ES2311558T3 - Uso de inhibidores de la il-13 para el tratamiento de tumores. - Google Patents

Abstract

Uso de un inhibidor de IL-13, en el que dicho inhibidor comprende una región de unión a IL-13 de un receptor de IL-13 o es un anticuerpo que se une a IL-13, para la preparación de una composición farmacéutica para inhibir el crecimiento de un tumor en un sujeto, donde dicho tumor se selecciona del grupo que consiste en cáncer de mama, cáncer de pulmón y linfoma.

Description

Uso de inhibidores de la IL-13 para el tratamiento de tumores.

Campo de la invención

La invención se refiere de manera general a composiciones para inhibir el crecimiento de un tumor por inhibición de la expresión o actividad de IL-13 y/o de la actividad de células T NK.

Antecedentes de la invención

La citocina IL-13 se ha implicado en varias actividades biológicas. Estas actividades incluyen, por ejemplo, la inducción de la conmutación de IgG_{4} e IgE, la inducción de la transcripción de la cadena pesada \varepsilon de IgE en la línea germinal, la expresión de CD23 en células B humanas normales y la inducción de la proliferación de células B en presencia de CD40L o mAb anti-CD40.

IL-13 comparte algunas propiedades funcionales con la citocina IL-4. Aunque muchas actividades descritas de IL-13 son similares a las de IL-4, IL-13 no tiene efectos promotores del crecimiento sobre clones de células T o células T activadas.

IL-13 presenta ciertas actividades biológicas por interacción con un receptor de IL-13 ("IL-13R") en la superficie de células diana. IL-13R y el receptor de IL-4 ("IL-4R") comparten un componente común, que es necesario para la activación de receptores. Sin embargo, IL-13 no se une a células transfectadas con el receptor de IL-4.

Descripción resumida de la invención

La invención se basa en parte en el descubrimiento de que la administración de un inhibidor de IL-13 a un sujeto o la alteración de la función de células T NK en un sujeto inhiben la reaparición del tumor. Por consiguiente, se incluye en la invención un uso de un inhibidor de IL-13 para la fabricación de un medicamento para inhibir el crecimiento de un tumor en un sujeto, en el que dicho tumor se selecciona de cáncer de mama, cáncer de pulmón y linfoma.

Preferiblemente, el inhibidor de IL-13 es un inhibidor no tóxico. Por ejemplo, preferiblemente el inhibidor carece de una porción citotóxica tal como una exotoxina de Pseudomonas, ricina, abrina y toxina de Diphtheria.

En algunas realizaciones, el inhibidor es un ligando para un polipéptido de IL-13. Un ejemplo de un ligando de IL-13 adecuado es un polipéptido que incluye una región de unión a IL-13 de un receptor de IL-13.

Preferiblemente, el polipéptido también incluye un polipéptido de inmunoglobulina. En algunas realizaciones, el inhibidor es una proteína de fusión que incluye una porción soluble del receptor de IL-13 de mamíferos (por ejemplo, de ratón o humano) y una región de un polipéptido IgG_{1} humano. Un ligando de IL-13 preferido es sIL-13R\alpha2.Fc, que se describe en Donaldson et al., J. Immunol. 161: 2317-24, 1998.

Otro inhibidor adecuado es un antagonista de IL-13, por ejemplo, un anticuerpo antagonista que se une a un polipéptido de IL-13. El anticuerpo puede ser un anticuerpo policlonal o un anticuerpo monoclonal. Pueden prepararse anticuerpos contra IL-13 usando procedimientos conocidos en el estado de la técnica. Por ejemplo, puede usarse un polipéptido de IL-13 para inmunizar animales con el fin de obtener anticuerpos policlonales y monoclonales que reaccionen específicamente con la proteína IL-13 y que pueden inhibir la unión de IL-13, o de fragmentos de la misma, con el receptor. Dichos anticuerpos pueden obtenerse usando la IL-13 completa como inmunógeno, o mediante el uso de fragmentos de IL-13, tal como la IL-13 madura soluble. También pueden usarse fragmentos más pequeños de IL-13 para inmunizar animales. Los inmunógenos peptídicos pueden contener además un residuo de cisteína en el extremo carboxilo terminal, y están conjugados a un hapteno tal como la hemocianina de lapa californiana (KLH). Pueden generarse inmunógenos peptídicos adicionales mediante reemplazo de residuos de tirosina por residuos de tirosina sulfatados. Se conocen en el estado de la técnica procedimientos para sintetizar dichos péptidos, por ejemplo, como se describe en Merrifield, J. Amer. Chem. Soc. 85, 2149-2154, 1963.

El crecimiento o la aparición de tumores también se inhibe mediante el bloqueo de la actividad de una célula T NK restringida por CD1. Preferiblemente, el inhibidor se une a una molécula de CD1. Ejemplos de inhibidores que se unen a CD1 incluyen anticuerpos anti-CD1 u otros ligandos anti-CD1 solubles. Se conocen en la técnica anticuerpos anti-CD1 y se describen en, por ejemplo, Roark et al., J. Imm. 160: 3121-27, 1998.

En otra realizaciones, el inhibidor se une a un marcador específico de células T NK. Un ejemplo de un marcador específico de células T NK es un polipéptido V\alpha24. Un ejemplo de este inhibidor es un anticuerpo contra un polipéptido V\alpha24. El anticuerpo puede ser un anticuerpo monoclonal o un anticuerpo policlonal y puede prepararse usando los métodos descritos anteriormente. Se describen anticuerpos que reconocen el polipéptido V\alpha24 en, por ejemplo, Prussin et al., J. Immunol.159, 5862-70, 1997.

El inhibidor puede administrarse para inhibir el crecimiento de un tumor primario, un tumor metastásico o ambos. De esta manera, en algunas realizaciones, el inhibidor se administra antes de la detección de un tumor primario en el sujeto, por ejemplo, para inhibir el crecimiento de un tumor primario. En otras realizaciones, el inhibidor se administra después de la detección de un tumor primario en el sujeto, por ejemplo, para inhibir la reaparición de un tumor primario o para inhibir la metástasis.

En realizaciones preferidas, el inhibidor se administra en una cantidad suficiente para inhibir el crecimiento de un tumor en el sujeto. Por ejemplo, el inhibidor puede administrarse en una cantidad terapéuticamente eficaz. Por "cantidad terapéuticamente eficaz" se entiende la cantidad total de cada componente activo de la composición o método farmacéutico que es suficiente para mostrar un beneficio significativo para el paciente, por ejemplo, mejoría de los síntomas de, curación de, o una disminución en el tamaño u otra propiedad de un tumor.

El sujeto puede ser, por ejemplo, un mamífero tal como un ser humano, perro, gato, caballo, vaca, cerdo o roedor (por ejemplo, un ratón o rata).

El sujeto puede presentar un riesgo elevado de desarrollo de un tumor. Por "riesgo aumentado" se entiende que es más probable que el sujeto desarrolle un tumor que un control de la misma edad que se diferencie en uno o más factores genéticos o factores ambientales, o ambos. Por ejemplo, el sujeto puede tener un alelo de un gen que predisponga al sujeto a un riesgo aumentado de un tumor. El sujeto puede haber heredado el alelo, es decir, el sujeto puede tener una historia familiar de riesgo aumentado de desarrollo de un tumor. Los alelos pueden encontrarse en protooncogenes o en genes supresores de tumores del sujeto. Ejemplos de protooncogenes incluyen, por ejemplo, genes ras y genes myc. Ejemplos de genes supresores de tumores incluyen, por ejemplo, un gen de retinoblastoma, un gen p53, un gen BRCA, un APC y un gen DCC. Las condiciones ambientales pueden incluir las que exponen al sujeto a carcinógenos conocidos o sospechosos.

Preferiblemente, el tumor que se va a tratar es un tumor recurrente, es decir, un tumor que está sometido a inmunovigilancia. Ejemplos de tipos de tumor adecuados incluyen carcinomas, sarcomas o cánceres de las células sanguíneas. Por lo tanto, el tumor puede ser un tumor de mama, de pulmón y un linfoma (tal como linfoma de Burkitt).

Si se desea, el inhibidor puede administrarse junto con un régimen o regímenes de tratamiento adicionales destinados a inhibir el crecimiento tumoral. Por ejemplo, el régimen de tratamiento adicional puede incluir la administración de un segundo agente que inhiba el crecimiento tumoral. Un segundo agente adecuado es uno que aumente los niveles de interferón gamma en el sujeto. El segundo agente puede ser el propio interferón gamma.

El inhibidor y el segundo agente (si se desea) pueden proporcionarse en la forma de una composición farmacéutica. Puede usarse cualquier vía de administración y programa de dosificación adecuado para administrar el inhibidor, o una composición farmacéutica que incluya el inhibidor. Cuando el inhibidor se administra por vía oral, el inhibidor puede estar en forma de un comprimido, cápsula, polvo, solución o elixir. Cuando se administra en forma de comprimido, la composición farmacéutica de la invención puede contener además un vehículo sólido tal como gelatina o un adyuvante. El comprimido, cápsula y polvo contienen aproximadamente del 5 al 95% de inhibidor y, preferiblemente, aproximadamente del 25 al 90% de inhibidor. Cuando se administra en forma líquida, puede añadirse un vehículo líquido tal como agua, vaselina, aceites de origen animal o vegetal tales como aceite de cacahuete, aceite mineral, aceite de soja o aceite de sésamo, o aceites sintéticos. La forma líquida de la composición farmacéutica puede contener además solución salina fisiológica, dextrosa u otra solución de sacáridos, o glicoles tales como etilenglicol, propilenglicol o polietilenglicol. Cuando se administra en forma líquida, la composición farmacéutica contiene aproximadamente del 0,5 al 90% en peso de inhibidor y, preferiblemente, aproximadamente del 1 al 50% de inhibidor.

Cuando se administra una cantidad terapéuticamente eficaz de inhibidor por inyección intravenosa, cutánea o subcutánea, el inhibidor estará en forma de una solución acuosa parenteralmente aceptable libre de pirógenos. La preparación de dichas soluciones proteicas parenteralmente aceptables, teniendo en cuenta el pH, la isotonicidad, la estabilidad y similares, está dentro del conocimiento del experto en la materia. Una composición farmacéutica preferida para inyección intravenosa, cutánea o subcutánea debería contener, además de inhibidor, un vehículo isotónico tal como Inyección de Cloruro de Sodio, Inyección de Ringer, Inyección de Dextrosa y Cloruro de Sodio, Inyección de Ringer Lactato u otro vehículo conocido en la técnica. La composición farmacéutica de la presente invención también puede contener estabilizantes, conservantes, tampones, antioxidantes u otros aditivos conocidos por los expertos en la materia.

La cantidad del inhibidor en la composición farmacéutica de la presente invención dependerá de la naturaleza y gravedad de la afección que se trate, y de la naturaleza de tratamientos anteriores a los que se haya sometido el paciente. En última instancia, el médico a cargo decidirá la cantidad de inhibidor con la que tratar a cada paciente individual. Inicialmente, el médico a cargo administrará dosis reducidas de inhibidor y observará la respuesta del paciente. Pueden administrarse dosis mayores de inhibidor hasta que se obtenga el efecto terapéutico óptimo para el paciente, y en ese momento generalmente la dosificación no se aumenta más. Se contempla que las diversas composiciones farmacéuticas usadas para practicar el método de la presente invención deberían contener de aproximadamente 0,1 \mug a aproximadamente 100 mg de inhibidor por kg de peso corporal. Los intervalos preferidos incluyen dosificaciones de aproximadamente 100 \mug a 6 mg, y de 20 \mug a 500 \mug por kg de peso corporal.

La duración de la terapia intravenosa usando la composición farmacéutica de la presente invención variará dependiendo de la gravedad de la enfermedad que se trate, de la condición y la respuesta potencial idiosincrásica de cada paciente individual.

En última instancia, el médico a cargo decidirá la duración apropiada de la terapia intravenosa usando la composición farmacéutica de la presente invención. En algunas realizaciones, el inhibidor se proporciona en una composición de liberación retardada. La composición de liberación temporizada puede incluir una micropartícula.

Se conocen en la técnica micropartículas que incluyen las descritas en, por ejemplo, la patente US Nº 6.013.258. El material adecuado a incluir en micropartículas incluye material polimérico tal como ácido poli-láctico-co-glicólico (PLGA).

Si se desea, el inhibidor puede administrarse junto un segundo agente, o agentes adicionales que potencien una respuesta inmune. Los agentes adicionales incluyen, por ejemplo, adyuvantes, citocinas (tales como IL-12) y GM-CSF.

También pueden usarse otros procedimientos de administración convencionales, por ejemplo, transferencia biolística o tratamiento ex vivo. En el tratamiento ex vivo, por ejemplo, pueden obtenerse células presentadoras de antígeno (CPA), células dendríticas, células mononucleares de sangre periférica o células de médula ósea, de un paciente o un donante apropiado y activarse ex vivo con las composiciones inmunogénicas, y después devolverse al pacien-
te.

A menos que se defina otra manera, todos los términos técnicos y científicos usados en la presente memoria tienen el mismo significado que el que entiende comúnmente un experto en la materia a la que pertenece la invención. Aunque pueden usarse procedimientos y materiales similares o equivalentes a los descritos en la presente memoria, en la práctica o ensayo de la presente invención, se describen a continuación procedimientos y materiales
adecuados.

Otras características y ventajas de la invención serán evidentes a partir de la siguiente descripción detallada y de las reivindicaciones.

Breve descripción de los dibujos

Las Fig. 1A y 1B son gráficos que muestran el desarrollo de tumores en ratones tratados con anti-CD4 a diferentes periodos de tiempo.

Las Fig. 2A y 2B son gráficos que muestran el desarrollo de tumores en ratones IL-4 KO, IL-4R y STAT6 KO.

Las Fig. 3A-3C son gráficos que muestran la producción de citocinas de células T de ratones BALB/c a los que se ha inyectado 5-12RM con estimulación anti-CD3.

Las Fig. 4A y 4B son gráficos que muestran el efecto del inhibidor de IL-13 sobre la reaparición de tumores.

La Fig. 5A es una representación de un electroforetograma que muestra la expresión de ARNm de IL-13 e IL-4 en células CD4^{+}.

Las Fig. 5B y 5C son histogramas que muestran la producción de IL-13 e IL-4 por células CD4^{+} NK1.1^{+} y CD4^{+} NK1.1^{-}.

Las Fig. 6A-6C son histogramas que muestran la producción de citocinas de células T CD4^{+} de ratones BALB/c de tipo salvaje y ratones KO para CD1 a los que se ha inyectado 15-12RM con estimulación anti-CD3.

La Fig. 7 es un gráfico que muestra el desarrollo de tumores en ratones KO para CD1.

Las Fig. 8A-8C son gráficos que muestran la actividad de CTL de ratones KO para CD1 a los que se ha inyectado 15-12RM.

La Fig. 9 es un gráfico que muestra la respuesta de CTL en células expuestas a una vacuna peptídica de VIH, GM-CSF y un inhibidor de IL-13 o un péptido de control.

Descripción detallada de la invención

La invención proporciona composiciones para inhibir el crecimiento tumoral en un sujeto.

Se descubrió que la administración de una forma soluble de un receptor de IL-13 inhibía la reaparición de tumores en un sistema de modelo murino. De una forma similar, se ha descubierto que la inhibición de la actividad de células T NK inhibe la reaparición de tumores en el sistema modelo. Estos resultados sugieren que los ligandos para el polipéptido IL-13 y células T NK actúan para inhibir respuestas inmunes, tales como las implicadas en la vigilancia tumoral. Se potenciaron respuestas inmunes mediante la inhibición de la función de IL-13 y/o de la función de las células T NK.

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Las composiciones pueden usarse para inhibir el crecimiento de tumores primarios o el crecimiento de tumores secundarios (metástasis) en el sujeto. Por ejemplo, las composiciones son adecuadas para el uso en un sujeto al que se le ha diagnosticado un tumor primario para prevenir el crecimiento adicional del tumor primario. Como alternativa, o adicionalmente, las composiciones descritas en la presente memoria también pueden usarse para inhibir el desarrollo de metástasis del tumor primario.

La invención se ilustrará adicionalmente en los siguientes ejemplos.

Ejemplo 1 Identificación de la inhibición de la reaparición de tumores mediada por inhibidor de IL-13

Este ejemplo describe estudios que identifican a IL-13 como un inhibidor importante de la inmunovigilancia de tumores. Se presentan por primera vez estudios que demuestran que el tratamiento de ratones con anticuerpos contra moléculas CD4 inhibe la vigilancia tumoral mediada por células T citotóxicas (CTL) si se administran en los 10 días posteriores a la inyección de células tumorales. A continuación se presentan estudios que demuestran que la reaparición de tumores se produjo en ratones KO para IL-4, pero no en ratones KO para IL-4R o ratones KO para el transductor de señales y activador de la transcripción (STAT) 6. Estos resultados sugieren que la IL-13 está implicada en la reaparición de tumores. Estos resultados se basan en la demostración de que ratones con niveles reducidos de CD-4 producían menores niveles de IL-13, así como en los datos que muestran que la administración de (sIL-13Ra2.Fc), un inhibidor de IL-13, inhibe la reaparición de tumores.

Para los estudios descritos en la presente memoria, se adquirieron ratones BALB/c hembra de Charles River Breeding Laboratories (Frederick, MD). Se obtuvieron ratones knock out (KO) para IL-4 (Noben-Trauth et al., Transgenic Res 5: 487-91, 1996) en un fondo genético BALB/c del Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME). La cepa de ratón BALB/c congénica para el locus C57BL/6 NK1.1 fue proporcionada por los Dres. Anthony Scalzo y Wayne Yokayama (Scalzo et al, Immunogenetics 41: 148-51, 1995). Los ratones C57BL/6, KO para IL-4R (Noben-Trauth et al., Proc. Natl Acad. Sci. USA 94: 10838-43, 1997), KO para el transductor de señales y activador de la transcripción (STAT) 6 (Kaplan et al., Immunity 4: 313-9, 1996) y KO para CD1 (Smiley et al., Science 275: 977-9, 1997) que tenían el fondo genético BALB/c se criaron en condiciones libres de patógenos. Todos los ratones se mantuvieron en un animalario libre de patógenos y se usaron a las 6-10 semanas de edad. Todos los experimentos animales fueron autorizados por el Comité de Uso y Cuidado de Animales del Instituto Nacional del Cáncer (NCI).

Se generaron células tumorales 15-12RM por transfección de fibroblastos 3T3 de BALB/c primero con HIV-1 IIIB gp160 y después con los genes ras y myc mutantes para hacerlas oncogénicas (Matsui et al, J. Immunol. 163: 184-193, 1999). Estas células y células 3T3 de BALB/c de control transfectadas sólo con Neo (18Neo) (Takahashi et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85: 3105-09, 1988) se mantuvieron en medio completo de células T (CTM) que consistía en RPMI1640 con FCS al 10%, L-glutamina, piruvato sódico, aminoácidos no esenciales, penicilina, estreptomicina y 2-mercaptoetanol 5 x 10^{-5} M que contenía geneticina (200 \mug/ml) (Sigma, St. Louis, MO).

Se obtuvieron mAb purificados CD4 anti-ratón de rata (GK1.5 (Wilde et al., J. Immunol. 131: 2178-2183, 1983)) del Frederick Cancer Research and Development Center, NCI (Frederick, MD). El inhibidor de IL-13, una proteína de fusión de IL-13R\alpha2 murino e IgG1 humana (sIL-13R\alpha2.Fc) se preparó como se ha descrito anteriormente (Donaldson et al., J Immunol 161: 2317-24, 1998) y se obtuvo del Research Support Team at Genetics Institute, Cambridge, MA. Se obtuvieron anti-CD3 (2C11 (Leo et al., Proc. Natl Acad. Sci. USA 84: 1374-78, 1987)), anti-CD28 (37.51), anti-CD4 conjugado a FITC (GK1.5) y anti-NK1.1 conjugado a PE (PK136) de Pharmingen (San Diego, CA). Se adquirieron perlas magnéticas anti-la, anti-CD11b, anti-CD11c, anti-DX5, anti-CD4 y anti-CD8 de Miltenyi Biotec Inc (Auburn, CA). Se obtuvo IL-2 de ratón recombinante de Pharmingen. Se adquirió trizol, kit de síntesis de ADNc SuperScript y SuperMixture para PCR de Life Technologies (Rockville, MD).

Se inyectaron un millón de células 15-12RM en 200 \mul de PBS por vía subcutánea en el flanco derecho del ratón. Para reducir el número de células CD4^{+} in vivo, se inocularon ratones por vía intraperitoneal con 0,2 ml de PBS que contenía 0,5 mg de anti-CD4 o IgG de rata de control (Sigma, St. Louis, MO), como se indica. En algunos experimentos, los ratones se trataron día sí, día no, durante 8 días con 0,2 mg de inhibidor de IL-13 (slL-13R\alpha2.Fc) mediante inyección intraperitoneal en 0,1 ml de PBS.

Para la activación in vitro de células T, células T CD4^{+} y células T NK CD4^{+}, se recubrieron placas de 96 pocillos con anti-CD3 (10 \mug/ml) durante una noche a 4ºC. Las placas se lavaron tres veces con PBS antes del uso. Se prepararon suspensiones de una sola célula de esplenocitos de ratones a los que se había inyectado 15-12RM a diferentes momentos después de la inyección. Se seleccionaron negativamente células T a partir de esplenocitos mediante el uso de perlas magnéticas recubiertas con anticuerpos para Ia, CD11b, CD11c y DX5. Se obtuvieron células T CD4+ por reducción del número de células CD8^{+} a partir de células T mediante el uso de perlas magnéticas anti-CD8. Las células se cultivaron a una densidad de 1 x 10^{5}/pocillo de una placa de 96 pocillos en 200 \mul de CTM. Dos días después de la estimulación, se recogieron 100 \mul de medio de cultivo de cada pocillo y se almacenaron a -70ºC hasta la medición de citocinas. En algunos experimentos, se estimularon células T CD4^{+} (1 x 10^{6}/pocillo) con células L transfectadas con CD1 (Chen et al., J Immunol 159: 2240-9, 1997) o células L (2 x 10^{4}/pocillo) con anti-CD28 (10 \mug/ml) e IL-2 (20 unidades/ml). Después de una semana, se recogió el medio de cultivo y se almacenó a -70ºC hasta la medición de citocinas.

Se aislaron células de bazo de ratones C57BL/6 o ratones BALB/c congénicos para el locus NK1.1 haciéndolas pasar a través de una columna de enriquecimiento de CD4 (Cedar Lane, Westbury, NY) y después se seleccionaron para células T CD4^{+} NK1.1^{+} o CD4^{+} NK1.1^{-} mediante el uso de FACStar (Becton Dickinson, Mountain View, CA). Para detectar ARNm de citocinas, las células se cultivaron a una densidad de 1 x 10^{5}/pocillo de una placa de 96 pocillos en 200 \mul de CTM. Ochos horas después de la estimulación, se recogieron las células de cada pocillo y se almacenaron a -70ºC hasta la extracción del ARN. Para la medición de citocinas, se estimularon 2 x 10^{4} células purificadas en placas de 96 pocillos recubiertas con 10 \mug/ml de cada uno de los mAb anti-CD3 y anti-CD28. Se recogieron los sobrenadantes a las 48 horas y se ensayaron para determinar IL-4, IL-13 e IFN-\gamma.

La concentración de IL-4, IL-13 (R&D, Minneapolis, MA o Endogen, Woburn, MA), IFN-\gamma (R&D) en el sobrenadante de cultivo se determinó mediante un kit de ELISA de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Todas las muestras se ensayaron por triplicado.

Se midió la actividad citotóxica de células T CD8^{+} frente a varias células diana mediante un ensayo de liberación de Cr^{51} durante 4 h. Se purificaron células T CD8^{+} a partir de esplenocitos por reducción del número de células B, macrófagos, DC, células NK y células CD4^{+} usando perlas magnéticas (Milteny Biotec Inc.). Se calculó el porcentaje de liberación de Cr^{51} específica de la siguiente forma:

100 x (liberación experimental - liberación espontánea)/(liberación máxima - liberación espontánea)

Se determinó la liberación máxima a partir del sobrenadante de células que se lisaron por adición de Triton X-100 al 5%. Se determinó la liberación espontánea a partir de células diana incubadas sin células efectoras añadidas.

Se extrajo el ARN total de células T NK CD4^{+} seleccionadas con reactivo Trizol. Se sintetizaron los ADNc mediante el uso del kit de síntesis de ADNc Superscript, de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Se realizó una PCR con Supermixture que contenía 0,2 \muM de cebadores mediante el sistema de PCR GeneAmp 9700 (Perkin-Elmer, Norwalk, CT). La PCR se realizó durante 28 ciclos de 94ºC durante 30 s, 55ºC durante 1 min, 74ºC durante 1 min. Los cebadores para IL-4 se adquirieron de Promega (Madison, WI). La secuencia de los cebadores usados era la siguiente: IL-13 (directo) 5'-GACCCAGAGGATATTGCATG-3' (SEC ID Nº: 1); IL-13 (inverso) 5'-CCAG
CAAAGTCTGATGTGAG-3' (SEC ID Nº: 2); HPRT (directo) 5'-GTTGGATACAGGCCAGACTTT-GTTG-3' (SEC ID Nº: 3); HPRT (inverso) 5'-TCGGTATCCGGTCGGATGGGAG-3' (SEC ID Nº: 4).

Los datos se analizaron por significación estadística usando una prueba de rango logarítmico. Los datos se consideraban significativos a P < 0,05.

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Momento de tratamiento con anti-CD4 para afectar a la reaparición de tumores

Se examinó el efecto del momento del tratamiento con anti-CD4 con respecto a la reaparición de tumores en el modelo de ratón 15-12RM.

Se inyectaron células tumorales 15-12RM por vía subcutánea (s. c.) en el flanco derecho de diferentes grupos de ratones BALB/c el día 0. Se administró anti-CD4 a los diferentes ratones en los grupos durante diversos tiempos antes de o después de la implantación. Se examinó el porcentaje de ratones que desarrollaban tumores después de la administración de anti-CD4.

Los resultados se presentan en las Fig. 1A y 1B. La Fig. 1A muestra el crecimiento de tumores en grupos de ratones en los que no se administró anti-CD4 (control) y en los que se administró del día -3 al 50, del día -3 al 30 o del día -3 al 10. La Fig. 1B muestra el crecimiento de tumores en ratones a los que se les administró anti-CD4 del día 1 al día 50, del día 10 al día 50 y del día 20 al día 50.

Los ratones de cada grupo se inocularon por vía intraperitoneal con 0,5 mg de mAb anti-CD4 (GK1.5) durante los períodos indicados después de la inyección de 15-12RM. El anticuerpo se inoculó diariamente durante los 3 primeros días y después dos veces por semana. Se usaron cinco ratones por cada grupo. P < 0,02 mediante prueba de rango logarítmico entre control y anti-CD4 del día -3 al día 10, al 20 o del día 1 al 50. Se obtuvieron resultados similares en otro experimento.

Los tumores eran detectables a los 5 días (Matsui et al., J. Immunol. 163: 184-193, 1999) (Fig. 1A, grupo de control). Los tumores sufrieron una regresión y desaparecieron después de 10-15 días. Sin embargo, se observó reaparición de los tumores entre 20 y 40 días después de la inoculación y los tumores recurrentes no sufrieron un regresión (Fig. 1A). La reaparición de tumores observada en ratones de control se producía debido a la eliminación incompleta de células tumorales por CTL CD8^{+} durante la fase de regresión tumoral. Por el contrario, en ratones tratados con anti-CD4, las células tumorales se eliminaron completamente después del crecimiento inicial y no reaparecieron (Fig. 1A y Matsui et al., J. Immunol. 163: 184-193, 1999). Estos resultados sugerían que las células T CD4^{+} regulaban negativamente la inmunovigilancia frente a células tumorales por CTL.

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Para examinar cuándo regulan las células T CD4^{+} CTL específicos para células tumorales, se trataron ratones con anticuerpo de CD4 durante diferentes intervalos después de la inyección de 15-12RM (Fig. 1A). Todos los ratones en los grupos que comenzaron a recibir anticuerpo de CD4 3 días antes de la inyección de 15-12RM y que dejaron de recibir anticuerpo el día 10 o el día 20 eran resistentes a la reaparición de tumores de una manera similar a los ratones tratados desde el día -3 hasta el final del experimento. Aunque el inicio del tratamiento con anti-CD4 podía retrasarse hasta el día 1, el comienzo del tratamiento el día 10 era demasiado tarde para tener cualquier impacto sobre la reaparición tardía (Fig. 1B). Esto sugiere que la inmunovigilancia de CTL frente a células tumorales está regulada por células T CD4^{+} en una fase temprana del crecimiento tumoral. La reducción del número de células T CD4^{+} durante los primeros 10 días era tanto necesaria como suficiente para prevenir esta regulación.

Regulación negativa de la inmunovigilancia de CTL por IL-4R-STAT6

Se usaron ratones IL-4 KO e IL-4R KO para aclarar si IL-4 y su ruta de señalización están implicadas en la regulación negativa de la inmunovigilancia por CTL. Estos resultados se muestran en las Fig. 2A y 2B. La Fig. 2A muestra los resultados obtenidos en ratones control o ratones tratados con anticuerpo anti-CD4 o ratones IL-4 KO con fondo BALB/c, IL-4R KO o hermanos de camada (en inglés "littermate") heterocigotos a los que se inyectaron por vía subcutánea 1 x 10^{6} células 15-12RM. Los ratones en el grupo tratado con anti-CD4 se trataron con mAb anti-CD4 diariamente desde 3 días antes de la inyección de 15-12RM hasta el día de la inyección, y dos veces por semana a partir de entonces. Se usaron cinco ratones por cada grupo excepto para el grupo IL-4R+/-, en el que se usaron 7 ratones. P < 0,05 mediante prueba de rango logarítmico entre el grupo de control y el grupo IL-4R-/-. El resultado que se muestra es representativo de dos experimentos con resultados similares.

Para los resultados que se muestran en la Fig. 2B, a ratones BALB/c-STAT6 KO o ratones BALB/c de tipo salvaje sin tratar o tratados con anti-CD4 se les inyectaron por vía subcutánea 1 x 10^{6} células 15-12RM. Los ratones en el grupo tratado con anti-CD4 se trataron con mAb anti-CD4 diariamente desde 3 días antes de la inyección de 15-12RM y dos veces por semana a partir de entonces. Se usaron cinco ratones por cada grupo. P < 0,02 mediante prueba de rango logarítmico entre el grupo control y el grupo STAT6 KO. Se muestra un experimento representativo de tres.

Se produjo reaparición de tumores en ratones IL-4 KO; de hecho, el patrón de crecimiento tumoral no era significativamente diferente del de ratones control (Fig. 2A y Matsui et al., J. Immunol. 163: 184-193, 1999). Por el contrario, en ratones IL-4R KO, los tumores no reaparecieron después del crecimiento inicial y la regresión, aunque en hermanos de camada heterocigotos reaparecieron como en los ratones de tipo salvaje (Fig. 2A).

Se sabe que la activación de STAT6 es necesaria para la señalización a través de la ruta de señalización de IL-4R (Shimoda et al., Nature 380: 630-3 1996; Takeda et al., Nature 380: 627-30,1996; y Kaplan et al., Immunity 4: 313-9, 1996). Por consiguiente, para investigar si la protección observada en ratones IL-4R KO pero no en ratones IL-4 KO era dependiente de la ruta de señalización de IL-4R, se inocularon ratones STAT6 KO con 15-12RM (Fig. 2B). Los ratones STAT6 KO eran tan resistentes a la reaparición de tumores como los ratones con niveles de CD4 reducidos. Esto sugería que la inmunovigilancia por CTL estaba limitada por la ruta de señalización de IL-4R-STAT6, pero que esta regulación no requería a IL-4 en sí. Por lo tanto, es probable que IL-13, la única otra citocina que se sabe que señaliza a través de la ruta de señalización de IL-4R-STAT6, desempeñe un papel significativo en esta limitación.

Producción de citocinas en ratones con niveles de CD4 reducidos

Debido a que las células T son productores principales de IL-13 e IL-4, la producción in vitro de ambas citocinas mediante células T a partir de ratones a los que se ha inyectado 15-12RM se midió por ELISA después de la estimulación con anti-CD3. Los resultados se muestran en la Fig. 3. Los días 0, 2, 4, 6 y 10 después de la inyección de células 15-12RM se sacrificaron dos ratones por grupo y se recogieron sus esplenocitos. Se usó una fracción de las células para purificar células T. Se cultivaron cien mil células T recién aisladas de ratones a los que se inyectó 15-12RM en una placa recubierta con anti-CD3 durante 48 h. El sobrenadante de cultivo se recogió y se determinó la concentración de cada citocina por ELISA. La figura muestra el valor medio de dos ratones. Se obtuvieron resultados similares en un experimento adicional.

Tanto la producción de IL-13 como de IL-4 en células T de ratones de control está elevada tan pronto como 2 días después de la inyección de 15-12RM. La producción de IL-13 e IL-4 alcanzó un máximo los días 2 y 4, respectivamente, y después disminuyó hasta las medidas basales el día 6 después de la inyección. En las células T de ratones con niveles de CD4 reducidos, la cantidad absoluta de IL-13 era el 50-75% menor que la de las células de ratones control a los que se inyectó 15-12RM, a pesar de que la producción de IL-13 estaba regulada positivamente el día 2. Además, la producción de IL-4 no estaba regulada positivamente ni siquiera después de la inyección de 15-12RM. Por lo tanto, las células T esplénicas de ratones con niveles de CD4 reducidos, que eran resistentes a la reaparición de tumores, producían menos IL-13 e IL-4.

Se midió la producción de IFN-\gamma, que desempeña un papel protector frente al crecimiento de tumores en este sistema (Matsui et al., J. Immunol. 163: 184-193,1999). Al contrario que la producción de IL-13 e IL-4, las células T de ratones tratados con anti-CD4 producían el 25-100% más IFN-\gamma que las células de ratones control. Estos resultados sugerían que la eliminación de células T CD4^{+} suprime la producción de IL-13 e IL-4 pero permite más producción de IFN-\gamma, lo cual se había demostrado anteriormente (Matsui et al., J. Immunol. 163: 184-193, 1999) que era necesario para la inmunovigilancia.

Un inhibidor de IL-13 (sIL-13R\alpha2.Fc) inhibe la reaparición de tumores

Los resultados obtenidos anteriormente eran compatibles con que IL-13 en solitario fuera necesaria para la regulación negativa de la inmunovigilancia o con la posibilidad de que IL-4 o IL-13 fueran suficientes y que la eliminación de ambas sería necesaria para prevenir la reaparición. Para diferenciar entre estas posibilidades, se ensayó el efecto del inhibidor de IL-13 (sIL-13R\alpha2.Fc) tanto en ratones de tipo salvaje como KO para IL-4. Los resultados se muestran en las Fig. 4A y 4B. A ratones BALB/c control, ratones tratados con anti-CD4 o inhibidor de IL-13 (sIL-13R\alpha2.Fc) (Fig. 4A) o ratones BALB/c-IL-4 KO sin tratar o tratados con inhibidor de IL-13 (Fig. 4B) se les inyectaron por vía subcutánea 1 x 10^{6} células 15-12RM. El anti-CD4 (0,5 mg) se inoculó el día 0, 1, 2, 6 y 10 después de 15-12RM. Los ratones en los grupos tratados con inhibidor de IL-13 se trataron con sIL-13R\alpha2.Fc (0,2 mg) día sí, día no, desde el día 0 hasta el día 8. Se usaron cinco ratones por cada grupo. P < 0,01 mediante prueba de rango logarítmico entre el grupo control y el grupo con inhibidor de IL-13. P < 0,02 mediante prueba de rango logarítmico entre el grupo IL-4 KO y el grupo IL-4KO + inhibidor de IL-13. Se muestra un experimento representativo de dos.

El inhibidor de IL-13 se inoculó día sí, día no, desde el día 0 hasta el día 8 después de la inyección de 15-12RM, pero no evitó el crecimiento inicial ni la regresión del tumor. Sin embargo, cuando se trataron ratones IL-4 KO, que no son resistentes a la reaparición de tumores, con inhibidor de IL-13, estos estaban completamente protegidos frente a la reaparición. Cuando se trataron con el inhibidor de IL-13 ratones de tipo salvaje, también se comportaron como ratones con niveles de CD4 reducidos y ratones KO para IL-4 tratados con inhibidor de IL-13. Estos resultados mostraron que en este modelo tumoral bifásico, IL-13 es necesaria para la reaparición de tumores, independientemente de la capacidad de los ratones para producir IL-4.

Ejemplo 2 Inhibición del crecimiento de tumores por alteración de la función de células T NK

Este ejemplo presenta datos que muestran que IL-13 es producido mediante células T NK y que ratones KO para CD1, que carecen de células T NK, producen niveles reducidos de IL-13. También se ilustra en este ejemplo la inhibición del crecimiento de tumores en ratones KO para CD1.

Las células T NK pueden producir IL-13

El tratamiento durante los primeros 8 días con inhibidor de IL-13 protegía a los ratones de la reaparición de tumores (Fig. 4A y 4B). Las células T CD4^{+} NK1.1^{+} están entre las células más tempranas que producen una gran cantidad de IL-4 tras la activación de TCR (Chen et al., J. Immunol 159: 2240-9, 1997).

Por consiguiente, se examinó la capacidad de las células T NK CD4^{+} para producir IL-13. Puesto que los ratones BALB/c no expresan el alelo NK1.1 reconocido por los mAb disponibles, se seleccionaron células T NK CD4^{+} de ratones C57BL/6 o ratones BALB/c congénicos para el locus NK1.1 mediante la purificación de células T CD4^{+} y la selección para poblaciones CD4^{+} NK1.1^{+} y CD4^{+} NK1.1^{-}, y éstas se estimularon con anticuerpo anti-CD3.

Se midió la producción de ARNm y proteína de IL-13. Los resultados se muestran en las Fig. 5A-5C. Se estimularon células T NK CD4^{+} esplénicas recién seleccionadas de ratones C57BL/6 con anti-CD3 (2C11) unido a placa durante 8 h. Las células se recogieron y se detectó el ARNm para IL-13 e IL-4 mediante RT-PCR. La Fig. 5A muestra la expresión de ARNm de IL-13 e IL-4 en células T NK CD4^{+} después de la estimulación con anti-CD3.

La Fig. 5B demuestra la producción de IL-13 e IL-4 por células T CD4^{+} NK1.1^{+} y CD4^{+} NK1.1^{-}. Se estimularon células T esplénicas recién seleccionadas CD4^{+} NK1.1^{+} y CD4^{+} NK1.1^{-} de ratones BALB/c congénicos para el locus NK1.1 con anti-CD3 (2C11) y anti-CD28 (37.51) unidos a placa durante 48 h. Se recogieron los sobrenadantes a las 48 h y se ensayaron para IL-4 e IL-13 mediante ELISA.

Se muestra la producción de IL-13 e IL-4 por células T CD4^{+} de ratones a los que se inyectó 15-12RM estimulados con células L transfectadas con CD1 en la Fig. 5C. Se estimularon células T CD4^{+} purificadas a partir de células de bazo de ratones BALB/C normales y a los que se inyectó 15-12RM (el día 3 después de la inyección) con células L transfectadas con CD1 o células L no transfectadas durante una semana. También se añadieron al cultivo mAb anti-CD28 (10 \mug/ml) e IL-2 (20 unidades/ml). El sobrenadante de cultivo se recogió y se determinó la concentración de IL-13 e IL-4 por ELISA. Los asteriscos indican un nivel por debajo del límite de detección (<15,6 pg/ml).

La IL-13 estaba claramente inducida en células T CD4^{+} NK1.1^{+} por estimulación con anti-CD3, mientras que las células T CD4^{+} NK1.1^{-} producían poca cantidad (Fig. 5A y 5B). Además, cuando se estimularon células T CD4^{+} de ratones BABL/c a los que se inyectó 15-12RM con células L transfectadas con CD1, producían más IL-13 e IL-4 que las células de ratones que no llevaban tumores (Fig. 5C), pero no producían IFN-\gamma detectable (no se muestran los datos). El menor nivel de IL-4 en la Fig. 5C que en la Fig. 5B puede deberse al consumo durante el cultivo de 7 días en el primero, frente a las 48 h en el último. Por el contrario, debido a que las células T CD4^{+} purificadas no tenían receptores de IL-13, esa citocina no debería haberse consumido. Por lo tanto, las células T NK CD4^{+} pueden, de hecho, generar IL-13, y son una fuente primaria de esta citocina. Además, esta actividad parece potenciarse en animales que llevan tumores.

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La producción de IL-13 está notablemente disminuida en ratones KO para CD1

Si las células T NK son una fuente principal de IL-13, entonces su ausencia en ratones KO para CD1 debería reducir notablemente la producción de IL-13. Por consiguiente, se examinó la producción in vitro de IL-13, IL-4 e IFN-\gamma en células T CD4^{+} de ratones KO para CD1 a los que se inyectó 15-12RM. Esto ratones carecen de células T NK restringidas por CD1, incluyendo células T NK CD4^{+}, pero conservan células T NK CD4^{+} convencionales restringidas por MHC de clase II.

Los resultados se muestran en la Fig. 6. Se sacrificaron dos ratones por grupo y sus esplenocitos se recogieron los días 0, 2, 4, 6 y 10 después de la inyección de células 15-12RM. Se usó una fracción de las células para purificar células T CD4^{+}. Se cultivaron cien mil células T recién aisladas de ratones a los que se inyectó 15-12RM en una placa recubierta con anti-CD3 durante 48 h. El sobrenadante de cultivo se recogió y se determinó la concentración de citocinas mediante ELISA. Cada valor muestra la media de dos ratones. Los resultados son representativos de dos experimentos independientes. Los asteriscos indican un nivel por debajo del límite de detección (<7,8 pg/ml).

Las células T CD4^{+} purificadas a partir de esplenocitos de ratones KO para CD1 producían sólo una pequeña cantidad de IL-13 e IL-4 después de la inyección de 15-12RM, mientras que las células T CD4^{+} de ratones de tipo salvaje regulaban positivamente la producción de esta citocinas los días 2, 4 y 10 después de la inoculación del tumor. Esto indica que la mayoría de la producción de IL-13 era de o dependiente de células T NK. Por el contrario, el IFN-\gamma producido era aún mayor en las células de ratones KO para CD1 que en los ratones de tipo salvaje.

Los ratones KO para CD1 muestran bajos niveles de reaparición de tumores

Debido a que las células T NK CD4^{+} pueden producir IL-13 y, de hecho, son responsables de gran parte de la producción de IL-13, y estas células serían reducidas por el tratamiento con anti-CD4 además de células T CD4^{+} convencionales, se estableció la hipótesis que las células T NK desempeñan un papel crítico en la regulación negativa de la inmunovigilancia de tumores por CTL. Para ensayar esta hipótesis, se inocularon ratones KO para CD1 con 15-12RM y se midió el efecto del crecimiento tumoral con o sin tratamiento con anti-CD4.

Los resultados se muestran en la Fig. 7. A ratones KO para CD1 en fondo BALB/c y ratones BALB/c de tipo salvaje sin tratar o tratados con anti-CD4 se les inyectó por vía subcutánea 1 x 10^{6} células 15-12RM. Los ratones en el grupo tratado con anti-CD4 se trataron con anti-CD4 (0,5 mg) comenzando 3 días antes de la inyección de 15-12RM y dos veces por semana a partir de entonces. Se usaron cinco ratones por cada grupo. P < 0,02 mediante prueba de rango logarítmico entre el grupo control y el grupo KO para CD1. Se muestra un experimento representativo de cuatro. En los ratones KO para CD1, los tumores crecieron inicialmente y sufrieron regresión en el mismo periodo de tiempo que en ratones de tipo salvaje. Sin embargo, los ratones KO para CD1 eran tan resistentes a la reaparición de tumores como los ratones de tipo salvaje tratados con anti-CD4. De este modo, las células T NK restringidas por CD1 parecían ser necesarias para la regulación negativa de la inmunovigilancia.

Se evaluó la actividad de células T CD8^{+} purificadas a partir de esplenocitos de ratones tratados con anti-CD4 (Fig. 8A), KO para CD1 (Fig. 8B) y control (Fig. 8C) para determinar la actividad de CTL a los 12 días después de la inyección de 15-12RM frente a dianas 18Neo pulsadas con 1 \muM de P18IIIB o sin pulsar, sin ninguna estimulación in vitro. Se muestra un experimento representativo de tres en las Fig. 8A -8C, respectivamente.

En ratones con niveles de CD4 reducidos, la protección contra la reaparición de tumores parecía estar asociada con una mayor actividad CTL de células T CD8^{+} inmediatamente ex vivo sin reestimulación, que en ratones de control (Fig. 8A y Matsui et al., J. Immunol. 163: 184-193,1999). Para determinar si esto mismo era aplicable a ratones KO para CD1, se comparó la actividad CTL de células T CD8^{+} purificadas a partir de ratones KO para CD1 a los que se inyectó 15-12RM, con la de las células T CD8^{+} de ratones control y tratados con anti-CD4, a los que se les inyectó tumor (Fig. 8B). Células T CD8^{+} recién aisladas de CD1 KO (Fig. 8B) lisaron 18Neo pulsadas con P18IIIB a un nivel reducido sin estimulación in vitro, mientras que células T CD8^{+} de ratones que llevaban tumores intactos no destruyeron 18Neo pulsadas con P18IIIB sin reestimulación (Fig. 8C). De esta manera, la presencia de células T NK condujo a una actividad CTL reducida inmediatamente ex vivo.

En su conjunto, estos resultados demuestran que la IL-13 producida por células T NK CD4^{+} restringidas por CD1 o, posiblemente, por otras células dependientes de células T NK, en una fase de crecimiento temprano del tumor (dentro de los 10 primeros días), desencadena una regulación negativa de la inmunovigilancia de CTL, y que esta regulación negativa está mediada por la ruta de IL-4\alpha-STAT6.

Ejemplo 3 Un inhibidor de IL-13 potencia una respuesta de CTL contra una vacuna de VIH de péptido sintético

Se evaluó la capacidad de un inhibidor de IL-13 para potenciar una respuesta de linfocitos T citotóxicos (CTL).

Se inmunizaron ratones BALB/c por vía subcutánea con una vacuna de péptido sintético PCLUS6.1-18IIIB (20 nmoles) (patente de Estados Unidos Nº. 5.932.218) que se mezcló con GM-CSF (5 \mug) en una emulsión de adyuvante, Montanide ISA-51, el día 0. Cada uno de los días 0, 1, 2, 4 y 6 se administraron 200 \mug del inhibidor de IL-13 IL-13R\alpha2-Fc por vía intraperitoneal. Los controles recibieron una IgG control en lugar de inhibidor de IL-13.

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Se midió la respuesta de CTL posterior en los bazos de los ratones de ensayo y control, recogidos 14 días después y estimulados durante 1 semana en cultivo, se midió y se representó en el gráfico que se muestra en la Fig. 9. Las células diana se recubrieron con péptido P18IIIB.

Se observó una lisis mediada por CTL significativamente mayor cuando se administraba el inhibidor de IL-13 junto con una vacuna de VIH de péptido sintético en ratones. Estos resultados demuestran que se aumentaba la respuesta de linfocitos T citotóxicos (CTL) en presencia del inhibidor en comparación con la vacuna sin el inhibidor de IL-13.

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Referencias citadas en la descripción

Esta lista de referencias citadas por el solicitante únicamente es para comodidad del lector. Dicha lista no forma parte del documento de patente europea. Aunque se ha tenido gran cuidado en la recopilación de las referencias, no se pueden excluir errores u omisiones y la EPO rechaza toda responsabilidad a este respecto.

Documentos de patentes citados en la descripción

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\bulletTAKEDA et al. Nature, 1996, vol. 380, 627-30 [0054]

Claims (16)

1. Uso de un inhibidor de IL-13, en el que dicho inhibidor comprende una región de unión a IL-13 de un receptor de IL-13 o es un anticuerpo que se une a IL-13, para la preparación de una composición farmacéutica para inhibir el crecimiento de un tumor en un sujeto, donde dicho tumor se selecciona del grupo que consiste en cáncer de mama, cáncer de pulmón y linfoma.

2. Uso de la reivindicación 1, en el que dicho inhibidor se administra:

a)

en una cantidad suficiente para inhibir el crecimiento de un tumor en dicho sujeto;

b)

antes de la detección de un tumor primario en dicho sujeto;

c)

después de la detección de un tumor primario en dicho sujeto;

d)

antes del tratamiento de un tumor en dicho sujeto;

e)

después del tratamiento de un tumor en dicho sujeto;

f)

dentro de las dos semanas anteriores a la resección quirúrgica de un tumor en dicho sujeto;

g)

dentro de las dos semanas posteriores a la resección quirúrgica de un tumor en dicho sujeto;

h)

por vía sistémica a dicho sujeto;

i)

por vía tópica a dicho sujeto;

j)

por una vía seleccionada de administración intravenosa, subcutánea e intramuscular; o

k)

en una composición de liberación retardada.

3. Uso de la reivindicación 1, en el que dicho sujeto presenta un riesgo elevado de desarrollar dicho tumor o tiene un alelo de un gen que aumenta el riesgo de desarrollar dicho tumor en dicho sujeto.

4. Uso de la reivindicación 3, en el que dicho gen es un gen supresor de tumores seleccionado del grupo que consiste en un gen de retinoblastoma, un gen p53, un gen BRCA, un APC y un gen DCC.

5. Uso de la reivindicación 2, en el que dicho inhibidor se administra dentro de las dos semanas posteriores a la resección quirúrgica de un tumor en dicho sujeto y en el que dicho inhibidor se administra al mismo tiempo que el tratamiento de un tumor en dicho sujeto.

6. Uso de la reivindicación 1, en el que dicho tumor comprende además un polipéptido de inmunoglobulina.

7. Uso de la reivindicación 1, en el que dicho inhibidor es una proteína de fusión que comprende un polipéptido IL-13R\alpha2 murino y una región Fc de un polipéptido de IgG_{1}, o una proteína de fusión que comprende un polipéptido de IL-13R\alpha2 humano y una región Fc de un polipéptido IgG_{1}.

8. Uso de la reivindicación 1, en el que dicho anticuerpo es un anticuerpo policlonal o un anticuerpo monoclonal.

9. Uso de la reivindicación 1, en el que dicho sujeto es un ser humano.

10. Uso de la reivindicación 1, que comprende además administrar a dicho sujeto un segundo agente que inhibe el crecimiento de tumores, en el que dicho segundo agente aumenta los niveles de interferón gamma en dicho sujeto.

11. Uso de la reivindicación 2, en el que dicha composición de liberación retardada comprende una micropartícula.

12. Uso de la reivindicación 11, en el que dicha micropartícula es ácido poli-láctico-co-glicólico (PLGA).

13. Uso de un inhibidor no citotóxico de IL-13 para la preparación de una composición farmacéutica para inhibir el crecimiento de un tumor en un sujeto, en el que dicho inhibidor comprende una región de unión a IL-13 de un receptor de IL-13 o es un anticuerpo que se une a IL-13 y dicho tumor se selecciona del grupo que consiste en un cáncer de mama, cáncer de pulmón y linfoma.

14. Uso de la reivindicación IL-13, en el que dicho inhibidor inhibe en dicho sujeto la expresión del gen de IL-13 o la actividad de IL-13.

\newpage

15. Uso de la reivindicación 13, en el que dicho inhibidor comprende una región de unión a IL-13 de un receptor de IL-13 y comprende además un polipéptido de inmunoglobulina.

16. Uso de la reivindicación 13, en el que dicho anticuerpo es un anticuerpo policlonal o un anticuerpo monoclonal.