connected, in particular, to a gas storage device.
In this example, each of the gas circulation circuits opens onto this evacuation means 112, so that the hydrogen from the BRM 2 and the additional reactor 103 can be collected to a single evacuation means 112.
Two gas chromatographs with a thermal conductivity detector 146 and 147 are connected upstream of the discharge means 112 and downstream of the separation means to allow the gases produced to be analyzed.
The models and brands, including devices, measuring devices, reactor and tank used in this example are cited in a non-limiting manner. They correspond to the models used in the laboratory tests for this example.
EXAMPLE 4 Examples of biomasses and use of a device according to the invention The supply of nutritive compounds to the reaction medium or fermentation effluent of the substrate made it possible to renew the initial (or aclimate) medium, and to avoid a nutrient depletion detrimental to hydrogen production. It has been achieved either by spot addition directly to the recirculation loop, or by continuous addition into the substrate feed solution or biomass. The use of slugs from the sector or vitivinicole as real substrate or feed biomass of the bacterial or microbial consortium was carried out with the membrane module of Example 1.
When using a medium rich in carbohydrates and nutrients (model mixture or mud), bacterial or microbial growth is observed in the substrate supply tank 10 at room temperature. Therefore, a reduction of the tank temperature was performed at about 4 ° C. In addition, a complete cleaning of the tank is carried out punctually in case of suspected contamination, by brushing with detergent and rinsing with ethanol 70%. This intervention is carried out during fermentation without interruption of feed, thanks to the use of a buffer volume of substrate or biomass.
In addition to the cleaning procedure after use, the cleaning of the membrane bioreactor is carried out by repeated emptying and rinsing of the calender with bleach (1 ppm of active chlorine). This cleaning removes the particles present in the calender, but its purpose is not to destroy the biofilm that can be established on the hollow fibers during fermentation, to maintain its potential for activity. A re-seeding of the membrane reactor 2 may, however, be carried out at the beginning of each fermentation test with acclimated activated sludge of sewage plant, for example in this example, the additional reactor 103. A fermentation test without addition of external inoculum a has been carried out, with feeding substrate feed containing nutrients, to observe the potential of this production biofilm for the production of hydrogen by dark fermentation.
Example 5: Operation of a continuously stirred reactor (RAC)
An acclimation phase of the bacterial or microbial consortium has proved advantageous before the continuous introduction of the hydrogen production device of the invention. The acclimation of the activated sludge is carried out in a stirred reactor in semi-batch operation mode (RASB) with the parameters optimized according to the microorganisms present. The duration of acclimation is 5 hours, corresponding to the time required for the test performed on the biomass to reach its maximum gas production. Then, once the hydrogen production stage is reached, the RAC is fed continuously with the substrate fermentation effluent from a reservoir, and a continuous extraction of the effluent leaving the reactor is performed to compensate the feed. maintaining a volume of effluent in the (RAC) substantially constant. The operating mode of this example is not shown. A recirculation loop is put in place, on which the outgoing effluent is removed and the substrate is added, which improves the homogenization of the reaction medium in the membrane reactor. Nitrogen is used as a flushing gas with a flow rate of 10 mL / min for extracting gases produced during fermentation.
A RAC-a fermentation test was performed in the RAC with a substrate feed rate (DAS) of 0.62 ghexose / ml / hr and a hydraulic residence time (TSH) of 73 hours. This test allowed the production of H2 over a period greater than 240 hours.
A decrease in H2 production is observed after about 60 h, followed by a significant recovery to a relatively stable production level. However, a significant increase in CO2 production is observed, which is significantly higher than that of H2 from 140 h. The production profile has thus been divided into three stable production phases, the corresponding production parameters of which are given in Table 1 below.
Table 1: Values of hydrogen yield and productivity, H2 / CO2 molar ratio and RAC hexose consumption for RAC-a test
the first value corresponds to the average of the yield of hydrogen per mole of hexose, assuming an accumulation in the reactor; the second value is the average of the yield of hydrogen per mole of hexose assuming a steady state. ** the first value is the average of hexose consumption assuming accumulation in the reactor; the second value corresponds to the average of the hexose consumption by assuming a steady state.
The first fermentation phase studied, between 7:00 and 60:00, has the highest hydrogen yield obtained with 1.95 mol 2 / molhexose consumed with a productivity of 158 mLH 2 / L / h. This first phase of operation also has an important H2 / CO2 ratio 1.13, which is higher than the results observed during the fermentation tests in semi-batch stirred reactor (RASB) mode of operation.
The second phase of production identified is between 70 h and 108 h of fermentation after, a significant drop in the yield and productivity of hydrogen (respectively -46-54% and -57%) whose minimum value corresponds approximately to TSH applied to the system (73 h) is a total renewal of the reaction medium.
Finally, a third phase, longer, is established after 160 hours with a yield and productivity similar to those of the second phase and a ratio H2 / CO2 stabilized around 0.65, reduced by more than 30% compared to two previous phases.
The decrease in hydrogen productivity between the two phases can be explained by the fact that no nutrient other than glucose is added to the reaction medium to the substrate fermentation effluent (no source of nitrogen or phosphorus) and that part of the consortium or microbial is extracted from the (RAC) by volume regulation in it. Since the substrate solution is stored under static air, the hypothesis according to which the reaction medium is in a microaerobic condition can also be advanced; the introduction of oxygen into the RAC bioreactor that could induce a modification of the bacterial or microbial consortium, explaining the reduction of H2 production in favor of that of CO2. Finally, a third hypothesis relates to the accumulation of fermentation metabolites in the reaction medium with concentrations approximately 10 times higher in ethanol, acetic acid and butyric acid relative to a semi-batch stirred reactor operation. The presence of metabolites in high concentration thermodynamically limits their production and therefore the co-production of hydrogen.
In order to improve the production results by limiting the drop in hydrogen productivity and the H2 / CO2 ratio, a RAC-b fermentation test was carried out with a modification of the configuration by the use of a Overall 12 hour TSH, achieved by increasing the volume flow rate of the substrate feed. For this RAC-b test, the concentration of the feed solution was reduced to 12 ghexose / L against 50 ghexose / L for the RAC-a test, to obtain a SAR of approximately 1 9hexose / Lm / hr , thus increased by 60% over the DAS of 0.62 hexose / ml / hr of the RAC-a test. The reduction of TSH must allow an improvement, in particular to increase the renewal of the reaction medium, by limiting the accumulation of metabolites and their potentially negative impact on hydrogen production. Microaerobics, which can be generated by a small but continuous supply of dissolved oxygen in the substrate, creates favorable conditions for the emergence of metabolic or competing pathways. In order to avoid the supply of oxygen into the reaction medium, continuous degassing is carried out in the substrate tank.
In order to better understand the impact of TSH on fermentation, a stepwise increase (12 h, 18 h and 23 h) is carried out as and when the RAC-b fermentation test is carried out. Modification of the TSH is performed by changing the substrate concentration of the feed solution and feed rate to maintain a stable SAR (about 1 ghexose / ml / hr). To maintain a fixed recirculation rate, the recirculation flow is changed in the same way as the feed.
The production profile obtained during the RAC-b fermentation test is generally more stable than for the RAC-a fermentation test, despite the TSH modifications performed. The rate of production of H2 and CO2 remains close throughout the fermentation, without significant inversion, which confirms the positive impact of the operating conditions implemented. Table 2 below gives the results obtained for the use of different TSH used with the RAC. It should be noted that the results obtained for a 73 hr TSH, tested during the RAC-a fermentation test, only correspond to the initial period of the test (from 7 to 60 h) and therefore do not take into account the decline in H2 production.
Table 2: Values of hydrogen yield and productivity, H2 / CO2 molar ratio and erchexosis consumption Hydraulic residence time (TSH) for the RAC
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
Of the three TSHs tested during the RAC-fa fermentation test, the 12 hr TSH gives the best H2 production results, with a yield of 0.93 moWmolhexose consumed and a productivity of 47 ml_H2 / Lmieu / However, a relatively small proportion of the added glucose is consumed by fermentation (38%). The increase in TSH at 18 h results from a significant drop (-43%) in H2 productivity, with a slight decrease in hexose consumption to 32%, leading to a drop in the hydrogen yield per mole of hydrogen. hexose consumed (-30%). A further decrease in this yield of 17% is observed during the increase of TSH at 23 h, the consumption of hexose (35%) remaining relatively low. The H2 / CO2 ratio is good (1.0) for the 12 hour TSH, and remains high (0.88) for the 18 and 23 hour TSH, even after 160 hours of operation. Compared with the result obtained on the initial phase of the RAC-α test, the hydrogen yield is 52% lower with a 12 hr TSH and the hydrogen productivity is considerably reduced from 158 to 47 rnL / hr / hr. This is explained by the rapid renewal of the reaction medium with a short TSH, the bacterial population initially present in the bacterial inoculum is leached and does not have time to develop sufficiently to consume the entire substrate, as in the case RAC-b test for which the reaction medium was not renewed (TSH 73h).
A microbiological analysis of the bacterial consortium present in the RAC reaction medium was carried out for three samples: with a 73 hr TSH (RAC-a) at 29 h (initial phase) and 241 h of fermentation (stable final phase) , and with a 12 hr TSH (BC-b) at 68 h of fermentation (Table 3). These results show that the majority of the bacterial consortium is composed of bacteria of the phylum Firmicutes, with more than 75% of the sequences analyzed. On the initial fermentation phase, with a TSH of 73 or 12 h, the profile of the bacterial consortium is very similar, with a large majority of bacteria of the genus Clostridium sensu stricto 1 and 10 (about 91% of the sequences analyzed) with the common majority species Clostridium butyricum (29.2% and 52.8% respectively for TSH of 73 h and 12 h).
Table 3: Results obtained by sequencing the biomass samples from the RAC-a and RAC-b fermentation tests - groups with an abundance> 1% for at least one of the samples
However, the other species of Clostridium-like bacteria in these two samples differ in their distribution, with a significant proportion of Clostridium barati (26.9%) for the 73-hr TSH and an undetermined Clostridium species (subterminal / thiosulfatireducens / sulfidigenes). ) for the 12 hr TSH. This variability can be explained by the evolution of the consortium as a function of time, in fact the sample of the RAC-a test is taken at 29 h while that of the RAC-b test is taken at 68 h. Knowing that the species mainly identified in the RASB tests is Clostridium barati, it may remain significant at 29 h of fermentation, while less than half of the reaction medium was renewed. While in the case of the sample using a 12 h TSH, the sampling at 68 h is carried out after several renewals of the reaction medium, the bacteria present are therefore best suited to the continuous mode of operation. The Clostridium barati species seems to be less well adapted to the continuous mode of operation and its population decreases as the reaction medium is renewed, to become relatively minor (3.2% in the 68-hr RAC-b sample). ). On the other hand, Clostridium butyricum, whose population was less than 10% in RASB mode, is evolving in the initial phase of the rAC-a (29.2%) and becomes the majority species after establishment of the mode. continuous operation in the B-RAC sample (52.8%). Similar reasoning can be made for the occurrence of subterminal and (subterminal / thiosulfatireducens / sulfidigenes) Clostridium species and the disappearance of the unidentified species of Clostridium sp. (accession no .: LC020510). The sample obtained at 241 h of fermentation during the fermentation test RAC-a, therefore after the relative increase in CO2 production compared to that of H2, has a greater microbiological diversity, with the presence of species derived from other phylum (Actinobacteria and Bacteroidetes) in significant quantity (> 10%) and the significant reduction of the majority species in the sample taken at 29 h of fermentation: Clostridium butyricum (2%) and Clostridium barati (0.6%) . In contrast, other Clostridium bacteria emerged from the initial phase sample, in particular the undetermined Clostridium species (subterminal / thiosulfatireducens / sulfidigenes), whose representativity increased from 0.3 to 12.0%. . The emergence of other species of the phylum Firmicutes is also observed, with species of the genera Ruminiclostridium (16.4%), Sporolactobacillus (13.5%) and Ethanoligenens (10.9%).
Example 6 Example of Operation of the Membrane Bioreactor (BRM) According to the Invention with a Continuously Reacted Reactor (RAC) As in the Previous Example - RAC / BRM Operating Mode
After identifying conditions for effective continuous operation in the RAC, described in Example 5, the addition of the membrane bioreactor (BRM) to the system was experimented to verify improvement in the extraction of the product gas, and potentially increase hydrogen production.
In a first step, the membrane module was added to the recirculation loop of the RAC, in order to couple these two devices, so as to correspond to the device of FIG. 3, described in example 3. In the same way as for the RAC (Example 5), an acclimation of the activated sludge of purification plant is carried out in the stirred reactor in semi-batch operation mode (RASB), then once the production stage in H2 reaches, a portion of the acclimated sludge is transferred to the calender 24 of the membrane module 2. This test has improved and stabilized the membrane module membrane membrane function.
The membrane bioreactor (BRM) or membrane module 2 of the present invention was coupled with an additional reactor 103 which is a continuous stirred reactor (RAC) forming the coupled device of Figure 3 (RAC / BRM).
In this coupled configuration, a recirculation of the substrate fermentation effluent takes place between the two parts of the system: the RAC 103 and the BRM 2. Both parts of the system are equipped with a flushing gas supply ( from gas sources 147 and 48) with a flow rate of 10 mL / min and a gas output with line analysis (by the microchromatographs 147 and 146). In the case of BRM 2, the nitrogen circulates inside the hollow fibers 28, the reaction medium being located outside, in the calender 24. The samples of reaction medium taken by the bottom valve 174 of the CAR 103 correspond to the outlet of the CAR and therefore to the inlet of the BRM, while the samples taken at the outlet of the effluent by the valve 174 bis correspond to the entry of the RAC. Like the RAC-a test (Example 5), this preliminary RAC / BRM test was performed without continuous degassing of the substrate supply tank.
An initial volume of activated sludge of 1200 mL is used as an inoculum or microbial to allow the filling of the BRM 2 calender 24 while retaining in the RAC 103 a volume of liquid for pH control and regulation. The volume of substrate fermentation effluent in shell 24 during operation is about 440 mL, while an average volume of 670 mL is maintained in CAR 103 over the test period. The addition of substrate is performed on the recirculation loop 106, before entering the shell 24, which allows to consider a larger production in this part of the system. The overall hydraulic residence time (TSH) of the system is 99 h, while the TSH on the parts RAC 103 and BRM 2 are shorter with respectively 12 h and 7 h. This important difference is explained by the use of a recirculation flow rate of the pump 161 important compared to the substrate feed rate of the pump 170, recirculation rate of 4.9.
This configuration makes it possible to produce an H2 production in the BRM, with a reserve of relatively large volume reaction medium in the RAC, with the aim of increasing the inertia of the operation in order to avoid the leaching of the bacterial or microbial consortium present in the reaction medium. A substrate feed rate (SAR) similar to the tests performed during the RAC-b test (Example 5) is used to feed the BRM portion of the system (1.1 ghexose / L-BRM / h) which in fact corresponds to a reduced SAR on the whole system (RAC / BRM) with 0.5 ghexose / Lmiieu / h. The regulation of the pH of the reaction medium of the system is exclusively achieved by the addition of a 3 mol / L solution of NaOH in the CAR 103 by the automatic regulation system 164-166. A measurement of the pH is carried out directly at the outlet of the BRM 2 by the probe 162 on the recirculation line 106 of the reaction medium. The production of hydrogen being mainly carried out in the BRM 2, the pH control value in the RAC 103 is modified in order to obtain a pH of about 5.5 at the outlet of the shell 24.
The gas production profiles (H2 and CO2) were studied for the RAC 103. After transfer of the sludge into the membrane module, the production profile of H2 in the RAC 103 is close to that of a RASB test during the 7 h following. Indeed, the consortium present in the CAR 103 continues to produce gases from the introduced substrate at the initial time (TO), but does not directly receive substrate continuously. After 13:30, an increase in the production of hydrogen is observed, which corresponds, approximately to the period of the TSH of the reaction medium in the BRM 2 since the beginning of the continuous feed of the substrate. The residual substrate that is not consumed in the shell 24 arrives in fact in the CAR 103 and feeds the bacterial or microbial consortium. Continuous Stirred Reactor 103 (RAC):
The production period between 20:00 and 116:00 is used to calculate production parameters (Table 4).
Table 4:
Hydrogen yield and productivity values, H2 / CO2 molar ratio, and hexose consumption for the RAC / BRM test
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
This phase has a relatively constant CO 2 production, whereas that of H2, which is more variable, fluctuates between 0.8 mLH2 / Lmieul / min and 0.2 mL / lMieul / min. The productivity of hydrogen during this period is low with 39 ml / ml / hour), the bacterial or microbial consortium only receives a residual portion of the substrate introduced into the system (part not consumed in the BRM 2). A hydrogen yield of 0.95 molH2 / molhexose consumed is calculated on the production phase of the CAR, taking into account the measurements of glucose added (leaving the BRM 2) and residual (leaving the CAR 103). This yield is relatively high given the unfavorable pH conditions regulated at 6.8 from 29 h in the CAR 103. A 95% consumption of the hexose introduced into the CAR is measured. Of
even, the molar ratio H2 / CO2 calculated on this phase is relatively good with 0.93. The evolution of the gas production in the RAC 103 can also be explained by the pH applied in this one, necessarily high (6.8) to allow to obtain a pH of 5.5 at the output of the BRM 2. The average TSH of the reaction medium in the BRM 2 being 7 h, the impact of a pH change in the CAR 103 is not immediately observed at the output of the BRM 2, where the pH is measured; the modifications of the regulation value were carried out in several successive stages. A regulation pH of 6.8 in the RAC 103 finally made it possible to reach a pH of 5.4 at the outlet of the calender 24. The operation at a pH of 6.8 is not impossible for the bacterial production consortium of H2, but that does not correspond to the optimal conditions. The average TSH of the reaction medium in the CAR 103 being 12 h, the hydrogen-producing bacteria are potentially negatively impacted by these fermentation conditions. In addition, since the pH is approximately 5 at the outlet of the BRM 2, a relative basic shock is subjected to the bacteria arriving in the CAR 103. Although the use of an acid-base shock may allow a selection of sporulating bacteria, the continuous use of this process seems inappropriate. This is a possible explanation for modification in the bacterial consortium, with a negative impact on some hydrogen-producing bacteria.
Membrane Bioreactor 2 (BRM):
The production of gas generated in parallel by the BRM 2 is globally larger. After the transfer of acclimated sludge from RAC 103 to BRM 2 and the start of substrate feed at + 5 h, a stable production zone is observed between 8 h and 36 h. A yield of 1.70 moWmolhexose consumed was achieved, much higher than the yield obtained over the initial period of the RAC-b test with a 12 hour TSH (example 5). The SAR used here, calculated on the BRM portion, is 1.1 ghexose / Lmil / hr, close to that used for the RAC-b test (1 ghexose / ml / hr). In both cases, the bacterial or microbial consortium does not metabolize the entire substrate; but the consumption is more important with the BRM, 53-58% against 29-38% with the RAC. In addition, with the coupled RAC / BRM system, the residual portion of substrate is transferred to the CAR 103 which consumes almost all of it. The efficiency of the overall system is therefore improved. The productivity value (149 rnLH2 / Lmieu / h) is three times greater over this period than that of the RAC-b with a 12 hr TSH (47 mLh2 / Lmiieu / h). The H2 / CO 2 ratio (1.11) is high and comparable to those obtained in initial phases during tests in the CAR (Example 5).
After this first phase of stabilized production, the production of H2 and C02 decreases quite strongly until 68 hours (respectively -55% and -27%), then the production goes back up. This drop in production is accompanied by a reversal of the production curves of H2 and CO2, with a decrease in the H2 / CO2 ratio of 1.11 to 0.68, the production of CO2 being less impacted than that of H2. These negative effects on the production of hydrogen seem to be more related to the accumulation of acids, in particular organic acids, in the reaction medium than at the pH itself.
This accumulation would result in the appearance of secondary fermentation pathways, not producing H2, but CO2. Indeed, in spite of the modifications of the pH regulation value in the RAC 103, the pH at the output of the BRM 2 remains lower than 5.3 up to + 68 h, corresponding to the moment when the production starts to rise.
A third stabilized production phase is established in the BRM 2 after the rise in production between 90 h and 145 h. The yield value obtained over this period is relatively low (0.79 molH2 / molhexose consumed) and can be explained by the imprint of metabolic pathways not producing H2, but CO2, since the consumption of hexose is increasing ( + 31% between phases 1 and 3). The microaerobe of the reaction medium linked to the supply of non-degassed substrate may be at the origin of this phenomenon. On the other hand, the value of productivity in H2 is important, compared with those observed during the test in RAC-a (example 5), in second and third stabilized phase (around 70 mLH2 / Lmdieu / h). An H2 / CO2 ratio of 0.58 is calculated for this zone, this value is comparable to that observed at the end of the RAC-a test (H2 / CO2 = 0.65) after inversion of the H2 and CO2 production curves. , as for this RAC / BRM test.
Biomass samples taken at 145 hr from CAR 103 and BRM 2 were analyzed by high throughput sequencing (Table 5). A predominance of the Firmicutes phylum is again observed with more than 55% of the sequences analyzed, but with a significant presence of the phylum Bacteroidetes at more than 30%. A significant diversity of different bacterial species observed compared to that obtained previously in the CAR alone (Example 5). The differences in fermentation conditions in the two parts of the system, RAC 103 and BRM 2, can be at the origin of the development of different bacteria, then homogenized by the recirculation of the reaction medium via the recirculation loop 106, explaining why the Bacterial diversity of both media is quite close. Bacteria Clostridium sensu stricto are relatively unrepresented in the fermentative medium, with 16% in the CAR 103 and 8% in the BRM 2, Clostridium butyricum being the majority species in the medium (with respectively 6.3% and 3%). , 1%).
Table 5: Results Obtained by Sequencing of the 145 Hour Fermentation Samples in the CAR 103 and the BRM 2 in the RAC / BRM Test - Groups with an Abundance> 2% for at Least One of the Samples
Since the fermentation conditions are relatively close to those of RAC-a, these results can be compared with those obtained for the 241 hr RAC-a sample, obtained after evolution of the bacterial or microbial consortium towards increased production. of CO2. The bacterial distribution (phylum) is similar in this sample, although less diversified, with 75.6% of the bacteria of the phylum Firmicutes and 10% of Bacteroidetes. Bacteria of the genus Prevotella are present at approximately 10% in both RAC / BRM and RAC-a test samples at 241 hr. Their development seems thus linked to the evolution of the fermentation conditions.
Despite the difficulties of pH regulation, hydrogen production could be maintained for 145 hours in the BRM. A production profile quite similar to the RAC continuous test was observed, with a first major production phase, followed by a slowdown, then a more moderate recovery of hydrogen production, with a reversal of the production curves. of H2 and CO2, which can be explained by the large overall TSH (99 h) and the absence of degassing of the substrate supply tank 10. On the other hand, an improvement of the hydrogen production results on the initial part of the fermentation in the BRM compared to the RAC in the RAC-b test (Example 5) with similar conditions (12 hour TSH and DAS of approximately 1 g / Lmd | g / h). This shows the interest of the BRM for the production of H2. The remainder of the study relates to the use of BRM as a bioreactor alone for the production of hydrogen according to the configuration of FIG. 2, described in example 2.
Example 7 Example of Implementation with a Membrane Bioreactor (BRM) Alone According to the Invention
In this second configuration of the BRM 2, once the acclimated sludge is transferred into it, the RAC is separated from the recirculation loop. Thus, BRM is used alone for the production of hydrogen (Figure 2). The reaction medium is recirculated via the recirculation loop 6 where the pH is measured, the substrate and the sodium hydroxide are added and the excess liquid is extracted. The addition of sodium hydroxide can not be achieved automatically, it is achieved by a peristaltic pump 66 whose flow is manually modified as and test. The residence time (TSH) of the reaction medium of about 6 h in the calender 24 thus differs in time, the control of the pH which is thus achieved step by step.
The BRM-a test is performed with a global TSH of 46 h, using the feed and recirculation flow rates used for the RAC-α test (Example 5), but with a volume of reaction medium reduced to the volume of the membrane module, 440 mL. A SAR of 0.9 ghexose / Lmineu / ha was used for this fermentation test. As with the RAC-a and RAC / BRM fermentation tests (Example 5 and 6), the substrate feed tank 10 was not degassed during the fermentation test. During the first few hours of this test, temporary increases in pressure were observed in calender 24, followed by a rapid pressure drop. This phenomenon is due to an overpressure in the calender linked to an imbalance between the quantity of liquid injected and the quantity of liquid extracted from the BRM 2. In order to avoid these pressure variations, a free extraction of the excess volume of the reaction medium was set up from to + 29 h. This modification makes it possible to avoid rapid variations in production due to climbs and pressure drops in the calender, observed in particular at 16.5 h and 19.3 h. It should be noted that no release of bdües or liquid was observed in the gas channels downstream of the membrane module, despite the significant pressures observed, which demonstrates the effectiveness of BRM 2 for separation G / L in this configuration.
Analyzes of the evolution of H2 and CO2 production as a function of time for the BRM-a fermentation test were carried out. After transfer of the acclimated sludge into the shell 24, the production in the BRM 2 is slowed down during a period corresponding approximately to the TSH of the reaction medium in the shell 24 (7 h), which can be explained by a period of adaptation of the consortium at the change of operating conditions (continuous feed, reactor not agitated, transmembrane extraction of the gases produced, etc ...). After this period, a stable production phase is observed with an H2 yield of 0.77 molH2 / molhexose added (Table 6), which is relatively low (-23%) compared to the initial production in the BRM at the RAC / BRM coupling test (Example 6). The hexose concentration at the outlet of the BRM 2 could not be accurately analyzed because the sampling was done at the outlet of the BRM but downstream of the feed point (valve 74), making it difficult to calculate the yields by taking into account the amount of glucose consumed, the approximation produced giving outliers. The hydrogen productivity obtained on the initial phase is 97 mLH 2 / Lm / h, which is 35% lower than for the RAC / BRM test (Example 6). The H2 / CO2 ratio is good (1.01) and similar to the RAC mode tests (Example 5).
Table 6: Hydrogen yield and productivity values of the H2 / CO2 molar ratio for the BRM-a fermentation mode test
BRM operation
A much longer, stable fermentation phase is observed between 72 h and 169 h of fermentation, with an H2 yield of 0.64 mol H 2 / molhexose added, which is equivalent to the yield obtained on the second phase of production of BRM 2. during the RAC / BRM coupling test (0.62 mol H 2 / mol hexose added) (Example 6). Similarly,
The productivities obtained for these two tests are equivalent to 91 and 81 mlH2 / ml / h respectively for the RAC / BRM test and the BRM-a test. The H2 / CO 2 ratio is equivalent to those obtained after inversion of the H2 and CO2 productions in continuous operation mode when the degassing of the substrate tank is not used. The microaerobic phenomenon of the membrane reactor seems to be the cause of a decreasing H2 / CO2 ratio.
An important point to note with respect to the fermentation profile obtained during this test is the quasi-stability of the hydrogen production rate over the entire production period, around 1.5 mLH2 / Lmieul / min. On the other hand, as observed during the previous tests RAC-a and RAC / BRM (examples 5 and 6), the flow rate of production of CO2 increases during the test and exceeds that of H2, here from 48 hours, which is more faster than for the RAC-a test, but 12 h later than for the RAC / BRM coupling test. These observations can be correlated with TSH, higher for continuous operation (73 h) compared to operation in the membrane module (46 h) and lower for the RAC / BRM test on the BRM part (7 h).
These production results validate the present invention with regard to the use of the membrane module since they show a better stability of the production of hydrogen than for the tests with RAC alone.
The setting up of a degassing of the substrate supply tank 10 and the testing of various TSHs have furthermore been carried out as a result of this study and make it possible to further improve the efficiency and the hydrogen productivity of this mode of supply. operation over longer periods.
Improved operation: BRM-b test
In order to further improve the results of production obtained by virtue of the present invention, the configuration of the BRM has been modified by the use of a 12 hr TSH, carried out by increasing the flow rate of the peristaltic pump. 70 substrate supply with reduction of the concentration of 50 to 12 ghexose / L, to obtain an equivalent substrate feed rate (SAR). The reduction of TSH makes it possible to improve the renewal of the reaction medium, by limiting the accumulation of metabolites produced by the fermentation and their potentially negative or inhibitory impact on the production of hydrogen. The setting up of a recirculation rate of 1 is also tested.
In contrast to the RAC (Example 5), where the reduction in residence time (TSH) causes washing of the unbound bacterial consortium, the vertical configuration of BRM 2, without agitation, allows suspended solids to settle to a certain extent in the lower part of the calender 24, without being discharged at the outlet of effluent 38, or washed by the renewal of the medium. In addition, the bacterial growth on the wall of membrane fibers 28 allows the production of a stable biofilm that can not be removed by the possible reduction of TSH. In order to avoid the supply of oxygen into the reaction medium, which is a source of microaerobia, creating favorable conditions for the emergence of parasitic metabolic pathways, continuous degassing is carried out in the substrate supply tank 10.
A fermentation test similar to that used for the RAC-b fermentation test (Example 5) is used here with the use of different successive TSH (11 h, 17 h and 20 h) to evaluate their impact. The detailed study of this parameter is presented below, the present example consisting of an evaluation of the membrane process compared to the RAC for an efficient production of hydrogen. The analysis of the results was performed by establishing a production profile of H2 and CO2 as a function of time for the BRM-b fermentation test. A significant stability of the gas production was observed, with a H2 / CO2 ratio remaining close to 1, without inversion of the production curves, after more than 250 hours of operation. Unexpected feed to the substrate occurred at about 82 h for about 10 h. The resumption of food has been accompanied by a rapid recovery in gas production. The results expressed for the zone of fermentation with a TSH of 17 h correspond to the average of the results obtained before and after the phase of cut then resumption of fermentation. The present invention thus provides a stable and efficient means for the production of hydrogen.
A comparison of the production results obtained with the fermentation tests RAC-b and BRM-b is carried out in Table 7 below for TSH of approximately 12 h and 18 h. A significant improvement in hydrogen production is observed with the use of BRM, with a 93% improvement in the hydrogen yield (mol h 2 / mol I hexose consumed) and a three-fold increase in H2 productivity at one time. TSH about 12 h. Similarly, the TSH of approximately 18 h allows a strong increase in the yield and the productivity of hydrogen with respectively + 146-168% and + 399-417%.
Table 7:
Values of hydrogen yield and productivity, H2 / CO2 molar ratio, and hexose consumption versus RAC and BRM mode of operation for two TSHs (approximately 12 hours and approximately 18 hours).
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
A significant improvement (> 19%) in the H2 / CO2 ratio is also observed. The substrate introduced into the bioreactor is more consumed in the case of BRM, with 59% against 35% for the RAC. This
increase is directly related to the increase in hydrogen productivity. The bacteria having developed in part on the hollow fibers and the washing of the reaction medium being reduced by the configuration of the BRM, a higher concentration of bacteria can be assumed, allowing a faster metabolism of the substrate introduced into the reaction medium.
Biomass samples taken at 68 h (TSH = 12 h) during the b-RAC and b-BRM fermentation tests were analyzed by high throughput sequencing (Table 8). A predominance of the Firmicutes phylum is again observed, but with a significantly lower presence in the BRM (54.6%) than in the CAR (96.3%). A greater diversity of the composition of the bacterial consortium is observed in the BRM compared to the RAC, with in particular the presence of phyla Bacteroidetes (11.4%) and Synergistetes (7.1%).
Table 8: Results obtained by sequencing samples at 68 h of RAC and BRM test fermentation with a 12 hr TSH - groups with an abundance> 1% for at least one of the samples
Clostridium bacteria sensu stricto are present in significant quantities, with 30.5% in the BRM, although this proportion is 91.3% in the RAC. This observation highlights the importance of bacterial diversity in the reaction medium to obtain an efficient hydrogen production. The Clostridium butyricum species is the majority species in both bioreactor configurations, confirming its important role for hydrogen production, however it accounts for only 10.7% of the sequences analyzed in the BRM sample against 52.8% for the CARs. The Clostridium barati species, predominant in RASB mode of operation, is present here at about 3.5% in both configurations. This species seems less suited to the continuous mode of operation.
The production results obtained validate the present invention as to the interest of the use of BRM compared to that of the RAC alone for efficient production of hydrogen, both in yield and productivity. The optimization of the production method in BRM operating mode is described experimentally below.
EXAMPLE 8 Optimization Example During the Implementation of the Present Invention in a Membrane Bioreactor (BRM) Since the interest of the BRM operating mode is established, the configuration used for the BRM-b function test (Example 7) , was kept as an example for the rest of the study, with a TSH of about 12 hours. The impact of different operating points, concerning the recirculation of the medium, the use of a sequencing of the feed and the TSH, as well as the feed of substrate embellished with nutriments or in biomass, is tested. Finally, a fermentation test was carried out without acclimated sludge (external inoculum) and with substrate fermentation effluent containing only sugars and nutrients; the production of hydrogen taking place thanks to the biofilm established on the hollow fibers of the BRM.
Reproducibility of the results:
Three fermentation tests in the BRM operating mode were performed to evaluate the reproducibility of gas production results: BRM-b, BRM-c and BRM-d. These tests are then used as a point of reference for the optimization study. A TSH of about 12 h and a SAR of about 1 g / L / h are used. The H2 production profiles for these three tests were analyzed by establishing curves showing H2 flow as a function of time. A relatively close evolution of the three profiles was observed, in particular for the BRM-b and BRM-d tests, the BRM-c test having a slightly lower production rate. This lower production in the BRM-c assay can be explained by a lower BRM output pH of about 4.5 instead of about 5.0 for the BRM-b and BRM-d fermentation tests. An average hydrogen yield of 1.0 ± 0.2 molH 2 / molhexose added was calculated, the BRM-c fermentation test being mainly responsible for the error of 20% on the value (Table 9 below). In the end, the average hydrogen productivity is 128 ± 31 mmL / lmieu / h, which is still much greater than the productivity of the RAC-b fermentation test (47 mlH2 / ml / hr) (example 5). The H2 / CO2 ratio is 1.2 ± 0.1 and corresponds to a high and reproducible value on the various tests carried out.
Table 9: Hydrogen yield and productivity values, from
H 2 / CO 2 molar ratio and hexose consumption for three reference tests in BRM operating mode
All these results show the reproducibility of the fermentation tests carried out. Some sensitivity is noted, probably related to certain operating parameters such as pH, whose regulation was not automated during these tests, and directly related to the production performance in the bioreactor.
Operation with or without a recirculation loop: The set of fermentation tests carried out previously was done with a recirculation loop 6, reducing the local TSH at the BRM 2 level by 6 h instead of 12 h; the overall hydraulic residence time being kept at 12 o'clock.
A BRM-e test is performed without this recirculation loop 6, that is to say that all of the effluent leaving the BRM 2 is discharged from the system via the pipe 75. Gas production profiles for this test Fermentation was performed. A production rate of H2 globally in the low range of the fermentation tests with recirculation loop is obtained. This slight drop in H2 hydrogen flow rate in the low game seems directly related to the absence of recirculation, in fact, the medium being in this case less homogenized, the contacting of the bacteria and the substrate is less well performed. , and a larger part of the added hexose is extracted from the shell 24, directly to the flow evacuation pipe 75 In the
configuration with recirculation loop, the substrate, injected into the system through the pipe 73 theoretically theoretically passes through the calender 24 and the recirculation loop 6 before being evacuated, which improves the contact with the bacteria. The CO2 flow rate remains well below that of H2 over more than 84 h of fermentation with a fairly large flow difference of between 0.2 and 0.4 mL / Lm / min.
Table 10 below gives the H2 production results obtained with this configuration, compared to the average results obtained with the recirculation loop 6. The efficiency and the productivity in H2 as well as the H2 / CO 2 ratio, are in the average of tests performed with the recirculation loop 6. Without recirculation, the hexose consumption is 55% against 60% with the loop. This corroborates the hypothesis of a poorer contact of the substrate with the microorganisms, leading to a reduction in consumption, and therefore also in productivity. However, the hydrogen yield calculated per mole of hexose consumed is very high, 1.79-2.85 mol / mol hexose consumed, which seems to mean that the proportion of substrate metabolized by the hydrogen-producing pathways is higher. important for the other configuration, with recirculation of reaction medium. A second hypothesis may be that the slightest homogenization of the medium is unfavorable for some non-hydrogen producing microorganisms, and whose metabolism consumes a large part of the substrate, which reduces the observed yield per mole of hexose consumed when the recirculation loop is used.
Table 10: Values of hydrogen yield and productivity, H2 / CO2 molar ratio and hexose consumption as a function of operating mode with recirculation loop
Performance Mode Test Yield ...___. Ξ "n ^ n, <m ^ m <MoWmo1. (**) CO, in lllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllll
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
A high throughput sequencing analysis was performed on a biomass sample taken from the BRM effluent at 68 h of fermentation for tests with and without a recirculation loop (BRM-c and BRM-e, respectively). The main results obtained are shown in Table 11 below. A greater proportion of the phylum Firmicutes is observed in the case of the test without a recirculation loop, 72% against 55%, whose difference is mainly due to the family Clostridiaceae 1. This family contains the bacteria of the genus Clostridium sensu stricto, of which the percentage is 54% without recirculation loop, against 31% with. The subterminal Clostridium species is mainly responsible for this increase, representing 24.7% of the sequences identified in the microbial consortium of the test without a recirculation loop, whereas this one was 1.1% with recirculation. This evolution shows that the fermentation conditions without a recirculation loop seem more favorable to this bacterium which could be partly responsible for the improvement of the hydrogen yield. The population of Sporolactobacillus falls when the recirculation loop is not used, these bacteria are generally producing lactic acid, non-coproductive route of gas, which validates the hypothesis of an inhibition of bacteria using the substrate for pathways competing metabolites.
Table 11 Results obtained by sequencing samples at 68 h of BRM-c and BRM-e test fermentation - groups with an abundance> 2% for at least one of the samples
These results clearly show the interest of using the configuration of the bioreactor without a recirculation loop, allowing a better use of the substrate, in a smaller quantity but more specifically towards the production of hydrogen. This configuration, on the other hand, is less favorable to high H 2 productivity, and limits the homogenization of the reaction medium, the evolution of which is more difficult to monitor (pH) since the pH measured at the outlet of the BRM is the result of a compensation by soda added 12 hours upstream, against 6 hours in the recirculation loop configuration. In a parametric optimization of the system, homogenization and the possibility of close monitoring of the fermentation conditions were preferred. For the rest of the study, the configuration with recirculation loop was used. In view of producing hydrogen, the use of a system without a recirculation loop can, however, be envisaged.
Addition of nutrients in the substrate fermentation effluent:
During the fermentation tests implementing the present invention, a perpetual renewal of the reaction medium in the shell 24 takes place, up to five times for 68 hours of fermentation with a 12 hour TSH, with the addition of substrate , containing only glucose. The nutrients initially present in the acclimated sludge are therefore rapidly consumed or discharged to the flow evacuation pipe 75. In order to renew the nutrient medium, necessary for the bacterial metabolism, an addition of a solution containing potassium dihydrogenphosphate, ammonium sulfate, iron sulfate, magnesium sulfate and nickel chloride is made via the substrate feed solution. Two fermentation tests, BRM-f and BRM-g, were performed using conditions identical to those of the reference fermentation tests described above.
Production profiles obtained with the addition of nutrients were carried out. The profiles of these two tests are quite similar, and have a higher H2 production rate than those obtained without the use of nutrients in the first 40 hours of operation. However, a decline in the regime then appears with a stabilization of production at 1.7% Lh2 / Lm / min around 50h. In addition, at this time, an increase in CO2 production is observed, exceeding the production of H2. A change in metabolism appears to be the cause of this production reversal, related to the use of nutrients in the substrate feed solution.
Table 12 below gives the average results obtained with the two nutrient fermentation tests (BRM-f, BRM-g tests) compared to those obtained without the use of nutrients (BRM-b, BRM-c, BRM tests). -d). The results of fermentation tests with nutrients are very similar, with less variation than those obtained with the tests without nutrients, however these remarks are to be modulated given the limited number of fermentation tests carried out. The addition of nutrients can to some extent limit environmental variations related to the substrate, allowing better reproducibility of the results. The yield as a function of the hexose added and the average H2 production over the first 68 hours of fermentation are included in the standard deviation calculated on the values obtained without the use of nutrients, although being situated in the range higher. The major difference emerging from these results is the almost total consumption of the substrate added in the calender 24 with the use of nutrients, 97% against 60%. The addition of nutrients allows better consumption of the substrate, but the substrate is not substantially used for the production of hydrogen, as indicated by the yield of H2 per mole of hexose consumed: 1.15 to 1, 81 without the use of nutrient. The presence of nutrients in the reaction medium thus seems to allow the development of non-hydrogen generating and substrate-consuming microorganisms, or the activation of competing metabolic pathways, both of these hypotheses being linked. An H2 / CO2 ratio of 1.05 is obtained with the presence of nutrients in the substrate solution. This ratio is good, but lower than that obtained for the tests without nutrients, which indicates a higher production of CO2, coproduced by secondary metabolic pathways such as solventogenesis.
Table 12: Average values of hydrogen yield and productivity, H2 / CO2 molar ratio and hexose consumption for fermentation tests with and without nutrient addition
These results show that the presence of nutrients selected in this study and their levels in the diet improves the reproducibility of the results, but also promotes the emergence of unwanted secondary metabolic pathways. However, the production of hydrogen remains high and the substrate is completely consumed, so the composition of the final reaction medium will give a definitive opinion on the interest of nutrients, since a production of metabolites of interest may be a point additional positive to the production of hydrogen, from an industrial production perspective.
Hydraulic residence time (TSH):
TSH is a major parameter of fermentation in continuous operating mode, so several tests have been carried out to analyze
a fairly wide range of TSH, ranging from 6 h to 46 h. Following the BRM-g fermentation test, using glucose with nutrients as feed substrate, a reduction of TSH from 12 h to 6 h was performed for 70 h, then a return to the TSH of 12 ha was performed. A reduction in H2 and CO2 production is observed as a result of the reduction of TSH. H2 production is reduced by about half, while that of CO2 only drops by about 20%. The return to a 12 hour TSH is followed by a rise in CO2 production, but that of H2 remains low. An imbalance of the bacterial consortium at a 6 hr TSH can be at the origin of the drop in H2 production, irreversible after a return to initial conditions.
The H2 production results, shown in Table 13, show a fall in the average H 2 yield of 66% following the reduction of TSH from 12 h to 6 h. Over the same period, productivity is reduced from 142 to 50 mLH2 / Lmdieu / h and the H2 / CO2 ratio drops from 1.05 to 0.45. An almost total consumption of hexose introduced into the reaction medium is observed even after the decrease in H2 production. Other secondary production routes are therefore used to consume the substrate, to the detriment of the production of H2, which can be explained by a variation of the active bacteria of the bacterial consortium. The return to a 12-hour TSH does not make it possible to boost the production of hydrogen, which is reduced overall by an average of 41% over the entire period, while the production of CO2 rises, explaining the drop in the ratio H2 / C02 to 0.24. A 100% hexose consumption rate is maintained over this period, confirming the establishment of competing pathways in the bacterial consortium.
Table 13: Hydrogen yield and productivity values of the H2 / CO2 molar ratio for the BRM-g fermentation test with modification of the TSH from 12 h to 6 h
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
This fermentation test showed that the use of a 6 h TSH was not favorable to the production of hydrogen, compared to a 12 hr TSH. The following test is the fermentation test BRM-b, carried out without nutrient supply, with TSH of 11, 17 and 20 h, already mentioned above (Example 7). A stable SAR was maintained as the TSH changes. A slight decrease in the rate of H2 and CO2 production is observed during the increase of TSH at 17 h and 20 h. Unexpected failure of the substrate feed occurred around 82 h for about 10 h. The resumption of food has been accompanied by a rapid recovery in gas production. The results expressed for the zone of fermentation with a TSH of 17 h correspond to the average of the results obtained before and after the phase of cut then resumption of fermentation.
The results obtained with the BRM-α fermentation test above (example 7), using a 46 h TSH can also be used to study the impact of TSH on the performance of the membrane bioreactor. Table 14 below summarizes the results obtained with different TSH for the various fermentation tests carried out. An optimum of TSH seems to emerge from these
results between 12 and 17 h, with a yield of 1.81 molH2 / molhexose consumed and a productivity of up to 153 mL ^ / Lmiieu / h (BRM-b test). The ratio H2 / CO2 is optimal, greater than 1, and hexose consumption of about 60% is observed. With the increase of TSH, a decrease in the yield of H2 per mole of hexose added is observed, accompanied by a reduction in hexose consumption, which considerably increases the yield of H2 per mole of hexose consumed, evaluated at 2.77 mol / molhexose consumed at 20 hr TSH. It therefore seems that the H2 producing bacteria are the most favored under these conditions, however a decrease in productivity is observed. The use of a 46 h TSH causes a reduction in yield to 0.77 mol 2 / molhexose added and productivity at 97 mLH 2 / Lm / min.
Table 14: Hydrogen yield and productivity values, H2 / CO2 molar ratio for BRM fermentation tests with different
TSH
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
Unlike the RAC, for which the reduction of TSH causes washing of the bacterial consortium, the vertical configuration of BRM 2, without agitation, allows the suspended matter to settle in the lower part of the shell 24, without being evacuated or washed by the renewal of the medium on the one hand, and on the other hand, the BRM configuration allows a biofilm to be deposited on the outer wall of the hollow fibers. That is why a reduced TSH up to 12 hours does not negatively affect the production of H2. The increase in TSH appears to limit the activity of non-H2ose and hexose-consuming microorganisms, which limits substrate consumption for unwanted metabolic pathways. However, the increase of TSH beyond 20 h is also at the origin of a reduction in the productivity of H2. A 12 hr TSH is conserved for the rest of the study (use of a real substrate) because this TSH has been used previously with several operating conditions, which allows to have more perspective for the study of the environmental impact of a parameter such as the use of a real substrate. In addition, for the same SAR, the use of a short TSH limits the concentration of the feed solution used, offering a wider range of biodegradable organic materials potentially usable as a substrate or biomass.
Mud feeding:
Two fermentation tests were carried out with a biomass of agricultural origin as fermentation effluent of feed substrate: viticultural muds. The fermentation test BRM-i was carried out under conditions identical to the initial conditions set up for the fermentation test BRM-b. Morses from the vinification of grapes of the Riesling grape from Pfister were used. These muds are diluted in the Strasbourg network water to obtain the appropriate concentration (12 ghexose / L), and adjusted to pH 7.0 before being stored at 4 ° C in the feed tank 10 so to avoid any bacterial development.
A gas production profile obtained with the use of these mud as a substrate was made, to monitor the flow rate of H2 and CO2 as a function of time. Three fermentation phases are observed, with a first acclimation phase that lasts about the time required for two renewals of the reaction medium, allowing a good acclimation of the consortium to this complex feed solution and the potential introduction of new bacteria present. in these mud. Moderate H2 production with about 1.5 mL / Lm / min is observed on the first phase, then increasing to about 2.5 mL / Lm / min on phase 2 of stable production. A deviation in production with a decrease in H2 production, accompanied by a slight increase in CO2, however, is observed from about 96 h, intensifying on phase 3.
Table 15 below shows the production results obtained for these three phases of operation. A maximum yield of 1.66 mol / 2 / molhexose consumed is observed on the first phase, linked to a moderate productivity of 98 ml / h / h. Hexose consumption increases sharply over the second phase of H2 production from 51 to 83% of hexose consumed, which is accompanied by an increase in productivity to 148 mL / hr / h, located in the high range of results obtained with a model substrate. The yield of H2 per mole of hexose added increases by 50% while the yield of H 2 per mole of hexose consumed is reduced by 20%. This implies the consumption of a large part of the substrate for the production of secondary metabolites. Finally, on the third phase, representing the deviation of production, a reduced yield of about 20% is observed compared to phase 2. The final ratio H2 / CC> 2 is 0.64, or 35% more as low as the production phase 2. Substantial substrate consumption is still observed (97%). Metabolic pathways that do not co-produce H2 appear to be activated by mud feeding. Potentially, the development of secondary metabolic pathways is due to the introduction of non-coproducing hydrogen bacteria, adapting to continuous conditions and consuming the substrate at the expense of hydrogen-producing bacteria.
Table 15: Hydrogen yield and productivity values, the H2 / CO2 molar ratio for the BRM-i fermentation test with the use of mud as biomass feedstock
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
As a large proportion of the substrate is not used for H2 production, the use of a lower SAR was considered to optimize the hydrogen production results by avoiding the coproduction of unwanted metabolites. In addition, in order to limit the microbial supply from the muds, in addition to the treatment previously explained, the diluted muds were filtered (pore diameter of 0.45 μm), limiting the presence of suspended matter and microorganisms. This fermentation test, BRM-j, is made from different muds, from a Burgundy vineyard Chardonnay grape variety of Poncetys conducted according to the guidelines of the ecophyto plan. An initial SAR of 0.2
* ghexose / Lmiiieu / h is used in this test, increased to 0.4 and 0.7 during fermentation, corresponding to 20, 40 and 70% of the previously used DAS, while maintaining a 12 hour TSH.
Low production is observed with a flow rate less than 0.5 mLH2 / Lmieu / min during the first hours of the fermentation test, but relatively important given the low SAR applied to the system. Very low CO2 production is also observed, accounting for about half that of H2, which is remarkable. With the increase in DAS to 0.4 ghexose / Lm / hr, a reversal of the H2 and CO2 curves is however observed, accompanied by the expected increase in H2 production flow, although lower than expected, limited at 0.5 mL / mL / min. Finally, the change in DAS to 0.7 ghexose / Lm / hr at 149 h causes a gradual increase in gas production for several tens of hours, which seems to indicate variations in the bacterial consortium, slow enough to in place, which may be associated with the growth of the microbial population.
The results clearly show that the very important H2 / CO2 ratio, 2.22, obtained with the DAS of 0.2 ghexose / ml / h, contrasts with those obtained at higher SARs (about 0.9) (Table 16 below). -Dessous). Nearly complete substrate uptake is observed at 0.2 ghexose / ml / h, while decreasing with increasing DAS; the greater the amount of substrate supplied, the more uneaten substrate remains in the outgoing effluent. The yield of H2 per mole of hexose added is relatively low, maximum at 0.2 ghexose / ml / hr with 0.88 mol / h 2 / molhexose added and down to 0.56 mol / h / molhexose added to 0.4 ghexose / Lmiiieu / h. Despite the expectations, the yield per mole of hexose consumed is not very high, with a maximum of 1.14 moWmolhexose consumed with a SAR of 0.7 ghexose / ml / h. The hypothesis according to which the reduction of the SAR would make it possible to concentrate the utifisation of substrate for the ways of production of H2 is thus not to be retained. Substrate sharing takes place, although co-producing CO2 pathways appear to be at a disadvantage to low SAR. As the addition of substrate is limited, the observed productivity is low, with 23 mLH2 / Lmieu / h at 0.2 ghexose / Lmieu / h, and 68 mLH2 / Lmilieu / h at 0.7 9hexose / Lmilieu / h.
Table 16: Hydrogen yield and productivity values, the H2 / CO2 molar ratio for the BRM-j fermentation test
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
A biomass sample taken during this fermentation test at 68 h of fermentation was analyzed by high throughput sequencing. These results are compared with those obtained with a conventional diet (BRM-c test) (Table 17 below). In these two samples, the majority of the sequences identified relate to bacteria of the phylum Firmicutes (55 and 75% for the BRM-c and BRM-j tests, respectively). However, relatively large changes appear between these two samples, the share of bacteria in the family Clostridiaceae 1 is thus reduced by 30 to 18% of the sequences, while the families Lachnospiraceae and Bacillaceae increases sharply by
proportion for the test using mud as feed biomass, with respectively 20 and 15% of the analyzed sequences, against 1 and 5% for the test fed with glucose. The most abundant bacterial species in the mud-fed fermentation test is Anaerobacillus (alkalidiazo-trophicus / alkalilacustris) with 15.4% of the sequences. This species was already present in the test fed with glucose with 3.6% of the sequences, which does not therefore justify a contribution of this bacterium via mud, but rather the creation of favorable conditions for their development. On the other hand, other bacterial species identified in rather large quantities were not present during the test without the presence of mud, they are Vallitalea guaymasensis (11.3%), Stenotrophomonas (pavanii / maltophilia) (8.4 %) and the undetermined species Streptococcus sp. / Nostocoida limicola (7.4%).
Table 17: Results obtained by sequencing samples at 68 h of BRM-c and BRM-e test fermentation - groups with an abundance> 2% for at least one of the samples
The use of agricultural waste rich in carbohydrates and other nutrients, such as mud, is attractive for biohydrogen production. This biomass has been relatively effective, although the contribution of new endogenous bacteria to agricultural biomass seems to have changed the active microbial consortium and the general metabolism of the substrate fermentation effluent. The continuous renewal of the microbial consortium, accompanied by a complete supply of nutrients, however, makes it possible to envisage a significant stability of the production process over the long term.
Operation from the BRM biofilm
The biofilm created as a result of fermentation tests on BRM 2 fibers 28 was used as an exclusive microbial consortium for the production of H2, without external supply of bacterial or microbial inoculum. The implementation of the fermentation test therefore differs from previously performed tests since the acclimation phase of activated sludge treatment plant, during the 5 hours preceding the continuous operation, is not performed. The BRM is directly fed continuously with a model substrate containing exclusively glucose, supplemented with nutrients from the fermentation stage with a DAS of 1 hexose / l-ml / hr and a 12 hr TSH.
The production of H2 begins gradually over the first twenty hours of the fermentation test and then stabilizes 23 hours after the start of the BRM 2 feed. A high H2 production rate is observed, up to 3.5 mL. / Lmiiieu / min. A reversal of H2 and CO2 production profiles takes place between 39 h and 60 h. The gas production stabilizes at about 80 hours with a flow rate of H2 production at 2 mL / minute / minute and CO2 at 2.5 mm / minute / min.
A very good yield of H2 per mole of hexose consumed is observed on the first phase of operation from 23 to 39 h, with 2.24 molH2 / molhexose consumed, with a high rate of substrate consumption, and a productivity of 204 mL ^ / Lmineu / h, maximum value of this study (Table 18 below). On the second production phase, a slight decrease in these results is observed (overall 15%), but still important, especially with regard to productivity with 179 rnLH2 / Lmiieu / h. The reduction in the H2 / CO2 ratio is 27% between the two phases.
A significant yield and productivity of H2 was obtained, very competitive with the tests using a microbial inoculum freshly taken at the purification plant, which reveals the interest of the BRM for the stabilization of the microbial consortium producing H2 on the hollow fibers. In addition, these results suggest a simplification of the process in the long term, by limiting the reseeding requirements of the reaction medium.
Table 18: Hydrogen yield and productivity values of the H2 / OO2 molar ratio for the BRM-k fermentation test
* first value: hypothesis of an accumulation in the reactor; second value: hypothesis of a steady state.
The continuous operation of the BRM has been successfully carried out and has made it possible to validate the present invention, whether in operation of the coupled membrane module (Example 6: RAC / BRM) or alone as a membrane bioreactor (Example 7). : BRM). The use of the membrane bioreactor (BRM) alone offers excellent results since it shows a better stability of the hydrogen production than the tests with RAC (example 5). Under the operating conditions tested by way of illustration only, the use of a 12 hr TSH and the degassing of the substrate feed solution made it possible to improve the performance thereof by allowing an efficient production of H 2 during more than 400 hours. After having tested the operating modes with and without flushing gas on the membrane module, the use of the pumping system developed on the semi-batch reactor was tested for extraction of the gases produced by the fermentation, showing that the configuration with sweeping gas is the most efficient. A real agricultural biomass substrate has been used as a BRM feed solution with promising results. Finally a fermentation test could be carried out without the contribution of external inoculum, using the biofilm created on the hollow fibers during previous fermentation tests.
Example 8: Analytical Methods Used to Implement the Tests Above
Online analysis of the gases produced is provided by a gas chromatograph (pGC) (Agilent M200), consisting of two modules equipped with thermal conductivity detectors (TCD) (46 figure 2 - 146 and 147 figure 3). Table 19 gives the configuration of the pGC used. The first module comprises a 5 Å molecular sieve zeolite column allowing the separation of the nonpolar gases, while the second module contains a PoraPLOT U polymeric column allowing the separation of the polar compounds, in particular the CO2 in this study.
Table 19: Description of the configuration of the pGC-TCD modules used for gas analysis
A gas / liquid membrane placed upstream of the pGC-TCD allows the arrival of all condensed phases on the micro-chromatograph. A series of 3 analyzes of 75 s is carried out every 10 min during the fermentation.
Analysis of fermentation metabolites:
After sampling in a 15 mL tube through the reactor valve, the biomass sample is centrifuged at 4500 rpm, followed by
The supernatant is transferred to a second 15 ml tube. Both tubes are stored at -20 ° C until analysis.
Analysis by gas chromatography
The samples are thawed and filtered (pore diameter: 0.22 μm) to remove any residual particles. An aliquot of trifluoroacetic acid solution (TFA) (3.42.10 2 mol / L) is added to the sample in order to protonate the volatile fatty acids to be analyzed (pH = 2). The analysis is performed by GC-FID (Agitent Technologies 7890A GC). The chromatographic column used is of the DB-FFAP type (15 m × 0.1 mm, 0.1 μm) specific to the analysis of polar organic compounds: alcohols and volatile organic acids in our case.
Analysis by liquid chromatography
As for GC-FID analysis, the samples are thawed and filtered (pore diameter: 0.22 μm) to remove any residual particles. The chromatograph (Agilent Technologies 1260 Serions) coupled with UV / visible detection is used with an Agilent Hi-Plex H, 7.7 * 300 mm, 8 μm (and pre-column Hi-Plex H, 7.7 x 50 mm) specific chromatographic column. the separation of polar compounds such as alcohols and organic acids.
Carbohydrate analysis
The total amount of carbohydrate present in the samples is evaluated by colorimetric assay. In glass test tubes, an aliquot (1 mL) of each sample is mixed with 2 mL of anthrone solution (2 g / L) in concentrated H 2 SO 4 (95%). The tubes are then heated at 80 ° C. for 20 minutes, then cooled and kept in ice for 20 minutes. Each sample is then analyzed by UV-visible spectroscopy (Varian Cary 3 spectrophotometer) at a wavelength of 625 nm. A new calibration curve is performed with each batch of samples from a standard range: 0, 10, 20, 40, 60 and 80 ppm glucose. The results obtained are given in hexose equivalent. This method makes it possible to obtain a result independent of the nature of the sugars present in the sample: reducing or not, simple or complex. The analysis of raw biomass gives the total concentration of carbohydrates, dissolved or not. The centrifugation of the biomass allows the separation of the supernatant, containing metabolizable carbohydrates of low molar mass, and the pellet, containing the carbohydrates of larger molar mass, non-soluble, the majority of which is not metabolizable without hydrolysis step. Quantification of dissolved carbohydrates is performed by supernatant analysis. Dilution of the biomass samples within the calibration range is performed with deionized water prior to analysis.
List of References [1] A. Duigou, M. Miguet, Y. Amalric, "French hydrogen markets in 2008 - OverView and future pro-spects", Int. J. Hydrog. Energy, vol. 36, no. 15, p. 8822 to 8830.2011.
[2] S. Giddey, SPS Badwal, A. Kulkarni, "Review of electrochemical ammonia production technologies and materials," Int. J. Hydrog. Energy, vol. 38, No. 34, p. 14576-14594, Nov 2013.
[3] L. Kalinowski, J.-M. Pastor, "HYDROGEN: VECTOR OF ENERGY TRANSITION? Parliamentary Office for the Evaluation of Scientific and Technological Choices, France, Parliamentary Report of the National Assembly No. 1672 and Senate No. 253, 2013.
[4] F. Romagnoli, D. Blumberga, and I. Pilicka, "Life cycle assessment of biohydrogen production in photosynthetic processes", International Journal of Hydrogen Energy, vol. 36, No. 13, p. 7866 7871,2011.
[5] YM Wong, TY Wu, and JC Juan, "A review of sustainable hydrogen production using seed sludge via dark fermentation," Renewable and Sustainable Energy Reviews, Vol. 34, p. 471,482, June 2014.
[6] MY Azwar, MA Hussain, AK Abdul-Wahab, "Development of biohydrogen production by photobiological, fermentation and electrochemical processes: A review", Renew. Sustain. Energy Rev., vol. 31, p. 158-173, March 2014.
[7] G. Bourbonneux, Hydrogen Production, Petroleum Refining, T3 Processes of Transformation, (1998), 463-515.
[8] Hydrogen Memento, Sheet 3.2.1, AFH2.
[9] P. Petit, Separation and Liquefaction of Gases, Gas Separation Techniques, Engineering Techniques J3600 (1995).
[10] B. Pendyala, SR Chaganti, JA Lalman, Shanmugam SR, DD Heath, PCK Lau, "Pretreating mixed anaerobic communities from different sources: Correlating the hydrogen yield with hydrogenase activity and microbial diversity," Int. J. Hydrog. Energy, vol. 37, No. 17, p. 12175-12186, Sept. 2012.
[11] P C. ' Hallenbeck, "Fermentative hydrogen production: Principles, progress, and prognosis", Int. J. Hydrog. Energy, vol. 34, No. 17, p. 7379-7389, 2009.
[12] DB Levin, L. Pitt, M. Love, "Biohydrogen Production: Prospects and Limitations to Practical Application," Int. J. Hydrog. Energy, vol. 29, No. 2, p. 173-185, feb. 2004.
[13] XJ Wang, NQ Ren, W. Sheng Xiang, W. Qian Guo, "Influence of gaseous end-products inhibition and nutrient limitations on the growth and hydrogen production by hydrogen-producing fermentative bacte-rial B49", Int. J. Hydrog. Energy, vol. 32, No. 6, p. 748D754, May 2007.
[14] V. Clion, C. Dumas, S. Collin, B. Ernst, "Key Factors for Biohydrogen Production by Dark Fermentation", Canadian Journal of Chemical Engineering, 93 (2) (2015) 309-316
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|---|---|---|---|---|
| EP0666319A1 (en) * | 1994-02-04 | 1995-08-09 | Thyssen Still Otto Anlagentechnik GmbH | Process for production of hydrogen and carboxylic acids from biomass hydrolysate |
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Patent Citations (4)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| EP0666319A1 (en) * | 1994-02-04 | 1995-08-09 | Thyssen Still Otto Anlagentechnik GmbH | Process for production of hydrogen and carboxylic acids from biomass hydrolysate |
| US20050009159A1 (en) * | 2003-07-07 | 2005-01-13 | Paterek James Robert | Hydrogen production from organic wastes, manures and energy crops using a two-phase bioreactor system |
| US20080264860A1 (en) * | 2007-03-02 | 2008-10-30 | Smith Daniel P | Multi-gas bioreactor and related methods |
| WO2010002062A1 (en) * | 2008-07-03 | 2010-01-07 | Korea Institute Of Energy Research | Biological hydrogen production system equipped with membrane module for high cell density cultivation of anaerobic microorganisms |
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