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Hintergrund
der Erfindung
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Das
technische Gebiet der Erfindung ist die Behandlung von Harninkontinenz.
Hinsichtlich Operationen ist es bekannt, dass Patienten mit Belastungs-Harninkontinenz dadurch
behandelt werden können,
dass eine Schlinge zum Unterstützen
der Blase konstruiert wird. Die Schlingen sind im Allgemeinen so
konzipiert, dass sie ein Auslecken dadurch verhindern, dass sie
für einen
Umfangsdruck auf Höhe
des Blasenhalses sorgen. Zur Konstruktion derartiger Schlingen gehört typischerweise
die Verdrehung verschiedener Muskeln und der zu ihnen gehörigen Faszien
(Mohenfellnev (1986) Sling Procedures in Surgery, In Stanton SI,
Tanaglo E (eds), Surgery of Female Incontinence, 2nd edn, Berlin,
Springer-Verlag).
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Es
wurden viele natürliche
und synthetische Materialien dazu verwendet, diese Schlingen zu
konstruieren, wie die Martex-Schlinge (Morgan, et al. (1985) Amer.
J. Obst. Gynec: 151:224–226);
die Faszia-lata-Schlinge (Beck, et al. (1988) Obst. Gynec. 72:699–703); die
Vaginalwandschlinge (Juma, et al. (1992) Urology, 39:424–428); die
Aldridge-Schlinge (McIndoe et al. (1987) Aust. N. Z. J. Obst. Gynaecol. 27:238–239) und
die Schweinecorium-Schlinge
(Josif (1987) Arch. Gynecol. 240:131–138). Schlingen wurden aus
Alloplastiken erzeugt, insbesondere dann, wenn der Patient über Faszien
schlechter Qualität
verfügte.
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Jedoch
existiert eine Anzahl von Problemen in Zusammenhang mit der Verwendung
dieser Prozeduren und Materialien. Zu Problemen in Zusammenhang
mit der Verwendung von natürlichem
Material als Schlingen gehören
Schrumpfen, Nekrose und allmähliches
Dünnerwerden
der Faszie, wodurch die Effizienz und die Langzeitbeständigkeit
der Schlinge schließlich
beeinträchtigt
werden (Blaivas (1991) J. Urol. 145:1214–1218). Ein anderer Hauptnachteil
bei Verwendung natürlichen
Materials besteht darin, dass eine extensive Operation erforderlich
ist, die zu erhöhter
Sterblichkeit führen
kann, typischerweise als Ergebnis einer Nervenbeschädigung oder
Wundinfektion (McGuire, et l1. (1978) J. Urol. 119:82–84; Beck,
et al. (1974) Am. J. Obstet. Gynecol. 129:613–621). Außerdem tragen von menschlichen Spendern
erhaltene natürli che
Schlingen in sich das Zusatzrisiko, dass sie beim Empfänger zu
einer Immunreaktion führen.
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Als
Alternative wurden bei Patienten, die über unzureichendes Faszialgewebe
oder solches schlechter Qualität
verfügten,
synthetische Materialien zu Rekonstruktionszwecken verwendet. Jedoch haben
Berichte über
Implantatabstoßung,
Sinusausbildung, Harnröhrenverschluss
und Harnröhrenerosion
eine weite Verbreitung dieser Materialien eingeschränkt (siehe
z. B. Nichols (1973) Obstet. Gynecol. 41:88–93; Morgan, et al. (1985)
Am. J. Obstet. 151:224–226;
und Chin et al. (1995) Br. J. Obstet. Gyneacol., 102:143–147).
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WO-A
98/35632 offenbart eine vorgefertigte Harnleiter-Unterstützungsschlinge
aus einem biokompatiblen Material zum Überwinden von Problemen vorhandener
Schlingen aus natürlichem
Gewebe oder synthetischen Materialien.
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Zusammenfassung
der Erfindung
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Es
ist eine Aufgabe der Erfindung, eine alternative Lösung zu
Problemen in Zusammenhang mit existierenden Faszienschlingen und
-pflastern zur Behandlung von Harninkontinenz zu schaffen.
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Diese
Aufgabe ist durch die im Anspruch 1 angegebene Faszienschlinge oder
das Faszienpflaster gelöst.
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Die
Erfindung beruht, teilweise, auf der Erkenntnis, dass Mesenchymzellen,
die Elastin und Kollagen absondern, zwei Extrazellulärproteine,
die für
die Elastizität
bzw. Festigkeit zuständig
sind, dazu verwendet werden können,
künstlichen
Faszien in vitro zu entwickeln.
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Detaillierte
Beschreibung
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Damit
die Erfindung einfacher verständlich wird,
werden als Erstes bestimmte Begriffe definiert.
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Der
Begriff "Mehrfachschicht", wie er hier verwendet
wird, bezeichnet eine Anordnung mit mehreren Schichten einer homogenen,
gezüchteten
Zellpopulation, die übereinander
geschichtet sind. Zum Prozess des Erzeugens einer "Mehrfachschicht" gehört das Abscheiden
einer Schicht einer Zellpopulation auf einer Fläche, z. B. einem biokompatiblen Nährboden.
Die abgeschiedenen Zellen werden in einem Züchtungsmedium gezüchtet, bis
sie sich so entwi ckeln und vermehren, dass sie eine Monoschicht
mit Zellen mit gewünschtem
Phänotyp
und gewünschter
Morphologie bilden. Wenn einmal die erste Monoschicht eine gewünschte Zelldichte
erreicht hat, wird eine zweite Schicht derselben Zellpopulation
auf der ersten Monoschicht abgeschieden. Die zweite Schicht abgeschiedener
Zellen wird in einem Züchtungsmedium
gezüchtet,
das sowohl de zweiten Zellschicht als auch der ersten Monoschicht Nährstoffe
zuführt,
bis sich die Zellen in der zweiten Schicht zu einer gewünschten
Zellendichte entwickeln und vermehren, um eine Doppelschicht mit
Zellen mit gewünschtem
Phänotyp
und gewünschter Morphologie
zu erzeugen. Auf der Doppelschicht kann eine dritte Schicht derselben
Zellpopulation abgeschieden werden, und die Zellen werden in einem Züchtungsmedium
gezüchtet,
das der Doppelschicht und der Zellen der dritten Schicht Nährstoffe
zuführt, bis
sich die Zellen der dritten Schicht zu einer gewünschten Dichte entwickeln und
vermehren, um eine Dreifachschicht mit gewünschtem Phänotyp und gewünschter
Morphologie zu erzeugen. Der Prozess kann wiederholt werden, bis
eine Mehrfachschicht mit vielen Schichten einer homogenen Zellpopulation erzeugt
ist. Die Eigenschaften der Mehrfachschicht sind dergestalt, dass
sie eng der Morphologie und den Funktionseigenschaften des äquivalenten
Parenzymgewebes eines In-vivo-Organs ähneln. Zum Beispiel kann eine
Mehrfachschicht mit einer Population glatter Muskelzellen die Funktionseigenschaften des
glatten Muskelgewebes einer Blase, d.h. des Detrusors, aufweisen.
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Der
Begriff "chimärische Grenzfläche", wie hier verwendet,
bezeichnet die zwischen zwei verschiedenen Zellpopulationen gebildete
Grenze. Chimärische
Grenzfläche
soll auch die Grenze beinhalten, die zwischen einer Zellpopulation
und einer Nicht-Zellpopulation gebildet wird, z. B. einer Fibroblasten-Zellpopulation
und isoliertem Kollagen.
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Der
Begriff "Interstitial-Biomaterial", wie hier verwendet,
bezeichnet die Ausbildung von Zellenmaterial an der chimärischen
Grenzfläche,
an der zwei verschiedene Zellpopulationen in wechselseitigem Kontakt
miteinander stehen. Der Begriff "Interstitial-Biomaterial" soll gemäß seinem
weitest gefassten Konzept die Bildung beliebigen neuen Zellmaterials beinhalten,
wie es erzeugt wird, wenn zwei oder mehrere verschiedene Zellpopulationen
miteinander in Kontakt stehen. Das neue Zellenmaterial ähnelt dem äquivalenten
Zellenmaterial, wie es bei der normalen In-vivo-Zellenentwicklung
des Organs erzeugt wird.
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Der
Begriff "biokompatibler
Nährboden", wie er hier verwendet
wird, be zeichnet ein Material, das zur Implantation in ein Lebewesen
geeignet ist, wo eine Zellpopulation abgeschieden werden kann. Ein biokompatibler
Nährboden
verursacht keine toxischen oder verletzenden Effekte, wenn er einmal
in die Lebewesen implantiert ist.
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Der
Begriff "Kollagen
abscheidende Zellen" soll
solche Zellen bezeichnen, die Kollagen erzeugen, wie Mesenchymzellen,
z. B. Fibroblaste, Chondroblaste, Osteoblaste und Odontoblaste.
Kollagen, das einer Säugetierquelle
entnommen wurde, wie der Haut und Sehnen entnommenes Kollagen, kann ebenfalls
auf dem biokompatiblen Nährboden
abgeschieden werden.
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Der
Begriff "Elastin
abscheidende Zellen" soll
Zellen bezeichnen, die Elastin erzeugen, wie Mesenchymzellen, z.
B. glatte Muskelzellen, Chondrozyten und Fibroblaste. Aus Säugetierquellen
entnommenes Elastin, wie der Haut entnommenes Elastin, kann ebenfalls
auf dem biokompatiblen Nährboden abgeschieden
werden.
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Der
Begriff "Lebewesen", wie hier verwendet,
soll lebende Organismen beinhalten, bei denen eine Immunreaktion
ausgelöst
wird. Bevorzugte Lebewesen sind Säugetiere. Zu Beispielen von
Lebewesen gehören,
ohne dass jedoch eine Beschränkung
hierauf bestünde,
Menschen, Affen, Hunde, Katzen, Mäuse, Rattert, Kühe, Pferde,
Schweine, Ziegen und Schafe.
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Der
Begriff "Blasenstruktur", wie hier verwendet,
bezeichnet eine Struktur, die für
Harninkontinenz verantwortlich ist und die eine Umpositionierung
unter Verwendung einer künstlichen
Schlinge erfordert. Ein Umpositionieren der Blasenstruktur führt zu einer Linderung
der Harninkontinenz. Zu Beispielen der Blasenstruktur gehören, jedoch
ohne Beschränkung hierauf,
die Blase, die Harnröhre
und der Harnleiter.
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In
den folgenden Unterabschnitten werden verschiedene Gesichtspunkte
der Erfindung detailliert beschrieben.
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I. Biokompatible Nährböden
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Ein
biokompatibler Nährboden
betrifft Materialien ohne giftige oder verletztende Effekte auf
biologische Funktionen. Zu Beispielen biokompatibler Nährböden gehören, jedoch
ohne Beschränkung hierauf,
Polyglycolsäure
und Polyglactin, die als absorbierbares, synthetisches Nahtmaterial
entwickelt wurden. Polyglycolsäure
und Polyglactinfasern können
so verwendet werden, wie sie vom Hersteller gelieferte werden. Zu
anderen biologische abbaubaren Materialien gehört Celluloseether, Cellulose,
Celluloseester, fluoriertes Polyethylen, Phenolsubstanzen, Poly-4-ethylpenten,
Polyacrylonitril, Polyamid, Polyamidimid, Polyacrylat, Polybenzooxazol,
Polycarbonat, Polycyanoarylether, Polyester, Polyestercarbonat,
Polyether, Polyetheretherketon, Polyetherimid, Polyetherketon, Polyethersulfon,
Polyethylen, Polyfluorolefin, Polyimid, Polyolefin, Polyoxadiazol,
Polyphenylenoxid, Polyphenylensulfid, Polypropylen, Polystyrol,
Polysulfid, Polysulfon, Polytetrafluorethylen, Polythioether, Polytriazol,
Polyurethan, Polyvinylidenfluorid, regenerierte Cellulose, Harnstoffformaldehyd
oder Copolymere oder physikalische Mischungen dieser Materialien.
Das Material kann mit geeigneten antimikrobiellen Stoffen imprägniert werden, und
es kann durch einen Farbzusatzstoff gefärbt werden, um die Erkennbarkeit
zu verbessern und Operationsprozeduren zu unterstützen.
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II. Züchtung von Zellen
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Ein
Gesichtspunkt der Erfindung betrifft die Erzeugung künstlicher
Schlingen mit einer oder mehreren Zellpopulationen. Die künstlichen
Schlingen können
allogene künstliche
Schlingen sein, bei denen die gezüchteten Zellpopulationen aus
dem eigenen Gewebe des Lebewesens gewonnen werden. Die künstlichen
Schlingen können
auch exogen sein, wobei die gezüchteten
Zellpopulationen aus einer Säugetierspezies
gewonnen werden, die vom Lebewesen verschieden ist. Zum Beispiel
können
die Zellen von Organen von Säugetieren
wie Affen, Hunden, Katzen, Mäusen,
Ratten, Kühen,
Pferden, Schweinen, Ziegen und Schafen gewonnen werden.
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Zellen
können
aus einer Anzahl von Quellen isoliert werden, z. B. aus Biopsien
oder Autopsien. Die isolierten Zellen sind vorzugsweise autologe
Zellen, die durch Biopsie vom Lebewesen erhalten wurden. Zum Beispiel
durch Biopsie eines glatten Muskels aus einem Gebiet, das durch
lokale Anästhesie mit
einer kleinen Menge von subkutan injiziertem Lidocain behandelt
wurde. Die Zellen aus dem durch Biopsie gewonnenen Gewebe können in
einer Kultur vermehrt werden. Die Biopsie kann unter Verwendung
einer Biopsienadel, einer schnell wirkenden Nadel, die die Prozedur
schnell und einfach macht, ausgeführt werden. Der kleine Biopsiekern
kann dann vermehrt und kultiviert werden, wie von Atala, et al., (1992)
J. Urol. 148, 658–62;
Atala, et al. (1993) J. Urol. 150:608–12 beschrieben. Zellen von
Verwandten oder anderen Spendern derselben Spezies können ebenfalls
bei geeigneter Immununterdrückung verwendet
werden, z. B. Endothelzellen aus herausgetrennten Venen oder Fibroblastzellen
aus der Vorhaut (siehe die Beispiele 1 bzw. 2).
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Eine
Dissoziation der Zellen in das Stadium einer Einzelzelle ist für die anfängliche
Primärkultur nicht
wesentlich, da eine Einzelzellensuspension nach einer Periode einer
In-vitro-Kultur erreicht werden kann. Eine Gewebedissoziation kann
durch mechanische und enzymatische Zerstörung der Extrazellulärmatrix
und der Interzellulärverbindungen,
die die Zellen zusammenhalten, ausgeführt werden. Bevorzugten Zellentypen
gehören,
jedoch ohne Beschränkung
hierauf, Mesenchymzellen, insbesondere glatte Muskelzellen, Skelettmuskelzellen,
Myozyten (Muskelstammzellen), Fibroblaste, Chondrozyten, Osteoblaste,
Chondroblaste, Ondoblaste, Adipozyten, Fibromyoblaste und ektoderme
Zellen, einschließlich
dehnbaren und Hautzellen, Hepatozyte und andere Parenchymalzellen.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform
werden Fibroblastzellen isoliert.
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Zellen
können
in vitro kultiviert werden, um die Anzahl der Zellen zu erhöhen, die
zum Beschichten des biokompatiblen Nährbodens verfügbar sind. Die
Verwendung allogener Zellen, bevorzugter autologer Zellen, ist bevorzugt,
um eine Gewebeabstoßung
zu verhindern. Wenn jedoch eine immunologische Reaktion nach Implantation
des künstlichen
Organs im Lebewesen auftritt, kann es mit Immunsupressionsmitteln
wie Cyclosporin oder FK506 behandelt werden, um die Wahrscheinlichkeit
einer Abstoßung
zu verhindern. Bei bestimmten Ausführungsformen können Chimärzellen
oder Zellen von einem transgenen Lebewesen auf den biokompatiblen Nährboden
aufgetragen werden.
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Zellen
können
vor dem Auftragen mit genetischem Material transfektiert werden.
Nützliches
genetisches Material können
z. B. genetische Sequenzen sein, die eine Immunreaktion im Wirt
verringern oder beseitigen können.
Zum Beispiel kann das Exprimieren von Zellenoberfläche-Antigenen
wie Histokompatibilitäts-Antigenen
der Klasse I und der Klasse II unterdrückt werden. Dies kann es ermöglichen, dass
für die
transplantierten Zellen eine verringerte Wahrscheinlichkeit der
Abstoßung
durch den Wirt besteht. Außerdem
kann eine Transfektion auch zur Genmodifizierung verwendet werden.
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Zellkulturen
können
mit oder ohne einen Zellfraktionierschritt hergestellt werden. Zellfraktionierung
kann unter Verwendung von in der Technik bekannten Techniken ausgeführt werden
wie einer durch Fluoreszenz unterstützten Zellensortierung. Zellfraktionierung
kann auf Grundlage der Zellengröße, des
DNA-Gehalts, Zellenoberfläche-Antigenen und
hinsichtlich der Lebensfähigkeit
ausgeführt
werden.
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Die
isolierten Zellen normal sein, oder sie können genetisch manipuliert
sein, um für
Zusatzfunktionen zu sorgen. Es können
Methoden zum genetischen Konstruieren von Zellen mit Retroviralvektoren,
Polyethylenglycol oder andere dem Fachmann bekannte Methoden verwendet
werden. Zu diesen gehört
die Verwendung von Exprimiervektoren, die Nukleinsäuremoleküle in den
Zellen transportieren und exprimieren. (Siehe Goeddel; Gene Expression Technology:
Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, CA (1990).
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Vektor-DNA
kann mittels herkömmlicher Transformations-
oder Transfektionstechniken in Zellen eingeführt werden. Geeignete Methoden
zum Transformieren oder Transfektieren von Wirtszellen finden sich
in Sambrook et al. (Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd
Edition, Cold Spring Harbor Laboratory press (1989) und anderer
Laborliteratur.
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III. Erzeugung künstlicher
Schlingen
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Gemäß einem
Gesichtspunkt sind durch die Erfindung Verfahren zum Herstellen
künstlicher Schlingen
unter Verwendung einer oder mehrerer gezüchteter Zellpopulationen auf
einem biokompatiblen Nährboden
geschaffen. Zellen können
so vermehrt werden, wie es im Abschnitt II beschrieben ist und sie können dazu
verwendet werden, auf einem biokompatiblen Nährboden Mehrfachschichten zu
erzeugen. Die gezüchteten
Zellpopulationen können
dazu verwendet werden, heterogene Mehrfachschichten auf einer oder
mehreren Oberflächen
eines biokompatiblen Nährbodens
zu erzeugen. Beispiele geeigneter biokompatibler Nährböden sind
im Abschnitt I beschrieben.
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Bei
einer Ausführungsform
wird eine Oberfläche
des biokompatiblen Nährbodens
dazu verwendet, die künstliche
Schlinge zu erzeugen. Dies kann dadurch ausgeführt werden, dass eine Suspension einer
Kollagen abscheidenden Zellpopulation (z. B. Mesenchymzellen wie
Fibroblaste, Chondroblaste, Osteoblaste und Ondoblaste) auf einer
Seite des biokompatiblen Nährbodens
abgeschieden wird. Die Kollagen abscheidenden Zellen werden inkubiert,
bis sich die Zellen so entwickeln und vermehren, dass sie zumindest
eine Monoschicht von Zellen bilden. Dann kann eine zweite Suspension
von Kollagen abscheidenden Zellen auf der ersten Schicht abgeschieden
werden, und diese Zellen werden inkubiert, bis sie sich so entwickeln
und vermehren, dass eine Doppelschicht erzeugt wird. Der Prozess
wird wiederholt, um eine Mehrfachschicht von Kollagen abscheidenden
Zellen herzustellen.
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Bei
einer anderen Ausführungsform
kann dem biokompatiblen Nährboden
Kollagen zugesetzt werden. Zum Beispiel kann Kollagen von einer
Anzahl von Säugetierquellen
gewonnen werden, typischerweise Rinder-, Schweine- oder Schafshaut
und -sehnen. Das Kollagen kann unter Verwendung einer schwachen
Säure,
wie Essig-, Zitronen- oder Ameisensäure, aus der Kollagenquelle
extrahiert werden. Wenn das Kollagen einmal in Lösung extrahiert ist, kann es
unter Verwendung von NaCl einer Salzausfällung unterzogen und rückgewonnen
werden, wozu Standardtechniken wie Zentrifugieren oder Filtrieren verwendet
werden. Einzelheiten von durch Säure
extrahiertem Kollagen sind z. B. im für Kemp et al. erteilten US-Patent
Nr. 5,106,949 beschrieben.
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Bei
einer anderen Ausführungsform
kann zusätzliches
Kollagen zwischen den heterogenen Mehrfachschichten zugefügt werden,
um das Wachstum und die Entwicklung zwischen den Zellen der heterogenen
Mehrfachschichten zu fördern.
Bei noch einer anderen Ausführungsform
können
Faktoren wie Nährstoffe,
Wachstumsfaktoren, Cytokine, extrazelluläre Matrixkomponenten, Induktoren
für Differenziation
oder Dedifferenziation, Sekretionsprodukte, Immunmodulations- und/oder
biologisch aktive Verbindungen, die das Wachstum des Zellennetzwerks
verbessern oder ermöglichen,
zwischen den heterogenen Mehrfachschichten hinzugefügt werden.
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Nachdem
die Kollagen-Mehrfachschicht erstellt wurde, kann eine Elastin-Mehrfachschicht unter Verwendung
einer Suspension einer Elastin abscheidenden Zellpopulation (z.
B. glatte Muskelzellen, Chondrozyte und Fibroblaste) erzeugt werden.
Zellen der Elastin abscheidenden Zellen werden inkubiert, bis sie
sich so entwickeln und vermehren, dass mindestens eine Monoschicht
von Zellen erzeugt wird. Dann wird eine zweite Suspension der Elastin abscheidenden
Zellen auf der ersten Schicht abgeschieden, und die Zellen werden
inkubiert, bis sie sich so entwickeln und vermehren, dass eine Doppelschicht
erzeugt wird. Der Prozess wird wiederholt, um eine Mehrfachschicht
von Elastin abscheidenden Zellen zu erzeugen.
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Dort
wo zwei oder mehrere heterogene Mehrfachschichten in wechselseitigem
Kontakt miteinander stehen, wird eine chimäre Grenzfläche erzeugt. Dies ermöglicht es,
dass zwischen den Zellen der Mehrfachschichten eine ungehinderte
Wechselwirkung erfolgt. Übermäßige Wechselwirkungen
zwischen verschiedenen Zellpopulationen führen zur Erzeugung eines Interstitialmaterials,
das sich zu einem Interstitial-Biomaterial entwickeln kann, das
von jeder der Mehrfachschichten verschieden ist. Das Interstitial-Biomaterial
kann der künstlichen
Schlinge einzigartige biologische und Funktionseigen schaften verleihen.
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Der
Fachmann erkennt, dass jedes beliebige Interstitial-Biomaterial,
wie es erzeugt wird, wenn zwei oder mehr heterogene Mehrfachschichten
mit verschiedenen Zellpopulationen wechselwirken, innerhalb des
Schutzumfangs der Erfindung liegt. Das erzeugte unterschiedliche
Interstitial-Biomaterial hängt
vom Typ der Zellen in der heterogenen Mehrfachschicht ab.
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Gemäß einer
anderen Ausführungsform
werden mindestens zwei Oberflächen
des biokompatiblen Nährbodens
dazu verwendet, eine künstliche Schlinge
zu erzeugen. Dies kann durch Abscheiden einer Suspension von Collagen
abscheidenden Zellen (z. B. Mesenchymzellen wie Fibroblasten, Chondroblasten,
Osteoblasten und Ondoblasten) auf einer Oberfläche des biokompatiblen Nährbodens
erfolgen. Die Collagen abscheidenden Zellen werden inkubiert, bis
sie sich so entwickeln und vermehren, dass eine Monoschicht von
Zellen erzeugt ist. Der Prozess wird wiederholt, um eine Mehrfachschicht von
Collagen abscheidenden Zellen zu erzeugen. Als Nächstes kann auf einer zweiten
Oberfläche,
die von der ersten Oberfläche
des biokompatiblen Substrats abgewandt ist, eine Suspension von
Elastin abscheidenden Zellen (z. B. glatten Muskelzellen, Chondrozyten
und Fibroblasten) abgeschieden werden. Die Elastin abscheidenden
Zellen werden inkubiert, bis sie sich so entwickeln und vermehren,
dass eine Monoschicht von Zellen erzeugt ist. Der Prozess wird wiederholt,
um eine Mehrfachschicht von Elastin abscheidenden Zellen zu erzeugen.
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Der
Fachmann erkennt, dass die Länge
und die Breite der künstlichen
Schlinge auf Grundlage der Größe des Lebewesens
und der Blasenstruktur, die eine Positionierung zum Lindern von
Harninkontinenz benötigt,
ausgewählt
werden können.
Die Länge
und die Breite der künstlichen
Schlinge können leicht
dadurch geändert
werden, dass der biokompatible Nährboden
auf gewünschte
Länge und
Breite geformt wird. Bei einer Ausführungsform verfügt die künstliche
Faszienschlinge über
einen biokompatiblen Nährboden
mit einer Länge
(durch ein erstes und ein zweites langes Ende definiert) von ungefähr 10 cm
bis ungefähr
30 cm. Die künstliche
Faszienschlinge kann ferner eine Länge von ungefähr 15 cm
bis ungefähr
25 cm aufweisen. Bei einer bevorzugten Ausführungsform verfügt die künstliche
Faszienschlinge über
einen biokompatiblen Nährboden
mit einer Länge
von ungefähr
20 cm. Bei einer anderen Ausführungsform
verfügt
der biokompatible Nährboden über eine
Breite (durch ein erstes und ein zweites kurzes Ende definiert)
von ungefähr
0,5 cm bis ungefähr
4,0 cm. Die künstliche
Faszienschlinge kann ferner eine Breite von ungefähr 1,0 cm
bis ungefähr
3,0 cm aufweisen. Bei einer bevorzugten Ausführungsform verfügt die künstliche
Faszienschlinge über
einen biokompatiblen Nährboden
mit einer Breite von ungefähr
2,0 cm.
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Die
künstliche
Schlinge kann an einer Haltestruktur im Lebewesen befestigt werden.
Die Haltestruktur zum Befestigen der künstlichen Schlinge kann auf
Grundlage der Anatomie des Lebewesens ausgewählt werden, so dass z. B. die
Haltestruktur bei einem männlichen
Lebewesen verschieden von der bei einem weiblichen Lebewesen sein
kann. Zu Beispielen der Haltestruktur gehören, jedoch ohne Beschränkung darauf,
der Schambeinknochen, der Beckenknochen und die untere Beckenbogen.
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Die
künstliche
Schlinge kann durch ein Befestigungsmaterial an der Haltestruktur
befestigt werden. Zu Beispielen von Befestigungsmaterialien gehören, jedoch
ohne Beschränkung
hierauf, eine Filzmatrix, ein Gitterpflaster und Vornahtmaterialien. Techniken
zum Befestigen einer künstlichen
Schlinge an einer Haltestruktur sind in der Technik bekannt (siehe
z. B. Horbach et al. (1988) Obst and Gyn. 71:648–652; Raz et al. (1988) J.
Urol. 139:528–531; Mickey
et al. (1990) Obst. and Gyn. 75:461–463; Handa et al. (1996),
Obst. and Gyn. 88:1045–1049; Barbalias
et al. (1997) Eur. Urol., 31:394–400; Govier et al. (1997)
J. Urol. 157:117–121;
Jorion (1997) J. Urol. 157:926–928;
Wright et al. (1998) J. Urol. 160:759–762).
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Es
kann auch der Zug der künstlichen
Schlinge, die um die Blasenstruktur herum positioniert ist, eingestellt
werden, um für
die erforderliche Linderung der Inkontinenz zu sorgen. Dies kann
z. B. dadurch bewerkstelligt werden, dass die künstliche Faszienschlinge an
sie selbst geklammert wird, was für die Möglichkeit sorgt, den Zug in
ihr mit kleinen Inkrementen zu verändern, wodurch auch die Blasenstruktur
an die gewünschte
Position bewegt wird.
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Bei
einer anderen Ausführungsform
kann die Erfindung auch dazu verwendet werden, ein künstliches
Faszienpflaster zu erzeugen, das an der Basis der Blase und der
Harnröhre
angebracht werden kann. Das künstliche
Faszienpflaster kann dann an einer Haltestruktur im Lebewesen befestigt
werden, um die Basis der Blase und der Harnröhre auf solche Weise neu zu
positionieren, dass Harninkontinenz gelindert ist.
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Es
können
urodynamische Bewertungen ausgeführt
werden, um das Ausmaß der
Linderung der Harninkontinenz zu bestimmen. In der Technik sind
Methoden zur urodynamischen Bewertung bekannt, und dazu gehört z. B.
eine Video-Urodynamik mit intravaskulären und Intraharnröhre-Druckmessungen
(siehe z. B. Barbalias et al. (1997) Eur. Urol., 31: 394–400).
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Der
Fachmann erkennt auf Grundlage der oben beschriebenen Ausführungsformen
weitere Merkmale und Vorteile der Erfindung. Demgemäß ist die
Erfindung nicht auf das zu beschränken, was speziell dargestellt
und beschrieben wurde, mit Ausnahme dessen, was durch die beigefügten Ansprüche angegeben
ist.
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Beispiele
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Vorbereitungsbeispiel
1: In-vitro-Züchtung
von Fibroblastzellen
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Dieses
Beispiel beschreibt eine von vielen möglichen Methoden zum Isolieren
und Züchten
von Fibroblastzellen. Hautgewebe wurde aus einer Vorhaut isoliert
und zu Fragmenten mit einer Größe von 2–3 mm zerschnitten.
Die Fragmente wurden auf einer Zellkulturplatte von 100 mm platziert,
und sie konnten für
ungefähr
10 Min. auf dieser anhaften. Nachdem die Fragmente auf der Platte
angehaftet waren, wurden 15 ml eines Kulturmediums (Dulbecco's Modified Eagle
Media (DMEM, HyClone Laboratories, Inc., Logan, Utah) mit 10% Fötus-Rinderserum
(FBS, Gibco) und Penicillin/Streptomycin (Sigma, St. Louis, MO))
zugesetzt, und die Platten wurden ungestört für fünf Tage bei 37°C mit 5%
CO2 inkubiert. Wenn kleine Inseln an Fibroblastzellen
erschienen, wurde das Kulturmedium gewechselt und es wurden nicht
anhaftende Gewebsfragmente entfernt. Anhaftende Fibroblastzellen
wurden inkubiert, bis sich eine ausreichende Zahl derselben gebildet hat.
Diese Fibroblastzellen wurden mit Trypsin behandelt, gezählt und
auf Platten von 100 mm aufgetragen, die zur weiteren Vermehrung
100 ml Medium enthielten. Die Medien wurden abhängig von der Zellendichte alle
drei Tage gewechselt. Fibroblastzellen wurden kultiviert, bis sie
zu näherungsweise
80–90% konfluent
waren.
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Fibroblastzellen
wurden dadurch durchgeleitet, dass das Kulturmedium entfernt wurde,
10 ml PBS/EDTA (1 Liter 1× PBS,
das 530 μL
an 0,5M EDTA enthielt, wobei der pH-Wert mit 1M HCl auf 7,2 eingestellt
wurde und eine Filtersterilisation erfolgte) zugesetzt wurde und
für vier
Minuten inkubiert wurde. Die Abtrennung der Zellen wurde unter Verwendung eines
Phasenkontrastmikroskops festgestellt. Nach vier Minuten Inkubation
wurde die PBS/EDTA-Lösung
entfernt und durch 5 ml Trypsin/EDTA (0,05 Trypsin, 0,53 mM EDTA)
ersetzt, um die Zellen zu dispergieren. Die dispergierten Zellen wurden
auf 10-ml-Kulturplättchen
mit einem Gesamtvolumen der Zellen und des Kulturmediums von 10
ml aufgebracht. Die Fibroblastzellen wurden vermehrt, bis ausreichende
Zellmengen erreicht waren. Die Zellen wurden dann mit Trypsin behandelt,
gesammelt, gewaschen und für
Keimbildungszwecke gezählt.
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Vorbereitungsbeispiel
2: In-vitro-Kultivierung von Endothelzellen
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Endothelzellen
wurden aus einer herausgetrennten Vene isoliert. Zum Verbessern
der Aufbewahrung der Endothelzellen wurde eine perivenöse Heparin/Papaverin-Lösung (3
mg Papaverin-HCl, verdünnt
in 25 ml einer kompensierten Hanks-Salzlösung (HBSS = Hanks balanced
salt solution), die 100 Einheiten an Heparin (Endkonzentration 4
u/ml) enthielt)) verwendet. Um die Vene herum wurde eine proximale
Seitenschlaufe platziert und mit einem Knoten befestigt. Proximal
zum Knoten erfolgte eine kleine Venotomie, und die Spitze der Venenkanüle wurde
eingeführt
und durch einen zweiten Knoten fest platziert. Jenseits des proximalen
Knotens erfolgte eine zweite kleine Venotomie, und die Vene wurde
allmählich
mit Medium 199/Heparinlösung (Medium
199 (M-199), versetzt mit 20% Fötus-Rinderserum,
ECGF (100 μg/ml),
L-Glutamin, Heparin (Sigma, 17,5 u/ml) und Antibiotikum-Antibyotikum), um
Blut und Blutklumpen zu entfernen. Es wurden ungefähr 1 ml
einer Kollagenaselösung
(0,2% Kollagenase vom Worthington-Typ-I, gelöst in 98 ml M-199, 1 ml FBS,
1 ml PSF, bei 37°C
für 15–30 Min., und
Filtersterilisation) dazu verwendet, die abgetrennte Vene zu durchfluten.
Die Kollagenaselösung wurde
auch dazu verwendet, die Vene allmählich zu dehnen, und die gedehnte
Vene wurde in einem 50-ml-Röhrchen
platziert, das kompensierte Hank-Salzlösung (HBSS) enthielt. Das die
durch Kollagenase gedehnte Vene enthaltende Röhrchen wurde für 12 Minuten
bei 37°C
inkubiert, um die Innenauskleidung der Vene zu zersetzen. Nach der
Zersetzung wurde der Inhalt der Vene, der die Endothelzellen enthielt,
in ein steriles 15-ml-Röhrchen
entfernt. Die Endothelzellensuspension wurde für 10 Minuten bei 125×g zentrifugiert.
Endothelzellen wurden in 2 ml des Modified Eagle Media von Dulbec
Co. mit 10% FBS und Penicillin/Streptomycin (DMEM/10% FBS) umsuspendiert
und auf eine Platte mit 24 Vertiefungen aufgetragen, die mit 1%
Difcogelatine beschichtet war. Die Endothelzellen wurden über Nacht
bei 37°C
inkubiert.
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Nach
der Inkubation über
Nacht wurden die Zellen mit HBSS gespült und in 1 ml einer frischen Lösung DMEM/10%
FBS platziert. Das Medium wurde dreimal pro Woche gewechselt. Wenn
Kulturen den Konfluenzzustand erreichten (nach 3–7 Tagen) wurden die konfluenten
Monoschichten durch Behandlung mit 0,05% Trypsin, 0,53 mm EDTA für 3–5-Min.
subkultiviert, bis die Zellen dispergiert waren. Die dispergierten
Zellen wurden mit 0,1% Difcogelatine mit einem Aufteilungsverhältnis von
1:4–1:6 auf
Züchtungsplättchen aufgetragen.
Die Endothelzellen wurden vermehrt, bis ausreichende Zellmengen
erreicht waren. Die Zellen wurden mit Trypsin behandelt, gesammelt,
gewaschen und zur Keimbildung gezählt.
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Beispiel 3: Erzeugung
einer künstlichen
Faszienschlinge
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Eine
synthetische Polymermatrix von Polyglycolsäure wurde zu einer mittleren
Länge von
ungefähr
15 cm und einer Breite von ungefähr
2 cm zugeschnitten. Die Polyglycolsäurematrix wurde mit einem verflüssigten
Copolymer, mit einem Gemisch von ungefähr 50% Poly-DL-Lactat-co-Glucosid
und ungefähr
50% 80 mg/ml Methylenchlorid, beschichtet, um die gewünschten
Eigenschaften zu erzielen. Nach der Sterilisation wurde das Polymer
in einem Exsikkator aufbewahrt, bis es zum Gebrauch bereit war.
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Für jede Faszienschlinge
wurden ungefähr 32
konfluente 25-cm-Platten jedes Zellentyps, Collagen abscheidende
Zellen, Elastin abscheidende Zellen und Fibroblastzellen, zum Auftragen
auf die Polyglycolsäurematrix
verarbeitet. Die Zellen wurden in einem Züchtungsmedium umsuspendiert
und mit einer Zellendichte von ungefähr 10% Zellen/ml auf eine Oberfläche der
Polymermatrix aufgetragen. Das aufgetragene Polymer wurde in Dulbeccos's Modified Eagles
Medium (DMEM, Sigma, St. Louis, MO), ergänzt mit 10% Fötus-Kalbsserum
(Biowhittaker Inc., Walkersville, MD) inkubiert. Das Medium wurde
mit Intervallen von 12 Stunden gewechselt, um für eine ausreichende Zufuhr
an Nährstoffen
zu sorgen. Die Zellen wurden gezüchtet,
bis sie die Oberfläche
des Polymers erreichten und zu wachsen und sich zu entwickeln begannen.
Dann wurde eine zweite Suspension von Collagen abscheidenden Zellen
auf die vorhandene Kollagenschicht aufgetragen. Die Zellen wurden
inkubiert, bis sie zu einer einzelnen Schicht von Kollagenzellen
wuchsen und sich entwickelten. Der Prozess wurde wiederholt, bis
sich eine Mehrfachschicht von Kollagen entwickelt hatte.
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Die
Elastin abscheidende Zellpopulation wurde auf die Kollagen-Mehrfachschicht
aufgetragen. Die Zellen wurden inkubiert, bis sie mit der Kollagen-Mehrfachschicht eine
Grenzfläche
bildeten und sich zu einer Monoschicht von Elastinzellen entwickelten.
Dann wurde eine zweite Suspension von Elastin abscheidenden Zellen
auf die Elastin-Monoschicht aufgetragen, und sie konnten sich zu
einer zweiten Monoschicht entwickeln. Der Prozess wurde wieder holt,
bis sich eine Mehrfachschicht von Elastinzellen auf der Mehrfachschicht
von Kollagenzellen entwickelt hatte. Schließlich wurde eine Population von
Fibroblastzellen auf die Mehrfachschicht von Elastin abscheidenden
Zellen aufgetragen. Die Zellen wurden kultiviert, bis sie sich zu
einer Monoschicht von Fibroblastzellen entwickelt hatten. Es wurde
eine zweite Suspension von Fibroblastzellen auf die Monoschicht
von Fibroblastzellen aufgetragen, und die Zellen wurden kultiviert,
bis sie so wuchsen und sich entwickelten, dass sie eine zweite Monoschicht
bildeten. Der Prozess wurde wiederholt, bis eine Mehrfachschicht
von Fibroblasten gebildet war.