ES2201128T3 - Agente terapeutico para alteraciones del metabolismo de lipidos. - Google Patents
Agente terapeutico para alteraciones del metabolismo de lipidos.Info
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Abstract
LA PRESENTE INVENCION HACE REFERENCIA A UN AGENTE TERAPEUTICO PARA EL TRATAMIENTO DE LOS TRASTORNOS DEL METABOLISMO LIPIDICO QUE INCLUYE COMO INGREDIENTE EFECTIVO EL TCF-II. EL AGENTE TERAPEUTICO DE LA PRESENTE INVENCION ES UTIL PARA EL TRATAMIENTO DE TRASTORNOS DEL METABOLISMO LIPIDICO CAUSADOS POR LA DIABETES, ENFERMEDADES ENDOCRINAS TALES COMO LA DISFUNCION ADRENAL O TIROIDEA , TRASTORNOS METABOLICOS CRONICOS , INSUFICIENCIA RENAL CRONICA, INCLUIDA LA NEFROSIS, UREMIA, CANCER, DISCRASIA, EFECTOS ADVERSOS DE AGENTES ANTITUMORALES, TRASTORNOS GASTROINTESTINALES (INCLUYENDO LOS HEPATICOS Y PANCREATICOS), ETC. EJEMPLOS TIPICOS DE TRASTORNOS DEL METABOLISMO LIPIDICO SON LA HIPERCOLESTEROLEMIA, HIPOLIPIDEMIA O LA HIPOLIPOPROTEINEMIA DE ALTA DENSIDAD. EL AGENTE TERAPEUTICO QUE AQUI SE MENCIONA NORMALIZA TANTO LA HIPERLIPIDEMIA COMO LA HIPOLIPIDEMIA. ADEMAS MEJORA EL HIGADO GRASO.
Description
Agente terapéutico para alteraciones del
metabolismo de lípidos.
La presente invención se refiere a la producción
de un agente terapéutico para el tratamiento de alteraciones del
metabolismo de lípidos que comprende TCF-II como
ingrediente efectivo. El agente terapéutico de la presente invención
es útil para el tratamiento de alteraciones del metabolismo de
lípidos tales como hipercolesterolemia, hipolipidemia,
hipo-alta-densidad-lipoproteinemia,
etc., las cuales son inducidas por diabetes, enfermedades endocrinas
tales como disfunción de tiroides y disfunción adrenal, alteraciones
crónicas del metabolismo, fallo renal crónico incluyendo nefrosis,
uremia, cáncer, discrasia, efectos adversos de agentes
antitumorales, deterioros gastrointestinales (incluyendo hepáticos y
pancreáticos), etcétera.
Más del 60% de las causas de mortandad de los
japoneses son enfermedades de adultos tales como hipertensión,
arteriosclerosis, diabetes, etcétera. Generalmente, la enfermedad de
adultos está causada principalmente por el deterioro de factores
endógenos, tales como la función endocrina y/o la función del
metabolismo de lípidos cuyo mecanismo de control es aún desconocido
en muchos aspectos. La categoría de agente terapéutico para el
tratamiento de hiperlipidemia en términos de mecanismo de acción se
clasifica como inhibición de la absorción de colesterol o ácido
coleico, inhibición de la síntesis de colesterol y acción sobre el
metabolismo de proteínas de muy baja densidad (VLDL). La
hiperlipidemia acompañada con la disminución de proteínas de alta
densidad (HDL)-colesterol es un factor de riesgo
significativo de enfermedades arterioscleróticas que comprenden
enfermedad de corazón isquémico, hipertensión, encefalopatía
isquémica, etcétera. Se ha encontrado que el efecto farmacológico de
un agente terapéutico para el tratamiento de la hiperlipidemia no
sólo es la disminución de lípidos en suero sino también el aumento
del bajo HDL-colesterol, lo cual es un factor
progresivo de hiperlipidemia, y/o baja
lecitin-colesterol-aciltransferasa
(LCAT) para prevenir así la progresión de la hiperlipidemia a
enfermedades arterioscleróticas al eliminar el estancamiento del
metabolismo.
Por supuesto, no se ha desarrollado todavía un
agente farmacéutico para mejorar el metabolismo de lípidos que
mejore el metabolismo de lípidos de modo pertinente. Como agentes
terapéuticos para el tratamiento del metabolismo anormal de lípidos
que se usan clínicamente en el momento actual, Pravastatina sal
sódica, que inhibe la enzima reductora de la
3-hidroxi-3-metil-glutaril-CoA
o clofibrato, que tiene acción clarificadora sobre los lípidos del
suero, se ejemplifican para hiperlipidemia y la alimentación que
incluye alta infusión calórica se ejemplifica para la
hipolipidemia.
Varios agentes terapéuticos se usan dependiendo
de los síntomas sin atender a la enfermedad primaria. De este modo,
no se ha dado ningún agente farmacéutico para mejorar y/o tratar el
metabolismo anormal de lípidos causado por desequilibrio de
disfunción endocrina asociada con el metabolismo de lípidos e
hidratos de carbono. Como resultado de varias causas, la diabetes
muestra características patológicas que son inducidas por el
desequilibrio de insulina y glucagon y disfunción endocrina
incluyendo disfunción pancreática, que conduce a la alteración
metabólica del hígado, lípidos, músculos, piel, riñones etcétera. Un
papel del tejido adiposo es almacenarse en forma de lípidos en caso
de exceso de energía y descomponer lípidos y suministrarlos al
organismo vivo como fuente de energía cuando se requiera. En el caso
de la diabetes la síntesis está inhibida en el tejido adiposo y la
descomposición está estimulada a causa de la deficiencia de insulina
y el exceso de glucagón. Esto es, por la disminución de la actividad
de la insulina disminuye la entrada de glucosa en el tejido adiposo,
dando por resultado una disminución de la producción de ácido
\alpha-glicerofosfórico, NADH y NADPH y
disminución de la síntesis de ácidos grasos y reesterificación. Por
otra parte, la deficiencia de insulina y exceso de glucagón activan
lipasas sensibles a hormonas para descomponer lípidos. Se piensa que
el mecanismo de desarrollo del hígado graso es que el deterioro
tiene lugar en cualquiera de los procesos de síntesis de
triglicéridos o síntesis y secreción de VLDL en el hígado.
Se piensa que la estimulación de la síntesis de
ácidos grasos en el hígado, incremento de la movilización de ácidos
grasos del tejido adiposo periférico al hígado, disminución de la
capacidad para oxidar ácidos grasos y disminución de la síntesis y
secreción de lipoproteínas en el hígado son ejemplos del mecanismo
precedente. Por ejemplo, en el ácido graso asociado con obesidad, se
incrementa la movilización de ácidos grasos del tejido adiposo
periférico a causa del incremento del contenido del tejido adiposo
periférico. Recientemente, se centra la atención en la relación
entre el desarrollo del hígado graso y el incremento de ácidos
grasos en la vena portal debido a la acumulación de lípido visceral.
Además, la acidez de la acetilCoA-carboxilasa que es
una enzima determinante de la velocidad en la síntesis de novo de
ácidos grasos en el hígado está aumentada en la obesidad, sugiriendo
aumento de la síntesis de ácidos grasos en el hígado. Por otra
parte, en la obesidad se induce hiperinsulinemia para compensar el
incremento de la resistencia a insulina en el tejido adiposo
periférico.
Es sabido que el hígado graso está acompañado de
obesidad con hiperinsulinemia en una alta proporción en comparación
con la obesidad con secreción de insulina normal. De este modo, con
respecto al metabolismo hidratos de carbono y lípidos acoplado
anormalmente de no se ha dado ningún agente farmacéutico para
aumentar estratégicamente el metabolismo de lípidos al estimular la
síntesis de lipoproteínas del suero transportadoras de lípidos en la
sangre, mejorando la movilización de las mismas para la composición
de lípidos y metabolismo de los mismos, aumentando la actividad de
LCAT asociada con la esterificación, disminuyendo el nivel de
colesterol libre, incrementando el nivel de
HDL-colesterol, estimulando la excreción coleica,
disminuyendo el nivel de lípidos en suero, efluyendo triglicéridos
acumulados en las células hepáticas y mejorando el hígado graso.
Considerando estas situaciones, los presentes
inventores han investigado vehementemente sobre un agente
terapéutico para el tratamiento del metabolismo de hidratos de
carbono y lípidos acoplado anormalmente y han encontrado que el
TCF-II se relaciona específicamente con la
movilización de lipoproteínas del suero transportadoras de lípidos
en la sangre con la composición de los lípidos y el metabolismo de
los mismos. La inhibición de la síntesis del mismo, disminución de
la actividad LCAT asociada con la esterificación y disminución de
HDL con ella acompañadas, se contemplan como serios factores de
riesgo de enfermedades de adultos acompañadas de alteraciones del
metabolismo de lípidos tales como hiperlipidemia, arteriosclerosis,
etcétera. Los presentes inventores encontraron que el
TCF-II aumentaba significativamente la actividad de
LCAT in vivo, aumentaba la hipolipoproteinemia de alta
densidad, además, estimulaba la movilización por el incremento de
lipoproteínas del suero y normalizaba el nivel de lípidos en suero.
Un objeto de la presente invención es proporcionar un agente
terapéutico que sea eficaz para normalizar el metabolismo anormal de
lípidos que contenga como ingrediente efectivo el
TCF-II.
Un objeto de la presente invención es producir un
agente terapéutico para el tratamiento de alteraciones del
metabolismo de lípidos que contenga TCF-II como un
ingrediente efectivo.
Otro objeto es proporcionar un agente terapéutico
para tratamiento que tenga una acción depresora de los altos niveles
de lípidos en suero y normalizadora de la hipolipidemia y que tenga
eficiencia para mejorar el hígado graso.
La Figura 1 muestra el método de fraccionamiento
de las fracciones VLDL del suero en el Ejemplo 4.
La Figura 2 muestra el método de fraccionamiento
de la fracción HDL y de la fracción HDL_{3} del suero en el
Ejemplo 4.
La Figura 3 muestra la concentración de
triacilglicerol en suero en el Ejemplo 4.
La Figura 4 muestra la concentración de
colesterol tipo éster en suero y colesterol libre en suero y
actividad LCAT en sangre en el Ejemplo 4.
La Figura 5 muestra el protocolo de
administración en el Ejemplo 5.
La Figura 6 muestra el contenido de
triacilglicerol en tejido y concentración de fosfolípidos en suero y
colesterol total en suero en el Ejemplo 5.
La Figura 7 muestra la concentración de albúmina
en suero, HDL-colesterol en suero, colesterol libre
en suero y colesterol total en suero en el Ejemplo 6.
La Figura 8 muestra el protocolo de
administración en el Ejemplo 7.
La Figura 9 muestra la actividad de LCAT en el
Ejemplo 7.
La Figura 10 muestra el protocolo de
administración en el Ejemplo 8.
La Figura 11 muestra la concentración de
HDL-colesterol en suero, colesterol en suero y
colesterol total en suero.
Un agente terapéutico para el tratamiento de
alteraciones del metabolismo de lípidos que contenga
TCF-II como ingrediente efectivo de la presente
invención es útil para un agente terapéutico para el tratamiento de
alteraciones del metabolismo de lípidos causadas por diabetes,
enfermedades endocrinas tales como disfunción de tiroides y
disfunción adrenal, alteraciones crónicas del metabolismo, fallo
renal crónico incluyendo nefrosis, uremia, cáncer, discrasia,
efectos adversos de agentes antitumorales, deterioros
gastrointestinales (incluyendo hepáticos y pancreáticos), etcétera.
Como alteraciones del metabolismo de lípidos descritas anteriormente
se pueden poner como ejemplos hipercolesterolemia, hipolipidemia o
hipolipoproteinemia de alta densidad.
El TCF-II como ingrediente
efectivo de la presente invención es una proteína conocida, derivada
de fibroblastos humanos y las características de la misma se
muestran del modo siguiente:
\newpage
i) Peso molecular (electroforesis en SDS)
| Bajo condiciones | |
| no reductoras: | 78.000\pm2.000, ó |
| 74.000\pm2.000 | |
| Bajo condiciones | |
| reductoras: | 52.000\pm2.000(banda común) |
| 30.000\pm2.000 (banda B) | |
| 26.000\pm2.000 (banda C) |
ii) Punto isoeléctrico:
7.4-8.6
iii) Longitud en aminoácidos: 723
El TCF-II descrito anteriormente
se puede obtener concentrando caldo de cultivo de fibroblastos
humanos, adsorbiéndolo en un intercambiador de iones y purificando
la sustancia eluida por cromatografía de afinidad (WO90/10651) o por
manipulación genética (WO92/01053).
Como TCF-II de un ingrediente
efectivo de la presente invención se puede usar
TCF-II derivado de fibroblastos humanos o
TCF-II producido por manipulación genética basada en
la secuencia genética descrita en la patente WO90/10651 usando
células microbianas u otras. Además, se puede usar también
TCF-II obtenido por manipulación genética descrito
en la patente WO92/01053. En el caso anterior, también se puede usar
TCF-II con cadena de hidrato de carbono distinta o
sin cadena de hidrato de carbono debido a la diferencia de célula
hospedadora u organismo microbiano.
Por supuesto, el TCF-II con
cadena de hidrato de carbono se puede usar preferiblemente porque la
cadena de hidrato de carbono se relaciona con la tasa metabólica en
un organismo vivo. El TCF-II obtenido por estos
métodos se puede concentrar y purificar por métodos usuales de
aislamiento y purificación. Se relacionan como ejemplos, método de
precipitación usando disolvente orgánico, desalinización, filtración
en gel, cromatografía de afinidad usando anticuerpos monoclonales y
electroforesis, etcétera. La purificación por cromatografía de
afinidad usando anticuerpos monoclonales se puede llevar a cabo
usando anticuerpos monoclonales descritos en la publicación para
información de la solicitud de patente japonesa 97(1993). El
TCF-II obtenido se puede liofilizar o preservar en
un congelador. Un agente terapéutico para el tratamiento de
alteraciones del metabolismo conexionado de lípidos e hidratos de
carbono se puede administrar por vía intravenosa, intramuscular o
subcutánea, en forma de inyecciones. Estos preparados farmacéuticos
pueden ser producidos conforme a métodos farmacéuticos de
preparación conocidos. Si es necesario, se pueden añadir al mismo
agente controlador del pH, tampones, estabilizantes, etcétera. La
dosis de administración del preparado farmacéutico de la presente
invención a un paciente puede variar dependiendo de los síntomas,
condición de salud, edad o peso corporal, etcétera, del mismo. Si
está purificado, se pueden administrar sin limitaciones específicas
0,6 mg-600 mg/humano adulto/día de
TCF-II. Preferiblemente, un preparado farmacéutico
que contiene 6 mg-60 mg de TCF-II se
puede administrar una vez o más al día.
La presente invención se describirá en detalle
exponiendo ejemplos pero la extensión de la presente invención no
está limitada a estos ejemplos.
Se obtuvo TCF-II purificado por
cultivo celular conforme al método descrito en la patente WO90/10651
y el método según Higashio et al. (Higashio, K. et al., B.B.R.C.,
vol. 170, págs. 397-404 (1990)). Se inocularon
células de fibroblastos humanos IMR-90 (ATCC CCL
186) 3 x 10^{6} en una botella giratoria que contenía 100 ml de
medio DMEM con 5% de suero de ternera y se cultivaron haciéndola
girar a una velocidad de rotación de 0,5-2 rpm
durante 7 días. Cuando el número total de células llegó a 1 x
10^{7}, se recolectaron las mismas en la superficie del fondo por
tratamiento con tripsina, se añadieron 100 g de cerámica
esterilizada de 5-9 mallas a las mismas y se mantuvo
el cultivo estacionario de las mismas durante 24 horas. Después, se
añadieron a las mismas 500 ml del caldo de cultivo anterior y se
continuó el cultivo. Cada 7-10 días se recolectó
todo el medio de cultivo y se suplementó con medio fresco. Se
mantuvo la producción de este modo durante 2 meses y se recolectaron
4 l de caldo de cultivo por cada botella. La actividad específica
del caldo de cultivo obtenido de la forma descrita anteriormente fue
de 32 \mu/ml.
El caldo de cultivo (750 l) se concentró por
ultrafiltración usando una membrana filtrante (corte a PM 6.000;
Amicon) y se llevó a cabo purificación por cromatografía en columna
en serie usando CM-Sephadex C-50
(Pharmacia), ConA-Sepharose (Pharmacia), columna
Mono S (Pharmacia) y Heparin-Sepharose (Pharmacia)
para proporcionar TCF-II purificado.
Conforme al método descrito en la publicación de
la patente WO92/01053, se cultivaron células transformadas con el
gen de TCF-II y se obtuvo TCF-II
purificado. Se cultivaron células Namalwa transformadas y se
obtuvieron 20 l de caldo de cultivo. Este caldo de cultivo se
purificó por cromatografía con CM-Sephadex
C-50 (Pharmacia), cromatografía con
ConA-Sepharose CL-6B (Pharmacia) y
HPLC empaquetada con Mono S (Pharmacia) y se obtuvieron
aproximadamente 11 mg de TCF-II activo.
A continuación se muestran ejemplos de producción
de inyecciones de TCF-II recombinante obtenida en el
anterior Ejemplo 2.
| 1 | TCF-II | 20 \mug |
| albúmina de suero humano | 100 mg |
la composición anterior se disolvió en solución
de tampón fosfato 0,01M con pH de 7,0 y el volumen completo de la
misma se llevó hasta 20 ml. Después de la esterilización se dividió
la muestra en viales de 2 ml, liofilizándose cada uno, seguido del
sellado de los mismos.
| 2 | TCF-II | 40 \mug |
| Tween 80® | 1 mg | |
| albúmina de suero humano | 100 mg |
la composición anterior se disolvió en una
solución salina fisiológica para inyecciones y el volumen completo
de la misma se llevó hasta 20 ml. Después de la esterilización se
dividió la muestra en viales de 2 ml, liofilizándose cada uno,
seguido del sellado de los mismos.
| 3 | TCF-II | 20 \mug |
| Tween 80® | 2 mg | |
| sorbitol | 4 g |
la composición anterior se disolvió en PBS 0,01M
con pH de 7.0 y el volumen completo de la misma se llevó hasta 20
ml. Después de la esterilización se dividió la muestra en viales de
2 ml, liofilizándose cada uno, seguido del sellado de los
mismos.
| 4 | TCF-II | 40 \mug |
| Tween 80® | 1 mg | |
| glicina | 2 g |
la composición anterior se disolvió en una
solución salina fisiológica para inyecciones y el volumen completo
de la misma se llevó hasta 20 ml. Después de la esterilización se
dividió la muestra en viales de 2 ml, liofilizándose cada uno,
seguido del sellado de los mismos.
| 5 | TCF-II | 40 \mug |
| Tween 80® | 1 mg | |
| sorbitol | 2 g | |
| glicina | 1 g |
la composición anterior se disolvió en una
solución salina fisiológica para inyecciones y el volumen completo
de la misma se llevó hasta 20 ml. Después de la esterilización se
dividió la muestra en viales de 2 ml, liofilizándose cada uno,
seguido del sellado de los mismos.
| 6 | TCF-II | 20 \mug |
| Tween 80® | 4 g | |
| albúmina de suero humano | 50 mg |
\newpage
la composición anterior se disolvió en PBS 0,01M
con pH de 7,0 y el volumen completo de la misma se llevó hasta 20
ml. Después de la esterilización se dividió la muestra en viales de
2 ml, liofilizándose cada uno, seguido del sellado de los
mismos.
| 7 | TCF-II | 40 \mug |
| glicina | 2 g | |
| albúmina de suero humano | 50 mg |
la composición anterior se disolvió en una
solución salina fisiológica para inyecciones y el volumen completo
de la misma se llevó hasta 20 ml. Después de la esterilización se
dividió la muestra en viales de 2 ml, liofilizándose cada uno,
seguido del sellado de los mismos.
| 8 | TCF-II | 40 \mug |
| albúmina de suero humano | 50 mg |
la composición anterior se disolvió en PBS 0,01M
y el volumen completo de la misma se llevó hasta 20 ml. Después de
la esterilización se dividió la muestra en viales de 2 ml,
liofilizándose cada uno, seguido del sellado de los mismos.
A ratas Wistar machos (8 semanas de edad, 300 g,
5 ratas/grupo) se les inyectaron por vía intravenosa 500 \mug/kg
de TCF-II dos veces al día (1.000 \mug/kg/día)
durante 4 días. A las ratas del grupo de control se les inyectó
solamente vehículo. Doce horas después de la última inyección se
extrajo sangre de la cava posterior bajo anestesia con éter. Se
recolectaron suero y plasma para los siguientes análisis de lípidos
en lipoproteínas y actividad LCAT respectivamente. Para el análisis
de lipoproteínas se separaron las VLDL conforme a los métodos de
Wilson et al. (Clin. Chem., vol. 20, 394-395, 1974)
y se separaron las HDL_{2} y HDL_{3} conforme a los métodos de
Gidez et al. (J. Lipid Res., vol. 23, 1206-1223,
1982). Las representaciones esquemáticas de los procedimientos
anteriores están ilustradas en las Figuras 1 y 2. Las
concentraciones de triacilglicerol, colesterol total y colesterol
libre se determinaron enzimáticamente con los equipos disponibles
comercialmente (Wako Pure Chemical Industries, Osaka, Japón). La
concentración de colesterol esterificado se calculó conforme a la
siguiente relación:{[concentración de colesterol
total]-[concentración de colesterol libre]}. La actividad de LCAT
en plasma se determinó conforme a los métodos de
Glomset-Wright (Methods in Enzymology, vol. 15, 543,
1969).
La concentración de triacilglicerol en las VLDL
era significativamente más alta en ratas a las que se inyectó
TCF-II que en las ratas de control (Figura 3). Este
resultado sugería que el TCF-II estimula la
secreción de VLDL y liberación de triacilglicerol del tejido
hepático a la sangre. Además, la actividad de LCAT en plasma estaba
significativamente aumentada y la concentración de
HDL-colesterol, especialmente colesterol
esterificado, acusadamente aumentada en ratas a las que se inyectó
TCF-II (Figura 4), lo que demostró que el
TCF-II estimulaba la secreción de LCAT por el hígado
para producir así HDL.
Se preparó dieta líquida conforme al método de
Liber et al. (Trans. Assoc. Am. Physician. Vol. 76,
289-301, 1963). Con la dieta líquida que contenía 5%
de alcohol se alimentaron ratas Wistar machos (7 semanas de edad,
280 g, 10-13 ratas/grupo) durante 5 semanas y se
indujo en ellas hígado graso. Las ratas de control se alimentaron
con la dieta líquida de control de las mismas calorías. A las ratas
de hígado graso se les inyectaron por vía intravenosa 50 y 500
\mug/kg de TCF-II dos veces al día (100 y 1.000
\mug/kg/día, respectivamente) durante los últimos 7 días de la
alimentación con alcohol. A las ratas del grupo de control se les
inyectó solamente vehículo.
Doce horas después de la última inyección de
TCF-II se sacrificaron los animales y se extirparon
los hígados. Se extrajeron los lípidos del hígado con 30 volúmenes
de cloroformo y metanol (2:1) y se determinaron los contenidos de
triacilglicerol, fosfolípidos y colesterol total con los equipos
disponibles comercialmente (Wako Pure Chemical Industries, Osaka,
Japón). El protocolo de administración se muestra en la Figura
5.
El triacilglicerol hepático altamente acumulado
en ratas con hígado graso disminuyó por la inyección de
TCF-II dependiendo de la dosis. Los niveles
hepáticos de fosfolípidos y colesterol, por supuesto, permanecieron
inalterados (Figura 6). Estos resultados también sugieren que el
TCF-II incrementa la secreción de triacilglicerol
por el hígado y mejora el hígado graso.
A ratas Wistar machos (7 semanas de edad, 280 g,
10 ratas/grupo) se les administraron por vía oral 100 mg/kg de ANIT
durante 5 semanas y se las indujo a colestasis. A las ratas con
colestasis se les inyectaron por vía intravenosa 50, 150, 500 y
1.500 \mug/kg de TCF-II dos veces al día (100,
300, 1.000 y 3.000 \mug/kg/día, respectivamente) durante 3 días
inmediatamente después de la administración de ANIT. Doce horas
después de la última inyección se extrajo sangre de la cava
posterior bajo anestesia con éter. Se recolectaron los sueros para
la siguiente medida de concentración de lípidos y de albúmina en
suero. Se determinaron las concentraciones en suero de
triacilglicerol, colesterol libre, colesterol total y albúmina con
el analizador Hitachi 7150 Autoanalyzer.
Las concentraciones en suero de triacilglicerol,
colesterol libre, colesterol total de las ratas colestásicas eran
significativamente más altas que las de ratas normales. La inyección
de TCF-II redujo las concentraciones de lípidos en
suero e incrementó la concentración de albúmina en suero de una
forma dependiente de la dosis (Figura 7). Por estos resultados,
TCF-II mejora la hiperlipidemia acompañada de
colestasis.
A Beagles hembras y machos (1-5
años de edad, aproximadamente 10 kg, 5 perros/grupo) se les
inyectaron por vía intravenosa 50, 150 y 500 \mug/kg de
TCF-II dos veces al día (100, 300 y 1.000
\mug/kg/día, respectivamente) durante 7 días. A los perros del
grupo de control se les inyectó solamente vehículo. Antes y durante
la inyección de TCF-II se extrajo sangre de la vena
del miembro anterior y se recolectaron los plasmas para los
siguientes análisis de actividad de LCAT. El protocolo de
administración se muestra en la Figura 8.
La actividad de LCAT en plasma se determinó
conforme a los métodos de Glomset-Wright (Methods in
Enzymology, vol. 15, 543, 1969). Las actividades en plasma de LCAT
de los animales a los que se inyectó TCF-II se
incrementaron considerablemente (Figura 9) lo que demostró que el
TCF-II estimula la secreción de LCAT por el hígado y
el metabolismo del hígado en perros normales.
A ratas Wistar machos (8 semanas de edad, 300 g,
8-10 ratas/grupo) se les administraron por vía
intraperitoneal 10 \mug/kg de DEM 3 veces por semana durante 4
semanas y se indujo cirrosis.
A las ratas con cirrosis se les inyectaron por
vía intravenosa 5, 50 y 100 \mug/kg de TCF-II dos
veces al día (10, 100 y 1.000 \mug/kg/día, respectivamente) por 4
semanas, durante la administración de DEM. El protocolo de
administración se muestra en la Figura 10. Doce horas después de la
última inyección se extrajo sangre de la cava posterior bajo
anestesia con éter. Se recolectaron los sueros para las siguientes
medidas de concentración de colesterol en suero. Se determinaron las
concentraciones en suero de HDL-colesterol,
colesterol libre y colesterol total con el analizador Hitachi 7150
Autoanalyzer. Las concentraciones en suero de colesterol
esterificado se calcularon conforme a la relación descrita en el
Ejemplo 4.
Las concentraciones en suero de
HDL-colesterol y colesterol esterificado de las
ratas con cirrosis eran significativamente más bajas que las de
ratas normales, pero la concentración de colesterol libre más alta.
La inyección de TCF-II elevó las concentraciones de
HDL-colesterol y colesterol esterificado en suero y
redujo significativamente la concentración de colesterol libre en
suero (Figura 11). Por estos resultados, la TCF-II
mejora la hipolipoproteinemia de alta densidad acompañada de
cirrosis.
La presente invención es para proporcionar un
agente terapéutico para el tratamiento de alteraciones del
metabolismo de lípidos que contiene TCF-II como un
ingrediente efectivo. El agente terapéutico de la presente invención
normaliza hiperlipidemia e hipolipidemia. También mejora el hígado
graso.
Claims (2)
1. Uso de TCF-II para la
preparación de un agente terapéutico para el tratamiento de
hipercolesterolemia.
2. Uso de TCF-II para la
preparación de un agente terapéutico para mejorar la
lecitin-colesterol-acil-transferasa
para prevenir la progresión de la hipolipoproteinemia de alta
densidad.
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