DE10009799A1 - Nukleotidsequenzen kodierend für Proteine beteiligt an der Biosynthese von L-Serin und Verfahren zu dessen Herstellung - Google Patents

Abstract

Die vorliegende Erfindung betrifft Nukleotidsequenzen coryneformer Bakterien, kodierend für an der Biosynthese von L-Serin beteiligte Proteine sowie Verfahren zu deren Isolierung. Ferner ist ein verbessertes Verfahren zur Produktion von L-Serin Gegenstand der Erfindung sowie die Verwendung in der Nahrungsmittel-, Futtermittel- und/oder Pharmaindustrie oder in der Humanmedizin.

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft Nukleotidsequenzen coryneformer Bakterien kodierend für an der Biosynthese von L-Serin beteiligte Proteine sowie Verfahren zu deren Isolierung. Ferner betrifft die vorliegende Erfindung ein verbessertes Verfahren zur Herstellung von L-Serin.

Aminosäuren, wie beispielsweise L-Glutamat, L-Lysin oder auch verzweigtkettige L- Aminosäuren sind in den letzten Jahren zunehmend in den Focus wirtschaftlichen Interesses gerückt. Dies gilt gleichermaßen auch für die Aminosäure L-Serin, die nicht nur als Vorstufe zur Synthese der aliphatischen Aminosäuren L-Glycin oder L- Cystein, sondern auch zur Herstellung von L-Tryptophan aus Indol und L-Serin dient. Hierbei wird für die Aminosäure L-Serin insbesondere in der Nahrungsmittel- Futtermittel- und Pharmaindustrie sowie in weiten Bereichen der Humanmedizin ein zunehmend wirtschaftliches Potential gesehen.

Verfahren zur mikrobiellen Herstellung von L-Serin sind in der Literatur zahlreich beschrieben. Auch sind bereits Fermentationen coryneformer Bakterien zur Herstellung von L-Serin bekannt. So ist beispielsweise ein Stamm von Corynebacterium glycinophilum in der Lage L-Serin aus Glycin und Kohlenhydraten zu bilden (Kubota K, Kageyama K, Shiro T und Okumura S (1971) Journal of General Applications in Microbiology, 17: 167-168; Kubota K, Kageyama K, Maeyashiki I, Yamada K und Okumura S (1972) Journal of General Applications in Microbiology 18: 365). An der Umsetzung von Glycin zu L-Serin ist hier das Enzym L-Serin- Hydroxymethyltransferase beteiligt (Kubota K und Yokozeki K (1989) Journal of Fermentation and Bioengeneering, 67 (6): 387-390). Die verwendeten Bakterienstämme weisen ferner einen verminderten Serin-Abbau auf, der auf eine Verringerung der Aktivität des Enzyms L-Serin-Dehydratase zurückzuführen ist (Kubota K, Kageyama K, Shiro T und Okumura S (1971) Journal of General Applications in Microbiology, 17: 167-168; Kubota K (1985) Agricultural Biological Chemistry, 49: 7-12).

Weiterhin ist die fermentative Herstellung von L-Serin aus Methanol und Glycin mit Hilfe methylotropher Bakterien, beispielsweise der Gattung Hyphomicrobium bei Izumi Y, Yoshida T, Miyazaki SS, Mitsunaga T, Ohshiro T, Shiamo M, Miyata A und Tanabe T (1993) Applied Microbiology and Biotechnology, 39: 427-432 beschrieben.

In den zuvor genannten Fällen ist allerdings der Zusatz der Aminosäure Glycin als Vorstufe für die Bildung der Aminosäure L-Serin ausgehend von Kohlenhydraten erforderlich.

Demgegenüber sind bereits Verfahren zur Fermentation coryneformer Bakterien bekannt, die L-Serin direkt aus Kohlenhydraten, ohne zusätzliche Beigabe weiterer Vorstufen produzieren können. So sind z. B. Bakterienstämme der Gattung Corynebacterium und insbesondere der Art Corynebacterium glutamicum bei Yoshida H und Nakayama K (1974) Nihon-Nogei-Kagakukaishi 48: 201-208 beschrieben, die durch eine ungerichtete Mutagenese erhalten wurden und sich u. a. dadurch auszeichnen, daß sie resistent gegenüber den L-Serin-Analoga Serin- Hydroxamat bzw. β-Chloroalanin sind. Dies führt u. a. dazu, daß der Stoffwechselfluß vermehrt in Richtung L-Serin Biosynthese fließen kann, da die Aktivität der entsprechenden Enzyme einer geringeren Endprodukthemmung unterliegen.

Aus der EP 0 931 833 sind ferner Bakterienstämme der Spezies Brevibacterium flavum bekannt, die ebenfalls durch ungerichtete Mutagenese erhalten wurden und aufgrund dessen Defekte im Serin-Abbau aufweisen. Ferner weisen die dort beschriebenen Stämme ein verändertes serA-Gen auf, welches für eine feedback­ desensitive 3-Phosphoglycerat-Dehydrogenase kodiert. Zusätzlich enthalten diese Stämme die aus dem heterologen Organismus Escherichia coli stammenden Gene serB und serC, die für die Enzyme Phosphoserin-Phosphatase bzw. Phosphoserin- Aminotransferase kodieren. Das hier beschriebene System weist somit eine hohe Komplexizität hinsichtlich der Vielzahl zusätzlich eingeführter, z. T. heterologer Genstrukturen auf, verbunden mit einer genetischen Unbestimmtheit der Bakterienstämme hinsichtlich der eingangs erwähnten ungerichteten Mutagenese. Dies birgt die Gefahr einer relativ hohen Instabilität solcher Bakterienstämme im Verlauf eines Produktionsverfahrens im großtechnischen Maßstab in sich. Ferner ist beschrieben, daß durch die hier dargestellten Bakterienstämme lediglich eine um den Faktor 2 bis maximal Faktor 5 gesteigerte L-Serin-Produktion erreicht wird. Dies kann u. a. in einer suboptimalen Expression heterologer Gene begründet sein. Ein weiterer Nachteil heterologer Systeme liegt in der geringen Akzeptanz von Fremd-DNA enthaltenden Systemen, insbesondere zur Produktion von medizinisch, pharmakologisch und Nahrungsmittel-relevanten Substanzen.

Folglich ist die Verfügbarkeit der entscheidend an der Biosynthese von L-Serin beteiligten Gene aus coryneformen Bakterien zum Einsatz in einem homologen System wünschenswert.

Ziel der vorliegenden Erfindung ist es daher, ein System zur Verfügung zu stellen, das die zuvor genannten Nachteile nicht mehr aufweist und eine verbesserte Produktion von L-Serin oder davon ableitbaren Stoffwechselprodukten ermöglicht.

Diese Aufgabe wird durch die vorliegende Erfindung gelöst.

Gegenstand der Erfindung ist die Bereitstellung einer isolierten Nukleinsäure kodierend für eine Phosphoserin-Phosphatase enthaltend ein Gen serB ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No 1 oder 5 (Fig. 1) sowie einer isolierten Nukleinsäure kodierend für eine Phosphoserin-Aminotransferase enthaltend ein Gen serC ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No 3 oder 7 (Fig. 1) oder ein Allel, Homolog oder Derivat dieser Nukleotidsequenzen oder mit diesen hybridisierende Nukleotidsequenzen.

Die erfindungsgemäßen Nukleinsäuren zeichnen sich ferner dadurch aus, daß sie aus coryneformen Bakterien, bevorzugt der Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium, besonders bevorzugt der Art Corynebacterium glutamicum oder Brevibacterium flavum isoliert werden. Beispiele für in Stammkulturen hinterlegte Wildtypen coryneformer Bakterien sind Corynebacterium glutamicum ATCC 13032, Corynebacterium glutamicum ATCC 14752, Corynebacterium acetoglutamicum ATCC 15806, Corynebacterium acetoglutamicum ATCC 15806, Corynebacterium melassecola ATCC 17965, Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539, Brevibacterium flavum ATCC 14067, Brevibacterium lactofermentum ATCC 13869 und Brevibacterium divaricatum ATCC 14020. Beispiele für zur Herstellung von L- Serin geeignete Mutanten oder Produktionsstämme sind Corynebacterium glutamicum ATCC 21586, Corynebacterium glutamicum KY 10150 und Brevibacterium ketoglutamicum ATCC 21222. Die vorliegende Erfindung wird durch die Angabe der zuvor genannten Bakterienstämme näher charakterisiert, die jedoch nicht limitierend wirkt.

Unter einer isolierten Nukleinsäure oder einem isolierten Nukleinsäurefragment ist erfindungsgemäß ein Polymer aus RNA oder DNA zu verstehen, das einzel- oder doppelsträngig sein kann und optional natürliche, chemisch synthetisierte, modifizierte oder artifizielle Nukleotide enthalten kann. Der Begriff DNA-Polymer schließt hierbei auch genomische DNA, cDNA oder Mischungen davon ein.

Unter Allelen sind erfindungsgemäß funktionell äquivalente, d. h. im wesentlichen gleichwirkende Nukleotidsequenzen zu verstehen. Funktionell äquivalente Sequenzen sind solche Sequenzen, welche trotz abweichender Nukleotidsequenz, beispielsweise durch die Degeneriertheit des genetischen Codes noch die gewünschten Funktionen besitzen. Funktionelle Äquivalente umfassen somit natürlich vorkommende Varianten der hierin beschriebenen Sequenzen sowie künstliche, z. B. durch chemische Synthese erhaltene und gegebenenfalls an den Kodon-Gebrauch des Wirtsorganismus angepaßte Nukleotid-Sequenzen. Darüber hinaus umfassen funktionell äquivalente Sequenzen solche, die eine veränderte Nukleotidsequenz aufweisen, welche dem Enzym beispielsweise eine Desensitivität oder Resistenz gegenüber Inhibitoren verleiht.

Unter einem funktionellen Äquivalent versteht man insbesondere auch natürliche oder künstliche Mutationen einer ursprünglich isolierten Sequenz, welche weiterhin die gewünschte Funktion zeigen. Mutationen umfassen Substitutionen, Additionen, Deletionen, Vertauschungen oder Insertionen eines oder mehrerer Nukleotidreste. Inbegriffen sind hier auch sogenannte Sinnmutationen (sense mutations), die auf Proteinebene beispielsweise zum Austausch konservierter Aminosäuren führen können, welche aber zu keiner grundsätzlichen Veränderung der Aktivität des Proteins führen und somit funktionsneutral sind. Dies beinhaltet auch Veränderungen der Nukleotidsequenz, die auf Proteinebene den N- oder C-Terminus eines Proteins betreffen, ohne jedoch die Funktion des Proteins wesentlich zu beeinträchtigen. Diese Veränderungen können sogar stabilisierenden Einfluß auf die Proteinstruktur ausüben.

Ferner werden beispielsweise auch solche Nukleotidsequenzen durch die vorliegende Erfindung mit umfaßt, welche man durch Modifikation der Nukleotidsequenz, resultierend in entsprechenden Derivaten, erhält. Ziel einer solchen Modifikation kann z. B. die weitere Eingrenzung der darin enthaltenen kodierenden Sequenz oder z. B. auch die Einfügung weiterer Restriktionsenzym- Schnittstellen sein. Funktionelle Äquivalente sind auch solche Varianten, deren Funktion, verglichen mit dem Ausgangsgen bzw. Genfragment, abgeschwächt oder verstärkt ist.

Außerdem sind artifizielle DNA-Sequenzen Gegenstand der vorliegenden Erfindung, solange sie, wie oben beschrieben, die gewünschten Eigenschaften vermitteln. Solche artifiziellen DNA-Sequenzen können beispielsweise durch Rückübersetzung von mittels computergestützten Programmen (molecular modelling) erstellten Proteinen oder durch in-vitro-Selektion ermittelt werden. Besonders geeignet sind kodierende DNA-Sequenzen, die durch Rückübersetzung einer Polypeptidsequenz gemäß der für den Wirtsorganismus spezifischen Kodon-Nutzung erhalten wurden. Die spezifische Kodon-Nutzung kann ein mit molekulargenetischen Methoden vertrauter Fachmann durch Computerauswertungen anderer, bereits bekannter Gene des zu transformierenden Organismus leicht ermitteln.

Unter homologen Sequenzen sind erfindungsgemäß solche zu verstehen, die zu den erfindungsgemäßen Nukleotidsequenzen komplementär sind und/oder mit diesen hybridisieren. Der Begriff hybridisierende Sequenzen schließt erfindungsgemäß substanziell ähnliche Nukleotidsequenzen aus der Gruppe von DNA oder RNA ein, die unter an sich bekannten stringenten Bedingungen eine spezifische Wechselwirkung (Bindung) mit den zuvor genannten Nukleotidsequenzen eingehen. Hierzu zählen auch kurze Nukleotidsequenzen mit einer Länge von beispielsweise 10 bis 30, bevorzugt 12 bis 15 Nukleotiden. Dies umfaßt erfindungsgemäß u. a. auch sogenannte Primer oder Sonden.

Erfindungsgemäß sind auch die den kodierenden Bereichen (Strukturgenen) vorausgehenden (5'- oder upstream) und/oder nachfolgenden (3'- oder downstream) Sequenzbereiche eingeschlossen. Insbesondere sind hierin Sequenzbereiche mit regulatorischer Funktion inbegriffen. Sie können die Transkription, die RNA-Stabilität oder das RNA processing sowie die Translation beeinflussen. Beispiele für regulatorische Sequenzen sind u. a. Promotoren, Enhancer, Operatoren, Terminatoren oder Translationsverstärker.

Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ferner eine Genstruktur enthaltend wenigstens eine der zuvor beschriebenen Nukleotidsequenzen kodierend für eine Phosphoserin-Phosphatase oder Phosphoserin-Aminotransferase sowie mit diesen operativ verknüpfte regulatorische Sequenzen, welche die Expression der kodierenden Sequenzen in der Wirtszelle steuern.

Unter einer operativen Verknüpfung versteht man die sequenzielle Anordnung beispielsweise von Promotor, kodierender Sequenz, Terminator und ggf. weiterer regulatorischer Elemente derart, daß jedes der regulatorischen Elemente seine Funktion bei der Expression der kodierenden Sequenz bestimmungsgemäß erfüllen kann. Diese regulatorischen Nukleotidsequenzen können natürlichen Ursprungs sein oder durch chemische Synthese erhalten werden. Als Promotor ist grundsätzlich jeder Promotor geeignet, der die Genexpression in dem entsprechenden Wirtsorganismus steuern kann. Hierbei kann es sich erfindungsgemäß auch um einen chemisch induzierbaren Promotor handeln, durch den die Expression der ihm unterliegenden Gene in der Wirtszelle zu einem bestimmten Zeitpunkt gesteuert werden kann. Beispielhaft sei hier ein durch IPTG (Isopropyl-β-thiogalactosid) induzierbarer Promotor genannt (Eikmanns, B. J. et al., 1991, Gene, 102: 93-98).

Die Herstellung einer Genstruktur erfolgt durch Fusion eines geeigneten Promotors mit wenigstens einer erfindungsgemäßen Nukleotidsequenz nach gängigen Rekombinations- und Klonierungstechniken, wie sie beispielsweise in T. Maniatis, E. F. Fritsch und J. Sambrook, Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratury, Cold Spring Harbor, NY (1989) beschrieben sind.

Für die Verbindung der DNA-Fragmente miteinander können an die Fragmente Adaptoren oder Linker angesetzt werden.

Darüber hinaus betrifft die vorliegende Erfindung einen Vektor enthaltend wenigstens eine Nukleotidsequenz der zuvor beschriebenen Art kodierend für eine Phosphoserin-Phosphatase oder Phosphoserin-Aminotransferase, mit diesen operativ verknüpfte regulative Nukleotidsequenzen sowie zusätzliche Nukleotidsequenzen zur Selektion transformierter Wirtszellen, für die Replikation innerhalb der Wirtszelle oder zur Integration in das entsprechende Wirtszell-Genom. Ferner kann der erfindungsgemäße Vektor eine Genstruktur der vorgenannten Art enthalten.

Als Vektoren eignen sich solche, die in coryneformen Bakterien repliziert werden (Process Biochem 33 (1998) 147-161). Zahlreiche bekannte Plasmidvektoren wie z. B. pZ1 (Menkel et al., Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549-554), pEKEx1 (Eikmanns et al., Gene 102: 93-98 (1991)) oder pHS2-1 (Sonnen et al., Gene 107: 69-74 (1991)) beruhen auf den kryptischen Plasmiden pHM1519, pBL1 oder pGA1. Andere Plasmidvektoren wie z. B. solche, die auf pCG4 (US-A 4,489,160), oder pNG2 (Serwold-Davis et al., FEMS Microbiology Letters 66, 119- 124 (1990)), oder pAG1 (US-A 5,158,891) beruhen, können in gleicher Weise verwendet werden. Diese Aufzählung ist für die vorliegende Erfindung jedoch nicht limitierend.

Unter Ausnutzung der erfindungsgemäßen Nukleinsäuresequenzen können entsprechende Sonden oder auch Primer synthetisiert und dazu verwendet werden, beispielsweise mit Hilfe der PCR-Technik analoge Gene aus anderen Mikroorganismen, bevorzugt coryneformen Bakterien zu amplifizieren und isolieren.

Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist somit auch eine Sonde zur Identifizierung und/oder Isolierung von Genen kodierend für an der Biosynthese von L-Serin beteiligte Proteine, wobei diese Sonde ausgehend von den erfindungsgemäßen Nukleinsäuresequenzen der zuvor beschriebenen Art hergestellt wird und eine zur Detektion geeignete Markierung enthält. Bei der Sonde kann es sich um einen Teilausschnitt der erfindungsgemäßen Sequenz, beispielsweise aus einem konservierten Bereich handeln, der z. B. eine Länge von 10 bis 30 oder bevorzugt 12 bis 15 Nukleotiden aufweist und unter stringenten Bedingungen spezifisch mit homologen Nukleotidsequenzen hybridisieren kann. Geeignete Markierungen sind aus der Literatur zahlreich bekannt.

Anleitungen hierzu findet der Fachmann unter anderem beispielsweise im Handbuch von Gait: Oligonukleotide synthesis: a practical approach (IRL Press, Oxford, UK, 1984) und bei Newton und Graham: PCR (Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland, 1994) oder beispielsweise im Handbuch "The DIG System Users Guide for Filter Hybridization" der Firma Roche Diagnostics (Mannheim, Deutschland) und bei Liebl et al. (International Journal of Systematic Bacteriology (1991) 41: 255-260).

Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ferner eine Phosphoserin-Phosphatase oder ein Teil davon kodiert durch eine erfindungsgemäße Nukleinsäuresequenz ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No 1 oder 5 (Fig. 1) oder deren Variationen der zuvor beschriebenen Art. Die vorliegende Erfindung betrifft ebenso eine Phosphoserin-Phosphatase mit einer Aminosäuresequenz ausgewählt aus den Sequenzen gemäß der SEQ ID No 2 oder 6 oder einer modifizierten Form dieser Polypeptidsequenzen oder Isoformen davon oder Mischungen daraus.

Ebenso ist eine Phosphoserin-Aminotransferase oder ein Teil davon kodiert durch eine erfindungsgemäße Nukleinsäuresequenz ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No 3 oder 7 (Fig. 1) oder deren Variationen der zuvor beschriebenen Art. Die vorliegende Erfindung betrifft ebenso eine Phosphoserin- Phosphatase mit einer Aminosäuresequenz ausgewählt aus den Sequenzen gemäß der SEQ ID No 4 oder 8 oder einer modifizierten Form dieser Polypeptidsequenzen oder Isoformen davon oder Mischungen daraus.

Die erfindungsgemäßen Polypeptide zeichnen sich ferner dadurch aus, daß sie aus coryneformen Bakterien, bevorzugt der Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium, besonders bevorzugt der Art Corynebacterium glutamicum oder Brevibacterium flavum stammen.

Unter Isoformen sind Enzyme mit gleicher oder vergleichbarer Substrat- und Wirkungsspezifität zu verstehen, die jedoch eine unterschiedliche Primärstruktur aufweisen.

Unter modifizierten Formen sind erfindungsgemäß Enzyme zu verstehen, bei denen Änderungen in der Sequenz, beispielsweise am N- und/oder C-Teminus des Polypeptids oder im Bereich konservierter Aminosäuren vorliegen, ohne jedoch die Funktion des Enzyms zu beeinträchtigen. Diese Veränderungen können in Form von Aminosäureaustauschen nach an sich bekannten Methoden vorgenommen werden.

Eine besondere Ausführungsvariante der vorliegenden Erfindung umfaßt Varianten der erfindungsgemäßen Polypeptide, deren Aktivität beispielsweise durch Aminosäureaustausche, verglichen mit dem jeweiligen Ausgangsprotein, abgeschwächt oder verstärkt ist. Gleiches gilt für die Stabilität der erfindungsgemäßen Enzyme in den Zellen, die beispielsweise gegenüber dem Abbau durch Proteasen verstärkt oder vermindert anfällig sind.

Ferner sind Polypeptide mit der Funktion einer Phosphoserin-Phosphatase oder Phosphoserin-Aminotransferase Gegenstand der vorliegenden Erfindung, die in ihrer Aminosäuresequenz derart verändert sind, daß sie gegenüber regulatorisch wirkenden Verbindungen, beispielsweise die sie in ihrer Aktivität regulierenden Stoffwechsel-Endprodukte desensitiv sind (feedback-desensitiv).

Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ferner die Übertragung wenigstens einer der erfindungsgemäßen Nukleinsäuresequenzen oder eines Teils davon kodierend für eine Phosphoserin-Phosphatase oder Phosphoserin-Aminotransferase, ein Allel, Homolog oder Derivat davon in ein homologes Wirtssystem. Dies schließt auch die Übertragung eines erfindungsgemäßen Genkonstrukts oder Vektors in ein homologes Wirtssystem ein. Diese Übertragung von DNA in eine Wirtzelle erfolgt nach gentechnischen Methoden. Als bevorzugtes Verfahren sei hier die Transformation und besonders bevorzugt die Übertragung von DNA durch Elektroporation genannt.

Unter einem homologen Wirtssystem sind Mikroorganismen zu verstehen, die alle einer verwandten Familie angehören. Erfindungsgemäß sind hierunter coryneforme Bakterien zu verstehen, in die die erfindungsgemäß aus coryneformen Bakterien isolierten Nukleinsäuren eingebracht werden. Ein aus einer erfolgreich durchgeführten Nukleinsäureübertragung resultierender transformierter Mikroorganismus unterscheidet sich somit von dem entsprechend nicht transformierten Mikroorganismus dadurch, daß er zusätzliche Nukleinsäuren der erfindungsgemäßen Art enthält und entsprechend zur Ausprägung bringen kann. Stellvertretend für ein geeignetes homologes Wirtssystem sei das Bakterium Corynebacterium glutamicum und bevorzugt der Stamm ATCC 13032 genannt, welches unter Standardbedingungen wie folgt kultiviert werden kann:

Die Kultivierung erfolgt in 500 ml Schüttelkolben bei 120 Umdrehungen/min und 30°C, wobei pro Kolben 50 ml Kulturmedium eingesetzt werden. Die Beimpfung des Kulturmediums erfolgt durch Zugabe einer Bakterien-(Vor)-Kultur des Stammes Corynebacterium glutamicum ATCC 13032, der zuvor unter gleichen Bedingungen über einen Zeitraum von 12-16 Stunden gezüchtet wurde, wobei eine optische Dichte der beimpften Kulturmedium im Bereich von 0,7 bis 1,5 eingestellt wird.

Als Kulturmedium ist je nach Anforderungen ein Komplexmedium, wie z. B. LB- Medium (T. Maniatis, E. F. Fritsch und J. Sambrook, Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratury, Cold Spring Harbor, NY (1989)) oder auch ein Mineralsalzmedium, wie z. B. CGXII-Medium (Keilhauer, C. et al. 1993, J. Bacteriol., 175: 5593-5603) geeignet. Nach entsprechender Kultivierung kann die Bakteriensuspension geerntet und zur weiteren Untersuchung, beispielsweise zur Transformation oder zur Isolierung von Nukleinsäuren nach gängigen Methoden eingesetzt werden.

Diese Vorgehensweise kann analog auch auf andere coryneforme Bakterienstämme angewendet werden. Dabei werden als Wirtssysteme Bakterien der Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium bevorzugt. Innerhalb der Gattung Corynebacterium wird besonders die Art Corynebacterium glutamicum und innerhalb der Gattung Brevibacterium besonders die Art Brevibacterium flavum bevorzugt. Zu den Vertretern dieser Gattungen zählen zum einen Stämme, die in ihren Eigenschaften als Wildtyp charakterisiert sind. Hier sind beispielsweise Corynebacterium glutamicum ATCC 13032, Corynebacterium glutamicum ATCC 14752, Corynebacterium acetoglutamicum ATCC 15806, Corynebacterium acetoglutamicum ATCC 15806, Corynebacterium melassecola ATCC 17965, Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539, Brevibacterium flavum ATCC 14067, Brevibacterium lactofermentum ATCC 13869 und Brevibacterium divaricatum ATCC 14020 zu nennen.

Darüber hinaus schließt die vorliegende Erfindung auch Bakterienstämme ein, die sich als L-Serin produzierende Mutanten oder Produktionsstämme auszeichnen. Diese können z. B. ausgehend von Wildtypstämmen durch klassische (chemische oder physikalische) oder gentechnische Methoden hergestellt werden. Beispiele für erfindungsgemäß geeignete Stämme sind u. a. Corynebacterium glutamicum ATCC 21586, Corynebacterium glutamicum KY 10150 und Brevibacterium ketoglutamicum ATCC 21222. Die vorliegende Erfindung wird durch die ausgewählten Beispiele an Mikroorganismen näher charakterisiert, jedoch nicht limitiert.

Die vorliegende Erfindung betrifft ferner einen genetisch veränderten Mikroorganismus enthaltend in replizierbarer Form wenigstens eine erfindungsgemäße Nukleinsäure der zuvor beschriebenen Art, welche im Vergleich zu dem entsprechend nicht genetisch veränderten Mikroorganismus verstärkt exprimiert wird und/oder deren Kopienzahl erhöht ist. Ebenso umfaßt die vorliegende Erfindung einen genetisch veränderten Mikroorganismus enthaltend in replizierbarer Form eine Genstruktur oder einen Vektor der zuvor beschriebenen Art. Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist darüber hinaus auch ein genetisch veränderter Mikroorganismus enthaltend wenigstens ein erfindungsgemäßes Polypeptid mit der Funktion einer Phosphoserin-Phosphatase oder Phosphoserin-Aminotransferase der zuvor beschriebenen Art, welches eine im Vergleich zu dem entsprechend nicht genetisch veränderten Mikroorganismus erhöhte Aktivität aufweist. Ein erfindungsgemäß genetisch veränderter Mikroorganismus zeichnet sich ferner dadurch aus, daß er ein coryneformes Bakterium, bevorzugt der Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium, besonders bevorzugt der Spezies Corynebacterium glutamicum oder Brevibacterium flavum ist.

Prinzipiell können Gene durch an sich bekannte Methoden, wie beispielsweise die Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR) mit Hilfe von kurzen, synthetischen Nukleotidsequenzen (Primern) amplifiziert und anschließend isoliert werden. Die Herstellung der verwendeten Primer erfolgt im Allgemeinen anhand bekannter Gensequenzen aufgrund bestehender Homologien in konservierten Bereichen der Gene und/oder unter Berücksichtigung des GC-Gehalts der DNA des zu untersuchenden Mikroorganismus. Diese Methode weist jedoch eine Reihe von Nachteilen auf, die beispielsweise in der Fehlerhaftigkeit der PCR-Methode selbst begründet liegen oder darin, daß die zu identifizierenden Gensequenzen geringere Homologien zu den bereits bekannten Sequenzen aufweisen als anzunehmen ist. Dies kann zu einer unspezifischen oder sogar ausbleibenden Hybridisierung der eingesetzten Primer an die zu untersuchende Nukleinsäuresequenz führen.

Eine weitere Vorgehensweise zur Isolierung von kodierenden Nukleotidsequenzen ist die Komplementation von sogenannten Defekt-Mutanten des zu untersuchenden Organismusses, die zumindest phänotypisch einen Funktionsverlust in der Aktivität des zu untersuchenden Gens oder entsprechenden Proteins aufweisen. Unter einer Komplementation ist die Aufhebung des Gendefektes der Mutante und weitgehende Wiederherstellung des ursprünglichen Erscheinungsbildes vor der Mutatgenese zu verstehen, die durch die Einbringung funktioneller Gene oder Genfragmente aus dem zu untersuchenden Mikroorganismus erreicht wird.

Ein klassisches Mutagenese-Verfahren zur Herstellung von Defektmutanten ist beispielsweise die Behandlung der Bakterienzellen mit Chemikalien wie z. B. N- Methyl-N-Nitro-N-Nitrosoguanidin oder UV-Bestrahlung. Derartige Verfahren zur Mutationsauslösung sind allgemein bekannt und können unter anderem bei Miller (A Short Course in Bacterial Genetics, A Laboratory Manual and Handbook for Escherichia coli and Related Bacteria (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1992)) oder im Handbuch "Manual of Methods for General Bacteriology" der American Society for Bacteriology (Washington D. C., USA, 1981) nachgelesen werden. Nachteilig ist hierbei eine Zeit- und kostenintensive Selektion der Mutanten mit dem gewünschten Phänotyp sowie die Tatsache, daß die isolierten Mutanten genetisch undefiniert sind, da die Mutagenese ungerichtet erfolgt. Letzeres führt häufig zu unerwarteten Problemen, beispielsweise hinsichtlich der Stabilität dieser Mutanten im Rahmen eines Produktionsverfahrens im großtechnischen Maßstab.

Eine weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es, ein Verfahren zur Isolierung von kodierenden Nukleinsäuresequenzen aus coryneformen Bakterien zur Verfügung zu stellen, welches die genannten Nachteile nicht mehr aufweist. Die erfindungsgemäße Lösung wird durch die nachfolgende Beschreibung näher erläutert.

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Isolierung der erfindungsgemäßen Nukleinsäuren, wobei ein coryneformes Bakterium erzeugt wird, welches durch Transposon-Mutagenese erzeugte Defekte in den Genen serB und serC aufweist.

Bei der Methode der Transposon-Mutagenese wird die Eigenschaft eines Transposons ausgenutzt, welches in DNA-Sequenzen zu "springen" und dadurch die Funktion des betreffenden Gens zu stören bzw. auszuschalten vermag.

Beispiele für Transposons coryneformer Bakterien sind nachfolgend aufgeführt. So wurde aus dem Corynebacterium xerosis Stamm M82B das Erythromycinresistenz- Transposon Tn5432 (Tauch et al., Plasmid (1995) 33: 168-179) und das Chloramphenicolreistenz-Transposon Tn5546 isoliert. Tauch et al. (Plasmid (1995) 34: 119-131 und Plasmid (1998) 40: 126-139) zeigten, daß eine Mutagenese mit diesen Transposons möglich ist. Weiterhin wurde aus Corynebacterium glutamicum ATCC 31831 die Insertionssequenz IS31831 isoliert (Vertes et al., Molecular Microbiology (1994) 11: 739-746). Durch Kombination von IS31831 mit dem Kanamycinresistenzgen aphA wurde das künstliche Transposon Tn31831 konstruiert (Vertes et al., Molecular and General Genetics (1994) 245: 397-405). Vertes et al. (Molecular and General Genetics (1994) 245: 397-405) und Jaeger et al. (FEMS Microbiology Letters (1995) 126: 1-6) demonstrierten die Anwendung dieser Transposons bei den Stämmen Brevibacterium flavum MJ233C und Corynebacterium glutamicum ATCC 13058.

Ein anderes Transposon ist das Transposon Tn5531, das bei Ankri et al. (Journal of Bacteriology (1996) 178: 4412-4419) beschrieben wird und beispielhaft im Laufe der vorliegenden Erfindung eingesetzt wird. In einer besonderen Ausführungsvariante der vorliegenden Erfindung wird hierzu der Corynebacterium glutamicum Stamm ATCC 14752 einer entsprechenden Mutagenese unterworfen. Wahlweise eignet sich auch der Corynebacterium glutamicum Stamm ATCC 13032. Das Transposon Tn5531 enthält das aph3 Kanamycinresistenzgen und kann in Form des Plasmidvektors pCGL0040 (Fig. 2) verabreicht werden. Die Nukleotidsequenz des Transposons Tn5531 ist unter der Zugangsnummer (accession number) U53587 bei dem National Center for Biotechnology Information (NCBI, Bethesda, MD, USA) frei verfügbar. Die vorliegende Erfindung wird durch die Aufzählung der zuvor genannten Transposons näher charakterisiert, jedoch nicht limitiert.

Im Anschluß an die Transposon-Mutagenese wird eine in dem/n gewünschten Genen defekte Mutante selektioniert. Eine im serB- und/oder serC-Gen defekte Mutante wird erfindungsgemäß daran erkannt, daß sie auf Minimalmedium mit L- Serin gutes Wachstum aber auf Minimalmedium ohne L-Serin jedoch schlechtes Wachstum zeigt.

Die entsprechend selektionierten Dekfektmutanten coryneformer Bakterienstämme werden anschließend für die Klonierung und Sequenzierung des serB-, und serC- Gens eingesetzt.

Die Klonierung der Gene kann beispielsweise durch Komplementation der Defektmutanten erfolgen. Hierzu wird eine Genbank von der DNA des zu untersuchenden coryneformen Bakteriums angelegt. Das Anlegen von Genbanken ist in allgemein bekannten Lehrbüchern und Handbüchern niedergeschrieben. Als Beispiele sind das Lehrbuch von Winnacker: Gene und Klone, Eine Einführung in die Gentechnologie (Verlag Chemie, Weinheim, Deutschland, 1990) oder das Handbuch von Sambrook et al.: Molecular Cloning, A Laboratory Manual (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989) genannt. Bathe et al. (Molecular and General Genetics, 252: 255-265, 1996) beschreiben eine Genbank von Corynebacterium glutamicum ATCC 13032, die mit Hilfe des Cosmidvektors SuperCos I (Wahl et al., 1987, Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 84: 2160-2164) im E. coli K- 12 Stamm NM554 (Raleigh et al., 1988, Nucleic Acids Research 16: 1563-1575) angelegt wurde. Erfindungsgemäß eignen sich solche Vektoren, die in coryneformen Bakterien, vorzugsweise Corynebacterium glutamicum, replizieren. Derartige Vektoren sind aus dem Stand der Technik bekannt. Als Beispiel sei der Plasmidvektor pZ1 genannt, der bei Menkel et al. (Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549-554) beschrieben ist.

Die Genbank wird anschließend mittels Transformation, erfindungsgemäß bevorzugt durch Elektroporation in den im serB- oder serC-Gen defekten und zuvor beschriebenen Bakterienstamm überführt. Nach an sich bekannten Methoden werden diejenigen transformierten Bakterien ausgewählt, die die Fähigkeit besitzen in Abwesenheit von L-Serin auf Minimalmedium zu wachsen. Die aus diesen selektionierten Transformanden re-isolierten DNA-Fragmente der ursprünglich eingesetzten Genbank können anschließend einer Sequenzanalyse unterzogen werden.

In einer weiteren Ausführungsvariante der vorliegenden Erfindung kann aufgrund der durch Mutagenese mit dem Transposon Tn5531 erzeugten Defektmutanten eines coryneformen Bakteriums wie z. B. den Stämmen ATCC 14752serB::Tn5531 und ATCC 14752serC::Tn5531 das serB::Tn5531-Allel bzw. das serC::Tn5531-Allel direkt unter Ausnutzung des in dem Transposon enthaltenen Kanamycinresistenzgens aph3 kloniert und isoliert werden. Hierzu verwendet man bekannte Klonierungs- Vektoren wie z. B. pUC18 (Norrander et al., Gene (1983) 26: 101-106 und Yanisch- Perron et al., Gene (1985) 33: 103-119) oder pGEM-T (Zhou M-Y, Clark SE und Gomez-Sanchez CE (1995) BioTechniques 19: 34; Kobs G (1995) Promega Notes 55: 28; Promega Cooperation, Madison, USA). Als Wirtssysteme zur Klonierung eignen sich besonders solche Escherichia coli-Stämme, die restriktions- und rekombinationsdefekt sind. Ein Beispiel hierfür ist der Stamm DH5αmcr, der von Grant et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 87 (1990) 4645- 4649) beschrieben wurde. Die Selektion auf Transformanden erfolgt in Gegenwart von Kanamycin.

Die aus den erhaltenen Transformanden isolierte DNA, welche die interessierenden Gene enthält, wird anschließend sequenziert. Hierzu kann die von Sanger et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America USA (1977) 74: 5463-5467) beschriebene Dideoxy-Kettenabbruchmethode verwendet werden. Hiernach erhält man die stromaufwärts und stromabwärts des Tn5531-Insertionsortes enthaltenen Gene. Die erhaltenen Nukleotidsequenzen werden dann mit kommerziell erhältlichen Sequenzanalyse-Programmen wie z. B. dem Programmpaket Lasergene (Biocomputing Software for Windows, DNASTAR, Madison, USA) oder dem Programmpaket HUSAR (Release 4.0, EMBL, Heidelberg, Deutschland) analysiert und zusammengefügt. Auf die zuvor beschriebene Weise wurden die erfindungsgemäßen Nukleinsäuren des serB- und serC-Gens coryneformer Bakterien isoliert und deren Sequenz bestimmt.

Überraschender Weise haben Homologievergleiche mit bekannten Sequenzen ergeben, daß das von serB kodierte Polypeptid eine moderate Ähnlichkeit zu der Phosphoserin-Phosphatase aus Escherichia coli aufweist, während das von serC abgeleitete Polypeptid nur geringe, wenn auch signifikante Ähnlichkeit zu der Phosphoserin-Aminotransferase von Escherichia coli aufweist. Auch zu bekannten Phosphoserin-Phosphatasen bzw. Phosphoserin-Aminotransferasen aus anderen Organismen (z. B. Hefe) weisen die gefundenen corynebacteriellen Gene nur geringe bis moderate Ähnlichkeit auf. Lediglich die abgeleiteten Polypeptidsequenzen der mutmaßlichen serB- und serC-Gene aus Mycobacterium tuberculosis zeigen hohe Ähnlichkeit zu den corynebacteriellen Proteinen. Das Ergebnis eines solchen Homologievergleichs ist in Tabelle 2 dargestellt. Darüber hinaus ergibt die Nukleotidsequenz der coryneformen Gene, daß die in EP 0 931 833 verwendeten PCR-Primer zwar für die Amplifizierung der Gene aus Escherichia coli jedoch aufgrund der besagten geringen Sequenzähnlichkeit nicht für die Isolierung der coryneformen serB und serC Gene geeignet sind.

Dies verdeutlicht einmal mehr den Vorteil des erfindungsgemäßen Verfahrens der Transposon-Mutagenese zur Klonierung der Gene serB und serC aus coryneformen Bakterien.

Die vorliegende Erfindung betrifft darüber hinaus ein Verfahren zur mikrobiellen Herstellung von L-Serin, wobei wenigstens eine der erfindungsgemäßen Nukleinsäuren, isoliert aus einem coryneformen Bakterium, in einen homologen Mikroorganismus übertragen und dort exprimiert wird, wobei die Genexpression und/oder die Aktivität des entsprechend kodierten Polypeptids gegenüber dem entsprechend nicht genetisch veränderten Mikroorganismus erhöht ist, dieser genetisch veränderte Mikroorganismus zur fermentativen Herstellung von L-Serin eingesetzt wird und das entsprechend gebildete L-Serin aus dem Kulturmedium isoliert wird.

Zur Erzielung einer erhöhten Genexpression (Überexpression) kann die Kopienzahl der entsprechenden Gene erhöht werden. Ferner kann die Promotor- und/oder Regulationsregion und/oder die Ribosomenbindungsstelle, die sich stromaufwärts des Strukturgens befindet, entsprechend so verändert werden, daß die Expression mit erhöhter Rate erfolgt. In gleicher Weise wirken Expressionskassetten, die stromaufwärts des Strukturgens eingebaut werden. Durch induzierbare Promotoren ist es zusätzlich möglich die Expression im Verlaufe der fermentativen L-Serin- Produktion zu steigern. Durch Maßnahmen zur Verlängerung der Lebensdauer der mRNA wird ebenfalls die Expression verbessert. Die Gene oder Genkonstrukte können entweder in Plasmiden mit unterschiedlicher Kopienzahl vorliegen oder im Chromosom integriert und amplifiziert sein. Weiterhin kann auch die Aktivität des Enzyms selbst erhöht sein oder durch die Verhinderung des Abbaus, des Enzymproteins verstärkt werden. Alternativ kann ferner eine Überexpression der betreffenden Gene durch Veränderung der Medienzusammensetzung und Kulturführung erreicht werden.

Anleitungen hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Martin et al. (Bio/Technology 5, 137-146 (1987)), bei Guerrero et al. (Gene 138, 35-41 (1994)), Tsuchiya und Morinaga (Bio/Technology 6, 428-430 (1988)), bei Eikmanns et al. (Gene 102, 93-98 (1991)), in der Europäischen Patentschrift EPS 0 472 869, im US Patent 4,601,893, bei Schwarzer und Pühler (Bio/Technology 9, 84-87 (1991), bei Remscheid et al. (Applied and Environmental Microbiology 60, 126-132 (1994)), bei LaBarre et al. (Journal of Bacteriology 175, 1001-1007 (1993)), in der Patentanmeldung WO 96/15246, bei Malumbres et al. (Gene 134, 15-24 (1993)), in der japanischen Offenlegungsschrift JP-A-10-229891, bei Jensen und Hammer (Biotechnology and Bioengineering 58, 191-195 (1998)), bei Makrides (Microbiological Reviews 60: 512-538 (1996)) und in bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie.

Die erfindungsgemäß hergestellten genetisch veränderten Mikroorganismen können kontinuierlich oder diskontinuierlich im batch-Verfahren (Satzkultivierung) oder im fed batch (Zulaufverfahren) oder repeated fed batch Verfahren (repetitives Zulaufverfahren) zum Zwecke der Produktion von L-Serin kultiviert werden. Eine Zusammenfassung über bekannte Kultivierungsmethoden sind im Lehrbuch von Chmiel (Bioprozesstechnik 1. Einführung in die Bioverfahrenstechnik (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991)) oder im Lehrbuch von Storhas (Bioreaktoren und periphere Einrichtungen (Vieweg Verlag, Braunschweig/Wiesbaden, 1994)) beschrieben.

Das zu verwendende Kulturmedium muß in geeigneter Weise den Ansprüchen der jeweiligen Stämme genügen. Beschreibungen von Kulturmedien verschiedenener Mikroorganismen sind im Handbuch "Manual of Methods for General Bacteriology" der American Society for Bacteriology (Washington D. C., USA, 1981) enthalten. Als Kohlenstoffquelle können Zucker und Kohlenhydrate wie z. B. Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke und Cellulose, Öle und Fette wie z. B. Sojaöl, Sonnenblumenöl, Erdnussöl und Kokosfett, Fettsäuren wie z. B. Palmitinsäure, Stearinsäure und Linolsäure, Alkohole wie z. B. Glycerin und Ethanol und organische Säuren wie z. B. Essigsäure verwendet werden. Diese Stoffe können einzeln oder als Mischung verwendet werden. Als Stickstoffquelle können organische Stickstoff haltige Verbindungen wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt, Malzextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenmehl und Harnstoff oder anorganische Verbindungen wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat und Ammoniumnitrat verwendet werden. Die Stickstoffquellen können einzeln oder als Mischung verwendet werden. Als Phosphorquelle können Phosphorsäure, Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder die entsprechenden Natrium haltigen Salze verwendet werden. Das Kulturmedium muß weiterhin Salze von Metallen enthalten wie z. B. Magnesiumsulfat oder Eisensulfat, die für das Wachstum notwendig sind. Schließlich können essentielle Wuchsstoffe wie Aminosäuren und Vitamine zusätzlich zu den oben genannten Stoffen eingesetzt werden. Dem Kulturmedium können überdies geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die genannten Einsatzstoffe können zur Kultur in Form eines einmaligen Ansatzes hinzugegeben oder in geeigneter Weise während der Kultivierung zugefüttert werden.

Zur pH-Kontroüe der Kultur werden basische Verbindungen wie Natriumhydroxid, Kaliumhydroxid, Ammoniak bzw. Ammoniakwasser oder saure Verbindungen wie Phosphorsäure oder Schwefelsäure in geeigneter Weise eingesetzt. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung können Antischaummittel wie z. B. Fettsäurepolyglykolester eingesetzt werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden können dem Medium geeignete selektiv wirkende Stoffe z. B. Antibiotika hinzugefügt werden. Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten werden Sauerstoff oder Sauerstoff haltige Gasmischungen wie z. B. Luft in die Kultur eingetragen. Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise bei 20°C bis 45°C und vorzugsweise bei 25°C bis 40°C. Die Kultur wird solange fortgesetzt bis sich ein Maximum an L-Serin gebildet hat. Dieses Ziel wird normalerweise innerhalb von 10 Stunden bis 160 Stunden erreicht.

Die Analyse der L-Serin-Bildung kann durch Anionenaustauschchromatographie mit anschließender Ninhydrin Derivatisierung erfolgen so wie bei Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30, (1958), 1190) beschrieben, oder sie kann durch reversed phase HPLC erfolgen so wie bei Lindroth et al. (Analytical Chemistry (1979) 51: 1167-1174) beschrieben.

Die Mikroorganismen, die Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind, können L- Serin aus Glucose, Saccharose, Lactose, Mannose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke, Cellulose oder aus Glycerin und Ethanol herstellen. Es kann sich um die zuvor bereits näher beschriebenen Vertreter coryneformer Bakterien handeln.

Eine Auswahl an Ergebnissen der Fermentation ist in Tabelle 3 dargestellt. Hierbei zeichnen sich die erfindungsgemäß genetisch veränderten Mikroorganismen durch eine wesentlich verbesserte L-Serin-Produktion gegenüber den entsprechend nicht transformierten Mikroorganismen (Wildtypen) oder den Mikroorganismen aus, die lediglich den Vektor ohne Gen-Insert enthalten.

In einer besonderen Ausführungsvariante der vorliegenden Erfindung ist gezeigt, daß die Überexpression des homologen serB-Gens in C. glutamicum ATCC 13032 (13032 (pVWEx1serB)) zu einer wenigstens 4-fachen Steigerung der L-Serin- Akkumulation im Medium im Vergleich zu den Kontrollstämmen führt. Durch die Überexpression des homologen serC-Gens (13032 (pVWEx2serC)) kann eine wenigstens 20-fache Steigerung der L-Serin-Akkumulation erreicht werden. Durch die gemeinsame Überexpression beider Gene serB und serC in einem homologen System ist eine noch weitere Steigerung der L-Serin-Produktion zu erwarten.

Bemerkenswert ist hier vor allen Dingen, daß die Steigerung der L-Serin- Akkumulation bereits mit dem Wildtyp Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 erreicht wird. Durch den erfindungsgemäßen Einsatz eines homologen Aminosäure- Produktionsstammes kann somit eine noch weiter gesteigerte L-Serin-Produktion erreicht werden.

Unter Aminosäure-Produktionsstämmen sind im Sinne der vorliegenden Erfindung Corynebacterium glutamicum-Stämme oder homologe Mikroorganismen zu verstehen, die durch klassische und/oder molekulargenetische Methoden derart verändert sind, daß ihr Stoffwechselfluß verstärkt in die Richtung der Biosynthese von Aminosäuren oder deren Abkömmlingen verläuft (metabolic engineering). Beispielsweise sind bei diesen Aminosäure-Produktionsstämmen ein oder mehrere Gen(e) und/oder die korrespondierenden Enzyme, die an entscheidenden und entsprechend komplex regulierten Schlüsselpositionen des Stoffwechselweges (Flaschenhals) stehen in ihrer Regulation verändert oder sogar dereguliert. Die vorliegende Erfindung umfaßt hierbei sämtliche bereits bekannte Aminosäure- Produktionsstämme, bevorzugt der Gattung Corynebacterium oder homologer Organismen. Ferner sind erfindungsgemäß auch diejenigen Produktionsstämme umfaßt, die der Fachmann in Analogie zu Erkenntnissen aus anderen Mikroorganismen, beispielsweise Enterobacterien, Bacillaceen oder Hefe-Arten nach gängigen Methoden herstellen kann.

Ferner sind erfindungsgemäß auch solche Aminosäure-Produktionsstämme umfaßt, bei denen der Abbau von L-Serin verändert, bevorzugt abgeschwächt ist. Dies kann beispielsweise durch gezielte gentechnische Veränderungen an L-Serin degradierenden Enzymen oder den korrespondierenden Genen erfolgen.

Die vorliegende Erfindung betrifft ferner die Verwendung der auf zuvor beschriebene Weise hergestellten L-Aminosäuren zum Einsatz in der Nahrungsmittel-, Futtermittel- und/oder Pharmaindustrie oder in der Humanmedizin. Darüber hinaus finden die erfindungsgemäß hergestellte Aminosäure L-Serin Verwendung als Vorstufe für die Synthese von L-Glycin, L-Cystein und/oder L-Tryptophan und/oder davon ableitbaren Stoffwechselprodukten.

Nachfolgend wird die vorliegenden Erfindung durch Beispiele näher erläutert, die jedoch nicht limitierend sind:

Allgemeine Techniken

Die Isolierung von Plasmid-DNA aus Escherichia coli sowie alle Techniken zur Restriktion, Klenow- und alkalische Phosphatasebehandlung wurden nach Sambrook et al. (Molecular cloning. A laboratory manual (1989) Cold Spring Harbour Laboratory Press) durchgeführt. Die Transformation von Escherichia coli wurde, wenn nicht anders beschrieben, nach Chung et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America USA (1989) 86: 2172-2175) durchgeführt.

Klonierung und Sequenzierung des serB-, und serC-Gens von Corynebacterium glutamicum ATCC 14752 1. Transposonmutagenese

Der Stamm Corynebacterium glutamicum ATCC 14752 wurde einer Mutagenese mit dem Transposon Tn5531 unterworfen, dessen Sequenz unter der Accession- Nummer U53587 in der Nukleotid-Datenbank des National Center for Biotechnology Information (Bethesda, USA) hinterlegt ist. Aus dem Methylase-defekten Escherichia coli-Stamm GM2929pCGL0040 (Escherichia coli GM2929: Palmer et al., Gene (1994) 143: 1-12) wurde das Plasmid pCGL0040 isoliert, welches das zusammengesetzte Transposon Tn5531 enthält (Ankri et al., Journal of Bacteriology (1996) 178: 4412-4419). Der Stamm Corynebacterium glutamicum ATCC 14752 wurde mittels Elektroporation (Haynes et al., FEMS Microbiology Letters (1989) 61: 329-334) mit dem Plasmid pCGL0040 transformiert. Klone, bei denen das Transposon Tn5531 ins Genom integriert war, wurden anhand ihrer Kanamycinresistenz auf 15 µg/mL Kanamycin enthaltenden LBHIS-Agarplatten identifiziert (Liebl et al., FEMS Microbiology Letters (1989) 65: 299-304). Auf diese Weise wurden 1800 Klone erhalten, welche auf verzögertes Wachstum in Anwesenheit von Seryl-Alanin überprüft wurden. Dazu wurden alle Klone einzeln auf CGXII-Minimalmedium-Agarplatten mit und ohne 2 mM Seryl-Alanin übertragen. Das Medium war identisch mit dem bei Keilhauer et al. beschriebenen Medium CGXII (Journal of Bacteriology (1993) 175: 5593-5603), enthielt aber zusätzlich 25 µg/mL Kanamycin und 15 g/L Agar. Die Zusammensetzung des von Keilhauer et al. beschriebenen Mediums ist in Tabelle 1 dargestellt.

Die Agarplatten wurden bei 30°C inkubiert und das Wachstum nach 12, 18 und 24 Stunden untersucht. Es wurden zwei Transposonmutanten erhalten, die mit Seryl- Alanin vergleichbar mit dem Ausgangsstamm Corynebacterium glutamicum ATCC 14752 wuchsen, in Abwesenheit von Seryl-Alanin aber kein Wachstum zeigten. Auch mit Serin allein wuchsen die Mutanten, so daß gezeigt war, daß es sich um Serin­ auxotrophe Mutanten handelt, die einen Defekt im Serin-Stoffwechsel aufweisen müssen. Diese Mutanten wurde als ATCC 14752ser1::Tn5531 und ATCC 14752ser2::Tn5531 bezeichnet.

2. Klonierung und Sequenzierung der Insertionsorte von Tn5531 in ATCC 14752ser1::Tn5531 und ATCC 14752ser2::Tn5531

Um die stromaufwärts des Transposons Tn5531 gelegenen Insertionsorte in den beschriebenen Mutanten zu klonieren, wurde zunächst die chromosomale DNA dieser Mutantenstämme wie bei Schwarzer et al. (Bio/Technology (1990) 9: 84-87) beschrieben isoliert und 400 ng davon mit der Restriktionsendonuklease XbaI geschnitten. Der vollständige Restriktionsansatz wurde in den ebenfalls mit XbaI linearisierten Vektor pUC18 (Norander et al., Gene (1983) 26: 101-106) der Firma Roche Diagnostics (Mannheim, Deutschland) ligiert. Mit dem gesamten Ligationsansatz wurde der Escherichia coli Stamm DH5αmcr (Grant et al., Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America USA (1990) 87: 4645-4649) mittels Elektroporation transformiert (Dower et al., Nucleic Acid Research (1988) 16: 6127-6145). Transformanden, bei denen auf dem Vektor pUC18 die Insertionsorte des Transposons Tn5531 kloniert vorlagen, wurden anhand ihrer Carbenicillin- und Kanamycinresistenz auf 50 µg/mL Carbenicillin und 25 µg/mL Kanamycin enthaltenden LB-Agarplatten identifiziert. Aus jeweils drei der Transformanden wurden die Plasmide präpariert und durch Restriktionsanalyse die Größen der klonierten Inserts bestimmt. Die Nukleotidsequenzen der Insertionsorte auf den Plasmiden mit einem ca. 10 kb großen Inserts im Falle von ser1::Tn5531, bzw. 4,5 kb großen Insert im Falle von ser2::Tn5531 wurden nach der Dideoxy- Kettenabbruchmethode von Sanger et al. bestimmt (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America USA (1977) 74: 5463-5467). Hierzu wurden jeweils zunächst ca. 600 bp der beiden Inserts ausgehend von folgendem Oligonukleotid-Primer sequenziert: 5'-CGG GTC TAC ACC GCT AGC CCA GG-3'. Mittels Primer-Walking wurden dann jeweils Sequenzverlängerungen durchgeführt, sodaß insgesamt ca. 1,4 kb des Inserts aus ser1::Tn5531, bzw. 1,2 kb des Inserts aus ser2::Tn5531 sequenziert werden konnten. Die Analyse mit dem Programmpaket Lasergene (Biocomputing Software for Windows, DNASTAR, Madison, USA) ergab, daß in beiden Fällen das Transposon in den Beginn eines offenen Leserahmens inseriert war.

Zur Identifizierung der stromabwärts des Transposons gelegenen Insertionsorte wurde die chromosomale DNA der Mutanten mit der Restriktionsendonuklease EcoRI geschnitten und in den mit EcoRI linearisierten Vektor pUC18 ligiert. Die weitere Klonierung wurde wie oben beschrieben durchgeführt. Die Nukleotidsequenzen der Insertionsorte auf einem der Plasmide ausgehend von ser1::Tn5531 mit einem ca. 6,5 kb großen Insert, bzw auf einem der Plasmide ausgehend von ser2::Tn5531 mit einem ca. 5,0 kb großen Insert wurden nach der Dideoxy-Kettenabbruchmethode von Sanger et al. bestimmt (Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America USA (1977) 74: 5463- 5467). Hierzu wurden ca. 400 bp des Inserts aus ser1::TN5531, bzw. ca. 220 bp des Inserts aus ser2::Tn5531 ausgehend von folgendem Oligonukleotid-Primer sequenziert: 5'-CGG TGC CTT ATC CAT TCA GG-3'.

Die erhaltenen Nukleotidsequenzen wurden mit dem Programmpaket Lasergene (Biocomputing Software for Windows, DNASTAR, Madison, USA) analysiert und zusammengefügt. Die Nukleotidsequenzen sind als SEQ-ID-No. 1 und SEQ-ID-No. 3 wiedergegeben. Die Analyse ergab die Identifizierung von jeweils einem offenen Leseraster von 1209 bp für ser1::Tn5531, und das entsprechende Gen wurde als ser8 bezeichnet, und von 1128 bp Länge für ser2::Tn5531, und das entsprechende Gen wurde als serC-Gen bezeichnet. Die dazugehörigen Genprodukte umfassen 403 und 376 Aminosäuren und sind als SEQ-ID-No. 2 und SEQ-ID-No. 4 wiedergegeben.

Klonierung und Sequenzierung der serB-, und serC-Gene aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032

Die Gene serB, und serC wurden in den Escherichia coli Klonierungsvektor pGEM-T (Zhou M-Y, Clark SE und Gomez-Sanchez CE (1995) BioTechniques 19: 34; Kobs G (1995) Promega Notes 55: 28; Promega Cooperation, Madison, USA) kloniert. Die Klonierung wurde in zwei Schritten durchgeführt. Zunächst wurden durch eine Polymerasekettenreaktion (PCR) jeweils die Gene aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 mittels folgender aus SEQ-ID-No. 1 bzw. SEQ-ID-No. 3 abgeleiteter Oligonukleotid-Primer amplifiziert.
serB-forward:
5'-GCAGAGGCACACACTGGAC-3'
serB-reverse:
5'-CTTGAGGAGGAGGTGGGC-3'
serC-forward:
5'-CATCGTTTGGGAGACTGCG-3'
serC-reverse:
5'-CGTACTGGTGTAACTGTACGGG-3'

Die PCR-Reaktion wurde in 30 Zyklen in Gegenwart von 200 µM Deoxynukleotid­ triphosphaten (dATP, dCTP, dGTP, dTTP), je 1 µM des entsprechenden Oligonukleotids, 100 ng chromosomaler DNA von Corynebacterium glutamicum ATCC 13032, 1/10 Volumen 10-fach Reaktionspuffer und 2,6 Einheiten einer hitzestabilen Taq-/Pwo-DNA-Polymerase-Mischung (Expand High Fidelity PCR System der Firma Roche Diagnostics, Mannheim, Deutschland) in einem Thermocycler (PTC-100, MJ Research, Inc., Watertown, USA) unter folgenden Bedingungen durchgeführt: 94°C für 60 Sekunden, 56°C für 90 Sekunden und 72°C für 2 Minuten.

Das amplifizierte etwa 1,7 kb große serB- Fragment sowie das amplifizierte etwa 1,3 kb große serC-Fragment wurden dann im folgenden mit Hilfe des Promega PCR Cloning Kits nach Angaben des Herstellers mit dem Vektor pGEM-T ligiert. Mit beiden Ligationsansätzen wurde der Escherichia coli Stamm DH5αmcr (Grant et al., Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America USA (1990) 87: 4645-4649) transformiert. Transformanden wurden anhand ihrer Ampicillinresistenz auf 50 µg/mL Ampicillin enthaltenden LB-Agarplatten identifiziert: Aus jeweils 10 der Transformanden wurden die Plasmide präpariert und durch Restriktionsanalyse auf das Vorhandensein der 1,7 kb bzw. 1,3 kb PCR-Fragmente als Inserts überprüft. Die so entstandenen rekombinanten Plasmide werden im folgenden mit pGEM-TserB und pGEM-TserC bezeichnet.

Die Ermittlung der Nukleotidsequenzen der 1,7 kb bzw. 1,3 kb PCR-Fragmente in Plasmid pGEM-TserBexp bzw. Plasmid pGEM-TserCexp wurden nach der Dideoxy- Kettenabbruchmethode von Sanger et al. durchgeführt (Proceedings of the National Acaderny of Sciences of the United States of America USA (1977) 74: 5463-5467). Hierzu wurden die vollständigen Inserts von pGEM-TserB und pGEM-TserC mit Hilfe folgender Primer der Firma Roche Diagnostics (Mannheim, Deutschland) sequenziert.
Universal-Primer:
5'-GTA AAA CGA CGG CCA GT-3'
Reverse-Primer:
5'-GGA AAC AGC TAT GAC CAT G-3'

Die Nukleotidsequenz des Inserts in dem Plasmid pGEM-TserB ist als SEQ-ID-No. 5, die des Inserts in dem Plasmid pGEM-TserC als SEQ-ID-No. 7 wiedergegeben. Die erhaltene Nukleotidsequenz wurde mit dem Programmpaket Lasergene (Biocomputing Software for Windows, DNASTAR, Madison, USA) analysiert. Die Analyse ergab die Identifizierung von jeweils einem offenen Leseraster von 1209 bp, und 1128 bp Länge. Die entsprechenden Gene wurden als serB und serC bezeichnet. Die dazugehörigen Genprodukte kodieren für Polypeptide, die 403 bzw. 376 Aminosäuren lang sind, und die als SEQ-ID-No. 6 und SEQ-ID-No. 8 wiedergegeben sind.

Überexpression der Gene für die Phosphoserin-Phosphatase serB und die Phosphoserin-Aminotransferase serC

Zur Untersuchung der Auswirkung der Überexpression der Gene für die Phosphoserin-Phosphatase serB und die Phosphoserin-Aminotransferase serC auf die Serin-Produktion wurden die Expressionsvektoren pVWEXI (Wendisch, V., Dissertation Heinrich-Heine Universität, Düsseldorf, 1997; vermittelt eine Kanamycin- Resistenz) und pVWEX2 (Wendisch, V., Dissertation Heinrich-Heine Universität, Düsseldorf, 1997; vermittelt eine Tetracyclin-Resistenz) verwendet, die eine IPTG- induzierbare Expression (Molecular Cloning, A laboratory manual (1989) Cold Spring Harbour Laboratory Press) erlauben. In den Vektor pVWEXI wurde das serB Gen und in den Vektor pVWEX2 das serC Gen promotorlos hinein kloniert. Dazu wurden zunächst folgende Primer synthetisiert:
serB-exp-for:
5'-ATCTAGAATGATCACAGTGAGCCGTAAAG-3'
serB-exp-rev:
5'-AGGATCCTTAGGCATTTGTCAATGGAACGC-3'
serC-exp-for:
5'-AGCATGCATGCCCGAAGACATGACCG-3'
serc-exp-rev:
5'-ATCTAGATTACTTCCTTGCAAAACCGC-3'

Mittels PCR wurde das promotorlose serB-Gen als ein 1226 bp großes Fragment (SEQ-ID-No. 5 Basen 382 bis 1594) und das promotorlose serC-Gen als 1157 bp Fragment (SEQ-ID-No. 7 Basen 132 bis 1261) aus chromosomaler DNA von Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 amplifiziert. Die Primer wurden so gewählt, daß Primer serB-exp-for eine XbaI-Schnittstelle vermittelt, Primer serB-exp- rev eine BamHI-Schnittstelle, Primer serC-exp-for eine SphI-Schnittstelle und Primer serC-exp-rev eine XbaI-Schnittstelle. Die isolierten PCR-Produkte wurden zunächst wie oben beschrieben in den Vektor pGEM-T kloniert, und die Plasmide pGEM- TserBexp und pGEM-TserC-exp erhalten. Anschließend wurde das promotorlose serB-Gen mittels XbaI-BamHI-Restriktion aus dem Vektor pGEM-TserBexp ausgeschnitten, und in den entsprechend mit XbaI-BamHI linearisierten Vektor pVWEX1 ligiert. Das promotorlose serC-Gen wurde nach SpeI-XbaI-Restriktion aus dem Vektor pGEM-TserBexp ausgeschnitten und in den mit XbaI linearisierten Vektor pVWEX2 ligiert. Die erhaltenen Konstrukte pVWEX1 serB (Fig. 3) und pVWEX2serC (Fig. 4) wurden durch Restriktion getestet.

Gesteigerte Akkumulation von L-Serin durch Überexoression der Gene für die Phosohoserin-Phosphatase serB und die Phosphoserin-Aminotransferase serC

Die Plasmide pVWEX1-serB und pVWEX2-serC wurden jeweils einzeln durch Elektroporation in den Wildtyp Corynebacterium glutamicum Stamm ATCC 13032 eingebracht, resultierend in den Stämmen C. glutamicum 13032(pVWEX1 serB) und C. glutamicum 13032(pVWEX2serC). Als Negativ-Kontrolle wurde der Wildtyp Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 sowie der C. glutamicum-Stamm ATCC enthaltend den Vektoren pVWEX1 ohne Insert kultiviert. Die L-Serinausscheidung wurde anschließend von allen zuvor genannten Stämmen bestimmt und vergleichend in Tabelle 3 zusammengefaßt.

Dazu wurden die Stämme in Komplexmedium (2xTY; Molecular Cloning, A laboratory manual (1989) Cold Spring Harbour Laboratory Press; mit 50 µg/l Kanamycin, 25 µg/l Tetracyclin bzw. 50 µg/l Kanamycin und 25 µg/l Tetracyclin) gezüchtet, und das Fermentationsmedium CGXII (J Bacteriol (1993) 175: 5595-5603) jeweils aus den Vorkulturen getrennt beimpft. Das Medium enthielt zusätzlich das/die entsprechende(n) Antibiotika sowie 200 µg/ml IPTG. Nach Kultivierung für 24 Stunden bei 30°C auf dem Rotationsschüttler bei 120 Umdrehungen pro Minute wurde die in das Medium akkumulierte L-Serinmenge bestimmt. Die Bestimmung der Aminosäurekonzentration erfolgte mittels Hochdruckflüssigkeitchromatographie (J Chromat (1983) 266: 471-482).

Legende zu den Figuren und Tabellen

Fig. 1: Nukleinsäuresequenzen enthaltend die Gene serB und serC sowie davon abgeleitete Aminosäuresequenzen SerB und SerC aus Corynebacterium glutamicum ATCC 14752 (SEQ ID No 1-4) und Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 (SEQ ID No 5-8)

Fig. 2: Schematische Darstellung des Vektors pCGL0040

Die Bedeutung der verwendeten Abkürzungen ist wie folgt:
Amp = β-Lactamase-Gen, welches Ampicillin-Resistenz vermittelt
Kan = Phosphotransferase-Gen, welches Kanamycin-Resistenz vermittelt

Ferner sind Schnittstellen für Restriktionsendonukleasen angegeben

Fig. 3: Schematische Darstellung des Vektors pVWEx1serB

Die Bedeutung der verwendeten Abkürzungen ist wie folgt:
Kan = Phosphotransferase-Gen, welches Kanamycin-Resistenz vermittelt
lacI^q = quantitativ exprimierter Repressor des Lactose-Operons aus E. coli
P^tac = IPTG-induzierbarer, artifizieller Promotor zusammengesetzt aus dem trp- Promotor und dem lac-Promotor von E. coli

Ferner sind Schnittstellen für Restriktionsendonukleasen angegeben

Fig. 4: Schematische Darstellung des Vektors pVWEx1 serC-1

Die Bedeutung der verwendeten Abkürzungen ist wie folgt:
Kan = Phosphotransferase-Gen, welches Kanamycin-Resistenz vermittelt
Tet = tetα1-Gen aus dem Plasmid pHY163PLK (Ishiwa & Shibahara, 1985, Jpn. J. Genet., 60: 485-498), welches Tetracyclin-Resistenz vermittelt
lacI^q = quantitativ exprimierter Repressor des Lactose-Operons aus E. coli
P^tac = IPTG-induzierbarer, artifizieller Promotor zusammengesetzt aus dem trp- Promotor und dem lac-Promotor von E. coli

Ferner sind Schnittstellen für Restriktionsendonukleasen angegeben

Tabelle 1: Zusammensetzung des Mineralsalz-Mediums CGXII zur Kultivierung von coryneformen Bakterien

Tabelle 2: Vergleich der Ähnlichkeiten der Phosphoserin-Aminotransferase (PSAT; serC) und der Phosphoserin-Phosphatase (PSP; serB) von Corynebacterium glutamicum zu bekannten Phosphoserin- Aminotransferasen und Phosphoserin-Phosphatasen anderer Organismen

Tabelle 3: Vergleichende Übersicht der Akkumulation von L-Serin im Kulturüberstand des Corynebacterium glutamicum Wildtyps ATCC 13032 sowie der mit den entsprechenden Plasmiden transformierten Corynebacterium glutamicum Stämme ATCC 13032(pVWEX1), ATCC 13032(pVWEX1serB) und ATCC 13032(pVWEX2serC)

Tabellenbeschreibung

Tabelle 1

Tabelle 2

Tabelle 3

Claims (20)

1. Isolierte Nukleinsäure kodierend für eine Phosphoserin-Phosphatase enthaltend ein Gen serB ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No 1 oder 5 oder ein Allel, Homolog oder Derivat dieser Nukleotidsequenzen oder mit diesen hybridisierende Nukleotidsequenzen.

2. Isolierte Nukleinsäure kodierend für eine Phosphoserin-Aminotransferase enthaltend ein Gen serC ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No 3 oder 7 oder ein Allel, Homolog oder Derivat dieser Nukleotidsequenzen oder mit diesen hybridisierende Nukleotidsequenzen.

3. Nukleinsäuren gemäß einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß sie aus coryneformen Bakterien, bevorzugt der Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium, besonders bevorzugt der Art Corynebacterium glutamicum oder Brevibacterium flavum isoliert werden.

4. Phosphoserin-Phosphatase oder ein Teil davon kodiert durch eine Nukleinsäuresequenz gemäß einem der Ansprüche 1 oder 3.

5. Phosphoserin-Phosphatase gemäß Anspruch 4 mit einer Aminosäuresequenz ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No. 2 oder 6 oder einer modifizierten Form dieser Polypeptidsequenzen oder Isoformen davon oder Mischungen daraus.

6. Phosphoserin-Aminotransferase oder ein Teil davon kodiert durch eine Nukleotidsequenz gemäß einem der Ansprüche 2 oder 3.

7. Phosphoserin-Aminotransferase gemäß Anspruch 6 mit einer Aminosäuresequenz ausgewählt aus den Sequenzen gemäß den SEQ ID No. 4 oder 8 oder einer modifizierten Form dieser Polypeptidsequenzen oder Isoformen davon oder Mischungen daraus.

8. Polypeptide gemäß einem der Ansprüche 4 bis 7, dadurch gekennzeichnet, daß sie aus coryneformen Bakterien, bevorzugt der Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium, besonders bevorzugt der Art Corynebacterium glutamicum oder Brevibacterium flavum stammen.

9. Genstruktur enthaltend wenigstens eine Nukleotidsequenz gemäß den Ansprüchen 1 bis 3 sowie mit dieser operativ verknüpfte regulatorische Sequenzen.

10. Vektor enthaltend wenigstens eine Nukleotidsequenz gemäß den Ansprüchen 1 bis 3 oder eine Genstruktur gemäß Anspruch 9 sowie zusätzliche Nukleotidsequenzen zur Selektion, zur Replikation in der Wirtszelle oder zur Integration in das Wirtszell-Genom.

11. Genetisch veränderter Mikroorganismus enthaltend in replizierbarer Form wenigstens eine Nukleinsäure gemäß den Ansprüchen 1 bis 3, welche im Vergleich zu dem entsprechend nicht genetisch veränderten Mikroorganismus verstärkt exprimiert wird und/oder deren Kopienzahl erhöht ist.

12. Genetisch veränderter Mikroorganismus gemäß Anspruch 11 enthaltend in replizierbarer Form eine Genstruktur gemäß Anspruch 9 oder einen Vektor gemäß Anspruch 10.

13. Genetisch veränderter Mikroorganismus gemäß einem der Ansprüche 11 oder 12 enthaltend wenigstens ein Polypeptid gemäß den Ansprüchen 4 bis 8, welches eine im Vergleich zu dem entsprechend nicht genetisch veränderten Mikroorganismus erhöhte Aktivität aufweist.

14. Genetisch veränderter Mikroorganismus gemäß einem der Ansprüche 11 bis 13 dadurch gekennzeichnet, daß er ein coryneformes Bakterium ist, bevorzugt der Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium.

15. Genetisch veränderter Mikroorganismus gemäß einem der Ansprüche 11 bis 14, dadurch gekennzeichnet, daß er ein Bakterium der Spezies Corynebacterium glutamicum oder Brevibacterium flavum ist.

16. Sonde zur Identifizierung und/oder Isolierung von Genen kodierend für an der Biosynthese von L-Serin beteiligte Proteine gekennzeichnet dadurch, daß sie ausgehend von Nukleinsäuresequenzen gemäß einem der Ansprüche 1 bis 3 hergestellt wird und eine zur Detektion geeignete Markierung enthält.

17. Verfahren zur Isolierung von Nukleinsäuren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 3, wobei ein coryneformes Bakterium erzeugt wird, welches durch Transposon- Mutagenese erzeugte Defekte in den Genen serB und serC aufweist.

18. Verfahren zur mikrobiellen Herstellung von L-Serin, dadurch gekennzeichnet, daß

• a) wenigstens eine Nukleinsäure gemäß einem der Ansprüche 1 bis 3 isoliert aus einem coryneformen Bakterium in einen homologen Mikroorganismus übertragen und dort exprimiert wird, wobei die Genexpression und/oder die Aktivität des entsprechend kodierten Polypeptids gegenüber dem entsprechend nicht genetisch veränderten Mikroorganismus erhöht ist,
• b) dieser genetisch veränderte Mikroorganismus aus Schritt b) zur fermentativen Herstellung von L-Serin eingesetzt wird und
• c) das entsprechend gebildete L-Serin aus dem Kulturmedium isoliert wird.

19. Verwendung der nach einem Verfahren gemäß Anspruch 18 hergestellten L- Aminosäuren zum Einsatz in der Nahrungsmittel-, Futtermittel- und/oder Pharmaindustrie oder in der Humanmedizin.

20. Verwendung der nach einem Verfahren gemäß Anspruch 18 hergestellten Aminosäure L-Serin als Vorstufe für die Synthese von L-Glycin, L-Cystein und/oder L-Tryptophan und/oder davon ableitbaren Stoffwechselprodukten.