CN115089726B - 一种肿瘤靶向诊疗探针及其制备方法和应用 - Google Patents
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Abstract
本发明公开了一种肿瘤靶向诊疗探针及其制备方法和应用,属于医药技术领域。该探针(N3‑TMPs@NAP)以肿瘤来源微颗粒(TMPs)为纳米载体,TMPs负载Napabucasin(NAP)并在表面修饰叠氮基团(N3)。本发明合成了具有脂质双分子层的探针N3‑TMPs@NAP,其粒径为220.13±4.52nm,具有较强的肿瘤结合能力和抗肿瘤作用。该探针可作为PET/CT诊断肿瘤的示踪剂,用于显示肿瘤位置、大小及转移等情况。在治疗实验中,N3‑TMPs@NAP治疗组第14天的平均肿瘤体积和重量分别为270.55±107.59mm3和0.30±0.12g,显著小于其他治疗组,且N3‑TMPs@NAP可抑制结肠癌的肝转移。
Description
技术领域
本发明属于医药技术领域,尤其涉及一种肿瘤靶向诊疗探针及其制备方法和应用。
背景技术
近年来,癌症诊断和治疗方案发展迅速,但在结直肠癌中并未观察到生存率改善,结直肠癌的隐匿性与高复发率一直影响患者的生存。随着分子生物学研究的不断深入,肿瘤干细胞(cancer stem cells,CSCs)的存在解释了结直肠癌易复发的重要原因,CSCs被称为肿瘤起始细胞,具有强大的自我更新和不断分化的能力,对常规化疗药物不敏感,以及可作为恶性肿瘤的“种子”促进肿瘤复发和转移。因此,如何实现结直肠癌的高效诊断及以抑制结直肠癌干性为主的治疗是当前面临的巨大挑战。
Napabucasin(NAP)又称BBI608,是一种口服的肿瘤干细胞抑制剂,已被应用于治疗多种癌症,包括胰腺导管腺癌、非小细胞肺癌等。标准化疗药物,如吉西他滨或卡铂等大量杀灭肿瘤细胞,导致肿瘤干细胞亚群富集最终引起肿瘤复发。NAP可同时抑制肿瘤中的CSCs 和普通肿瘤细胞,且对正常细胞的生存无明显影响。虽然NAP在体外研究中具有理想的抗肿瘤效果,但其生物利用度低和胃肠道副作用较大,临床应用受限。因此,提高NAP的肿瘤靶向性及生物利用度将有助于改善其疗效并增强临床应用。
肿瘤衍生微颗粒(tumor-derived microparticles,TMPs)是理想的药物转运载体。TMPs是一种直径为100-1000纳米的细胞外囊泡,从紫外线照射的肿瘤细胞上清中分离而来。TMPs作为天然纳米载体具备以下独特的优势。1.作为载体,TMPs具有肿瘤同源靶向能力,即其可以通过膜表面抗原介导固有的同型粘附特性,特异性地靶向同源癌细胞。2.TMPs还可以通过携带肿瘤抗原库、共刺激分子和类似于亲代细胞的DNA片段来诱导抗肿瘤免疫反应,激活抗原呈递细胞,利于机体免疫***的激活。3.TMPs具有很高的生物安全性和临床应用潜力。从患者身上提取的TMPs目前正在临床试验中,并已证明能延缓肺癌患者恶性胸腔积液的进展。
发明内容
本发明的一方面提供了一种肿瘤靶向诊疗探针,该探针(N3-TMPs@NAP)以TMPs为纳米载体,TMPs负载Napabucasin(NAP)并在表面修饰叠氮基团(N3)。N3-TMPs@NAP预先注射到荷瘤小鼠体内,N3-TMPs@NAP利用增强渗透效应及同源靶向能力特异性到达肿瘤细胞,经膜融合方式将NAP注入肿瘤细胞内,并将N3基团修饰到肿瘤细胞膜表面,随后将放射性化合物68Ga-L-NETA-DBCO注入小鼠体内,DBCO与N3在体进行点击化学反应,放射性核素68Ga标记到肿瘤细胞表面,通过PET/CT成像示踪纳米探针并监测抗肿瘤疗效。
本发明的另一方面在于提供肿一种瘤靶向诊疗探针的制备方法,所述方法包括以下步骤:所述方法包括以下步骤:在PBS中添加4%(v/v)二甲基亚砜并对NAP进行封装,将TMP 与NAP混合制备TMPs@NAP,然后将1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[azido(聚乙烯基乙醇)-2000]与TMPs@NAP在35-38℃搅拌即可制得N3-TMPs@NAP探针。
优选地,所述NAP的封装过程为:在PBS中添加4%(v/v)二甲基亚砜,将TMPs与 NAP混合于该溶液中,在37℃反应后经渗透袋(12,000Da)透析提纯。
优选地,所述TMPs与NAP的反应时间为12h。
优选地,所述TMPs与NAP的质量比例为1:1。
优选地,所述所述1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[azido(聚乙烯基乙醇)-2000] 与TMPs@NAP的质量比例为1:5。
本发明的另一方面在于提供上述探针在制备抗肿瘤药物中的应用。
本发明的另一方面在于提供上述探针制备方法在制备抗肿瘤药物中的应用。
与现有技术相比,本发明具有如下有益效果:
本发明合成了具有脂质双分子层的探针N3-TMPs@NAP,其粒径为220.13±4.52nm,具有较强的肿瘤结合能力和体外抗肿瘤作用。体内可用于PET/CT显像诊断肿瘤,在治疗实验中,N3-TMPs@NAP第14天的平均肿瘤体积和重量分别为270.55±107.59mm3和0.30±0.12g,显著小于其他组。N3-TMPs@NAP还可以抑制结肠癌的肝转移。
附图说明
图1A为实施例1中N3-TMPs@NAP的合成示意图。
图1B为实施例2中TMPs的透射电镜图。
图1C为实施例2中TMPs和N3-TMPs@NAP的平均水合粒径图。
图1D为实施例2中TMPs和N3-TMPs@NAP的Zeta电位图。
图1E为实施例2中TMPs和N3-TMPs@NAP的平均水合粒径在4天中的变化图。
图1F为实施例2中NAP的标准曲线。
图1G为实施例2中NAP从N3-TMPs@NAP中的体外释放曲线。
图1H为实施例2中用Cy5-TMPs处理的CT26细胞的荧光图像,比例尺=200μm。
图1I为实施例4中CT26结肠癌细胞与不同浓度的NAP、N3-TMPs@NAP孵育后,体外细胞存活率图。
图1J为实施例4中CT26结肠癌细胞与不同浓度的TMPs孵育后,体外细胞存活率图。
图1K为实施例4中EdU法检测各组(Control组、TMPs组、NAP组、N3-TMPs@NAP 组)体外抗肿瘤作用,比例尺=200μm。数据表示为平均值±SD(n)。
图2A为实施例5中CT26荷瘤小鼠尾静脉预先注射N3-TMPs@NAP 24h后,注射68Ga-L-NETA-DBCO1h、2h时的PET/CT图像。
图2B为实施例5中CT26荷瘤小鼠尾静脉预先口服N3-TMPs@NAP 24h后,注射68Ga-L-NETA-DBCO1h、2h时的PET/CT图像。
图2C为实施例5中注射68Ga-L-NETA-DBCO后2h,CT26荷瘤小鼠的各组织放射性摄取图。
图2D为实施例5中注射68Ga-L-NETA-DBCO后2h的肿瘤摄取比率图。
图2E为实施例5中注射68Ga-L-NETA-DBCO后2h的肿瘤与肌肉的摄取比率图。
图2F为实施例5中尾静脉注射或口服Cy5/N3-TMPs@NAP后的肿瘤组织荧光图像,比例尺=200μm,数据表示为平均值±SD(n=3;*P<0.05**P<0.01***P<0.001)。
图3A为实施例5中小鼠的治疗分组图。
图3B为实施例5中各组在给定时间点的肿瘤生长曲线图。
图3C为实施例5中各组治疗终点的平均肿瘤重量图。
图3D为实施例5中各组治疗终点肿瘤组织的代表性大体图像。
图3E为实施例5中肿瘤组织中Ki67的免疫组织化染色图。
图4A为实施例5中结肠癌肝转移模型的治疗计划和分组。
图4B-4E为实施例5中各组肝脏形态和放射性摄取的PET/CT图像。
图4F为实施例5中N3-TMPs@NAP组中检测到肝转移数量图。
图4G和4H为实施例5中N3-TMPs@NAP组中的平均肝脾重量最低图。
图4I和4J为实施例5中H&E染色和相应的定量分析图。
图5A为实施例6中小鼠体重变化曲线图。
图5B-5D为实施例6中各组治疗后的肝功能指标(ALT、AST和ALP)和肾功能指标(BUN 和CRE)检测结果图。
图5E为实施例6中各组小鼠主要器官的H&E染色图像。比例尺=100μm。数据以平均值表示±SD,(n=5,***P<0.001)。
图6A-6D为实施例7中各组小鼠免疫激活情况,即CD3+CD4+、CD3+CD8+T细胞亚群。
具体实施方式
以下实施例所用的1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[azido(聚乙烯基乙醇)-2000] 购自西安瑞禧生物科技有限公司,货号为R-0047。
实施例1
本实施例提供N3-TMPs@NAP的制备方法,步骤如下:
(1)细胞培养
小鼠结肠癌细胞系CT26来自于湖北省分子影像学重点实验室。细胞在含10%胎牛血清 (FBS,美国Gibco)的RPMI-1640培养基(美国Gibco)中培养(37℃、5%CO2)。
(2)TMPs的分离
CT26结肠癌细胞在紫外线(UBV,300J/m2)中照射1h,然后在含10%FBS(无TMPs)的RPMI-1640培养基继续培养24h,后取上清用于分离TMPs。首先将上清以3000g离心 30min以去除细胞,随后14000g离心60min以获得TMPs。将TMPs洗涤三次并重新悬浮于培养基中。使用0.45μm滤膜过滤TMPs,然后使用BCA蛋白质分析试剂盒(Beyotime,上海,中国)对TMPs行蛋白浓度测定,TMPs可储存于-80℃保存。
(3)N3-TMPs@NAP的合成
二甲基亚砜(DMSO,Solarbio,China)可增加NAP的溶解度且促进TMPs脂质膜的通透性,因此被用作通透性增强剂。在PBS中使用4%(v/v)二甲基亚砜行NAP封装,将TMPs 与NAP混合于该溶液,并孵育12h制备TMPs@NAP,然后将1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[azido(聚乙烯基乙醇)-2000](DSPE-PEG-N3)与TMPs@NAP在37℃下孵育30min,以形成N3-TMPs@NAP,随后样品通过离心过渗透袋透析获得N3-TMPs@NAP。 N3-TMPs@NAP的合成示意图如图1A所示。
实施例2
本实施例提供N3-TMPs@NAP的表征,步骤如下:
N3-TMPs@NAP使用透射电子显微镜(TEM,日本日立)和动态光散射(DLS,英国伍斯特郡马尔文仪器有限公司)检测。为了检测N3-TMPs@NAP的稳定性,在体外使用DLS 连续监测4天内的平均水合粒径。采用高效液相色谱法(HPLC)测定N3-TMPs@NAP中NAP 的浓度。简单地说,将NAP溶解在DMSO中,然后用PBS稀释值不同浓度(0、0.05、0.1、 0.2、0.3和0.5μM),使用HPLC测量不同浓度NAP的UV峰,并绘制NAP的标准曲线。将N3-TMPs@NAP置于透析袋(MW:12000Da)中,并与PBS一起孵育,以定量测定NAP 的释放曲线,并检测不同时间点0、24、48和72h的UV峰。
TEM显示,TMPs呈喊脂质双分子层的囊泡样结构(参见图1B,比例尺=100μm)。DLS分析显示,分离的TMPs的平均水合粒径为180.50±2.38nm,而N3-TMPs@NAP的水合粒径范围为40至970nm,平均水合粒径为220.13±4.52nm(参见图1C)。TMPs和N3-TMPs@NAP 的zeta电位分别为–38.40±0.93mV和–36.92±1.01mV(参见图1D)。TMPs和 N3-TMPs@NAP的平均水合粒径在4天内无显著变化,因此表明该探针具有较好的稳定性(参见图1E)。
NAP的标准曲线如图1F所示。TMPs中NAP的量采用高效液相色谱法进行分析。TMPs封装NAP的效率为31.17±2.50%。我们测定了在37℃条件下PBS中N3-TMPs@NAP的NAP 释放曲线,结果表明,72h后约35%的NAP从N3-TMPs@NAP中释放,表明N3-TMPs@NAP 的稳定性较好(参见图1G)。如荧光图像所示,随着时间的推移,CT26对TMPs的摄取逐渐增加,表明N3-TMPs@NAP具有良好的肿瘤靶向性(参见图1H)。这些数据表明,TMPs 是理想的纳米载体,N3-TMPs@NAP已成功构建。
实施例3
本实施例提供68Ga-L-NETA-DBCO的合成方法以及其与N3-TMPs@NAP结合能力的检测,步骤如下:
使用盐酸(0.05M)作为洗脱剂,从68Ge/68Ga发生器中获得68GaCl3,将乙酸钠添加到500-μL68GaCl3(187MBq)中将pH调节至3.7。放射性核素68Ga与L-NETA-DBCO(5nmol) 在100℃下螯合10min,冷却混合物后,使用C18柱纯化68Ga-L-NETA-DBCO。68Ga-L-NETA-DBCO与N3-TMPs@NAP的共轭通过体内点击反应,使用PET/CT成像进行示踪。
实施例4
本实施例通过荧光成像检测TMPs与肿瘤细胞的体外结合能力,步骤如下:
(1)TMPs与Cy5-NHS在37℃下孵育30min,形成Cy5-TMPs,Cy5-TMPs(30μg/mL)与CT26细胞在37℃下孵育12h,细胞核用4',6-二氨基-2-苯基吲哚(DAPI)复染,多聚甲醛固定细胞后用荧光显微镜观察(日本奥林巴斯)。
(2)细胞毒性检测(CCK-8)分析
将CT26细胞接种在96孔板(4000个细胞/孔)中,并在37℃下培养过夜,随后用NAP(0.1,0.5,1,2和10μM)、DMSO(0.1%二甲基亚砜)、N3-TMPs@NAP(0.1,0.5,1,2和10μM) 或TMPs(0、1、5、10、20、50和100μg/mL)处理CT26细胞24h,最后使用CCK-8检测细胞存活率。
采用CCK-8检测NAP和N3-TMPs@NAP的细胞毒性,分别使用不同浓度的NAP和 N3-TMPs@NAP处理CT26细胞,随着NAP和N3-TMPs@NAP浓度的增加,细胞活性明显下降,且N3-TMPs@NAP组细胞存活率更低。(参见图1I)。此外,将CT26细胞与不同浓度(最高达100μg/mL)的TMPs共同培养,结果显示各组细胞的存活率均大于90%,表明 TMPs在体外没有明显的细胞毒性(参见图1J)。
(3)使用EdU试剂盒(BeyoClickTM,EdU-488,中国)进行EdU细胞增殖染色。简而言之,CT26细胞以2×104个细胞(每孔)接种在12孔板中,并在37℃下培养过夜。随后将CT26细胞设置不同的分组,即Control组(0.1%二甲基亚砜)、NAP组(0.1μM)、TMPs 组(1μg/mL)、N3-TMPs@NAP(NAP为0.1μM),使用EdU试剂盒检测细胞增殖能力。
EdU检测结果(参见图1K)与CCK8检测结果一致。N3-TMPs@NAP组中的细胞EdU 阳性比例最低。此外,TMPs组的荧光信号与对照组相似。因此,可以得出结论,TMPs在体外基本没有抗肿瘤作用,但它们可以通过增加肿瘤细胞对NAP的摄取来增强抗肿瘤作用,证实了N3-TMPs@NAP具有良好的抗肿瘤作用。
实施例5
本实施例检验了N3-TMPs@NAP体内的肿瘤靶向性及抗肿瘤效应,步骤如下:
(1)荷瘤小鼠模型
小鼠实验由中华中科技大学同济医学院动物保护委员会批准。将100μLPBS重悬的CT26细胞(约1×106细胞)皮下注射到BALB/C小鼠(雌性,6周大,北京华阜康生物科技有限公司,中国)的右上肢。肿瘤达到约5mm后进行试验。结肠癌肝转移模型准备如下:剖腹手术暴露BALB/C小鼠的脾脏,将悬浮在50μLPBS中的CT26细胞(5×106) 注射到它们的脾脏中并迅速压迫2min,随后将脾脏轻柔还纳腹腔并分层缝合伤口。2周后处死小鼠并采集肝脏和脾脏。
(2)活体动物PET/CT成像及生物分布分析
N3-TMPs@NAP在预定时间点(24h)使用不同的给药方法(尾静脉注射或口服)注入到 CT26荷瘤小鼠(200μg)。随后通过小鼠尾静脉将68Ga-L-NETA-DBCO(3.7MBq)注射到小鼠体内。用2%异氟醚麻醉小鼠,注射68Ga-L-NETA-DBCO 2小时后进行小动物PET/CT静态成像。PET/CT成像后处死小鼠(n=3)。采集小鼠大脑、心脏、肺、肝、脾、肾、胃、小肠、大肠、肌肉、骨骼和肿瘤组织并称重,使用γ计数器检测各组织放射性活度。器官和组织中的放射性以每克组织注射剂量的百分比(%ID/g)计算,并校正放射性衰变。
N3-TMPs@NAP与Cy5-NHS在37℃下孵育30min,形成Cy5/N3-TMPs@NAP。 Cy5/N3-TMPs@NAP(100μg)通过不同给药方式(尾静脉注射或口服)注入CT26荷瘤小鼠,荧光成像检测肿瘤组织的病理切片以评估Cy5/N3-TMPs@NAP在肿瘤部位的累积。
根据之前的一项研究,PET/CT成像是基于不同的成像时间点(1h和2h)和预定位时间点(20h)进行的。通过比较N3-TMPs@NAP的不同给药方式(尾静脉注射组和口服组),在注射68Ga-L-NETA-DBCO后2h,尾静脉注射组观察到肿瘤组织的最大的摄取量(图2A和 2B)。生物分布结果表明,尾静脉注射组肿瘤组织的摄取量高于口服组,尾静脉注射组模型的心脏、肺、肾、肝和脾组织的摄取量也高于口服组(图2C和2D)。此外,尾静脉注射组的肿瘤与肌肉的摄取比值、肿瘤部位的荧光信号均高于口服组(图2E和2F)。因此, N3-TMPs@NAP经尾静脉注射后,在肿瘤组织中积累较多,并显示出良好的生物利用度。
(3)体内抗肿瘤作用的评估
CT26荷瘤小鼠随机分为4组(每组5只),分别用NS(0.1%DMSO)、NAP(20mg/kg)、TMPs(10mg/kg)和N3-TMPs@NAP(NAP为20mg/kg)治疗。治疗后,每2天测量一次肿瘤大小和小鼠体重。在第14天,处死所有小鼠,收集各组肿瘤组织,称重,拍照,并保存以进行进一步的组织学检查。免疫组化检测肿瘤组织中Ki67蛋白的表达水平。
荷瘤小鼠的治疗计划和分组如图3A所示。治疗后观察荷瘤小鼠的肿瘤大小。根据肿瘤生长曲线(图3B),NS组的平均肿瘤体积持续增加,第14天达到1345.24±157.10mm3。NAP、TMPs和N3-TMPs@NAP组中的肿瘤体积显著减少,其中N3-TMPs@NAP组平均肿瘤体积最小,为270.55±107.59mm3。同样N3-TMPs@NAP组的肿瘤平均重量也最轻,为0.30 ±0.12克(图3C)。各组治疗后的肿瘤大体图像如图所示(图3D)。Ki67免疫组化染色用于评估肿瘤细胞的增殖能力(图3E)。N3-TMPs@NAP肿瘤组织中Ki67阳性率也最低。数据显示N3-TMPs@NAP具有良好的体内抗肿瘤能力。
结肠癌肝转移模型的治疗计划和分组如图4A所示。14天后,根据选定的最佳成像条件进行PET/CT成像。各组肝脏的形态和放射性摄取可在PET/CT图像上观察到(图4B-4E)。正如所料,N3-TMPs@NAP组中检测到肝转移数量最少,代表性图像如图所示(图4F)。 N3-TMPs@NAP组中的平均肝脾重量最低(图4G和4H)。此外,H&E染色和相应的定量分析也显示N3-TMPs@NAP组肝转移的面积最小(图4I和4J)。这些结果进一步证明了 N3-TMPs@NAP具有良好的抗肿瘤能力,并能抑制结肠癌的肝转移。
实施例6
本实施例检测了N3-TMPs@NAP的体内毒性,步骤如下:
治疗后,收集了小鼠的血液和主要器官(肝、脾、肾、心和肺)并检测肝脏和肾脏的功能指标,如丙氨酸氨基转移酶(ALT)、天冬氨酸氨基转移酶(AST)、碱性磷酸酶(ALP)、血尿素氮(BUN)和肌酐(CRE),使用血液生化自动分析仪(中国雷托生命分析科学有限公司Chemray 240)进行测量。主要器官(心脏、肝脏、脾脏、肺和肾脏)用苏木精和伊红 (H&E)染色,并在光学显微镜下检查(日本奥林巴斯IX73)。
在所有组中,未观察到小鼠体重的明显变化,这表明治疗没有明显毒性(图5A)。此外,肝脏和肾脏的功能指标,包括ALT、AST、ALP、BUN和CRE,都没有显示出明显的肝脏或肾脏毒性(图5B-5D)。H&E染色也未见主要器官损伤的病理学证据(图5E)。结果表明, N3-TMPs@NAP对正常组织无明显毒性。
实施例7
本实施例检测了N3-TMPs@NAP的体内免疫激活情况,步骤如下:
治疗后,多聚甲醛固定各组小鼠肿瘤组织,组织流式及免疫荧光检测各组T细胞亚群,包括CD3+CD4+T细胞、CD3+CD8+T细胞。
流式及免疫荧光结果显示N3-TMPs@NAP组体内CD3+CD4+、CD3+CD8+T细胞较多 (6A-6B),肿瘤组织的免疫荧光结果与流式一致(6C-6D)。TMPs与NAP可协同刺激抗肿瘤免疫反应,N3-TMPs@NAP探针可有效激活抗肿瘤免疫反应。
在本研究中,利用TMPs作为纳米载体,制备了一种用于肿瘤诊断和治疗的集成纳米探针。通过该纳米探针,PET/CT成像成功地用于结肠癌的诊断。得益于NAP的功能及TMPs激活固有免疫的功能,纳米探针可以通过抑制癌干细胞和触发免疫反应来抑制结肠癌。此外,该纳米探针可以更有效地激活抗肿瘤免疫应答。总的来说,本文描述的策略是多方面的,不仅限于结肠癌,而且在临床治疗各种肿瘤方面也有很大的希望。
对比例1
实施例5(3)体内抗肿瘤作用的评估中,结肠癌干细胞抑制剂治疗组(NAP治疗组),本对比例使用NAP和PBS的混合溶液,出现小鼠死亡,原因为NAP水溶性较差,在PBS 中无法溶解,只是形成混悬液。
解决方案:NAP溶解于DMSO,后采用PBS稀释,DMSO比例为2%。
意义:TMPs@NAP水溶性较好,该实验组小鼠未出现死亡,TMPs的负载可解决NAP 水溶性差的问题。
以上所述的实施例仅是对本发明的优选方式进行描述,并非对本发明的范围进行限定,在不脱离本发明设计精神的前提下,本领域普通技术人员对本发明的技术方案做出的各种变形和改进,均应落入本发明权利要求书确定的保护范围内。
Claims (9)
1.一种肿瘤靶向诊疗探针,其特征在于,所述探针制备过程为:在PBS中添加4%(v/v)二甲基亚砜并对Napabucasin进行封装,将肿瘤衍生微颗粒与Napabucasin混合制备TMPs@NAP,然后将1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[azido(聚乙烯基乙醇)-2000]与TMPs@NAP在35-38℃搅拌即可制得N3-TMPs@NAP探针。
2.根据权利要求1所述的肿瘤靶向诊疗探针,其特征在于,所述探针的直径范围为40至970 nm,平均直径为220.13±4.52 nm。
3.根据权利要求2所述的肿瘤靶向诊疗探针,其特征在于,所述探针的电位为–36.92±1.01 mV。
4.一种肿瘤靶向诊疗探针的制备方法,其特征在于,所述方法包括以下步骤:在PBS中添加4%(v/v)二甲基亚砜将肿瘤衍生微颗粒与Napabucasin混合于上述溶液中对Napabucasin进行封装,制备TMPs@NAP,然后将1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[azido(聚乙烯基乙醇)-2000]与TMPs@NAP在35-38℃搅拌即可制得N3-TMPs@NAP探针。
5.根据权利要求4所述的制备方法,其特征在于,所述Napabucasin的封装过程为:在PBS中添加4%(v/v)二甲基亚砜,将肿瘤衍生微颗粒与Napabucasin混合于该溶液中,在37℃反应后经12,000 Da的渗透袋透析提纯。
6.根据权利要求5所述的制备方法,其特征在于,所述肿瘤衍生微颗粒与Napabuca sin的反应时间为12 h。
7.根据权利要求6所述的制备方法,其特征在于,所述肿瘤衍生微颗粒与Napabuca sin的质量比例为1:1。
8.根据权利要求7所述的制备方法,其特征在于,所述1,2-二硬脂酰-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[azido(聚乙烯基乙醇)-2000]与TMPs@NAP的质量比例为1:5。
9.权利要求1-3中任一项所述的肿瘤靶向诊疗探针在制备抗肿瘤药物中的应用。
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