ES2249153B1 - Acido maslinico como aditivo para produccion animal. - Google Patents
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Abstract
Acido maslínico como aditivo para producción animal. Utilización de ácido maslínico (2-alfa,3-betadihidroxi-28-carboxiolean-12-eno), sus derivados o productos naturales o concentrados de los mismos que lo contengan en la preparación, solo o en combinación con otros agentes, de productos aplicables a la producción animal caracterizada porque el producto es inhibidor de la actividad de serin proteasas, mejorador de enzimas productoras de NADPH, del crecimiento del hígado, músculo liso y sus respectivas proteínas titulares, del recambio protéico, del crecimiento corporal y del ordenamiento y compactación y desarrollo de los gránulos del glucógeno y del retículo endoplasmático rugoso de las células hepáticas.
Description
Ácido maslínico como aditivo para producción
animal.
La producción animal tiene una serie de
condicionantes sanitarios y económicos imprescindibles para su
viabilidad económica. Independientemente de otros parámetros, el
gasto correspondiente a la ingesta de alimentos, el tiempo de
utilización de instalaciones, con todo lo que ello conlleva, y las
pérdidas de beneficio por morbilidad en la especie animal concreta,
así como el rendimiento de masa animal obtenido, son factores
decisivos para el éxito del planteamiento
económico-empresarial. Además de estos parámetros,
es preciso tener muy en cuenta el logro del menor consumo posible
de recursos naturales y causar el menor impacto ambiental en lo que
a la actividad productora se refiere. En este contexto, la
utilización de ácido maslínico
(2-alfa,3-betadihidroxiolean-12-en-28-óico),
un inhibidor de proteasas natural, obtenido de los residuos
sólidos de la molturación industrial de la aceituna, supone una
mejora sustancial en diferentes parámetros histológicos y
enzimáticos que redundan entre otras cosas en mejoras desde el punto
de vista económico, sanitario y medioambiental, tales como tiempo
de cría, cantidad de ingesta, morbilidad animal, excreción de
nitrógeno, consumo de recursos naturales (agua) y tiempo de
utilización de las instalaciones propias de esta actividad y sus
gastos correspondientes.
El ácido maslínico [Dictionary of Natural
Products on CD-ROM, Chapman & Hall, ISSN
0966-2146 ver. 5:1 (1996); Maslinic Acid CAS
[4373-41-5]] es un triterpeno poco
repartido en el reino vegetal [Phytochemical and EthnobotanicalDB,
http://www.ars-grin.gov/duke/plants.html], no
existiendo fuentes comerciales del mismo. Las actividades
biológicas de este tipo de ácidos triterpénicos Pentacíclicos
[Selective Inhibition Of Cyclic Amp-Dependent
Protein Kinase By Amphiphilic Triterpenoids And Related Compounds,
Wang, B.H., Polya, G.M., Phytochemistry,
41(1):55-63, (1996)] han sido estudiadas con
bastante extensión, particularmente la del ácido oleanólico
[Induction Of Differentiation In The Cultured F9 Teratocarcinoma
Stem Cells By Triterpene Acids Lee, H.Y., Chung, H.Y., Kim K.H., Lee
J.J., Kim K.W., Journal of Cancer Research & Clinical
Oncology. 120 (9): 513-518, (1994); Effect Of
Oleanolic Acid On Hepatic Toxicant-Activating And
Detoxifying Systems In Mice, Liu, J., Liu, Y.P., Parkinson, A.,
Klaassen, C.D., Journal of Pharmacology & Experimental
Therapeutics. 275(2), 768-774, (1995);
Antagonistic
Effect of Oleanolic Acid on Anaphylactic Shock, Zhang, L.R., Ma, T.X., Acta Pharmacologica Sinica. 16(6), 527-530, (1995); Anti-Angiogenic Activity of Triterpene Acids Shon, K.H., Lee H.Y., Chung, H.Y., Young, H.S., Yi, S.Y., Kim, K.W., Cancer Letters, 94(2),213-218, (1995); Pharmacology of Oleanolic Acid and Ursolic Acid, Liu, J., Journal Of Ethnopharmacology, 49(2), 57-68, (1995)].
Effect of Oleanolic Acid on Anaphylactic Shock, Zhang, L.R., Ma, T.X., Acta Pharmacologica Sinica. 16(6), 527-530, (1995); Anti-Angiogenic Activity of Triterpene Acids Shon, K.H., Lee H.Y., Chung, H.Y., Young, H.S., Yi, S.Y., Kim, K.W., Cancer Letters, 94(2),213-218, (1995); Pharmacology of Oleanolic Acid and Ursolic Acid, Liu, J., Journal Of Ethnopharmacology, 49(2), 57-68, (1995)].
Sin embargo, los trabajos comienzan a ser
abundantes para derivados directos de este ácido, que están
demostrando actividades interesantes [Antitumor activity of
amooranin from Amoora rohituka stem bark, Rabi, T., Curr. Sci.,
70(1), 80-1 (1996); Preparation of triterpene
derivatives and medicinal compositions for treatment of nephritis,
Ohgi, T., Yoshifusa, H., Kandori, K., PCT Int. Appl. WO 9600236 A1
(1996); Study of terpenoid exhibiting DNA topoisomerase II
inhibition, (CA 124:196916) Nozaki, H.Y. et col, Tennen Yuki
Kagobutsu Toronkai Koen Yoshishu, 37, 349-54
(1995)]. Uno de estos derivados es, precisamente, el ácido
maslínico, del que se ha publicado recientemente que posee una
potente actividad inhibidora in vitro de la proteasa del
virus del sida (HIV-1) [Anti-HIV
Triterpene Acids from Geum japonicum, Xu, H.X.; Zeng, F.; Wan, M.;
Sim, Keng-Yeow J. Nat. Prod., 59(7),
643-645 (1996)]. Otros derivados del ácido
oleanólico, como el ácido equinocístico
(16-hidroxioleanólico) han demostrado efectos
inhibidores frente a la replicación del HIV en células
H-9 con valores EC_{50} de 2.3 mM
[Anti-AIDS agents, 21. Triterpenoid saponins as
anti-HIV principies from fruits of Gleditsia
japonica and Gymnocladus chinensis, and a
structure-activity correlation, Konoshima, Takao;
Yasuda, Ichiro; Kashiwada, Yoshiki; Cosentino, L. Mark; Lee,
Kuo-Hsiung, J. Nat. Prod., 58(9),
1372-7, (1995)]. Otros muchos derivados directos
han demostrado ser antagonistas del leucotrieno D_{4}
[Leukotriene D4 antagonists in Tripterygium wilfordii, Morota,
Takashi; Saitoh, Kazuko; Maruno, Masao; Yang,
Chun-Xin; Qin, Wan-Zhang; Yang,
Bing-Hui, Nat. Med., 49(4),
468-71 (1995)] y lo más esperanzador es que una
búsqueda farmacófora de inhibidores de proteasas del
HIV-1, realizada en el Instituto Nacional del
Cáncer (Betsheda, USA) ha señalado a un derivado del ácido maslínico
como una base prometedora del desarrollo futuro en esta actividad
[Discovery of Novel, Non-Peptide
HIV-1 Protease Inhibitors by Pharmacophore
Searching, Wang, Shaomeng; Milne, G. W. A.; Yan, Xinjian; Posey,
Isadora; Nicklaus, Marc C.; GrahamX Lisa; Rice, William G., J.
Med. Chem., 39(10), 2047-54 (1996)]
Tanto el ácido oleanólico como el ácido maslínico se encuentran
abundantemente en la cera de la piel de las aceitunas [The Lipids of
Olea-Europaea 4. Pentacyclic Triterpene Acids in
Olives, Bianchi, G., Pozzi, N., Vlahov, G., Phytochemistry,
37(1), 205-207, (1994)], y una patente
desarrollada por nuestro equipo de investigación y cuya titularidad
ostenta la Universidad de Granada [Procedimiento de aprovechamiento
industrial de los ácidos
3\beta-hidroxiolean-12-en-28-óico
(oleanólico) y
2\alpha,3\beta-dihidroxiolean-12-en-28-óico
(maslínico) contenidos en los subproductos de la molturación de la
aceituna. Patente española P9601652. Patente internacional
W098/0433], permite obtener industrialmente estos dos ácidos, por
separado y en alto grado de pureza, a partir de subproductos
sólidos de la molturación industrial de la aceituna, por cualquiera
de los procedimientos ahora empleados (prensas, continuo en tres
fases y en el denominado de dos fases), lo que constituye una
fuente asequible e inagotable de los mismos. El proceso de
separación establecido es sumamente sencillo y eficaz,
permitiéndonos aislar estos productos a partir de las complejas
mezclas originales.
Como resultado de las pruebas biológicas
realizadas se han registrado, hasta ahora, dos patentes por la
Universidad de Granada para la obtención de medicamentos como
inhibidores de proteasas para el tratamiento de las enfermedades
producidas por los protozoos del género Cryptosporidium
[Utilización de ácido maslínico como inhibidor de
serín-proteasas para el tratamiento de enfermedades
causadas por parásitos de género Cryptosporidium (P9701029)].
Los ensayos realizados sobre línea celular MDCK muestran un
porcentaje de inhibición de infección 92,3% a 37 mg/mL. En el caso
de los virus causantes del sida, las pruebas han dado lugar a la
patente Utilización de ácido maslínico como inhibidor de
proteasas para el tratamiento de la enfermedad causada por los
virus de la inmunodeficiencia adquirida (P9702528).
Por otra parte, la utilización adecuada de
determinados inhibidores de proteasas puede constituir una
excelente herramienta en la modificación enzimática dirigida, por
ejemplo, del equilibrio existente en el recambio proteico durante
el crecimiento celular provocando cambios controlados del
mismo.
Para el desarrollo de la presente invención,
hemos realizado una serie de experiencias encaminadas a determinar
la utilidad del ácido maslínico, producto natural aislado
industrialmente de los subproductos de la molturación de la
aceituna, tanto en la optimización del crecimiento celular mediante
la modificación del equilibrio existente en los procesos de
recambio continuo de proteínas como en la disminución de la
morbilidad de la población animal, al reducir significativamente
los procesos de infección generados durante el estrés del cultivo y
su correspondiente manipulación.
Nuestros trabajos más estandarizables y los
resultados más significativos se han realizado en el cultivo de
peces en general, y en la trucha arcoiris (Oncorhynchus
mykiss) en particular, debido a su importancia comercial dentro
de la acuicultura continental.
Los procedimientos utilizados y los resultados
más significativos encontrados se resumen a continuación:
Preparación de dietas: la dieta empleada
en este trabajo se elaboró a partir de pienso pulverizado
proporcionado Ecotex 30 (alimento extruido específico para truchas)
(DIBAQ DIPROTEG). La composición de dicho pienso es la siguiente:
Harina de pescado; Aceite de pescado; Trigo y subproductos; Harina
de soja; Premix vitamínico mineral; Antioxidante y antifúngico;
Vitaminas y minerales, cuya composición nutricional final es
Proteínas 44%, Cenizas 7%, Grasas 30%, Fibra 1% y humedad 7%,
arrojando un contenido energético por kg de dieta de: Energía
bruta: 260,08 kcal; Energía digestiva: 218,56 kcal; Energía
metabolizable: 186,8 kcal; Proteína digestible: 90%.
La dosis de inhibidor (ácido maslínico) varió en
cada grupo experimental (5 grupos en total): Grupo control (0 mg
inhibidor/kg dieta); Grupo 1: 1 mg inhibidor/kg dieta; Grupo 2: 5
mg inhibidor/kg dieta; Grupo 3: 25 mg inhibidor/kg dieta; Grupo 4:
250 mg inhibidor/kg dieta.
El proceso de mezcla del ácido maslínico con la
dieta pulverizada se llevó a cabo con la máxima meticulosidad, pues
es de extrema importancia que el resultado final fuese una dieta
perfectamente homogénea. El siguiente paso consiste en la
transformación de la dieta pulverizada en granos con un diámetro
adecuado según el tamaño de los peces a lo largo del tiempo. Se
prepararon dos dietas de tamaño diferente, una con un diámetro de
1,5 mm y otra con un diámetro de 3 mm. Las dietas ya listas para el
consumo se almacenan a salvo de la luz y de la humedad, y a una
temperatura de 4ºC.
Animales de experimentación: la especie
utilizada en este trabajo fue la trucha arco iris (Oncorhynchus
mykiss), obtenida de una piscifactoría local. El peso de
partida de las truchas de cada una de las situaciones
experimentales fue de aproximadamente 20 gramos. El rango de peso
admitido osciló entre 18 y 20 gramos. Teniendo en cuenta que durante
el proceso de aclimatación a las cubas de ensayo es frecuente una
pequeña tasa de mortalidad en la población, principalmente debida
al estrés, se seleccionaron un 5% más de animales de los que van a
hacer falta para la realización de los experimentos
programados.
Durante el tiempo de aclimatación al nuevo
entorno, las truchas fueron distribuidas uniformemente en tanques
independientes de 360 litros, con un flujo continuo de agua (1,5
L/Kg \cdot min) previamente desodorizada y declorada, a una
temperatura constante de 15 \pm 1ºC, gracias a un sistema
automático de calefacción-refrigeración. El agua se
oxigena hasta alcanzar niveles de saturación (8-9%
de O_{2}) a través de difusores instalados a cada una de las
cubas y conectados a un soplante de 1 HP de potencia. Para evitar,
en un principio, enfermedades bacterianas se empleó
cloramina-T, un antibiótico de efecto tópico que
protege de infecciones bacterianas. La dosis empleada fue de 5
gramos de cloramina-T disueltos en dos litros de
agua, vertiéndola en las cubas sin flujo de agua, y dejándola
actuar durante 10 minutos. Transcurrido ese tiempo se abre de nuevo
el flujo de agua, al principio abundante para eliminar el exceso de
cloro acumulado y después ajustándolo a las condiciones óptimas
mencionadas anteriormente. La desinfección se repitió regularmente
(aproximadamente cada 3 semanas), siendo diaria la limpieza de las
cubas. A lo largo de todo el proceso de aclimatación las truchas
fueron alimentadas "ad libitum" con la dieta control
previamente preparada. De esta manera los peces se iban
acostumbrando a la textura, tamaño y sabor de la misma.
Preparación de los lotes.- Transcurridos
10 días desde su llegada las truchas estaban en perfectas
condiciones (no mostraban signos de enfermedad y comían
abundantemente). La mortalidad durante la aclimatación fue baja (en
torno al 2%). Se procedió entonces a la preparación de los lotes de
experimentación, para lo que se prepararon 5 cubas de polietileno de
360 litros (una para cada grupo: control; 1 mg/kg; 5 mg/kg; 25
mg/kg y 250 mg/kg), en las mismas condiciones de flujo de agua,
grado de saturación de oxígeno, temperatura, etc. que las empleadas
en la aclimatación. Los peces son pesados individualmente tras ser
anestesiados con etilenglicol monofenil éter y redistribuidos
inmediatamente en las cubas (120 animales/cuba) con un peso medio
inicial de 20,00\pm0,16 gramos. Este momento constituía el
Tiempo 0 del periodo de experimentación.
Alimentación de los animales.- La dieta
empezó a suministrarse el día después de la pesada. A cada una de
las cubas se le proporcionaba ya su dieta específica. Desde el
primer día y hasta el final del experimento los peces iban a
recibir una dosis de dieta correspondiente al 1,5% del peso total de
la cuba, distribuida en dos tomas: 9.00 horas y 16.00 horas. La
elección de la dosis y el horario se estableció según la
experiencia de otros investigadores, que aseguran que son las
condiciones de alimentación óptimas para obtener las mejores tasas
de crecimiento [Fauconneau et al, 1984; Cowey, 1981)].
Control del crecimiento y reajuste de
dosis: El primer punto para elaborar la curva de crecimiento
del pez completo lo constituía el momento en que se efectuaron los
lotes. Ese mismo día se sacrifican 18 animales para determinar el
peso inicial del hígado y del músculo blanco (primer punto en la
elaboración de la curva de crecimiento de estos dos tejidos) y para
la toma de muestras del tiempo inicial, necesarios para la
determinación de los parámetros relacionados con el crecimiento
(concentración de proteínas, ARN, ADN y medidas enzimáticas). Los
peces son pesados cada semana hasta el final del experimento para
obtener los puntos necesarios para una buena curva de crecimiento
del pez completo. Las muestras para la elaboración de las curvas de
crecimiento de los tejidos (hígado y músculo blanco) se toman cada 4
semanas.
La velocidad específica de crecimiento
corporal (G_{R}), que representa el porcentaje de incremento
de peso por día, se determinó empleando la siguiente ecuación:
G_{R} (% día)
= \frac{Ln \ W_{n} - Ln \
W_{0}}{t_{n}-t_{0}}
siendo:
W_{0} = peso del animal en el tiempo 0
W_{n}= peso del animal en el tiempo
"n"
t_{0} = tiempo inicial
t_{n} = tiempo "n"
n = nº de días transcurridos desde el
inicio.
La determinación de la velocidad específica
de crecimiento del hígado y del músculo blanco (K_{GH} y
K_{GM}, respectivamente) se efectuaba con una ecuación
equivalente a la anterior, pero utilizando el porcentaje diario de
crecimiento de proteínas tisulares. La concentración de proteínas
fue determinada por el método de Lowry [Lowry et al, 1951].
Los valores del % de incremento de proteínas/día coinciden con los
valores de % de incremento de peso/día del hígado y el músculo
[Peragón et al, 1981].
K_{G} (% día)
= \frac{Ln \ P_{n} - Ln \
P_{0}}{t_{n}-t_{0}}
siendo:
P_{n} = contenido proteico (mg/ml) del tejido
en el tiempo "n".
P_{0} = contenido proteico (mg/ml) del tejido
al inicio.
Para la determinación de las velocidades
fraccionarias de síntesis (K_{S}) y degradación
(K_{D}) en el hígado y el músculo blanco de la trucha arco iris,
nos basamos en la técnica descrita por Garlick y col., aplicada al
estudio de peces por Harschemeyer, y modificada por nuestro grupo de
investigación [Garlick et al, 1980; Harschemeyer et
al, 1983; Pocrnjick et al, 1983; Houlihan et al,
1986, 1988; Peragón et al, 1992].
Para el estudio de los diferentes parámetros del
recambio proteico se seleccionaron los tiempos correspondientes a
los 58, 153 y 226 días de iniciar el experimento para controlar las
posibles diferencias en biosíntesis proteica que tuviesen lugar
entre los distintos grupos experimentales. Para este estudio se
utilizaron 9 animales en cada punto de tiempo. La solución que se
inyectaba a los peces contenía una mezcla de L-[2,6 ^{3}H] Phe
(37 MBq/m; 100 mCi/ml y radiactividad específica 1640 dpm/nmol) y
Phe 150 mM. La dosis administrada fue de 0,5 ml/100 g de peso
corporal, y representa entre el 5 y el 12,5% del volumen sanguíneo
total, asumiendo que el volumen de sangre de un pez representa
entre el 10 y el 40% de su volumen corporal [Jones y Randall,
1978]. Dicha solución se inyectaba en la vena caudal después de
anestesiar al animal con etilenglicol monofenil éter.
Inmediatamente después de la inyección los animales se devolvían al
agua aireada para su recuperación. Dos de los 9 peces utilizados en
cada punto son sacrificados a los 2 minutos de la inyección, y el
resto a los 45 minutos. A sus respectivos tiempos, los peces son,
además, pesados, procediéndose a continuación a la extracción del
hígado y el músculo blanco, cuyos pesos también son anotados.
La fenilalanina hidroxilasa, un enzima presente
en la muestra, y activo en las condiciones experimentales, cataliza
la transformación de la fenilalanina (Phe) en tirosina (Tyr). Para
asegurar que la radiactividad que estamos midiendo es la
correspondiente a la Phe marcada y no a Tyr que haya podido
originarse a partir de ella, se transforman ambos aminoácidos en sus
aminas biógenas correspondientes,
\beta-feniletilamina (\beta-PEA)
y tiramina. Una forma sencilla y eficaz de conseguirlo es utilizar
la tirosina descarboxilasa (Tyr-DCasa), capaz de
descarboxilar tanto la tirosina como la fenilalanina a pH 6,3 y
50ºC de temperatura^{17}. De las dos aminas biógenas formadas,
sólo la \beta-PEA se puede extraer con
cloroformo:n-heptano, desechando la tiramina. El pH
6,3 es esencial para que la Phe se separe de los aniones Cl^{-} y
se pueda llevar a cabo la descarboxilación con el máximo
rendimiento y efectividad.
La determinación de la radiactividad específica
de la \beta-PEA procedente de las dos fracciones
se realiza mediante el uso del contador de centelleo y un programa
adecuado. Mientras que la determinación de la concentración total
de \beta fenietilamina (\beta-PEA) se lleva a
cabo de acuerdo con el método de Suzuki [Suzuki y Yagi, 1976].
La velocidad fraccionaria de síntesis de
proteínas (K_{S}) se calculada a partir de la radiactividad
específica de la Phe libre (dpm/nmol) y de la radiactividad
específica media de la Phe unida a proteína (dpm/nmol). La
velocidad fraccionaria de degradación proteica (K_{D}) fue
calculada por diferencia entre la velocidad de síntesis K_{S}
(%/día) la velocidad de crecimiento KG (%/día) según la siguiente
expresión: K_{D} = K_{S} - K_{G}.
Para determinar la eficacia de retención de las
proteínas (ERP), es decir, el porcentaje de proteína sintetizada
que se deposita en el tejido, se empleó la ecuación: ERP = (K_{G}
– K_{S}) x 100.
La determinación del contenido de ARN en hígado
y músculo blanco de la trucha arco iris, se basa en la técnica
empleada por Munro y Fleck y modificada por Peragón et al.
[Munro y Fleck (1966); Peragón et al, 1992]. La
determinación de la concentración de ADN en hígado y músculo blanco
se basa en el método de Labarca y Paigen [Labarca y Paigen,
1979].
Se utiliza el hígado y músculo blanco congelados
a -80ºC, correspondientes a cada una de las situaciones
experimentales y a diferentes tiempos del experimento. Los
homogenados se preparan a partir de un pool de 6 hígados o de 6
trozos de músculo blanco, utilizando un tampón adecuado de
homogenización (TH) en las siguientes proporciones: Hígado:
1/10 (p/v) y Músculo: 1/5 (p/v) para todos los enzimas. Los
homogenados son centrifugados a 105.000xg durante 1 hora a 4ºC y el
sobrenadante resultante se reparte en alícuotas, que se mantendrán a
-80ºC hasta el mismo momento en que se vaya a medir la actividad
enzimática.
Determinación de la actividad del enzima málico
(EM) en hígado y músculo blanco de la trucha arco iris
(Oncorhinchus mykiss). Basada en el método de Ochoa et
al con algunas modificaciones [Ochoa et al 1955].
Determinación de la actividad de la
glucosa-6P deshidrogenasa (G6PDH) y de la
6-fosfogluconato deshidrogenasa (6PGDH) en el hígado
y músculo blanco de la trucha arco iris (Oncorhinchus
mykiss). La reacción de la G6PDH es de tipo REDOX simple y
bidireccional, y la de la 6PGDH es una descarboxilación oxidativa
bidireccional. En ambos casos la reacción transcurre hacia la
formación de equivalentes de reducción (NADPH). El fundamento es la
medida espectrofotométrica a 340 nm de la aparición de NADPH tras
la actuación de ambos enzimas. Al medir dos enzimas distintos
tenemos que preparar dos tipos de cubetas:
- Cubetas A: Como sustrato contienen 1 ml
de 6-fosfogluconato (6PG).
- Cubetas B: Contienen 0,1 ml de
6-fosfogluconato (6PG) y 0,1 ml de glucosa
6-fosfato (G6P).
Las cubetas A nos servirán para la determinación
directa de la actividad de la glucosa 6-P
deshidrogenasa. La actividad de la 6-fosfogluconato
deshidrogenasa es el resultado de la diferencia de los valores
obtenidos con las cubetas A y B. [Lupiáñez et al, 1987,
Peragón et al, 1990].
Determinación de la actividad de la isocitrato
deshidrogenasa dependiente de NADP+ en el hígado y músculo blanco
de la trucha arco iris (Oncorhinchus mykiss). Se trata de un enzima
dependiente de NADP^{+} que cataliza la descarboxilación
oxidativa del isocitrato para rendir
\alpha-cetoglutarato (\alphaKG). Se mide la
aparición de NADPH a 340 nm. Técnica basada en el método descrito
por Bernt y Bergmeyer (1983), con algunas modificaciones.
(n=18; t=226 días. Pesos expresados en gramos
\pm S.E.M. G_{R} y L_{S} en %)
- (n=18; t=226 días. Resultados expresados en mg ó KJ/pez \pm S.E.M.)
- (n=18; t=226 días. Resultados expresados en mg ó J/g pez \pm S.E.M.)
\hskip0,3cm(n=18; t=226 días. FE= g crecimiento/g ingesta. PER= g crecimiento/g proteína ingerida)
Claims (6)
1. Utilización de ácido maslínico
(2-alfa,3-betadihidroxi-28-carboxiolean-12-eno),
sus derivados o productos naturales o concentrados de los mismos
que lo contengan, solo o en combinación con otros agentes, de
productos aplicables a la producción animal caracterizada
porque el producto es un mejorador del crecimiento del músculo
blanco, de sus proteínas titulares y del crecimiento corporal.
2. Utilización de ácido maslínico
(2-alfa,3-betadihidroxi-28-carboxiolean-12-eno),
sus derivados o productos naturales o concentrados de los mismos
que lo contengan en la preparación, solo o en combinación con otros
agentes, de productos aplicables a la producción animal, según
reivindicación primera, caracterizada porque el producto es
inhibidor de la actividad de serin proteasas.
3. Utilización de ácido maslínico
(2-alfa,3-betadihidroxi-28-carboxiolean-12-eno),
sus derivados o productos naturales o concentrados de los mismos
que lo contengan en la preparación, solo o en combinación con otros
agentes, de productos aplicables a la producción animal, según
reivindicación primera y segunda caracterizada porque a nivel
molecular el producto es un mejorador de enzimas productoras de
NADPH y del recambio proteico.
4. Utilización de ácido maslínico
(2-alfa,3-betadihidroxi-28-carboxiolean-12-eno),
sus derivados o productos naturales o concentrados de los mismos
que lo contengan en la preparación, solo o en combinación con otros
agentes, de productos aplicables a la producción animal, según
reivindicaciones anteriores, caracterizado por la utilización
de los mismos en cantidades comprendidas entre 0,1 mg y 250 mg por
kilo por kg de alimento.
5. Producto de alimentación animal
caracterizado por contener ácido maslínico
(2-alfa,3-betadihidroxi-28-carboxiolean-12-eno),
sus derivados o productos naturales o concentrados de los mismos
que lo contengan.
6. Producto de alimentación animal
caracterizado por contener ácido maslínico
(2-alfa,3-betadihidroxi-28-carboxiolean-12-eno),
sus derivados o productos naturales o concentrados de los mismos
que lo contengan en cantidades comprendidas entre 0,1 mg y 250 mg
por kilo por kg de alimento.
Priority Applications (4)
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|---|---|---|---|
| ES200401679A ES2249153B1 (es) | 2004-06-30 | 2004-06-30 | Acido maslinico como aditivo para produccion animal. |
| ES200501560A ES2288357B1 (es) | 2004-06-30 | 2005-06-15 | Acido maslinico como aditivo alimentario. |
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| PCT/ES2005/000368 WO2006003225A1 (es) | 2004-06-30 | 2005-06-29 | Ácido maslínico como aditivo en producción animal |
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| ES2249153A1 ES2249153A1 (es) | 2006-03-16 |
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| ES2140329B1 (es) * | 1997-12-04 | 2000-10-16 | Univ Granada | Utilizacion de acido maslinico como inhibidor de proteasas para el tratamiento de la enfermedad causada por los virus de la inmunodeficiencia adquirida. |
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Non-Patent Citations (1)
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|---|
| Secretariado de Comunicación-UGR [en línea] 27.01.2003 [recuperado el 10.10.2005 ]. Recuperado de Internet <URL: http:/ prensa.ugr.es/prensa/investigacion/verNota/prensa.php?nota=523> * |
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