CN114409625B - 一种具有神经保护活性的炭角酮及其制备方法和应用 - Google Patents

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Abstract

本发明涉及医药微生物及药用化合物技术领域，具体公开了一种从黑柄炭角菌（Xylaria nigripes）大米发酵物中提取的化合物，命名为炭角酮（Xylarinone）（取代二氢色原酮类），同时公开了其制备方法和在制药中的用途。本发明的化合物具有显著的神经保护活性，能够在制备新的神经保护药物中应用，用于治疗包括但不限于抑郁症、焦虑症及改善神经退行性疾病患者的认知障碍和运动迟缓。实施例结果表明本发明提供的炭角酮能够显著提高模型损伤神经细胞PC12的存活率，对PC12神经细胞凋亡有较好的抑制效果。

Description

一种具有神经保护活性的炭角酮及其制备方法和应用
技术领域
本发明涉及医药、微生物及化合物技术领域，特别涉及一种从黑柄炭角菌(Xylaria nigripes)大米发酵物中提取的化合物炭角酮(Xylarinone)(取代二氢色原酮类)，也公开了其制备方法和在制药领域的用途。该化合物具有较显著的神经保护活性，能够在制备新的神经保护药物中应用。
背景技术
天然产物是指动植物的提取物或动物和微生物体内的组成成分或其代谢产物等方面的化学成分，主要包括蛋白质、氨基酸、多糖、萜类、甾体类、苯丙素类等化合物(化学进展,2002,05,405-407)。由于天然产物资源丰富、结构新颖独特、生物活性较强、靶点广泛、作用机制独特的优点，广泛应用于活性先导化合物的发现及新药的制备(Journal ofNatural Products,1997,60,52-60)。
高等真菌(Higher fungi)，又被称为大型真菌(Macrofungi)，是天然产物的重要来源之一。调查显示，我国存在的真菌数量至少有10万余种，目前已报道的有8000余种，大约有400种真菌经试验发现具有药用功效，其中高等真菌数量占比最多。部分高等真菌便于发酵培养，且随着外界培养条件改变，所产生的次生代谢产物化学结构也会产生变化，表现出来的生物活性显得多样化，因此被视为“创造系数”极高的生物体(中国科学基金,2007,02,69-70)。
炭角菌属真菌生存方式大多数为腐生、少数为寄生，从热带到温带，炭角菌属的分布很广，通常生长在枯木上或者蚁穴旁，果生炭角菌则寄生在壳斗科植物的落地坚果上。炭角菌属真菌在自然界中起着重要的生态作用，这可能由于它们与种子植物长期共同进化所致(Mycological Progress,2019,18,495-510)。黑柄炭角菌为民间药用真菌，关于炭角属真菌已报道过的化学成分包括萜类、甾醇类、生物碱和聚酮类化合物等，多数具有抗菌、抗肿瘤、酶抑制等生物活性。
如今抑郁、焦虑症状或失眠状态的患者越来越多，文献数据显示，目前中国焦虑和抑郁的发病率为5％～6％，失眠的发病率为10％～20％，老年人发病率高达25％，以及考虑到焦虑、失眠和抑郁的共存性，轻、中度心理障碍整体的发病率为10％～15％(科技与创新,2021,07,14-20)。因此，抗抑郁症药物正在对抗日益攀升的忧郁症和焦虑症发病率方面发挥越来越重要的作用，抗抑郁症及神经保护药物市场的发展潜力十分可观。
乌灵参是黑柄炭角菌类上市药物，已被广泛应用于临床抑郁症和焦虑症的治疗。当前对于黑柄炭角菌类调控神经的作用机制研究主要从前期情绪障碍类疾病研究的相关作用靶点而延伸过来(例如基于单胺类递质假说等)，到目前为止研究人员还不能很好确定黑柄炭角菌类药物调控神经的作用机制及有效化学成分。现有技术对于黑柄炭角菌化学成分抗抑郁及具有神经保护药效活性的化学成分研究，以及相关药物开发工作非常有限。
本专利申请的发明人前期对黑柄炭角菌的发酵物进行了抗抑郁活性筛选，动物实验表明：黑柄炭角菌发酵液的乙酸乙酯部位粗提物能改善小鼠的抑郁样行为，提高脑源性神经营养因子(BDNF)蛋白表达水平，这提示黑柄炭角菌的乙酸乙酯层提取物存在抗抑郁活性成分。本发明成功制备分离获得一种结构新颖的黑柄炭角菌次生代谢产物炭角酮，通过神经保护活性评价实验，验证了新化合物炭角酮的神经保护活性作用，可应用于制备新药。
发明内容
针对现有技术中存在的不足，本发明的目的是提供一种从黑柄炭角菌(Xylarianigripes)大米发酵物中提取的化合物——炭角酮(Xylarinone)(取代二氢色原酮类)，及其制备方法和在制备新的神经保护药物中的应用，用其制备的药物可以用于治疗包括但不限于抑郁症、焦虑症，也可改善神经退行性疾病患者的认知障碍和运动迟缓。
所述化合物炭角酮为结构式I所示的化合物：
Figure BDA0003478945770000021
所述式I炭角酮(Xylarinone)为二氢色原酮类化合物，2位丙烯基取代，5位乙酸取代，7位羟基取代，***命名为(7-羟基-4-羰基-2-丙烯基-色酮-5-取代)乙酸。
本发明还公开了上述式I新化合物的制备方法，包括如下步骤：
将黑柄炭角菌菌株(No.CGBWSHF 00611)采用大米培养基培养，所得发酵物用丙酮浸泡，离心分离得到丙酮提取液与沉淀物，将丙酮提取液蒸发浓缩(优选用旋转蒸发仪)，留适量水在提取液中，得到丙酮层粗提物，使用乙酸乙酯萃取，减压浓缩后获得浸膏，离心所得沉淀物重复上述浸泡-离心-浓缩-萃取-减压浓缩过程至提取完全(优选地，上述浸泡-离心-浓缩-萃取-减压浓缩过程共进行5次)，合并得到总浸膏，总浸膏过200-300目的正相硅胶色谱柱，采用石油醚/乙酸乙酯洗脱液(1/0,20/1,10/1,5/1,2/1,1/1,0/1,v/v)梯度洗脱，每个梯度的溶剂洗脱体积为3个柱体积，共得到的7个粗组分，依次记为A，B，C，D，E，F，G组分，最后将硅胶柱上残留样品冲洗干净，E组分通过中压制备液相色谱分离，采用甲醇/水流动相(20/80,40/60,60/40,80/20,100/0,v/v)梯度洗脱得到5个亚组分，依次记为E1，E2，E3，E4，E5组分，E2组分经过凝胶色谱柱(以甲醇为洗脱剂)，再通过制备液相色谱分离，采用甲醇/水体系(MeOH/H2O，40/60-45/55，v/v，以4mL/min流速梯度洗脱20min)洗脱，在17.1分钟时接峰，即为炭角酮化合物溶液，所得炭角酮化合物溶液减压浓缩后，用甲醇复溶挥干后得到炭角酮晶体。
本发明还公开了上述的化合物炭角酮或其药学上可接受的制剂在制备用于神经保护药物中的应用。
进一步的，所述用于神经保护药物为抗抑郁症和/或抗焦虑症药物。
在本发明中，所述式I所示炭角酮的神经保护活性具体体现在：能够显著提高模型损伤神经细胞PC12的存活率，对PC12神经细胞凋亡有较好的抑制效果，对氧糖剥夺/复氧(OGD/R)诱导的PC12神经细胞凋亡的保护活性优于阳性对照药物阿米替林。因此，所述式I所示炭角酮具有作为制备新型抗抑郁、抗焦虑及镇静安神药物的潜在用途。
本发明与现有技术相比，具有以下优点和有益效果：
1、本发明所涉及制备的炭角酮是首次制备获得的新化合物，是一种取代二氢色原酮类化合物，与市场上已有的任意一种单一成分药物化学结构完全不同。基于此化合物进一步开发成的专属性抗抑郁、抗焦虑药物可以避开现有上市药物专利，为市场提供更多选择。
2、本发明是首次揭示取代二氢色原酮类化合物具有神经保护活性，有助于药物研发领域关注黑柄炭角菌次生代谢物的神经保护活性，寻找具有抗抑郁、抗焦虑的先导化合物。
3、本发明拟保护的炭角酮，来源丰富，并可通过微生物发酵手段来获取，全部生产过程无化学污染，绿色环保。
附图说明
图1为实施例1中制备的炭角酮的氢谱图(600MHz,CD3OD)；
图2为实施例1中制备的炭角酮的碳谱图(150MHz,CD3OD)；
图3为实施例1中制备的炭角酮1H-1H COSY谱图；
图4为实施例1中制备的炭角酮HSQC谱图；
图5为实施例1中制备的炭角酮的HMBC谱图；
图6为实施例1中制备的炭角酮的高分辨-电喷雾-质谱(HR-ESI-MS)谱图；
图7为实施例2中各组PC12细胞凋亡结果(x 200倍)；
图8为实施例2中炭角酮对PC12细胞存活率保护作用检测结果；
图9为实施例2中炭角酮对PC12细胞凋亡保护作用检测结果。
具体实施方式
为使本申请的发明目的、发明内容呈现得更加清楚，下面申请人将结合具体实施例对本发明的技术方案进行清楚、完整的描述。
下述实施例中所使用的实验方法如无特殊说明，均为常规方法。
下述实施例中所使用的材料、试剂等，如无特殊说明，均可从商业途径得到。
表1：实验仪器与材料
Figure BDA0003478945770000041
Figure BDA0003478945770000051
实施例1炭角酮的提取方法：
黑柄炭角菌(Xylaria nigripes)于2013年采集于云南省哀牢山，由北京林业大学戴玉成教授鉴定，从鲜子实体中分离得到的菌株样本(No.CGBWSHF00611)保存于中南民族大学药学院药用真菌与民族药研究组，也是文献“Four new resorcinol derivativeswith neuroprotective activities from Xylaria nigripes”(Lan-Qing Li,etal.Natural Product Research(2021)，DOI:10.1080/14786419.2021.1897591)中报道的菌株，具体见该文献3.2部分第5行。公众可从该研究组购买获得。
上述菌株(No.CGBWSHF00611)的制备方法如下：将黑柄炭角菌子实体置接种箱内，用75％酒精对菇体表面进行消毒。解剖刀灭菌后在菇柄中部纵切，并用接种铲在菇盖及菇柄处切5个方块，挑取一块组织，接移到PDA(Potato Dextrose Agar,马铃薯葡萄糖琼脂)培养基上，置24℃培养，待组织块长出菌丝即获得菌株No.CGBWSHF00611。
炭角酮的分离纯化过程：将上述经PDA培养后的菌株切成小块接种于大米培养基中，在25℃的暗光条件下培养30天。大米培养基的制备过程如下：在500ml锥形瓶中装入100g大米和100ml水，放入高压灭菌锅中在121℃灭菌15min。经大米培养基培养后所得发酵物先用丙酮浸泡，每次浸泡24小时，然后用离心机离心分离得到丙酮提取液与沉淀物，通过旋转蒸发仪将丙酮提取液蒸发浓缩，留适量水在提取液中，得到丙酮层粗提物，使用乙酸乙酯萃取，得到乙酸乙酯层，再减压浓缩后获得浸膏。对离心所得沉淀物重复上述浸泡-离心-浓缩-萃取-减压浓缩过程，共操作5次，最后合并五次的浸膏得到总浸膏182g。
总浸膏经过200-300目的正相硅胶色谱柱，洗脱剂为石油醚/乙酸乙酯混合溶剂(1/0,20/1,10/1,5/1,2/1,1/1,0/1,v/v)，依次梯度洗脱，每个梯度的溶剂洗脱体积为3个柱体积(柱体积为2100cm3)，共得到的7个粗组分，依次记为A,B,C,D,E,F,G组分，最后用甲醇将硅胶柱上残留样品冲洗干净。E组分经过中压快速制备液相色谱仪，洗脱剂为甲醇/水流动相(20/80,40/60,60/40,80/20,100/0,v/v)，依次梯度洗脱得到5个亚组分，依次记为E1，E2，E3，E4，E5组分。E2组分经过凝胶色谱柱(洗脱剂为甲醇)，再经过制备型高效液相色谱仪分离，条件：Zorbax SB-C18柱子(粒径5μm,规格9.4mm×150mm)，采用甲醇/水流动相(MeOH/H2O,40/60-45/55,v/v,以4mL/min流速梯度洗脱20min)，在17.1分钟时接峰，即为炭角酮化合物溶液。所得化合物溶液减压浓缩，再用0.5mL甲醇复溶后，溶剂自然挥干得到炭角酮晶体(4.0mg)。
炭角酮的结构鉴定，如图1-6所示分别为实施例1中制备的炭角酮晶体的氢谱图(600MHz,CD3OD)、碳谱图(150MHz,CD3OD)、1H-1H COSY谱图、HSQC谱图、HMBC谱图以及高分辨-电喷雾-质谱(HR-ESI-MS)谱图：
炭角酮晶体，HR-ESI-MS:m/z 285.07288[M+Na]+(计算值为285.07334)，确定其分子式为C14H14O5，可推测其不饱和度为8。其13C NMR和DEPT谱数据(表2)给出14个碳信号，一个CH3(δC 17.9)，两个CH2(δC 44.6,42.2)，五个CH(δC 131.1,130.1,115.5,103.4,79.0)，六个C(有两个羰基碳δC 194.1,175.5,166.3,165.1,140.8,113.6)。1H NMR谱数据(表2)中显示出两组苯环上的质子信号δH 6.30(1H,d,J＝2.4Hz)，δH 6.29(1H,d,J＝2.4Hz)，通过其耦合常数可判断出苯环上的氢原子处于间位关系。此外，从次甲基质子信号δH 5.89(1H,m)，δH5.68(1H,m)，可推测其为碳碳双键上的氢原子。1H NMR谱数据上还显示了亚甲基质子信号δH3.88(2H,dd,J＝10.8Hz)，δH 2.56(1H,m)，δH 2.70(1H,m)，甲基信号δH 1.75(3H,d,J＝6.6Hz)。以上数据推导出该化合物含有苯环且存在四取代结构。
Figure BDA0003478945770000071
在1H-1H COSY谱上，通过氢-氢相关性可以得到一个结构片段，即-CH2(3)-CH(2)-CH(9)-CH(10)-CH3(11)，证实了前面关于碳碳双键的推测(式I)。在HMBC谱上，δH 2.56(m,H-3)与C-4(δC 194.1)，C-4a(δC 113.6)以及δH 4.84(m,H-4)与C-4(δC 194.1)，C-8a(δC166.3)的相关性，构建了一个含氧的六元环。δH 3.88(dd,H-12)与C-13(δC 175.5)，C-6(δC115.5)，C-5(δC 140.8)，C-4a有相关性证实了亚甲基碳δC 42.2与羧基碳δC 175.5相连(式I)，且该结构片段连接在苯环的C-5位置。以上数据确定了化合物结构如式I，该化合物为新化合物，命名为炭角酮(Xylarinone)。
表2炭角酮的1H和13C NMR数据(δ以ppm为单位，J以Hz为单位)
Figure BDA0003478945770000072
Figure BDA0003478945770000081
At 600(1H NMR)and 150(13C NMR)MHz,in methanol-d4。
实施例2：实施例1制备的式I所示的炭角酮对神经细胞保护作用活性检测
1.实验药物与试剂
细胞培养液RPMI-1640、透气细胞培养瓶、96孔细胞培养板、24孔细胞培养板、PC12细胞、胎牛血清、胰蛋白酶、CCK8试剂盒、青霉素-链霉素双抗溶液(青霉素工作浓度100U/mL，链霉素工作浓度为0.1mg/L)、炭角酮、阿米替林、磷酸盐缓冲液PBS(0.03mol/L、pH＝7.2)、微孔滤器、注射器、Hoechst Staining kit、乙醇、DMSO、4％多聚甲醛细胞固定液、Triton X-100、50ml离心管、15ml离心管、EP管、1ml枪头、200ul枪头、手套、口罩等。
2.实验仪器
三气培养箱、恒温培养箱、酶标仪、普通显微镜、荧光显微镜、离心机、高压蒸汽灭菌锅、激光共聚焦显微镜等。
3.实验方法
3.1细胞处理
购买的PC12细胞在37℃、5％CO2培养箱中适应性培养。培养液为RPMI-1640培养液(含5％胎牛血清和1％双抗)。在37℃、5％CO2饱和湿度培养箱中培养，待细胞长满培养瓶底后，倒掉培养液，用PBS洗涤2次，加入胰蛋白酶至胰蛋白酶终浓度为0.25％，消化2min，再向其中加入RPMI-1640培养液终止消化，轻柔吹打，以1200r/min离心5min，重悬细胞沉淀，接种于培养瓶，显微镜下观察拍照，待细胞长满单层，即可用于实验。
3.2溶液配制
工作液母液：称取一定量的炭角酮，先用DMSO溶解，然后加入PBS配置成10-3mol·L-1的工作液母液，其中加入DMSO的体积为工作液母液体积的0.5％。
工作液：将10-3mol·L-1(后文mol·L-1用M表示)的工作液母液用RPMI-1640培养液稀释100倍配置成10-5M的工作液，之后梯度稀释成10-6、10-7、10-8M的工作液，过滤分装，-4℃保存。
阳性药物阿米替林用RPMI-1640培养液配置成10-6M溶液。
3.3实验模型的建立、分组、造模及给药：
建立氧糖剥夺/复氧(Oxygen Glucose Deprivation-reoxygenation,OGD/R)模型用RPMI-1640培养液将经3.1处理后的细胞稀释为104个/mL的细胞悬液，接种于96孔板，每孔加入200μL，适应性培养24h。分为正常对照组(对照组)、模型组、DMSO组、实验组(炭角酮药物组)、阳性药物阿米替林组进行实验：正常对照组全量换液成RPMI-1640培养液(含5％胎牛血清)，在恒温培养箱培养3h后，全量换液成RPMI-1640培养液(含5％胎牛血清)，在恒温培养箱培养24h；模型组、DMSO组、实验组全量换成RPMI-1640无糖培养液，在1％O2，5％CO2的三气培养箱低氧处理3h，DMSO组加工作液中对应剂量的DMSO，实验组分别加入相应孔容量的10-5、10-6、10-7、10-8M工作液，阿米替林组加与实验组等体积的10-6M阿米替林工作液，然后恢复常氧，复氧24h。
4.指标检测
4.1细胞形态学观察
按照3.3项方法处理的PC12细胞后，在显微镜下观察细胞形态。
4.2CCK8法检测细胞存活率
按照3.3项方法处理的各组PC12细胞后，全量换液成RPMI-1640培养液(含5％胎牛血清)，每孔加入10μL CCK8，37℃孵育3h，酶标仪检测各组细胞在450nm下的吸光度值。
Figure BDA0003478945770000091
4.3检测细胞凋亡情况
按照3.3项方法处理各组PC12细胞后，用PBS轻轻润洗2次，每孔加入细胞固定液0.3ml，室温固定细胞45min。弃液，用PBS洗2次，每孔加入0.25％Triton X-100液0.2ml，室温处理10min。弃液，用PBS洗2次，每孔加入0.2mL Hoechst染色液(1:400)，室温浸染细胞15min。弃液，PBS洗涤细胞3次，每孔加入PBS0.3 ml，于激光共聚焦显微镜下观察细胞凋亡情况。
5.统计学处理
对数据分析采用SPSS21.0软件，实验数据采用
Figure BDA0003478945770000092
(平均数±标准差)表示。使用单因素方差分析比较各组间差异，方差齐时使用LSD检验法进行两两比较，方差不齐时使用Tamhane’s T2进行两两比较。P<0.05表示差异有显著性意义，P<0.01表示差异有非常显著性差异。
6.实验结果
6.1各组PC12细胞形态特点鉴定
将PC12各组细胞置于光学显微镜下观察，各组PC12细胞凋亡结果(200倍)见图7，可见对照组细胞胞体、突体明显，细胞形态呈梭形，模型组、DMSO组、炭角酮实验组部分细胞胞体、突体皱缩，细胞形态呈圆形，可见明显的损伤程度。
6.2各组PC12细胞存活率情况
如表3所示，PC12细胞模型组与对照组相比，细胞活力OD值及存活率明显降低，具有显著性差异(P<0.01)；模型组与DMSO组相比，无明显差异；与模型组相比，炭角酮药物组浓度为10-6M和10-7M细胞活力OD值及存活率显著上升，具有统计学意义(P<0.01)，阳性药物阿米替林组浓度为10-6M与模型组相比，具有显著性差异(P<0.01)。
表3各组PC12细胞活力OD值及细胞存活率结果
Figure BDA0003478945770000101
n＝6
Figure BDA0003478945770000102
与对照组相比，*P<0.05，**P<0.01；与模型组相比，#P<0.05，##P<0.01
炭角酮对PC12细胞存活率保护作用检测结果如图8所示，炭角酮药物组与对照组相比，**P<0.01；与模型组相比，##P<0.01，PC12细胞模型组与对照组相比，细胞存活率明显降低，具有显著性差异(P<0.01)；模型组与DMSO组相比，无明显差异；与模型组相比，炭角酮药物组浓度为10-6M和10-7M细胞存活率显著上升，具有统计学意义(P<0.01)，炭角酮药物组浓度为10-5M和10-8M与模型组相比，具有显著性差异(P<0.01)，浓度为10-6M的药物组与阳性药物阿米替林(amitriptyline)组相比，前者细胞存活率更高。
6.3各组PC12细胞凋亡情况
通过荧光成像检测炭角酮对PC12细胞凋亡保护作用检测的荧光成像图发现，低氧/复氧诱导的PC12细胞严重损伤，染色体发生了浓缩和断裂，细胞膜结构发生起泡现象，形成凋亡小体，Hoechst染色时出现深染而发亮，10-6M和10-7M炭角酮对低氧/复氧诱导的PC12细胞表现出较强的抗氧化作用。
如表4所示，与对照组相比，模型组PC12细胞的平均荧光强度显著降低(P<0.01)，与模型组相比，DMSO组PC12细胞的平均荧光强度差异不显著(P>0.05)，药物组与模型组相比，平均荧光强度显著升高，具有统计学意义(P<0.05)。
表4各组PC12细胞凋亡检测结果
Figure BDA0003478945770000111
n＝6
Figure BDA0003478945770000112
与对照组相比，*P<0.05，**P<0.01；与模型组相比，#P<0.05，##P<0.01。
炭角酮对PC12细胞凋亡保护作用检测结果如图9所示，与对照组相比，**P<0.01；与模型组相比，##P<0.01，与对照组相比，模型组PC12细胞的平均荧光强度显著降低(P<0.01)，与模型组相比，DMSO组PC12细胞的平均荧光强度差异不显著(P>0.05)，炭角酮药物组与模型组相比，平均荧光强度显著升高，均具有统计学意义(P<0.05)。

Claims (4)

1.一种结构式如式I所示的化合物，命名为炭角酮；
Figure FDA0003478945760000011
2.一种权利要求1所述的化合物的制备方法，其特征在于，所述制备方法包括如下步骤：
将黑柄炭角菌菌株No.CGBWSHF 00611采用大米培养基培养，所得发酵物用丙酮浸泡，离心分离获得丙酮提取液与沉淀物，将丙酮提取液蒸发浓缩，得到丙酮层粗提物，使用乙酸乙酯萃取，减压浓缩后获得浸膏，上述离心所得沉淀物重复上述浸泡-离心-浓缩-萃取-减压浓缩过程至提取完全，合并得到总浸膏，总浸膏过200-300目的正相硅胶色谱柱，采用石油醚/乙酸乙酯洗脱液梯度洗脱，石油醚与乙酸乙酯的体积比依次为：1/0，20/1，10/1，5/1，2/1，1/1，0/1，每个梯度的溶剂洗脱体积为3个柱体积，共得到的7个粗组分，依次记为A，B，C，D，E，F，G组分，E组分通过中压制备液相色谱分离，采用甲醇/水洗脱剂梯度洗脱得到5个亚组分，依次记为E1，E2，E3，E4，E5组分，梯度洗脱时，甲醇和水的体积比依次为：20/80，40/60，60/40，80/20，100/0，E2组分经过凝胶色谱柱，洗脱剂为甲醇，再经过制备液相色谱分离，采用甲醇/水体系MeOH/H2O，40/60-45/55，v/v，以4mL/min流速梯度洗脱20min，在17.1分钟时接峰，得到炭角酮化合物溶液，所得炭角酮化合物溶液减压浓缩后，用甲醇复溶挥干后得到炭角酮晶体。
3.一种权利要求1所述的化合物或其药学上可接受的制剂在制备用于神经保护的药物中的应用。
4.如权利要求3所述的应用，其特征在于，所述用于神经保护药物为抗抑郁症和/或抗焦虑症药物。
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